Name: Zintegrowana lizymetria polowa i pobieranie próbek wody porowej w celu oceny mobilności chemicznej w glebach i zastanej roślinności (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Poznaj zintegrowaną lizymetrię polową i pobieranie próbek wody porowej do oceny mobilności chemicznej w glebach i roślinności. Ta metoda pozwala badać dystrybucję i ryzyko chemikaliów w środowisku.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują personelowi NCDA Sandhills Research Station za pomoc przy instalacji lizymetru i ekshumacji. Fundusze na eksperymenty opisane w Reprezentatywnych Wynikach zostały zapewnione przez Center for Turfgrass Environmental Research & Education. Produkcja filmów i manuskryptów była wspierana przez Wydziały Gleboznawstwa i Nauk o Uprawach Uniwersytetu Stanowego Karoliny Północnej.

Pobieranie próbek w terenie jest wykonywane w tym eksperymencie i jest autoryzowane przez Departament Rolnictwa i Usług Konsumenckich Karoliny Północnej.
1. Instalacja lizymetru polowego
<ol>
	<li>Należy wybrać miejsce doświadczalne, w którym ruch poprzeczny zastosowanych substancji chemicznych jest mało prawdopodobny (tj. miejsca o niewielkim nachyleniu lub bez niego). Wybierz miejsca na podstawie interesujących właściwości gleby i roślinności.</li>
	<li>Jeśli działki są porośnięte roślinnością, przed instalacją lizymetru należy wyciągnąć korki wegetacyjne (Rysunek 1A).</li>
	<li>Skieruj lizymetry w dół na żądane działki (z roślinnością lub bez) za pomocą odwróconego wkrętaka słupka, pozostawiając ~1-2 cm lizymetru nad powierzchnią gleby, aby zatrzymać zastosowaną substancję chemiczną i zminimalizować boczny ruch chemiczny. W tym celu należy użyć walcowanych i spawanych blach stalowych o grubości osiemnastu (91 cm głębokości x 15 cm średnicy) (Rysunek 1B). Używaj lizymetrów z różnych materiałów i wymiarów, aby dopasować je do celów badawczych.</li>
	<li>Wymień korki wegetacyjne po zainstalowaniu lizymetru.</li>
	<li>Zarządzaj wszelką roślinnością zgodnie z potrzebami eksperymentu. Jeśli działki mają pozostać nienagie, należy zastosować punktowe stosowanie glifosatu, aby utrzymać obszary wolne od roślinności.</li>
	<li>Upewnij się, że nawadnianie, nawożenie i wszelkie inne praktyki zarządzania są identyczne na poletkach z gołą ziemią i porośniętymi roślinnością. Z góry określ nawadnianie, aby osiągnąć cele badawcze.</li>
</ol>
2. Instalacja próbnika wody porowej
<ol>
	<li>Zainstaluj próbniki wody porowej, takie jak PTFE/kwarc (50/50%), w środku lizymetrów, aby zbierać przesączającą się wodę porową.</li>
	<li>Umieść pręt ze stali nierdzewnej o średnicy 2,5 cm na środku lizymetru i włóż go w ziemię młotkiem na żądaną głębokość próbnika. 
	UWAGA: Do tego kroku można również użyć świdra.</li>
	<li>Przygotuj mączkę kwarcową i zawiesinę wodną z 700 ml wody do nawadniania na ~900 g chemicznie obojętnej mąki krzemionkowej. Dokładnie wymieszać gnojowicę przed umieszczeniem każdego próbnika w mieszaninie. Zastosować ciśnienie w próbniku z ręcznej lub akumulatorowej pompy próżniowej pod ciśnieniem od -50 do -70 kPa.</li>
	<li>Po 10 minutach wyjąć próbnik z zawiesiny mączki krzemionkowej i ponownie dokładnie wymieszać zawiesinę krzemionkową. Wlać 60 ml gnojowicy przez lejek podłączony do rurki o średnicy 2,5 cm na dno otworu.</li>
	<li>Umieścić próbnik w otworze na żądanej głębokości pobierania próbek za pomocą plastikowej lub metalowej rury. Upewnij się, że rurka z próbnika wystaje z otworu. Użyj gnojowicy z nieoczyszczonej, rodzimej gleby i wody, aby zasypać pozostały otwór.</li>
	<li>Podczas zasypywania odczekaj czas, aby gleba się uspokoiła; użyj rury, aby w razie potrzeby ubić dodaną glebę.</li>
	<li>Zasyp glebę do pierwotnego poziomu. W razie potrzeby wymień roślinność w górnej części otworu.</li>
	<li>Przymocuj rurkę próbnika do butelki próżniowej za pomocą odcinka rurki z fluorowanego etylenu i propylenu (FEP). Za pomocą plastikowej rurki clamp podłącz drugi przewód rurowy z butelki próżniowej do pompy próżniowej.</li>
	<li>Przykryj rurki i butelki zbiorcze czarnym plastikiem lub taśmą, jeśli substancja chemiczna będąca przedmiotem zainteresowania jest podatna na fotodegradację (rysunek 1C).</li>
	<li>Przykładać podciśnienie około -50 do -70 kPa za pomocą butelki próżniowej do próbników wielokrotnie w ciągu kilku dni przed eksperymentami, aby zapewnić prawidłową instalację próbnika.</li>
</ol>
3. Zastosowanie chemiczne do lizymetrów
<ol>
	<li>Odczekaj co najmniej dwa tygodnie na aklimatyzację przed zastosowaniem środków chemicznych.</li>
