Name: Zatorowa niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym z homologicznymi zakrzepami krwi u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Poznaj metodę tworzenia modelu zatorowego udaru mózgu u szczurów z wykorzystaniem homologicznych zakrzepów krwi. Technika ta symuluje ludzki udar niedokrwienny i umożliwia badania przedkliniczne terapii trombolitycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty National Institutes of Health HL087990 (G.L.).

Oświadczenie etyczne: W tym protokole użyto samców dorosłych szczurów rasy Sprague-Dawley (o wadze 330-380 g). Protokół ten został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w LSU Health Science Center-Shreveport i jest zgodny z "Przewodnikiem opieki i wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych" (ósme wydanie, National Academy of Sciences, 2011).
1. Przygotowanie zmodyfikowanej rurki PE-50
<ol>
	<li>Trzymaj ręcznie rurkę PE-50 o długości 30 cm nad ogniem gazowym, stopniowo zmiękczaj rurkę. Delikatnie rozciągnij rurkę.</li>
	<li>Za pomocą suwmiarki cyfrowej wybierz punkt na rozciągniętej rurze (Rysunek 1), zaznacz go i przetnij zmodyfikowaną rurkę PE-50 na odcinek o długości 25 cm z końcówką o długości 1 cm (średnica zewnętrzna: 0,30-0,34 mm).</li>
</ol>
2. Przygotowanie homologicznych skrzepów krwi
<ol>
	<li>Znieczulić szczura izofluranem (5% do indukcji, 2-3% do podtrzymania) w 70% N2O i 30% O2 za pomocą maski na twarz przed pobraniem krwi. Potwierdź znieczulenie przez uszczypnięcie palca u nogi.</li>
	<li>Wykonać kaniulację tętnicy udowej szczura dawcy opublikowaną metodą4 i przenieść krew z tętnicy udowej bezpośrednio do rurki PE-50 o długości 20 cm. Umieścić probówkę na 2 godziny w temperaturze pokojowej w celu skrzepnięcia krwi, a następnie przechowywać probówkę przez 22 godziny w temperaturze 4 °C. Uwaga: Kantulacja jest wykonywana przy użyciu techniki aseptycznej, jak opisano w kroku 3.1. Szczur-dawca jest odzyskiwany w celu dalszego pobierania próbek.</li>
	<li>Pociąć probówkę PE-50 na segmenty o średnicy 50 mm i wypłukać skrzep z probówki na sterylną szalkę Petriego zawierającą sól fizjologiczną.</li>
	<li>Przenieść skrzep o długości 50 mm do probówki PE-10 o długości 60 mm i połączyć każdy koniec probówki PE-10 z probówką PE-50 o długości 20 cm podłączoną do strzykawki o pojemności 1 ml zawierającej sól fizjologiczną z igłą 23 G (Rysunek 2).</li>
	<li>Przesuwaj skrzep poprzez ciągły naprzemienny ruch z jednej strzykawki do drugiej przez 5 minut, co może usunąć komórki krwi ze skrzepu i zminimalizować kruchość skrzepu pozanaczyniowego, bez naruszania rdzenia fibryny.</li>
	<li>Pociąć skrzep na segment o długości 40 mm i przenieść segment skrzepu do zmodyfikowanego cewnika PE-50 zgodnie z opisem w kroku 1.2 w warunkach aseptycznych. Uwaga: Wszystkie rurki PE są sterylizowane tlenkiem etylenu. </li>
</ol>
3. Zatorowa niedrożność tętnicy środkowej mózgu (Rysunek 3A,B)
<ol>
	<li>Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w autoklawie (minimum 121 °C, 15 PSI, przez 15 minut). Zdezynfekuj stół operacyjny i związany z nim sprzęt chirurgiczny za pomocą 70% etanolu.</li>
	<li>Znieczulić szczura izofluranem zgodnie z opisem w kroku 2.1. Przetestuj głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palców u obu tylnych łap, a każdy zaobserwowany ruch (wycofanie łapy) wskazuje, że zwierzę nie jest wystarczająco znieczulone, aby wykonać operację. Nałóż niewielką ilość maści weterynaryjnej na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Ogol futro na brzusznej części szyi i głowy za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia, aby odsłonić obszary skóry.</li>
	<li>Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Założyć sondę doodbytniczą, kontrolować i utrzymywać temperaturę ciała w zakresie 36,5-37,5 °C za pomocą homeotermicznej jednostki sterującej.</li>
	<li>Zdezynfekuj ogoloną skórę i otaczającą sierść 10% jodu powidonu, a następnie 70% etanolu.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie linii środkowej o długości 2 cm na szyi pod mikroskopem preparacyjnym. Użyj retraktorów, aby odsłonić pole operacyjne i wypreparować prawą tętnicę szyjną wspólną (CCA), tętnicę szyjną zewnętrzną (ECA), tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) i tętnicę skrzydłowo-podniebienną (PPA) wolną od otaczających nerwów i powięzi (ryc. 3A). Uwaga: Przed zabiegiem zmień sterylne rękawiczki, jeśli żaden asystent nie pomaga w przygotowaniu zwierzęcia.</li>
	<li>Wyciąć CCA z otaczających nerwów (bez uszkadzania nerwu błędnego) i umieścić sterylny jedwabny szew 5-0 pod tętnicą. Zawiąż węzeł ślizgowy (#1) i chwyć szew za pomocą małego hemostatu i pociągnij nauczony w kierunku ciała.</li>
