Name: Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Poznaj cztery nieterminalne techniki pobierania krwi u świnek morskich, w tym z żyły bocznej i skokowej. Metody te umożliwiają bezpieczne, powtarzalne pobieranie próbek od 100 do 400 mikrolitrów przy zachowaniu dobrostanu zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy za umiejętną pomoc Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belindy B. Bringtoft i opiekunom zwierząt na Wydziale Medycyny Eksperymentalnej, Kampus Frederiksberg, Wydział Zdrowia i Nauk Medycznych, Uniwersytet w Kopenhadze, Dania. Jacobowi Lønholdtowi dziękujemy za doskonałą pomoc techniczną przy filmowaniu zabiegów. Badanie to było częściowo wspierane przez Centrum Farmakologii in vivo LIFEPHARM oraz Uniwersytet w Kopenhadze.

Przedstawione procedury zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Duński Inspektorat Doświadczeń na Zwierzętach przy Ministerstwie Żywności, Rolnictwa i Rybołówstwa.
1. Pobieranie próbek krwi z żyły odpiszczelowej bocznej lub stępu
<ol>
	<li>Wykonaj tę procedurę bez znieczulenia i pomocy jednego badacza, jednego zajmującego się świnką morską i jednego zbierającego próbkę.</li>
	<li>Ogol obszar stępu tylnej nogi golarką elektryczną, aż żyły będą widoczne. Upewnij się, że obszar jest wystarczająco duży, aby sierść nie przeszkadzała w miejscu nakłucia.</li>
	<li>Umieść tylną nogę w letniej kąpieli wodnej i delikatnie pocieraj nogę, dzięki czemu żyły będą bardziej rozszerzone i widoczne.</li>
	<li>Wytrzyj nogę czystym ręcznikiem i zdezynfekuj miejsce wkłucia gazą lub wacikiem zwilżonym 70% alkoholem.</li>
	<li>Unieruchomić świnkę morską i wysunąć tylną nogę w dół, wywierając delikatny nacisk bezpośrednio nad stawem kolanowym, aby zapewnić zastój.</li>
	<li>Nakłuć żyłę za pomocą igły 21 G lub lancetu. Pobieraj krew, np. za pomocą rurki zbiorczej lub kapilarnej. Delikatnie manipuluj nogą, aby wspomóc przepływ krwi.</li>
	<li>Zwolnij stazę po uzyskaniu próbki. Przyłóż kawałek gazy lub waty delikatnie docisnąć do miejsca nakłucia, aż krwawienie ustanie.</li>
	<li>Umieść zwierzę z powrotem w klatce i monitoruj przez 5-10 minut, aby zapewnić hemostazę.</li>
</ol>
2. Pobieranie próbek krwi z żyły usznej
<ol>
	<li>Wykonaj tę procedurę bez znieczulenia, samodzielnie lub najlepiej z pomocą jednego kolegi.</li>
	<li>Zdezynfekuj grzbietową powierzchnię ucha za pomocą gazy lub wacika zwilżonego 70% alkoholem.</li>
	<li>Lekko dociśnij podstawę ucha, aby zapewnić zastój.</li>
	<li>Nakłuć żyłę za pomocą igły lub lancetu 21 G i pobrać krew.</li>
	<li>Zwolnij zastój, po uzyskaniu próbki przyłóż kawałek gazy lub wacika, delikatnie uciskając miejsce nakłucia, aż krwawienie ustanie.</li>
	<li>Umieść zwierzę z powrotem w klatce i monitoruj przez 5-10 minut, aby zapewnić hemostazę.</li>
</ol>
3. Pobieranie próbek krwi z żyły szyjnej
<ol>
	<li>Przeprowadzić tę procedurę z pomocą jednego dodatkowego badacza; jednego zajmującego się świnką morską i drugiego zbierającego próbkę.</li>
	<li>Znieczulenie świnki morskiej odpowiednim środkiem znieczulającym przez cały czas trwania tego zabiegu. Można stosować mieszaninę tiletaminy (0,93 mg/kg), zolazepamu (0,93 mg/kg), ksylazyny (1,49 mg/kg) i butorfanolu (0,06 mg/kg).</li>
	<li>Połóż znieczuloną świnkę morską na grzbiecie i delikatnie cofnij doogonowo przednie kończyny.</li>
	<li>Ogolić i zdezynfekować (np. 70% alkoholem) brzuszną część szyi.</li>
	<li>Przed pobraniem próbki należy pokryć strzykawkę heparyną lub EDTA, aby zmniejszyć ryzyko wystąpienia zakrzepów.</li>
	<li>Wykonać badanie palpacyjne obojczyka i wprowadzić igłę o sile 25 G (lub 23 G) osadzoną na strzykawce o pojemności 1 ml około 1 cm w bok od linii środkowej na poziomie stawu barkowego. Trzymać strzykawkę pod lekkim kątem do góry i przyśrodkowym, wywierając lekkie podciśnienie. Unikaj uszkadzania leżących poniżej struktur, ponieważ żyła szyjna jest położona dość powierzchownie. Przechyl szyję świnki morskiej lekko do tyłu, aby zwiększyć zastój żyły.</li>
	<li>Zwolnij przednie nogi po pobraniu próbki krwi i zlikwiduj zastój przed cofnięciem igły. Użyj suchego kawałka gazy lub waty, aby delikatnie docisnąć miejsce nakłucia.</li>
	<li>Umieść zwierzę w klatce rekonwalescencji i monitoruj, aby zapewnić hemostazę i powrót do zdrowia po znieczuleniu.</li>
</ol>