	<li>Pobrać próbki wody porowej w tle przed poddaniem działaniu lizymetru, aby określić ilościowo stężenia tła substancji chemicznej będącej przedmiotem zainteresowania.</li>
	<li>Badaną substancję chemiczną należy nanieść na glebę lub roślinność typowymi metodami, takimi jak ręczny opryskiwacz polowy pod ciśnieniem CO2 (rysunek 1D) lub rozprowadzając granulowany preparat bezpośrednio na powierzchni poletka zawierającego lizymetr. Jeśli dla skuteczności konieczne jest wielokrotne stosowanie środków chemicznych, należy je stosować zgodnie z typowymi wzorcami użycia lub wskazówkami na etykiecie. Pozostaw niektóre lizymetry nieleczone, aby służyły jako kontrola.</li>
</ol>
4. Zbieranie i analiza wody z porów
<ol>
	<li>Zastosować około -50 do -70 kPa próżni w butelkach próżniowych z próbnikiem wody porowej dzień przed lub w dniu pobierania próbek. Woda otaczająca próbnik zostanie wciągnięta przez próbnik do rurki, a następnie przepłynie do butelki próżniowej, skąd jest zbierana do momentu pobrania próbki. Objętość gleby, z której pobierana jest woda porowata, oraz czas zbierania wody mogą zależeć od takich czynników, jak rodzaj gleby, tekstura gleby, wilgotność gleby i głębokość próbnika.</li>
	<li>Pobieraj próbki w określonych odstępach czasu po zastosowaniu substancji chemicznej, zgodnie z ustaleniami badacza.</li>
	<li>Zmierzyć objętość wody zebranej w cylindrze miarowym dla każdego próbnika wody porowej. Jeśli konieczna jest filtracja, umieść wodę w strzykawce Luer-Lok (rozmiar zależy od objętości wody) i przepuść próbkę przez filtr nylonowy o średnicy 25 mm 0,2 μm.</li>
	<li>Jeżeli wymagane są różne metody konserwacji próbki i pobrana jest wystarczająca ilość próbki, należy podzielić próbkę do unikalnych pojemników.</li>
	<li>Użyj ręcznego pH-metru, aby określić pH próbek niezakwaszonych.</li>
	<li>Dostosuj pH, dodając odpowiednią objętość odpowiedniego kwasu, jeśli jest to potrzebne do konserwacji próbki. 
	UWAGA: Stężone kwasy mogą być lub utleniające i należy zachować ostrożność podczas ich stosowania.</li>
	<li>Umieść próbki na lodzie w chłodziarce lub wstaw do lodówki do czasu analizy. Do analizy próbek należy stosować metody analityczne do pomiarów chemicznych, takie jak spektrometria mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-MS), optyczna spektroskopia emisyjna z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICP-OES), atomowa spektroskopia absorpcyjna (AAS) lub wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC).</li>
</ol>
5. Ekshumacja lizymetryczna, zbieranie i analiza gleby/roślinności
<ol>
	<li>Ekshumować lizymetry, zawierające glebę i roślinność, w określonych odstępach czasu po zastosowaniu substancji chemicznej. Ekshumować lizymetry niepoddane działaniu środka przy każdym pobieraniu próbek w celu określenia stężeń chemicznych tła w glebie i roślinności.</li>
	<li>Ekshumacja lizymetrów za pomocą zacisków beczkowych przymocowanych do narzędzia ciągnika. Opuść łyżkę do pozycji, która pozwala na umieszczenie zacisków na odsłoniętej krawędzi lizymetru.</li>
	<li>Podnieś narzędzie, powodując, że zaciski chwytają odsłoniętą krawędź, wyciągając kolumnę lizymetru z gleby (Rysunek 1E).</li>
	<li>Ekshumowany lizymetr z nasadką zakończony jest arkuszami izolacyjnymi przyciętymi do średnicy lizymetrów. Przytrzymaj nakrętki na miejscu za pomocą worków polietylenowych o rozmiarze galonów włożonych na końce lizymetru i zabezpiecz torby taśmą klejącą.</li>
	<li>Przetransportować lizymetry do laboratorium terenowego w celu podziału próbek gleby i roślinności. Najpierw przetworzyć lizymetry, które nie zostały poddane obróbce, aby zapobiec zanieczyszczeniu lizymetrów.</li>
	<li>Użyj piły szablastej wyposażonej w metalowe ostrze tnące, aby przeciąć lizymetr wzdłuż z jednej strony. Przyciąć kolumny od dołu (strefa przewidywanego niższego stężenia) do góry (strefa przewidywanego wyższego stężenia), aby upewnić się, że gleba na większych głębokościach nie jest zanieczyszczona przez glebę na płytszych głębokościach.</li>
	<li>Rozłup lizymetr. Użyj metalowych płyt dzielących, aby oddzielić dyskretne sekcje gleby i roślinności. Wybierz przyrosty głębokości gleby w oparciu o długość lizymetru i cele badań.</li>
	<li>Użyj łyżek lub szpatułek, aby wykopać podzieloną na sekcje glebę i roślinność. Umieść każdą próbkę w odpowiednio oznakowanej polietylenowej torbie do zamrażania. Nie zbieraj gleby bezpośrednio stykającej się z lizymetrem.</li>
	<li>Postępuj zgodnie z protokołem wykopalisk dla każdej żądanej głębokości próbki. Umieść torebki z próbkami w lodówce wypełnionej lodem i przetransportuj je do laboratorium. Próbki należy przechowywać w zamrażarce do czasu analizy.</li>
</ol>