	<li>Przeanalizuj ECA i jego dwie gałęzie, tętnicę potyliczną (OA) i tętnicę tarczycową górną (STA). Koaguluj dwie gałęzie za pomocą weterynaryjnego urządzenia elektrochirurgicznego. Umieść dwa kawałki sterylnych jedwabnych szwów 6-0 pod ECA.</li>
	<li>Oddziel dwa jedwabie umieszczone pod tętnicą, jeden kawałek w kierunku głowy (dystalny koniec), a drugi w kierunku ciała. Zawiąż ciasną ligaturę (#2) po stronie najbliżej głowy, chwyć jedwab małymi hemostatami i pociągnij w kierunku głowy. Przygotuj luźny węzeł (#3) z drugim jedwabiem do późniejszego wykorzystania.</li>
	<li>Odetnij ICA i PPA od otaczających nerwów (bez uszkadzania nerwu błędnego). Zawiąż PPA szwem 6-0 (#4). Wykonaj węzeł poślizgowy z szwem 6-0 wokół ICA (#4). Alternatywnie, przypnij ICA za pomocą klipsa mikronaczyniowego.</li>
	<li>Wytnij mały otwór (1/2 przelota) w ECA między ciasnymi ligaturami (#2) i luźnymi (#3) za pomocą nożyczek sprężynowych w stylu Vannas. Włożyć zmodyfikowaną rurkę PE-50 zawierającą skrzep krwi do nacięcia i przejść do rozwidlenia CCA. Dokręć luźną ligaturę (#3) wokół światła na tyle, aby zapewnić zachowanie ruchomości rurki w mieszkaniu.</li>
	<li>Odciąć ECA w miejscu małego otworu, aby uwolnić kikut i umieścić kikut poniżej rozwidlenia ECA i ICA; umożliwi to łatwe wsunięcie zmodyfikowanej rurki do ICA. Otwórz ICA i delikatnie przesuń rurkę ze światła ECA do ICA, aż końcówka cewnika dotrze do początku MCA (~17 mm od rozwidlenia). Uwaga: Przed włożeniem końcówki probówki do ECA należy wysterylizować zewnętrzną powierzchnię probówki 70% etanolem, a następnie umyć sterylnym roztworem soli fizjologicznej.</li>
	<li>Wstrzyknąć skrzep przez zmodyfikowany cewnik PE-50 wraz z 10 μl soli fizjologicznej w ciągu 10 sekund za pomocą strzykawki Hamiltona o pojemności 100 μl (ryc. 3B).</li>
	<li>Wyjmij cewnik z ECA 5 minut później. Zremisować Trybunał Obrachunkowy i ponownie otworzyć CCA. Zszyj nacięcie na szyi.</li>
</ol>
4. Monitorowanie regionalnego przepływu krwi w mózgu (rCBF)
<ol>
	<li>Przed okluzją MCA wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry głowy o długości 1,2 cm, aby odsłonić kość czaszki. Usuń tkanki z kości czaszki za pomocą skrobaka dentystycznego i sterylnych bawełnianych wymienników. Uwaga: Przed zabiegiem odsłonięty obszar skóry głowy i otaczająca sierść są dezynfekowane 10% jodowidonem, a następnie 70% etanolem.</li>
	<li>Wywierć otwór na zadziory o średnicy 1.5 mm znajdujący się 2 mm z tyłu i 5 mm z boku bregmy za pomocą kulistego zadzioru ze stali nierdzewnej o średnicy 0.7 mm (Rysunek 4). 
	UWAGA: Utrzymuj oponę twardą w stanie nienaruszonym.</li>
	<li>Umieść sondę 0.5 mm nad powierzchnią opony twardej. Monitoruj rCBF po 0 (wartość wyjściowa), 5, 15, 30, 60, 90 i 120 minutach po embolizacji i kontynuuj po 5, 15, 30, 45 i 60 minutach po dożylnym podaniu tPA. Po ostatnim pomiarze rCBF nacięcie skóry głowy zamyka się szwem. Uwaga: Przed nacięciem szyi mierzymy rCBF jako linię bazową przed okluzją MCA. Po okluzji MCA mierzymy rCBF po zamknięciu szwem nacięcia szyi. W ten sposób nacięcie szyi jest utrzymywane w sterylności. </li>
</ol>
5. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Wstrzyknąć podskórnie 2,5 ml roztworu soli fizjologicznej, aby zapobiec odwodnieniu i wstrzyknąć Buprenex (0,05 mg/kg, SC) natychmiast po zabiegu i co 6-12 godzin, w razie potrzeby w celu złagodzenia bólu.</li>
	<li>Przerwać znieczulenie izofluranem. Umieścić szczura w weterynaryjnej komorze rekonwalescencji o temperaturze 37 °C (utrzymać zwierzę w cieple) i prowadzić obserwację. Zwykle szczur potrzebuje 10 minut, aby dojść do siebie po znieczuleniu. Następnie umieść zwierzę w wysterylizowanej klatce, umieść trochę zwilżonego jedzenia na szalce Petriego w klatce i włóż klatkę z powrotem do pomieszczenia do sterylizacji zwierząt.</li>
	<li>24 godziny po udarze należy poddać szczura eutanazji za pomocą przedawkowania pentobarbitalu sodu (100 mg/kg masy ciała, IP).</li>
</ol>
6. Wynik deficytu neurologicznego
<ol>
	<li>Wykonaj punktację Bedersona przed i po 2 godzinach po embolizacji. Użyj skali ocen 0-3, jak opisano wcześniej5: 0, podnosząc szczura za ogon, zwierzę wyciąga obie kończyny przednie do podłogi i nie wykazuje żadnych innych deficytów (normalny ruch); 1, podnosząc szczura za ogon, zegnij przeciwległą kończynę przednią; 2, zmniejszona odporność na odepchnięcie boczne (i zgięcie kończyn przednich) bez krążenia; 3, takie samo zachowanie jak stopień 2 z krążeniem. 
	UWAGA: Szczury wykazujące wynik Bedersona = 0 (brak deficytu) po 2 godzinach od embolizacji są wykluczone z dalszych badań.</li>
</ol>