<ol><li>DeOgburn, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+increased+dietary+cholesterol+with+carbohydrate+restriction+on+hepatic+lipid+metabolism+in+Guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Comp.Med%22%5BJournal%5D)">Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs.</a> Comp.Med. 62 (2), 109-115 (2012).</li>
<li>Fernandez, M., Volek, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guinea+pigs+a+suitable+animal+model+to+study+lipoprotein+metabolism%2C+atherosclerosis+and+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Nutr+Metab+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation.</a> Nutr Metab (Lond). 3 (17), (2006).</li>
<li>Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+dietary+fat+and+cholesterol+exacerbates+chronic+vitamin+C+deficiency+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nutr%22%5BJournal%5D)">High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs.</a> Br J Nutr. 105 (1), 54-61 (2011).</li>
<li>Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Saphenous+vein+puncture+for+blood+sampling+of+the+mouse%2C+rat%2C+hamster%2C+gerbil%2C+guinea+pig%2C+ferret+and+mink%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink.</a> Lab Anim. 32 (4), 364-368 (1998).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Pharmacother%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Guillen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FELASA+guidelines+and+recommendations%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">FELASA guidelines and recommendations.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (3), 311-321 (2012).</li>
<li>Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+fat+diets+and+pathology+in+the+guinea+pig+Atherosclerosis+or+liver+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage.</a> Biochim Biophys Acta. 1832 (2), 355-364 (2013).</li>
<li>Tveden-Nyborg, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+vitamin+C+deficiency+during+pregnancy+persistently+impairs+hippocampal+neurogenesis+in+offspring+of+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs.</a> PLoS One. 7 (10), 12-18391 (2012).</li>
<li>Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+maternal+vitamin+C+deficiency+overrides+preferential+fetal+ascorbate+transport+but+does+not+influence+perinatal+survival+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nutr%22%5BJournal%5D)">Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs.</a> Br J Nutr. 110 (9), 1573-1579 (2013).</li>
<li>Greulich, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Secretory+products+of+guinea+pig+epicardial+fat+induce+insulin+resistance+and+impair+primary+adult+rat+cardiomyocyte+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function.</a> J Cell Mol Med. 15 (11), 2399-2410 (2011).</li>
<li>Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epicardial+fat+from+guinea+pig+a+model+to+study+the+paracrine+network+of+interactions+between+epicardial+fat+and+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Drugs+Ther%22%5BJournal%5D)">Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium.</a> Cardiovasc Drugs Ther. 22 (2), 107-114 (2008).</li>
<li>Pilny, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+hematology+of+rodent+species%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.Clin+North+Am+Exot+Anim+Pract%22%5BJournal%5D)">Clinical hematology of rodent species.</a> Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11 (3), 523-vii (2008).</li>
<li>Franco, N. H., Olsson, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scientists+and+the+3Rs%3A+attitudes+to+animal+use+in+biomedical+research+and+the+effect+of+mandatory+training+in+laboratory+animal+science%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science.</a> Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).</li>
<li>Van, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((eAssessing+the+application+of+the+3Rs+a+survey+among+animal+welfare+officers+in+The+Netherlands%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands.</a> Lab Anim. 47 (3), 210-219 (2013).</li>
<li>Sloan, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+doses+of+ketamine-xylazine+anesthesia+reduce+cardiac+ischemia-reperfusion+injury+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 349-354 (2011).</li>
<li>Jacobson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+anaesthetic+regimen+for+surgical+procedures+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs.</a> Lab Anim. 35 (3), 271-276 (2001).</li>
<li>Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+hyperglycemia+induced+by+ketamine+xylazine+anesthesia+in+rats+mechanisms+and+implications+for+preclinical+models%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med%28Maywood%29%22%5BJournal%5D)">Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models.</a> Exp Biol Med(Maywood). 230 (10), 777-784 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez duńską ustawę o doświadczeniach na zwierzętach, która jest zgodna z konwencją Rady Europy ETS 123.