<ol><li>Wuana, R. A., Okieimen, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heavy+Metals+in+Contaminated+Soils%3A+A+Review+of+Sources%2C+Chemistry%2C+Risks+and+Best+Available+Strategies+for+Remediation%5BTitle%5D)+AND+%22ISRN+Ecology%22%5BJournal%5D)">Heavy Metals in Contaminated Soils: A Review of Sources, Chemistry, Risks and Best Available Strategies for Remediation.</a> ISRN Ecology. , 1-20 (2011).</li>
<li>Donaldson, D., Kiely, T., Wu, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDonaldson%2C+D+%221-38+U.S.+Environmental+Protection+Agency%22">1-38 U.S. Environmental Protection Agency</a>. , Washington, DC. (2011).</li>
<li>Bergström, L., Bergström, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+fate+of+chemicals+in+soil%5BTitle%5D)+AND+%22Ambio%22%5BJournal%5D)">Environmental fate of chemicals in soil.</a> Ambio. 27, 16-23 (1998).</li>
<li>Sutton, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSutton%2C+MA+%22Our+Nutrient+World.+The+challenge+to+produce+more+food+%26+energy+with+less+pollution.+Key+Messages+for+Rio+%2B20%22">Our Nutrient World. The challenge to produce more food & energy with less pollution. Key Messages for Rio +20</a>. , Centre for Ecology & Hydrology. (2012).</li>
<li>Du, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fate+and+Ecological+Effects+of+Decabromodiphenyl+Ether+in+a+Field+Lysimeter%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Fate and Ecological Effects of Decabromodiphenyl Ether in a Field Lysimeter.</a> Environmental Science and Technology. 47, 9167-9174 (2013).</li>
<li>Fuhr, F., Burauel, P., Mittelstaedt, W., Putz, T., Wanner, U. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFuhr%2C+F+%22Environmental+fate+and+effects+of+pesticides%22">Environmental fate and effects of pesticides</a>. , American Chemical Society. 1-29 (2003).</li>
<li>Hire, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remarques+sur+l%27eau+de+la+pluie%2C+et+sur+l%27origine+des+fontaines%3B+avec+quelues+particularites+sur+la+construction+des+cisternes.+Memoires+de+l%27+Academie+Royale%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Remarques sur l'eau de la pluie, et sur l'origine des fontaines; avec quelues particularites sur la construction des cisternes. Memoires de l' Academie Royale.</a> , 56-69 (1703).</li>
<li>Wagner, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+porous+ceramic+cups+to+sample+soil+water+within+the+profile%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Science%22%5BJournal%5D)">Use of porous ceramic cups to sample soil water within the profile.</a> Soil Science. 94, 379-386 (1962).</li>
<li>Matteson, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arsenic+Retention+in+Foliage+and+Soil+Following+Monosodium+Methyl+Arsenate+%28MSMA%29+Application+to+Turfgrass%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Environmental+Quality%22%5BJournal%5D)">Arsenic Retention in Foliage and Soil Following Monosodium Methyl Arsenate (MSMA) Application to Turfgrass.</a> Journal of Environmental Quality. 43, 379-388 (2014).</li>
<li>Sakaliene, O., Papiernik, S. K., Koskinen, W. C., Kavoliunaite, I., Brazenaitei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+Lysimeters+to+Evaluate+the+Relative+Mobility+and+Plant+Uptake+of+Four+Herbicides+in+a+Rye+Production+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Agricultural+and+Food+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Using Lysimeters to Evaluate the Relative Mobility and Plant Uptake of Four Herbicides in a Rye Production System.</a> Journal of Agricultural and Food Chemistry. 57, 1975-1981 (2009).</li>
<li>Cai, Y., Cabrera, J. C., Georgiadis, M., Jayachandran, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+arsenic+mobility+in+the+soils+of+some+golf+courses+in+South+Florida%5BTitle%5D)+AND+%22Science+of+the+Total+Environment%22%5BJournal%5D)">Assessment of arsenic mobility in the soils of some golf courses in South Florida.</a> Science of the Total Environment. 291, 123-134 (2002).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water+quality%2C+pesticide+occurrence%2C+and+effects+of+irrigation+with+reclaimed+water+at+golf+courses+in+Florida%5BTitle%5D)+AND+%22Swancar%2C+A.+%28ed+USGS%29+Tallahassee%22%5BJournal%5D)">Water quality, pesticide occurrence, and effects of irrigation with reclaimed water at golf courses in Florida.</a> Swancar, A. (ed USGS) Tallahassee. , (1996).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organic+arsenical+herbicides+%28MSMA%2C+DSMA%2C+CAMA%2C+and+Cacodylic+Acid%29%2C+reregistration+eligibility+decision%3B+notice+of+availability%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Protection+Agency%2C+Federal+Register+Environmental+Documents%22%5BJournal%5D)">Organic arsenical herbicides (MSMA, DSMA, CAMA, and Cacodylic Acid), reregistration eligibility decision; notice of availability.</a> Environmental Protection Agency, Federal Register Environmental Documents. , Washington D.C. 1-70 (2006).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EPA+%28not+Araujo+as+stated+before%29+Organic+Arsenicals%3B+Amendments+to+Terminate+Uses%3A+Amendment+to+Existing+Stocks+Provision%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Protection+Agency%29+18590-18591+Federal+Registrar%22%5BJournal%5D)">EPA (not Araujo as stated before) Organic Arsenicals; Amendments to Terminate Uses: Amendment to Existing Stocks Provision.</a> Environmental Protection Agency) 18590-18591 Federal Registrar. 78, Washington, DC. (2013).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drinking+Water+Regulations%3B+Arsenic+and+Clarifications+to+Compliance+and+New+Source+Contaminants+Monitoring+Final+Rule%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Protection+Agency%22%5BJournal%5D)">Drinking Water Regulations; Arsenic and Clarifications to Compliance and New Source Contaminants Monitoring Final Rule.</a> Environmental Protection Agency. 66, Washington D.C. (2001).</li>
<li>Winton, K., Weber, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+field+lysimeter+studies+to+describe+the+environmental+fate+of+pesticides%5BTitle%5D)+AND+%22Weed+Technology%22%5BJournal%5D)">A review of field lysimeter studies to describe the environmental fate of pesticides.</a> Weed Technology. 10, 202-209 (1996).</li>
<li>Bergström, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+lysimeters+to+estimate+leaching+of+pesticides+in+agricultural+soils%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Pollution%22%5BJournal%5D)">Use of lysimeters to estimate leaching of pesticides in agricultural soils.</a> Environmental Pollution. 67, 325-347 (1990).</li>
<li>Byron, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lysimeters+promoted+for+pesticide+research%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Lysimeters promoted for pesticide research.</a> Environmental Science and Technology. 31, (1997).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infographic%3A+Pesticide+Planet%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Infographic: Pesticide Planet.</a> Science. 341, 730-731 (2013).</li>
<li>Severson, R., Grigal, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+solution+concentrations%3A+effects+of+extraction+time+using+porous+ceramic+cups+under+constant+tension%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Resources+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Soil solution concentrations: effects of extraction time using porous ceramic cups under constant tension.</a> Water Resources Bulletin. 12, 1161-1170 (1976).</li>
<li>Allaire, S. E., Roulier, S., Cessna, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+preferential+flow+in+soils%3A+A+review+of+different+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hydrology%22%5BJournal%5D)">Quantifying preferential flow in soils: A review of different techniques.</a> Journal of Hydrology. 378, 179-204 (2009).</li>
<li>Weihermüller, L., Kasteel, R., Vanderborght, J., Püz, T., Vereecken, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+Water+Extraction+with+a+Suction+Cup%5BTitle%5D)+AND+%22Valdose+Zone+Journal%22%5BJournal%5D)">Soil Water Extraction with a Suction Cup.</a> Valdose Zone Journal. 4, 899-907 (2005).</li>
<li>Jury, W. A., Fluhler, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJury%2C+WA+%22Advances+in+Agronomy%22">Advances in Agronomy</a>. 47, Academic Press, Inc. London. 141-201 (1992).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wykorzystanie zintegrowanej lizymetrii terenowej i metody pobierania próbek wody porowej pozwala naukowcom ocenić przestrzenne i czasowe rozmieszczenie szerokiej gamy chemikaliów stosowanych na lądzie. Los substancji chemicznych w glebach i systemach roślinnych może być kontrolowany przez szereg procesów i atrybutów środowiska, takich jak wymywanie w dół, ulatnianie się, hydroliza, fotoliza, transformacja/degradacja mikrobiologiczna, pobieranie przez rośliny, typ gleby i pH gleby16,17. W przeciwieństwie do eks...