<ol><li>Overgaard, K., Sereghy, T., Boysen, G., Pedersen, H., Høyer, S., Diemer, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+reproducible+cerebral+infarction+using+thrombotic+blood+clot+emboli%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">A rat model of reproducible cerebral infarction using thrombotic blood clot emboli.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 12 (3), 484-490 (1992).</li>
<li>Zhang, R. L., Chopp, M., Zhang, Z. G., Jiang, Q., Ewing, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+focal+embolic+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model of focal embolic cerebral ischemia.</a> Brain Res. 766 (1-2), 83-92 (1997).</li>
<li>Dinapoli, V. A., Rosen, C. L., Nagamine, T., Crocco, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+MCA+occlusion%3A+a+precise+embolic+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Selective MCA occlusion: a precise embolic stroke model.</a> J. Neurosci. Methods. 154 (1-2), 233-238 (2006).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. 59 (3496), (2012).</li>
<li>Bederson, J. B., Pitts, L. H., Tsuji, M., Nishimura, M. C., Davis, R. L., Bartkowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+middle+cerebral+artery+occlusion%3A+evaluation+of+the+model+and+development+of+a+neurologic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Rat middle cerebral artery occlusion: evaluation of the model and development of a neurologic examination.</a> Stroke. 17 (3), 472-476 (1986).</li>
<li>Henninger, N., Bouley, J., Bråtane, B. T., Bastan, B., Shea, M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Doppler+flowmetry+predicts+occlusion+but+not+tPA-mediated+reperfusion+success+after+rat+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Laser Doppler flowmetry predicts occlusion but not tPA-mediated reperfusion success after rat embolic stroke.</a> Exp Neurol. 215 (2), 290-297 (2009).</li>
<li>Zhu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Annexin+A2+combined+with+low-dose+tPA+improves+thrombolytic+therapy+in+a+rat+model+of+focal+embolic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Annexin A2 combined with low-dose tPA improves thrombolytic therapy in a rat model of focal embolic stroke.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 30 (6), 1137-1146 (2010).</li>
<li>Cheng, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activated+protein+C+inhibits+tissue+plasminogen+activator-induced+brain+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Activated protein C inhibits tissue plasminogen activator-induced brain hemorrhage.</a> Nat Med. 2 (11), 1278-1285 (2006).</li>
<li>Taniguchi, H., Andreasson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hypoxic-ischemic+encephalopathy+model+of+perinatal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The hypoxic-ischemic encephalopathy model of perinatal ischemia.</a> J Vis Exp. 21 (955), (2008).</li>
<li>Sicard, K. M., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+focal+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of focal brain ischemia.</a> Exp Transl Stroke Med. 1 (7), (2009).</li>
<li>Florian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+hypothermia+reduces+infarct+volume+in+aged+rats+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Long-term hypothermia reduces infarct volume in aged rats after focal ischemia.</a> Neurosci Lett. 438 (2), 180-185 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthermia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthermia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Westendorp, W. F., Nederkoorn, P. J., Vermeij, J. D., Dijkgraaf, M. G., van de Beek, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-stroke+infection%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurol%22%5BJournal%5D)">Post-stroke infection: a systematic review and meta-analysis.</a> BMC Neurol. 11 (110), (2011).</li>
</ol>

