September 3rd, 2014
Ten artykuł szczegółowo opisuje wzbogacanie białek związanych z błoną plazmatyki synaptycznej przez ultrawirowanie na nieciągłym gradiencie sacharozy. Opisano również późniejsze przygotowanie białek o gęstości postsynaptycznej. Preparaty białkowe nadają się do western blotting lub analizy 2D DIGE.
Ogólnym celem tej procedury jest wykazanie subkomórkowego frakcjonowania tkanki mózgowej przy użyciu nieciągłego gradientu sacharozy w celu wzbogacenia o białka z błon synaptycznych i gęstości postsynaptycznych. Osiąga się to poprzez uprzednią homogenizację tkanki mózgowej za pomocą homogenizatora z zasilaniem. Następnie następuje szereg etapów wirowania w celu przygotowania surowych ekstraktów białek błonowych.
Ekstrakty membranowe są następnie nakładane warstwami na nieciągły gradient sacharozy w celu ultrawirowania. Ostatnim krokiem jest zebranie białek z gradientu. Ostatecznie wyniki mogą wykazać zmiany w poziomach białek synaptycznych poprzez analizę Western blot.
Jest to dobrze znana technika, która jest stosowana przez neurobiologów od ponad 40 lat. Używamy go w naszym laboratorium, aby zrozumieć, jak zmienia się skład białkowy synapsy, gdy zaburzamy różne systemy neuroprzekaźników. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z innymi metodami, takimi jak gradienty na wywołanie lub ciągłe gradienty sacharozy, jest to, że nieciągłe gradienty sacharozy są łatwiejsze do zbudowania ręcznie.
Protokół ten wykorzystuje napędzany silnikiem szklany homogenizator teflonowy, zawsze wymieniaj tłuczek między próbkami, a następnie płucz i susz. Homogenizator najpierw załaduj wypreparowaną tkankę do 13-mililitrowej probówki z czterema mililitrami 0,32-molowego buforowanego roztworu sacharozy HEPA. Następnie przenieś tkankę do czystego szklanego homogenizatora.
Ustaw silnik na 900 obr./min i homogenizuj próbkę za pomocą 12 uderzeń w ciągu 30 sekund, używając mniej niż czterech gramów tkanki, zapewnia dobre frakcjonowanie, przenieś próbkę z powrotem do probówki i przechowuj podwielokrotność 100 mikrolitrów w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza do analizy białka. Następnie oddzielić materiał jądrowy, obracając homogenat o masie 900 G przez 10 minut. W temperaturze czterech stopni Celsjusza przenieś supernatant do nowej 15-mililitrowej probówki.
Supernatant zawiera surową frakcję błonową. Teraz, aby wzbogacić do surowej wirówki synaptosomowej, supernatant w ilości 10 000 G przez 15 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza, usunąć supernatant. Osad zawiera surową frakcję synaptosomów Resus.
Zawiesić go w jednym mililitrze 0,32-molowego roztworu sacharozy. Następnie, przy kolejnych trzech mililitrach roztworu do zawiesiny, odwirować frakcję surową przez 15 minut. W temperaturze 10 000 G w czterech stopniach Celsjusza usunąć supernatant. Teraz szybko spowij pellet, ponownie zawieś pellet w mililitrze czystej wody.
Następnie szybko dodaj kolejne trzy mililitry wody. Przenieś to do homogenizatora. Wykonaj ręcznie trzy pociągnięcia i przenieś je z powrotem do 13-mililitrowej tubki.
Szybko dostosuj próbkę z powrotem do czterech milimolowych HEA z dodatkiem 16 mikrolitrów jednego molowego HEA i wymieszaj przez inwersję. Teraz umieść próbkę na rotatorze w temperaturze czterech stopni Celsjusza na pół godziny. Aby zapewnić lizę próbki, należy zakończyć frakcjonowanie poprzez granulowanie dwóch frakcji głównych Lysed P.
Odwirować w temperaturze 25 000 G przez 20 minut w czterech stopniach Celsjusza, usunąć supernatant, ponownie zawiesić osad w mililitrze roztworu sacharozy. Zawiera wzbogacone błony episomalne synap. Najpierw wstępnie zmierz, aby uzyskać nieciągły gradient sacharozy.