Potencjalnie toksyczne chemikalia są rutynowo stosowane na ziemi z takich źródeł jak pestycydy, nawozy, ścieki/odpady organiczne, odpady przemysłowe i odpady komunalne1,2. Los tych substancji chemicznych – które mogą obejmować składniki odżywcze, pierwiastki śladowe, substancje organiczne i związane z nimi metabolity – często nie jest dobrze poznany3. Jeśli chemikalia nie są odpowiednio zarządzane, mogą potencjalnie zagrażać zdrowiu ludzi i środowiska poprzez ich przenoszenie i gromadzenie się w roślinach, wodach powierzchniowych i gruntowych. Biorąc pod uwagę, że do 2050 r. liczba ludności na świecie może osiągnąć 10 miliardów, rosną wymagania dotyczące gospodarowania odpadami i produkcji żywności2 , a wykorzystanie wielu chemikaliów na gruntachwzrasta 3,4. W związku z tym potrzebne są badania, które określą ilościowo przemiany, mobilność, limity obciążenia i ogólne zagrożenia środowiskowe związane z chemikaliami, które wymagają utylizacji gruntów lub od których jesteśmy zależni w celu poprawy zdrowia upraw i plonów.
Zastosowano szereg strategii do oceny zagrożeń ze strony chemikaliów stosowanych w środowisku. Przeprowadzono badania laboratoryjne oparte na modelach systemowych, aby dostarczyć informacji na temat podstawowych mechanizmów kontrolujących ruchliwość substancji chemicznych w glebie. Analizując los chemiczny w laboratorium, można osiągnąć pełną manipulację "środowiskiem" i danymi wejściowymi, ale rzadko odpowiadają one rzeczywistym warunkom środowiskowym5,6. W związku z tym ekstrapolacja wyników laboratoryjnych na warunki terenowe może prowadzić do niedokładnych przewidywań dotyczących zagrożeń chemicznych. W przeciwieństwie do tego, pomiary szerokiego pola zostały wykorzystane do zdefiniowania zachowania chemicznego w środowisku. Jednak wnioski dotyczące losów środowiska na podstawie tych pomiarów są często skomplikowane ze względu na często niskie wskaźniki zużycia (np. kilka g A-1) stosowanych chemikaliów, a także złożone interakcje między procesami hydrologicznymi i biogeochemicznymi w środowisku, które regulują rozmieszczenie chemiczne.
Lizymetria, w tym lizymetria polowa, była historycznie używana przez naukowców zajmujących się glebą i uprawami do systematycznej oceny mobilności w dół chemikaliów stosowanych na glebie i ustalonej roślinności. Lizymetr to urządzenie wykonane z metalu lub tworzywa sztucznego, które umieszcza się w glebie będącej przedmiotem zainteresowania i służy do określania losu chemikaliów stosowanych w znanych ilościach na zamkniętym obszarze. Próbki gleby i roślinności pobrane za pomocą lizymetrów można wykorzystać do oceny ewolucji rozkładu chemicznego w czasie. Ponieważ lizymetria polowa jest przeprowadzana w naturalnych warunkach środowiskowych, wyniki można wykorzystać do przewidywania rzeczywistych scenariuszy wynikających z zastosowań chemicznych w systemach glebowych. Wczesne badania lizymetryczne mierzyły transpirację, przepływ wilgoci i/lub ruch składników odżywczych. Współczesne badania lizymetryczne mierzą rozpraszanie pestycydów i składników odżywczych, ruch pestycydów, lotność i bilans masy, wraz z wyżej wymienionymi pomiarami3.
Ograniczeniem tradycyjnej lizymetrii polowej jest to, że mobilność chemiczna w profilu glebowym jest w dużej mierze definiowana przez pomiary fazy stałej, podczas gdy mniej uwagi poświęca się stężeniom rozpuszczonych substancji chemicznych w wodzie przesączającej się przez gleby - krytyczny składnik, który może wpływać na potencjalne zanieczyszczenie wód gruntowych przez chemikalia stosowane na lądzie. Chociaż odcieki z dna lizymetrów są czasami zbierane do analizy, takie podejście ogranicza rozdzielczość głębokości stężeń wody porowej i zazwyczaj wymaga znacznych wykopów glebowych przed eksperymentami. Zamiast tego, aby uzyskać dane o stężeniach chemicznych w wodzie glebowej, próbniki wody porowej mogą być wykorzystywane w warunkach polowych. Próbniki wody porowej są instalowane w glebie w celu zbierania wody z dyskretnych, pożądanych głębokości i tylko w minimalnym stopniu zakłócają system glebowy. Próbniki wody porowej są określane wieloma nazwami, w tym lizymetrami, lizymetrami z przyssawką lub próbnikami roztworów glebowych, co utrudnia ich odróżnienie od tradycyjnych lizymetrów terenowych opisanych powyżej. W tym artykule będziemy używać terminu "próbnik wody porowej", aby złagodzić zamieszanie.
Tutaj demonstrujemy eksperymentalne podejście, które łączy lizymetrię polową i pobieranie próbek wody porowej w celu oceny potencjału wymywania w dół chemikaliów stosowanych na glebie porośniętej roślinnością lub systemach bez gruntu. Lizymetria jest potężnym narzędziem używanym od 1700 roku7, podczas gdy ceramiczne pobieranie próbek wody porowej jest używane od wczesnych lat 1960.8. Integracja tych niezawodnych technik pozwala na określenie w terenie rozkładu stężeń chemicznych zarówno w fazie stałej, jak i rozpuszczonej, przy jednoczesnej minimalizacji ingerencji w glebę. W tym artykule opisano czynniki, które należy wziąć pod uwagę podczas projektowania eksperymentu, w tym wybór lokalizacji, instalację urządzenia i pobieranie próbek. Podejście to zostało zilustrowane eksperymentem, w którym oceniono los organicznego pestycydu arsenowego zastosowanego na gołym terenie i ustalonym systemie traw darniowych. Opisane techniki mogą być w razie potrzeby dostosowywane do badania losów szerokiej gamy substancji chemicznych, dostarczając w ten sposób nieocenionych narzędzi badaczom i decydentom, którzy starają się zrozumieć los i zachowanie chemikaliów stosowanych na lądzie.