Nie mamy żadnych potencjalnych sprzecznych interesów, które moglibyśmy ujawnić.

W tym badaniu wykazaliśmy standardową metodę wykonywania zatorowego modelu udaru MCAO u szczura, w którym pochodzenie MCA jest zamknięte przez skrzep bogaty w fibrynę. Główną zaletą tego modelu jest: niedrożność łodygi MCA z zakrzepem krwi bogatym w fibrynę jest podobna do udaru zakrzepowo-zatorowego u ludzi, model udaru zatorowego jest odpowiedni do przeprowadzenia badań przedklinicznych terapii fibrynolitycznej oraz że model ten może rozwinąć odtwarzalną i przewidywalną objętość zawału na terytorium dostarczonym przez ...

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.
The institution "Louisiana State University Health Science Center" was changed to "Louisiana State University Health Science Center, Shreveport".

A correction was made to <a href="/video/51956">Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats</a>. The institution information was updated.

Erratum: Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Udar mózgu jest trzecią najczęstszą przyczyną zgonów w Stanach Zjednoczonych, ale możliwości leczenia ostrego udaru pozostają ograniczone. Obecnie dożylna infuzja rekombinowanego tkankowego aktywatora plazminogenu (tPA) w celu rozpuszczenia skrzepów krwi jest najskuteczniejszą terapią ostrego udaru niedokrwiennego. Stosowanie tPA jest jednak ograniczone ze względu na jego wąskie okno terapeutyczne oraz zwiększone ryzyko krwotoku śródmózgowego. Dlatego pilnie potrzebny jest model udaru odpowiedni do badań trombolitycznych.
Tętnica środkowa mózgu (MCA) jest najczęściej zamykana podczas udaru u ludzi. Koncentrując się na tej tętnicy, ustalono wiele zwierzęcych modeli udaru niedokrwiennego. Obecnie opracowano dwa główne typy modeli ogniskowego niedokrwienia gryzoni poprzez okład MCA: model szwu MCAO i zatorowy model MCAO. Chociaż modele MCAO za pomocą techniki szwów śródświetlnych są szeroko stosowane w badaniach nad udarami opartymi na mechanizmie, te modele szwów nie naśladują udaru ludzkiego, ponieważ do 80% udarów u ludzi jest spowodowanych zakrzepicą lub zatorowością. Jednak model udaru zatorowego wykorzystujący skrzepy krwi ściśle naśladuje udar u ludzi i jest uważany za odpowiedni do badań trombolitycznych. Ten model zatorowy został po raz pierwszy opracowany u szczurów przez Overgaarda i wsp.1 w 1992 r., a następnie scharakteryzowane przez Zhanga i wsp. w 1997 r.2 oraz przez Dinapoli i wsp. w 2006 r.3. Chociaż zatorowy MCAO cieszy się coraz większym zainteresowaniem, wiele laboratoriów boryka się z problemami technicznymi.
W tym artykule pokazujemy standardową metodę wytwarzania zatorowego MCAO z homologicznymi skrzepami krwi u dorosłego szczura, który może rozwinąć przewidywalny zawał na terytorium MCA. Techniki przedstawione w tym artykule powinny pomóc badaczom w przezwyciężeniu problemów technicznych związanych z ustanowieniem tego modelu do badań nad udarem mózgu.