Załaduj trzy probówki w następujący sposób, jedną z dokładnie 3,5 mililitra 1,2 molowego buforowanego roztworu sacharozy. Drugi z dokładnie trzema mililitrami roztworu 1,0 molowego, a trzeci z trzema mililitrami roztworu 0,8 molowego. Następnie za pomocą szklanej pipety do przelania 1,2-molowego roztworu sacharozy do 12-mililitrowej probówki ultrawirówki polimerowej.
Za pomocą nowej pipety ostrożnie nałożyć roztwór 1,0 molowy na roztwór 1,2 molowy. Nie należy naruszać roztworu 1,2 molowego ani wprowadzać pęcherzyków za pomocą pipety. Użyj tej samej techniki, aby nałożyć warstwę 0,8 molowego roztworu na wierzch.
Zachowaj ostrożność. Wystarczą niewielkie drgania z wiru stołowego lub mikrowirówki, aby zakłócić integralność gradientu. Ważne jest, aby budować gradienty ostrożnie i wydajnie.
Jeśli trwa to zbyt długo lub jeśli gradient jest narażony na wibracje, nie będziesz w stanie odzyskać błon synaptycznych w późniejszych krokach. Teraz za pomocą kolejnej pipety pastora nałóż wzbogaconą frakcję błony episomalnej synapy na przygotowany gradient. Precyzyjnie zrównoważyć nachylenie w ultrawirówce w wahadłowym wirniku kubełkowym.
Następnie odwirowuj go w temperaturze 150 000 G przez dwie godziny w czterech stopniach Celsjusza. Zachowaj szczególną ostrożność podczas usuwania gradientu z wiadra po odwirowaniu, powinny być przezroczyste pasma roztworu sacharozy. Przy frakcjach białkowych na każdym granicy faz i osadku frakcje nie powinny być dyfuzyjne.
Za pomocą igły o rozmiarze 18 G i strzykawki o pojemności jednego mililitra nakłuj najniższą część granicy między zębami trzonowymi do 1,2 mola i wycofaj biały pasek białka, który zawiera błony plazmatyczne synapty. Zapisz objętość tej warstwy. Przenieś warstwę do grubościennej probówki ultrawirówki o grubości 3,5 mililitra.
Dodaj dokładnie 2,5 objętości czterech milimolowych HEA. Następnie przygotować probówkę balansującą z 0,32 molowym buforowanym roztworem sacharozy HEA w wirniku o stałym kącie, ultraodwirować próbkę o stężeniu 200 000 G przez 30 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Następnie wyrzuć senes i ponownie zawieś osad błony plazmatycznej.
W 300 mikrolitrach 50 milimolowych HEA dwa milimolowe roztwory EDTA. Frakcję gęstości postsynaptycznej lub frakcję PSD można teraz zebrać przy użyciu tych samych technik. Kroki są jasno określone w protokole tekstowym.
Przeprowadzono western blot z białkiem całkowitym, błoną plazmatyczną synaps i pierwszymi frakcjami białka o gęstości postsynaptycznej. Frakcja PSD została poddana tylko jednemu zabiegowi detergentowemu, a tkanka pochodziła z prążkowia myszy. Białka presynaptyczne, takie jak transporter dopaminy, są wzbogacane we frakcję SPM, ale są eliminowane w kolejnym etapie detergentu w celu wzbogacenia PSD.
Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o przechowywaniu wszystkich próbek na lodzie oraz o dołączeniu inhibitorów proteazy i fosfatazy Zgodnie z tą procedurą. Można wykonać inne metody, takie jak zachodnia analiza krwi lub dwuwymiarowa elektroforeza żelowa. Następnie możesz odpowiedzieć na pytania, takie jak to, jak leczenie farmakologiczne wpływa na poziom receptorów w synapsie.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Ten artykuł szczegółowo opisuje wzbogacanie białek związanych z błoną komórkową synapsy przez ultrawirowanie na nieciągłym gradientzie sacharozy. Procedura pokazuje subkomórkową frakcjonację tkanki mózgowej w celu wzbogacenia białek z membran synaptycznych i gęstości postsynaptycznych.
Synaptic protein quantification enables mechanistic de-risking in CNS target validation by linking molecular changes to functional phenotypes. This subcellular fractionation method supports predictive confidence in early discovery by isolating disease-relevant synaptic compartments. It provides a disease-relevant system for assessing target engagement and pathway modulation in preclinical models.
This method integrates into the discovery continuum from target hypothesis testing through lead identification to preclinical validation by providing quantitative synaptic protein data.