W porównaniu z myszami i szczurami, świnki morskie są z natury lękliwe i należy do nich podchodzić spokojnie i odpowiednio się z nimi obchodzić, aby zmniejszyć stres. Z punktu widzenia dobrostanu zwierząt zachowanie ostrożności jest oczywiście priorytetem; Zmniejszy to jednak również ryzyko wystąpienia skutków lękowych na zebrane dane, np. podwyższonego poziomu kortykosteroidów i glukozywe krwi 12. Podobnie, codzienne obchodzenie się ze zwierzętami przyzwyczai je do normalnych procedur i może przyczyn...

Świnka morska jest cennym i potwierdzonym eksperymentalnym modelem zwierzęcym ze względu na szereg biologicznych podobieństw do ludzi, takich jak zapotrzebowanie na dietetyczne zaopatrzenie w witaminę C, porównywalne enzymy metabolizujące lipoproteiny osocza i profile lipoprotein, a także wspólne podobieństwa z ludzkim łożyskiem i rozwojem prenatalnym1-3,7,8. To sprawia, że świnka morska jest atrakcyjnym i odpowiednim modelem do badania skutków chorób związanych z dietą, takich jak niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby, choroby sercowo-naczyniowe i domniemane skutki niedoboru witaminy C, ale także wpływ np. interwencji dietetycznej matki na rozwijające się potomstwo.
Często wymagane jest wielokrotne pobieranie próbek krwi zarówno w długo-, jak i krótkoterminowych badaniach in vivo. Ze względu na specyficzne dla gatunku różnice anatomiczne w celu uzyskania próbek krwi u świnek morskich w porównaniu z innymi modelami gryzoni4,5 konieczna jest modulacja techniki pobierania próbek. Obejmuje to różnice w przebiegu żył i tętnic, a także to, że świnki morskie nie mają ogona, a zatem mają różne wymagania i możliwości zarówno w zakresie pobierania próbek, jak i obchodzenia się z nimi. Pobieranie próbek z żyły odpiszczelowej lub stępu wywołuje minimalny dyskomfort i stres u zwierzęcia i nie wymaga znieczulenia3,9. Technika ta pozwala na wielokrotne pobieranie próbek niewielkich ilości krwi (100-400 μl), np. w celu określenia markerów biochemicznych w osoczu. Jeśli wystarczająca jest jeszcze mniejsza próbka (50-100 μl), można to dość łatwo uzyskać, przebijając żyłę uszną. Technika ta może być również stosowana u przytomnych zwierząt i jest przydatna na przykład przy pomiarze stężenia glukozy we krwi10,11. Pobranie próbki z żyły szyjnej pozwala na pobranie większych ilości krwi (1-2 ml), ale wymaga znieczulenia.
Tutaj prezentujemy cztery różne techniki pobierania próbek krwi zarówno dla świadomych, jak i znieczulonych świnek morskich. Wszystkie procedury te mają charakter nieterminalny, pod warunkiem że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych6. W interesie dobrej nauki, jak również dobrostanu zwierząt, jest ograniczenie stresu do minimum. W związku z tym tylko dobrze wyszkolony i kompetentny personel powinien wykonywać zabiegi na zwierzętach.