<table><tbody><tr><td>rh-tPA</td><td>Chemiczny</td><td>Genentech</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazolu</td><td>Chemiczny</td><td>Sigma</td><td>T8877</td></tr><tr><td>Parownik anestezjologiczny</td><td>Sprzęt Soma</td><td>Technology</td><td>Dräger Vapor 19.1&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Akumulatorowa mikrowiertarka o dużej prędkości</td><td>Sprzęt</td><td>Narzędzia do nauki pięknej</td><td>18000-17</td></tr><tr><td>Zakrzywione nożyczki</td><td>Sprzęt</td><td>Narzędzia do nauki pięknej</td><td>14117-14</td></tr><tr><td>Kleszcze Dumonta (Medyczne #7)</td><td>Sprzęt</td><td>Narzędzia do nauki o dużej</td> prędkości <td>11270-20</td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont (Medycyna #5)</td><td>Sprzęt</td><td>Narzędzia do nauki o nauce</td><td>11251-35</td></tr><tr><td>Nożyczki</td> <td>sprężynowe w stylu VannasSprzęt</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td></tr><tr><td>Weterynaryjna komora rekonwalescencyjna&nbsp;</td><td>Wyposażenie&nbsp;</td><td>Usługi Peco&nbsp;</td><td>V1200&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa Genie plus</td><td>Sprzęt</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td></td></tr><tr><td>Macierz mózgu szczura</td><td>Sprzęt</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>RBMA-310C</td></tr><tr><td>Suwmiarka cyfrowa&nbsp;</td><td>Sprzęt</td><td>Świat Instrumenty precyzyjne</td><td>501601</td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td></td><td>Sprzęt Świat Instrumenty precyzyjne</td><td>PZMTIII-BS-LWD</td></tr><tr><td>Strzykawka Hamilton</td><td>Sprzęt</td><td>Hamilton</td><td>model 710</td></tr><tr><td>Jednostka sterująca kocem homeotermicznym</td><td>Sprzęt Aparat</td><td></td><td></td>Harvard</tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia elektrycznego</td><td>Sprzęt</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-9931</td></tr><tr><td>Weterynaryjny unit elektrochirurgiczny</td><td>Sprzęt</td><td>Firma produkcyjna MACAN</td><td>MV-9</td></tr><tr><td>Sprzęt do przepływomierza krwi</td><td>Adinstruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/30</td><td>Sprzęt</td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie LabChart 7.2</td><td></td><td>Adinstruments</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>309659</td></tr><tr><td>Igła 23 G</td><td>Materiał eksploatacyjny</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305143</td></tr><tr><td>Igła 30 G</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>305106</td></tr><tr><td>rurki PE-50</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427517</td></tr><tr><td>Rurki PE-10</td><td>Materiały eksploatacyjne</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>427400</td></tr><tr><td>6-0 Materiał</td><td>eksploatacyjny</td> do szwów jedwabnych<td>Aparat Harvard</td><td>723287</td></tr><tr><td>5-0 Jedwabny szew</td><td>Materiał eksploatacyjny</td><td>Aparat Harvard</td><td>517607</td></tr></tbody></table>

zatorowa niedrożność tętnicy środkowej mózgu (mcao) w udarze niedokrwiennym z homologicznymi zakrzepami krwi u szczurów

Embolic Middle Cerebral Artery Occlusion (MCAO) for Ischemic Stroke with Homologous Blood Clots in Rats

Klinicznie, terapia trombolityczna z użyciem rekombinowanego tkankowego aktywatora plazminogenu (tPA) pozostaje najskuteczniejszym sposobem leczenia ostrego udaru niedokrwiennego. Stosowanie tPA jest jednak ograniczone ze względu na jego wąskie okno terapeutyczne oraz zwiększone ryzyko wystąpienia przemian krwotocznych. Istnieje pilna potrzeba opracowania odpowiednich modeli udaru mózgu w celu zbadania nowych leków trombolitycznych i strategii leczenia udaru niedokrwiennego. Obecnie u szczurów i myszy opracowano dwa główne typy modeli udaru niedokrwiennego: szew śródświetlny MCAO i MCAO zatorowy. Chociaż modele MCAO wykorzystujące technikę szwu śródświetlnego są szeroko stosowane w badaniach nad udarem mózgu opartym na mechanizmie, te modele szwów nie naśladują sytuacji klinicznej i nie nadają się do badań trombolitycznych. Wśród tych modeli, zatorowy model MCAO ściśle naśladuje udar niedokrwienny człowieka i nadaje się do badań przedklinicznych terapii trombolitycznej. Ten model zatorowy został po raz pierwszy opracowany u szczurów przez Overgaarda i wsp.1 w 1992 r., a następnie scharakteryzowane przez Zhanga i in. w 1997 r.2. Chociaż zatorowy MCAO cieszy się coraz większym zainteresowaniem, wiele laboratoriów boryka się z problemami technicznymi. Aby sprostać rosnącym potrzebom badań trombolitycznych przedstawiamy wysoce powtarzalny model zatorowego MCAO u szczura, który może rozwinąć przewidywalną objętość zawału na terytorium MCA. Krótko mówiąc, zmodyfikowana rurka PE-50 jest delikatnie przesuwana z tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA) do światła tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA), aż końcówka cewnika dotrze do początku MCA. Przez cewnik umieszcza się pojedynczy homologiczny skrzep krwi u początku MCA. Aby określić powodzenie okluzji MCA, monitorowano regionalny przepływ krwi w mózgu, mierzono deficyty neurologiczne i objętość zawału. Techniki przedstawione w tym artykule powinny pomóc badaczom w przezwyciężeniu problemów technicznych związanych z ustanowieniem tego modelu do badań nad udarem mózgu.