<table><tbody><tr><td>Próbniki Prenart Super Quartz (PFTE/Quartz)</td><td>Sprzęt Prenart ApS</td><td>N/A</td><td>Można stosować dowolne próbniki do&nbsp; analizy metali śladowych (np. SoilMoisture Equipment Corp.)</td></tr><tr><td>Zestaw instalacyjny Prenart</td><td>Sprzęt Prenart ApS</td><td>N/A</td><td>Zawiera wszystkie elementy niezbędne do zainstalowania próbników wody porowej</td></tr><tr><td>Butelki zbierające 2 l</td><td>Sprzęt Prenart Butelki ApS</td><td></td><td>można również kupić w Fisher Scientific (02-923-2) lub innych firmach zajmujących się zaopatrzeniem laboratoriów, ale armatura będzie wymagała regulacji. Butelki można przykryć ciemnym materiałem, jeśli są wrażliwe na światło</td></tr><tr><td>Przenośna pompa próżniowa</td><td>Prenart Equipment ApS</td><td>N/A</td><td>Vacuporter firmy Decagon Devices lub inna terenowa pompa próżniowa zasilana bateryjnie lub ręczna pompa próżniowa może być używana</td></tr><tr><td>1 uncja butelek HDPE Nalgene</td><td>Fisher Scientific</td><td>03-313-4A</td><td>Typ butelki na próbkę będzie zależał od interesującego analitu i może być szklany</td></tr><tr><td>Skoncentrowany kwas azotowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>A509-P212</td><td>Do konserwacji mogą być potrzebne kwasy utleniające i, które należy stosować ostrożnie</td></tr><tr><td>25 mm 0,2 i mikro; Nylonowe filtry strzykawkowe m</td><td>VWR</td><td>28145-487</td><td>Można stosować inne typy filtrów i wielkości porów, w zależności od interesującego analitu i oprzyrządowania analitycznego</td></tr><tr><td>Strzykawki Luer-Lok 60 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-689-8</td><td>Można stosować inne rozmiary w zależności od objętości pobranej próbki</td></tr><tr><td>Przenośny pH-metr</td><td>VWR</td><td>248481-A01</td><td>Inne pH-metry mogą być używane po kalibracji</td></tr><tr><td>Cylinder z podziałką</td><td>dowolna</td><td>Nie dotyczy</td><td></td></tr><tr><td>Lizymetry polowe (metalowe, plastikowe, etc.)</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Często są one konstruowane w oparciu o specyfikacje badaczy</td></tr><tr><td>Ciągnik z odwróconym słupkiem Do</td><td></td><td></td><td>montażu lizymetrów można użyć dowolnego ciągnika</td></tr><tr><td>Ręczny opryskiwacz polowy</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Aby zastosować dawkę potrzebną do aplikacji&nbsp;</td></tr><tr><td>Worki polietylenowe</td><td>Johnson & Johnson</td><td>N/A</td><td>Inne marki mogą być używane do przechowywania gleby</td></tr><tr><td>Piła szablasta</td><td>Black & Pokład&nbsp;</td><td>Nie dotyczy</td><td>Każda piła szablasta może być używana z nasadką do cięcia metalu</td></tr></tbody></table>