<table><tbody><tr><td>Golarka elektryczna</td><td>Wella (Contura), Dania</td><td>273207</td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Strzykawki&nbsp;</td><td>B.Braun-Omnifix-F, Niemcy</td><td>9161406V</td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Można stosować wielu dostawców</td></tr><tr><td>Igły</td><td>BD Microlance, Hiszpania</td><td>301156</td><td>Produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Probówka do pobierania próbek Microvette&nbsp;</td><td>Sarstedt, D-51588N&uuml; mbrecht, Niemcy</td><td>201,288,100</td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Analizator Accu-Check</td><td>Roche A/S Diagnostics, Dania</td><td></td><td>Można użyć alternatywnego produktu. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Heparyna 5000 IE/ml</td><td>LEO Pharma, Dania</td><td></td><td>Można stosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Anesthesia</td><td>Zoletil 50, Chemvet, Dania</td><td></td><td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Anestezja</td><td>Narcoxyl vet 20 mg / ml, Intervet, Dania</td><td></td><td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Znieczulenie</td><td>Torbugesic weterynarz 10 mg/ml, Scanvet, Dania</td><td></td><td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Neutralna maść</td><td></td><td></td> do oczu <td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Gaza lub wacik&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Środek dezynfekujący (70% alkoholu)</td><td></td><td></td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr></tbody></table>

techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

Non-Terminal Blood Sampling Techniques in Guinea Pigs

Świnki morskie posiadają kilka biologicznych podobieństw do ludzi i są zatwierdzonymi eksperymentalnymi modelami zwierzęcymi1-3. Wykorzystanie świnek morskich stanowi jednak obecnie stosunkowo wąski obszar badań, a dane opisowe dotyczące konkretnej metodologii są odpowiednio rzadkie. Cechy anatomiczne świnek morskich różnią się nieznacznie od innych modeli gryzoni, dlatego modulacja technik pobierania próbek w celu uwzględnienia różnic specyficznych dla gatunku, np. w porównaniu z myszami i szczurami, jest niezbędna do uzyskania wystarczającej ilości próbek o wysokiej jakości. Ponieważ zarówno długo-, jak i krótkoterminowe badania in vivo często wymagają wielokrotnego pobierania krwi, wybór techniki powinien być dobrze przemyślany w celu zmniejszenia stresu i dyskomfortu u zwierząt, ale także w celu zapewnienia przeżycia, a także zgodności z wymogami dotyczącymi wielkości i dostępności próby. Próbki krwi żylnej można pobrać w wielu miejscach u świnek morskich, np. w żyłach odpiszczelowych i szyjnych, przy czym każda technika ma zarówno zalety, jak i wady4,5. W tym miejscu przedstawiamy cztery różne techniki pobierania próbek krwi dla świnek morskich przytomnych lub znieczulonych. Wszystkie procedury te mają charakter nieterminalny, pod warunkiem że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych6. Wszystkie opisane metody zostały dokładnie przetestowane i zastosowane do wielokrotnego pobierania krwi in vivo w badaniach prowadzonych w naszej placówce badawczej.

Przedstawiono cztery różne podejścia do technik nieterminalnego pobierania krwi in vivo u świni mórzek, zarówno u zwierząt przytomnych, jak i znieczulonych. Rysunek 1 ilustruje przebieg żyły saphona bocznej i żyły grzbietowej stopowej u świni mórzek oraz możliwe miejsca nakłucia. Żyły uszne widoczne na powierzchni grzbietowej ucha świni mórzek przedstawiono na Rysunku 2. Żyły te mogą być wykorzystywane do pobierania krwi w sytuacjach, gdy wymagana jest bardzo mała objętość. Pozy...

Chociaż jest to znany model, świnka morska stanowi obecnie niszę w eksperymentalnych naukach o zwierzętach i dostępne są ograniczone dane na temat wykonywania większości procedur. Poniżej przedstawiamy cztery różne podejścia do nieterminalnych technik pobierania próbek krwi in vivo u świnek morskich przytomnych lub znieczulonych.

Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

Guinea pigs possess several biological similarities to humans and are validated experimental animal models1-3. However, the use of guinea pigs currently ...

Ogólnym celem tego filmu jest zilustrowanie metodologii czterech różnych technik pobierania próbek krwi u świnek morskich. Przedstawione procedury nie są ostateczne, chyba że objętość lub liczba próbek przekracza wytyczne dotyczące pobierania krwi. U zwierząt laboratoryjnych widzimy tutaj przyczynę żyły bocznej i żyły stępu.Żyła krzyżowa biegnie grzbietowo i bocznie nad stawem stępu. Z każdej tylnej nogi należy pobrać maksymalnie trzy próbki, a z jednej próbki można pobrać około 100 do 400 mikrolitrów krwi. Niezbędny sprzęt to golarka elektryczna, kąpiel w ciepłej wodzie, czysty ręcznik, trochę waty, środek dezynfekujący, taki jak 70% alkohol, sterylne igły, 21 wąwozów lub mniejsze tubki do zbierania.A jeśli celem jest pomiar stężenia glukozy we krwi i próbnik AccuCheck, pobieranie próbek krwi z żyły głowowowej lub stępu można wykonać u świnek morskich bez znieczulenia. Świnka morska jest krępowana przez przeszkolonego asystenta i należy zastosować technikę septyczną. Włosy pokrywające obszar stępu są golone golarką elektryczną, a tylna noga jest myta i ogrzewana w letniej kąpieli wodnej.Oprócz oczyszczenia nogi sprawia to, że żyły rozszerzają się i stają się bardziej widoczne. Tyl