Do monitorowania rCBF podczas indukcji niedokrwienia mózgu wykorzystano laserową flowmetrię dopplerowską (LDF)6,7. Wiele laboratoriów, w tym nasze, wykorzystuje rCBF do identyfikacji zwierząt z udaną okluzją MCA, jednak progi wartości bazowych różniły się między laboratoriami, co wiązało się z miejscem pomiaru. Sonda LDF została umieszczona 2 mm za bregma i 5 mm bocznie względem bregma, zgodnie z wcześniejszym opisem6. rCBF monitorowano w 0, 5, 15, 30, 60, 90 i 120 min po wstrzyknięciu skrzepu. Na p...

W tym artykule demonstrujemy standardową metodę wytwarzania zatorowej niedrożności tętnicy środkowej mózgu z homologicznymi skrzepami krwi (bogatymi w fibrynę) u dorosłego szczura. Model ten ściśle naśladuje udar niedokrwienny u ludzi i nadaje się do badań przedklinicznych nad terapią trombolityczną udaru niedokrwiennego.

Zatorowa niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym z homologicznymi zakrzepami krwi u szczurów

Clinically, thrombolytic therapy with use of recombinant tissue plasminogen activator (tPA) remains the most effective treatment for acute ischemic ...

Ogólnym celem tej procedury jest opracowanie modelu udaru zatorowego u szczura. Osiąga się to poprzez pierwsze podwiązanie, tętnicę szyjną wspólną tymczasowo z węzłem poślizgowym, a tętnicę szyjną zewnętrzną tak ciasno, jak to możliwe. Następnie umieść luźny szew wokół ECA powyżej rozwidlenia.Drugim krokiem jest odizolowanie tętnicy podniebiennej i tętnicy szyjnej wewnętrznej i tymczasowe podwiązanie ich węzłami ślizgowymi. Następnie wytnij mały otwór w ECA między ciasnymi i luźnymi ligaturami. Następnie do ECA wprowadza się zmodyfikowaną rurkę P 50 zawierającą skrzep krwi.Następnie cewnik jest odwracany do ICA, a rurka jest delikatnie przesuwana, aż końcówka cewnika dotrze do początku MCA. Ostatnim krokiem jest wstrzyknięcie skrzepu krwi przez cewnik wraz z solą fizjologiczną, a następnie wyjęcie cewnika z ECA pięć minut później. Ostatecznie, 24 godziny po udarze, barwienie TTC służy do pokazania obszarów zawału w wycinkach mózgu.Główną zaletą tej techniki, naszego istniejącego modelu udaru, takiego jak model MC, jest to, że ten model udaru zatorowego ściśle naśladuje ludzki udar i zastosowanie, odpowiedni do wstępnego badania terapii SLI w udarze niedokrwiennym, wykazując, że procedura będzie awarią portu Dr.A z mojego laboratorium. Dr.Gene ma ponad 10-letnie doświadczenie w wykonywaniu modeli czerwonych obwodów. Wizualna demonstracja tej metody jest krytycznym krokiem w nazywaniu.Aby przygotować rurkę PE 50, stopniowo zmiękcz i rozciągnij rurkę PE 50 o długości 30 centymetrów nad ogniem gazowym. Wybierz punkt na rurze rozciągliwej za pomocą suwmiarki cyfrowej. Następnie pokrój go na segment o długości 25 centymetrów z końcówką o długości jednego centymetra i średnicy zewnętrznej od 0,30 do 0,34 milimetra.Następnie pobierz krew z tętnicy udowej od znieczulonego szczura za pomocą rurki PE 50 o długości 20 centymetrów. Umieść probówkę w temperaturze pokojowej na dwie godziny, aby krew zaczęła krzepnąć. Następnie trzymaj probówkę przez 22 godziny w temperaturze czterech stopni Celsjusza.Pokrój probówkę PE 50 na 50-milimetrowe segmenty i wypłucz skrzep z probówki na sterylną szalkę Petriego zawierającą zwykłą sól fizjologiczną. Przenieś skrzep o długości 50 milimetrów do rurki PE 10 o długości 60 milimetrów. Następnie podłącz każdy koniec rurki PE 10 do rurki PE 50 o długości 20 centymetrów, która jest podłączona do jednomililitrowej strzykawki zawierającej normalną sól fizjologiczną z igłą o rozmiarze 23 w celu usunięcia krwinek bez naruszania rdzenia fibryny, przenieś skrzep z jednej strzykawki do drugiej i odwrotnie nieprzerwanie przez pięć minut, Przeciąć skrzep na segment o długości 40 milimetrów i przenieść segment skrzepu do zmodyfikowanego cewnika PE 50.W tej procedurze wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne przez autoklawowanie i zdezynfekuj stół operacyjny i związany z nim sprzęt chirurgiczny 70% etanolem. Następnie znieczulij szczura izofluorem i zapewnij głębokość znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palców u tylnych łap. Nałóż niewielką ilość maści na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.Następnie umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Następnie ogol sierść w brzusznej okolicy szyi za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia, zdezynfekuj skórę i otaczające futro 70% etanolem. Włóż sondę doodbytniczą i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie około 37 stopni Celsjusza za pomocą homeotematycznej jednostki sterującej kocem.Następnie pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj dwucentymetrowe nacięcie linii środkowej na szyi. Użyj retraktorów, aby odsłonić pole operacyjne. Wyciąć CCA z otaczających nerwów bez uszkadzania nerwu błędnego i umieścić sterylny jedwabny szew z pięcioma zerami pod tętnicą.Zawiąż węzeł poślizgowy i pociągnij szew w kierunku ciała. Następnie należy rozciąć ECA i jego dwie gałęzie, OA i STA, skoagulować dwie gałęzie za pomocą weterynaryjnego urządzenia elektrochirurgicznego, a następnie umieścić dwa kawałki sterylnego sześcioma zerowego jedwabnego szwu pod ECA, oddzielić dwa jedwabne szwy umieszczone pod tętnicą, jeden kawałek w kierunku głowy, a drugi w kierunku ciała. Zawiąż ciasną ligaturę po stronie najbliżej głowy.Chwyć jedwabny szew małymi hemostatykami i pociągnij w kierunku głowy. Przygotuj luźny węzeł z drugim jedwabnym szwem do późniejszego wykorzystania. Teraz wypreparuj ICA i PPA z otaczających nerwów, nie uszkadzając nerwu błędnego.Zawiąż PPA szewem zerowym. Następnie zrób węzeł wokół ICA lub przypnij ICA za pomocą klipsa mikronaczyniowego. Następnie wytnij mały otwór w ECA między ciasnymi i luźnymi ligaturami za pomocą nożyczek sprężynowych w stylu weneckim.Włożyć zmodyfikowaną probówkę PE 50 zawierającą skrzep krwi do nacięcia i przejść do rozwidlenia CCA. Dokręć luźną ligaturę wokół światła na tyle, aby bezpiecznie zachować ruchomość rurki na stałe. Następnie odetnij ECA w miejscu małego otworu, aby uwolnić kikut.Umieścić kikut poniżej rozwidlenia ECA i ICA. Umożliwi to łatwe wsunięcie zmodyfikowanej rurki do ICA. Otwórz ICA i delikatnie przesuń rurkę ze światła ECA do ICA, aż końcówka cewnika dotrze do początku MCA.Teraz wstrzyknij skrzep przez zmodyfikowany cewnik P 50 wraz z 10 mikrolitrami soli fizjologicznej w ciągu 10 sekund za pomocą 100-mikrolitrowej strzykawki Hamiltona. Pięć minut później należy wyjąć cewnik z EO, zawiązać ETO, a następnie ponownie otworzyć ETO, zszyć nacięcie na szyi. W tej procedurze wykonaj 1,2-centymetrowe nacięcie w linii środkowej skóry głowy znieczulonego szczura, aby odsłonić kość czaszki.Następnie wywierć, otwór na wiertło o średnicy 1,5 milimetra umieszczony dwa milimetry z tyłu i pięć milimetrów z boku do bgma za pomocą kulistego zadzioru ze stali nierdzewnej o średnicy 0,7 milimetra. Umieść sondę 0.5 milimetra nad powierzchnią opony twardej. Zmierz RCBF za pomocą przepływomierza krwi o 0, 5, 15, 30, 60, 90 i 120 minutach po embolizacji po dwóch godzinach od embolizacji.Leczyć szczura TPA i stale monitorować przepływ krwi po 5, 15, 30, 45 i 60 minutach po leczeniu TPA po operacji, wstrzyknąć 2,5 mililitra roztworu soli fizjologicznej zwierzęciu podskórnie, aby zapobiec odwodnieniu i wstrzyknąć Bren w dawce 0,05 miligrama na kilogram podskórnie bezpośrednio po operacji i co sześć do 12 godzin, w razie potrzeby w celu złagodzenia bólu. Zatrzymaj znieczulenie fluorem. Umieść szczura w weterynaryjnej komorze rekonwalescencji o temperaturze 37 stopni Celsjusza i monitoruj go.Po około 10 minutach umieść zwierzę w wysterylizowanej klatce z odrobiną mokrej karmy na szalce Petriego przed powrotem klatką do pomieszczenia do sterylizacji zwierząt. Dwie godziny po embolizacji wynik neurologiczny jest oceniany za pomocą skali BESON. Szczury nie wykazujące deficytu są wykluczane z dalszych badań.Ten rysunek przedstawia pomiar RCBF za pomocą laserowego przepływomierza dopplerowskiego. Wstrzyknięcie skrzepu doprowadziło do ponad 70% zmniejszenia RCBF w stosunku do wartości wyjściowej. Leczenie TPA dwie godziny po skrzepie przez 30 minut przywrócone.RCBF bliski wartości wyjściowej. Tutaj reprezentatywne zdjęcia przedstawiające skrzepy krwi w miejscu powstania MCA i CA 24 godziny po udarze. A to są reprezentatywne obrazy wycinków mózgu poplamionych TTC.24 godziny po udarze Po opanowaniu tej techniki należy wykonać w 30 minut.