zintegrowana lizymetria polowa i pobieranie próbek wody porowej w celu oceny mobilności chemicznej w glebach i zastanej roślinności

Integrated Field Lysimetry and Porewater Sampling for Evaluation of Chemical Mobility in Soils and Established Vegetation

Potencjalnie toksyczne chemikalia są rutynowo stosowane na ziemi, aby sprostać rosnącym wymaganiom w zakresie gospodarki odpadami i produkcji żywności, ale los tych chemikaliów często nie jest dobrze poznany. W tym miejscu demonstrujemy zintegrowaną metodę lizymetrii polowej i pobierania próbek wody porowej do oceny mobilności chemikaliów stosowanych na glebach i ustalonej roślinności. Lizymetry, otwarte kolumny wykonane z metalu lub tworzywa sztucznego, są wbijane w gołą ziemię lub glebę porośniętą roślinnością. Próbniki wody porowej, które są dostępne na rynku i wykorzystują próżnię do zbierania przesączającej się wody glebowej, są instalowane na określonych głębokościach w lizymetrach. W ustalonych wcześniej godzinach po zastosowaniu substancji chemicznej na poletkach doświadczalnych pobierana jest woda porowa, a lizymetry zawierające glebę i roślinność są ekshumowane. Analizując stężenia chemiczne w glebie lizymetrycznej, roślinności i wodzie porowej, można określić ilościowo wskaźniki wymywania w dół, zdolności retencyjne gleby i pobieranie przez rośliny substancji chemicznej będącej przedmiotem zainteresowania. Ponieważ lizymetria polowa i pobieranie próbek wody porowej są przeprowadzane w naturalnych warunkach środowiskowych i przy minimalnym naruszeniu gleby, uzyskane wyniki pozwalają na opracowanie rzeczywistych scenariuszy i dostarczają cennych informacji na potrzeby zarządzania chemikaliami. Ponieważ chemikalia są coraz częściej stosowane na gruntach na całym świecie, opisane techniki mogą być wykorzystane do określenia, czy stosowane chemikalia mają niekorzystny wpływ na zdrowie ludzkie lub środowisko.

Metoda ta pozwala na gromadzenie danych na temat losów substancji chemicznych wprowadzanych do nieobsianych oraz zazielenionych systemów glebowych5,10. Podejście to zostało wykorzystane do oceny wymywania w głąb profilu, absorpcji i translokacji arsenu (As) do roślin w systemach z trawą bermudzką (Cynodon dactylon) po zastosowaniu organicznego herbicydu arsenowego – monosodowego metyloarsenianu (MSMA)9. Od lat 60. XX wieku MSMA jest stosowany na terenach nieuprawnych, trawnikach oraz w upra...

Lizymetria terenowa i pobieranie próbek wody porowej pozwalają badaczom ocenić los substancji chemicznych stosowanych w glebach i ustalonej roślinności. Celem tego protokołu jest zademonstrowanie, w jaki sposób zainstalować wymagane oprzyrządowanie i pobrać próbki do analizy chemicznej podczas zintegrowanych eksperymentów z lizymetrią polową i pobieraniem próbek wody porowej.

Zintegrowana lizymetria polowa i pobieranie próbek wody porowej w celu oceny mobilności chemicznej w glebach i zastanej roślinności

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals ...