embolic-middle-cerebral-artery-occlusion-mcao-for-ischemic-stroke

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Chirurgiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u szczura jest powszechnie stosowanym modelem w badaniach nad udarem. W niniejszej pracy demonstrujemy indukcję ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez zamknięcie tętnicy środkowej mózgu. Przedstawiono również wizualizację powstałego zawału za pomocą barwienia histologicznego oraz obrazowania rezonansem magnetycznym.

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) jest najczęściej stosowanym modelem wśród eksperymentalnych modeli udaru niedokrwiennego. W niniejszym materiale szczegółowo zaprezentujemy cały model z wykorzystaniem laserowej flowmetrii dopplerowskiej oraz przedstawimy reprezentatywne wyniki.

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

Ten film przedstawia procedurę wykonywania trwałej dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu lub MCAO z tętnicą szyjną wspólną lub podwiązaniem CCA u starszych szczurów w celu modelowania udaru niedokrwiennego. Blokuje to przepływ krwi do mózgu, prowadząc do śmierci neuronów i generowania modelu do badania mechanizmów udaru i potencjalnych metod leczenia.

Wywoływanie niedokrwienia poprzez niedrożność środkowej części mózgu i tętnicy szyjnej wspólnej w modelu szczurzym

Wewnątrzświateł okluzja włókien środkowej tętnicy mózgowej jest najczęściej używanym modelem in vivo eksperymentalnego udaru mózgu u gryzoni. Wykonuje się tutaj alternatywne podejście chirurgiczne umożliwiające naprawę tętnicy szyjnej wspólnej, które umożliwia reperfuzję tętnicy szyjnej wspólnej i pełną reperfuzję do obszaru tętnicy środkowej mózgu.

Niedrożność tętnicy środkowej mózgu umożliwiająca reperfuzję poprzez wspólną naprawę tętnicy szyjnej u myszy

Tutaj prezentujemy protokół wywoływania depresji poudarowej u szczurów poprzez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej przez tętnicę szyjną wewnętrzną. Używamy testu wymuszonego pływania Porsolt i testu preferencji sacharozy, aby potwierdzić i ocenić indukowane nastroje depresyjne.

Technika niedrożności tętnicy środkowej mózgu do wywoływania depresji poudarowej u szczurów

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Celem niniejszej pracy było ustalenie reprodukowalnej metody wykonywania kraniektomii z późniejszym trwałym, selektywnym zamknięciem tętnicy mózgowej środkowej u szczurów dla zastosowania w badaniach eksperymentalnych nad deficytami ruchowymi i przestrzenną pamięcią.

Selektywne i trwałe zatorowanie środkowej tętnicy mózgowej u szczurów: eksperymentalne podejście do badania niedoborów motorycznych i przestrzennej pamięci

Poznaj metodę tworzenia modelu zatorowego udaru mózgu u szczurów z wykorzystaniem homologicznych zakrzepów krwi. Technika ta symuluje ludzki udar niedokrwienny i umożliwia badania przedkliniczne terapii trombolitycznych.

Zatorowa niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym z homologicznymi zakrzepami krwi u szczurów

Przeglądaj więcej filmów