Ogólnym celem tej procedury jest zademonstrowanie symetrii terenowej i technik pobierania próbek wody z gleby stosowanych do analizy losów substancji chemicznych stosowanych w glebie i ustalonej roślinności. Osiąga się to poprzez uprzednie zainstalowanie lizymetrów w glebie na obszarze o niewielkim lub zerowym nachyleniu. Drugim krokiem jest zainstalowanie próbników wody do nalewania na żądaną głębokość w lizymetrach.Następnie po dwutygodniowym okresie aklimatyzacji wykonuje się aplikację chemiczną. Ostatnim krokiem jest pobranie próbek ubogiej wody, gleby i liści w celu określenia rozkładu chemicznego w określonych terminach oceny po zabiegu. Ostatecznie, zintegrowana symetria lilii polowych i słabe pobieranie próbek wody dostarczają cennych narzędzi do ustalania rozmieszczenia i potencjalnych zagrożeń związanych z chemikaliami w środowisku.Główną przewagą tej techniki nad istniejącymi technikami, takimi jak symetria O w szklarni, metody laboratoryjne i inne metody rdzenia glebowego, jest to, że technika ta ma zastosowanie zarówno w świecie rzeczywistym, jak i pozwala na ilościowe określenie rozkładu chemicznego i bilansu masy. Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie. Ponieważ etapy instalacji i ekshumacji w terenie mogą być trudne do nauczenia, a procedura ta wymaga specjalnie dostosowanego sprzętu, zacznij od wyboru odpowiedniego miejsca eksperymentalnego.Teren powinien mieć glebę i roślinność, interesujące właściwości i niewielkie nachylenie lub nie mieć go wcale. W badaniu wykorzystano zarówno ustalony system traw darniowych, jak i gołą ziemię. W przypadku działek porośniętych roślinnością należy wyciągnąć korki wegetacyjne, na których zostaną zainstalowane lizymetry.Następnie, gotowe Jeden z lizymetrów Dla tego protokołu są one wykonane z walcowanych i spawanych blach stalowych o grubości 18. Użyj odwróconego sterownika słupków, aby wbić lizymetry w przygotowane miejsca. Pozostaw około jednego do dwóch centymetrów każdego lizymetra nad powierzchnią gleby.Z lizymetrami na miejscu. Wymień wszystkie korki wegetacyjne. Następnie zainstaluj próbniki wody do wlewania do zainstalowanych lizymetrów.Aby wykonać tę pozycję, stalowy pręt o średnicy 2,5 centymetra znajduje się pośrodku odsłoniętego otworu lizymetru. Następnie za pomocą młotka wbij stalowy pręt na żądaną głębokość próbnika nalewania wody. Po osiągnięciu głębokości wyjmij pręt, aby odsłonić otwór na próbnik.Następnym krokiem jest przygotowanie zawiesiny z wody do nawadniania i chemicznie obojętnej mąki krzemionkowej i dokładne wymieszanie ich po dokładnym wymieszaniu gnojowicy w celu przygotowania próbnika. Ten próbnik jest wykonany z kwarcu i PTFE. Umieścić próbnik w mieszaninie.Podłącz przenośną pompę próżniową do próbnika i zastosuj ciśnienie od minus 50 do minus 70 kilo paskalów. Po upływie 10 minut wyjąć próbnik i dokładnie odłączyć pompę. Ponownie wymieszaj gnojowicę.Następnie umieść rurkę o średnicy 2,5 centymetra połączoną z lejkiem w otworze wykonanym za pomocą pręta. Wlej 60 mililitrów gnojowicy na dno otworu. Po zakończeniu wyjmij probówkę i lejek, aby umieścić próbnik.Użyj plastikowej lub metalowej rury, która zmieści się w otworze i prawidłowo sięgnie na wymaganą głębokość. Ustawić próbnik na końcu rury z rurką wkręconą we wnętrze. Za pomocą rurki wepchnij próbnik do otworu na żądanej głębokości pobierania próbek.W tym momencie upewnij się, że rurka z próbnika wystaje z otworu. Następnie użyj gnojowicy z nieobrobionej gleby rodzimej, aby zasypać otwór do pierwotnego poziomu. Wymień wszelką roślinność na górze otworu.Następnie przygotuj system zbiórki. Użyj odcinka rurki z fluorowanego etylenu i propylenu, aby przymocować rurkę próbnika do butelki próżniowej. Użyj więcej rurki FEP i plastikowej rurki clamp podłączyć butelkę próżniową do pompy próżniowej.W ramach testu zastosuj podciśnienie od minus 50 do minus 70 kilopaskali do systemu, a następnie zaciśnij go na czas tego badania. Przykryj butelki do zbierania czarnym plastikiem, aby zapobiec fotodegradacji za pomocą lizymetrów i wlej próbniki wody na miejsce. Postępuj zgodnie z wcześniej ustalonym planem zarządzania, który jest identyczny dla gołej ziemi i poletek porośniętych roślinnością na czas trwania eksperymentu.Po dwóch tygodniach aklimatyzacji i przed zastosowaniem chemicznym należy pobrać tło, zalać próbki wody, aby pobrać próbki dzień przed lub w dniu pobrania. Zastosuj około minus 50 do minus 70 kilopaskali próżni do butelek próżniowych z próbką wody, aby wciągnąć wodę. Później zmierz objętość zebranej wody, wlewając ją do cylindra z podziałką.Po zmierzeniu objętości wody przepuścić ją przez filtr znajdujący się na końcu strzykawki do pojemnika do przechowywania. Próbki należy przechowywać na lodzie lub w lodówce do czasu analizy. Teraz nałóż interesującą Cię substancję chemiczną na powierzchnię działki, postępując zgodnie z typowymi metodami i wzorcami użycia.Pozostaw niektóre lizymetry niepoddane działaniu kontroli serwisowej Po obróbce chemicznej postępuj zgodnie z wcześniej ustalonym harmonogramem złego zbierania wody. Przy każdym pobraniu mierz, filtruj i przechowuj zebraną wodę do analizy. Pobieranie próbek gleby odbywa się w ustalonych wcześniej terminach oceny po zastosowaniu środka chemicznego.Aby odzyskać lizymetry, użyj zacisków beczkowych przymocowanych do narzędzia ciągnika Ustaw łyżkę tak, aby umożliwić umieszczenie zacisków na odsłoniętej krawędzi lizymetrów. Podnieś narzędzie, aby wydobyć kolumnę lizymetryczną z gleby. Po ekshumacji nasadka lizymetr zakończony jest dopasowanymi arkuszami izolacyjnymi.Przytrzymaj nakrętki na miejscu za pomocą worków polietylenowych o wielkości galonów na końcach lizymetru i zabezpiecz taśmą klejącą Transport ekshumowanych lizymetrów do laboratorium terenowego. Użyj piły szablastej z metalowym ostrzem tnącym, aby przeciąć lizymetr wzdłuż od dołu do góry z jednej strony. Gdy lizymetr jest rozłupany, użyj metalowych płytek dzielących, aby oddzielić dyskretne próbki gleby i roślinności.Przygotuj odpowiednio oznakowane worki na próbki i wykop skrawki łyżkami i szpatułkami. Unikaj zabrudzeń mających bezpośredni kontakt z lizymetrem Worki na próbki należy przechowywać na lodzie w laboratorium terenowym i podczas transportu. Działka ta ma głębokość wzdłuż osi pionowej i stężenie arsenu na osi poziomej.Pokazuje początkowy profil głębokości stężeń arsenu w niepoddanej obróbce trawie bermudzkiej, niebieskich okręgach i niepoddanej obróbce gołej ziemi. Czarne kółka to tutaj profile głębokości. 36 dni po zastosowaniu MSMA profil trawy darniowej poddanej działaniu środka jest określany przez czerwone trójkąty, które w przypadku poddanej działaniu środka gołej ziemi wykorzystują czarne trójkąty.Kręgi są takie same jak poprzednio w ciągu roku. Stwierdzono, że stężenia MSM w próbkach lizymetrycznych poddanych działaniu środka były podwyższone w porównaniu z próbkami niepoddanymi działaniu substancji do głębokości od 10 do 15 centymetrów. Nie stwierdzono istotnych różnic między próbkami poddanymi działaniu substancji i niepoddanych działaniu substancji na większych głębokościach.Słabe stężenie arsenu w wodzie na poletkach poddanych działaniu MS MA zmienia się wraz z głębokością. Przy 30 centymetrach stężenie rozpuszczonego arsenu przekraczało 10 mikrogramów na litr. Limit zanieczyszczenia wody pitnej EPA w czasie trwania badania.Stężenia wzrosły natychmiast po zastosowaniu MSMA, a następnie zmniejszyły się z czasem. Z kolei uboga woda zebrana z głębokości 76 na dwa centymetry miała stężenie arsenu, które było podobne do poziomu tła i konsekwentnie poniżej limitu EPA. Próbując wykonać tę procedurę, ważne jest, aby opracować plan naukowy oparty na celach badawczych.Na przykład w naszym obecnym badaniu używamy gleby piaszczystej do zbadania najgorszego scenariusza wymywania chemicznego w odniesieniu do tekstury gleby. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak zainstalować i wykorzystać symetrię bez pola oraz pobierać próbki wody w celu określenia losu środowiskowego chemikaliów stosowanych w glebie i ustanowienia roślinności.

integrated-field-lysimetry-porewater-sampling-for-evaluation-chemical

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Przedstawiono szczegółową metodę ekstrakcji i montażu nienaruszonych lizymetrów rdzeniowych gleby oraz ich wykorzystania do badania odcieków i związanych z tym strat składników odżywczych z powierzchniowej ściółki drobiowej.

Protokół zbierania i konstruowania lizymetrów rdzenia glebowego

To badanie przedstawia metodę wykopaliskową do badania podpowierzchniowej hydrologicznej, geochemicznej i mikrobiologicznej heterogeniczności lizymetru glebowego. Lizymetr symuluje sztuczne zbocze wzgórza, które początkowo było w jednorodnym stanie i zostało poddane działaniu około 5000 mm wody w ciągu ośmiu cykli nawadniania w okresie 18 miesięcy.

Wykopy lizymetryczne gleby do sprzężonych badań hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych

Ostatnio wykazano, że wielokrotne pobieranie próbek gleby jest skutecznym sposobem monitorowania zmian w glebie leśnej na przestrzeni lat i dekad. Aby wesprzeć jego stosowanie, przedstawiono protokół, który syntetyzuje najnowsze informacje na temat metod ponownego próbkowania gleby, aby pomóc w projektowaniu i wdrażaniu skutecznych programów monitorowania gleby.

Metody pobierania próbek gleby w celu monitorowania zmian stężeń chemicznych w glebach leśnych

Artykuł opisuje metodę, która zwiększa przepustowość, jednocześnie równoważąc wysiłek i dokładność ekstrakcji lipidów z błon komórkowych mikroorganizmów do wykorzystania w charakterystyce zarówno lipidów całkowitych, jak i względnej obfitości lipidów wskaźnikowych w celu określenia struktury społeczności mikroorganizmów glebowych w badaniach z wieloma próbkami.

Metoda ekstrakcji i analizy lipidów do charakteryzowania mikroorganizmów glebowych w eksperymentach z wieloma próbkami

Przestrzenne wzorce erozji i osadzania się gleby można wywnioskować z różnic w wysokości gruntu odwzorowanych w odpowiednich przyrostach czasu. Takie zmiany wysokości są związane ze zmianami węglanów glebowych przy powierzchni. Opisano tutaj powtarzalne metody pomiarów terenowych i laboratoryjnych tych wielkości oraz metody analizy danych.

Pomiar i mapowanie wzorców erozji i depozycji gleby związanych ze stężeniami węglanów w glebie w ramach gospodarki rolnej

Dokładna kwantyfikacja potencjału desorpcyjnego fosforu (P) w nasyconych glebach i osadach jest ważna dla modelowania P i działań łagodzących transport. Aby lepiej wyjaśnić dynamikę redoks gleba-woda in situ i mobilizację fosforu przy przedłużonym nasyceniu, opracowano proste podejście oparte na wielokrotnym pobieraniu próbek z laboratoryjnych mikrokosmosów.

Pomiar uwalniania fosforu w mikrokosmosach laboratoryjnych do oceny jakości wody

Ten protokół przedstawia przepływ pracy dla sub-mm wizualizacji 2D wielu labilnych nieorganicznych składników odżywczych i zanieczyszczeń rozpuszczonych za pomocą gradientów dyfuzyjnych w cienkich warstwach (DGT) w połączeniu z obrazowaniem spektrometrii mas. Pobieranie próbek substancji rozpuszczonych i analiza chemiczna o wysokiej rozdzielczości są szczegółowo opisane w celu ilościowego mapowania substancji rozpuszczonych w ryzosferze roślin lądowych.

Dwuwymiarowa wizualizacja i kwantyfikacja labilnych, nieorganicznych składników odżywczych roślin i zanieczyszczeń w glebie

Opisana tutaj metoda weryfikacji jest przystosowana do monitorowania pedogenicznej sekwestracji węgla nieorganicznego w różnych glebach rolnych wzbogaconych skałami zawierającymi krzemian metali ziem alkalicznych, takich jak wollastonit, bazalt i oliwin. Ten rodzaj walidacji jest niezbędny dla programów kredytów węglowych, które mogą przynieść korzyści rolnikom, którzy sekwestrują dwutlenek węgla na swoich polach.

Monitorowanie pedogennej akumulacji węgla nieorganicznego spowodowanej wietrzeniem zmodyfikowanych minerałów krzemianowych w glebach rolnych.

Profiler mikrodializy jest opisany do pobierania próbek rozpuszczonych substancji rozpuszczonych w wodzie porowej na styku tlenowo-beztlenowym gleba-woda in situ z minimalnymi zakłóceniami. Urządzenie to jest przeznaczone do wychwytywania gwałtownych zmian w profilach stężeń i głębokości wywołanych zakłóceniami na granicy faz gleba-woda i poza nią.

Pobieranie próbek rozpuszczonej substancji rozpuszczonej na tlenowo-beztlenowym granicy faz gleba-woda przy użyciu profilerów mikrodializ

Określenie zawartości wody w glebie jest kluczowym wymogiem misji dla wielu agencji stanowych i federalnych. Protokół ten łączy w sobie wysiłki wielu agencji mające na celu pomiar zawartości wody w glebie za pomocą czujników zakopanych in situ.

In Situ Czujniki wilgotności gleby w glebach niezakłóconych

Poznaj zintegrowaną lizymetrię polową i pobieranie próbek wody porowej do oceny mobilności chemicznej w glebach i roślinności. Ta metoda pozwala badać dystrybucję i ryzyko chemikaliów w środowisku.

Zintegrowana lizymetria polowa i pobieranie próbek wody porowej w celu oceny mobilności chemicznej w glebach i zastanej roślinności (Wideo) | JoVE Journal

Zintegrowana lizymetria polowa i pobieranie próbek wody porowej w celu oceny mobilności chemicznej w glebach i zastanej roślinności

Przeglądaj więcej filmów