non-terminal-blood-sampling-techniques-in-guinea-pigs

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Pobieranie krwi jest niezbędne w wielu badaniach, na przykład w celu analizy profilu farmakokinetycznego związku. W niniejszym materiale demonstrujemy, jak pobierać krew od szczurów, stosując dwie techniki: pobranie krwi z żyły saphrenous lub poprzez punkcję serca.

Pobieranie krwi u szczurów z żyły saphenous oraz poprzez punkcję serca

Próbki krwi są przydatne do oceny biomarkerów stanów fizjologicznych lub chorób in vivo. Tutaj opisujemy metodologię pobierania krwi z bocznej żyły ogonowej u szczura. Ta metoda zapewnia szybkie pobieranie próbek przy minimalnym bólu i inwazyjności.

Pobieranie próbek krwi z bocznej żyły ogonowej szczura

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej szczura.

Nakłucie żyły podobojczykowej jako alternatywna metoda pobierania próbki krwi u szczurów

Rozwój testu interferon-gamma ELISpot dla PBMC świnek morskich pozwala na scharakteryzowanie odpowiedzi limfocytów T w tym bardzo istotnym modelu do badania chorób zakaźnych. Zastosowaliśmy test do pomiaru odpowiedzi limfocytów T związanych z śródskórnym dostarczaniem szczepionek DNA.

Zoptymalizowany test ELISpot interferonu gamma do pomiaru odpowiedzi limfocytów T w modelu świnki morskiej po szczepieniu

Artykuł ten demonstruje podejście zewnątrztwardówkowe polegające na zniszczeniu endolymfatycznego worka świnki morskiej i uszkodzeniu przewodu endolimfatycznego drobnym wykończkiem, aby wywołać eksperymentalne hydropsy endolimfatyczne.

Zrewidowane podejście chirurgiczne indukujące hydrops endolymfatyczny u świnki morskiej

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest idealnym markerem do oceny funkcji nerek. Jednak standardowa metoda pomiaru polegająca na wstrzykiwaniu inuliny z seryjną analizą krwi i moczu jest niepraktyczna. W artykule przedstawiono praktyczną metodę transdermalnego pomiaru GFR u prosiąt.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u prosiąt wentylowanych mechanicznie

Tutaj prezentujemy protokół oferujący szybkie, łatwe i niezawodne alternatywy pobierania krwi dla modelu szczurzego. Opisujemy trzy różne metody pobierania krwi w zależności od kontekstu: nakłucie żyły ogonowej w znieczuleniu lub na przytomnym zwierzęciu oraz nakłucie żyły grzbietowej prącia w znieczuleniu.

Zmodyfikowane nakłucie żyły ogonowej i żyły prącia do pobierania krwi w modelu szczurzym

Niniejszy film dokumentuje metody pobierania próbek przybrzeżnych wód morskich oraz ich przetwarzania na potrzeby różnych zastosowań analitycznych, w tym zagęszczania biomasy, oczyszczania kwasów nukleinowych, oznaczania liczby komórek oraz analizy składników odżywczych i gazów śladowych.

Pobieranie i gromadzenie próbek wody morskiej

Niniejszy protokół ilustruje, w jaki sposób barwniki napięciowo-wrażliwe umożliwiają optyczną rejestrację aktywności elektrycznej z nienaruszonych sieci neuronalnych, takich jak sploty jelitowego układu nerwowego świnki morskiej, z regulowaną rozdzielczością obejmującą zakres od pojedynczych komórek po obwody wieloganglionarne.

Optyczny zapis aktywności elektrycznej w sieciach jelitowych świnki morskiej z użyciem barwników napięcioczułych

Oceniono sygnały [Ca2+]i wywołane bodźcem w pojedynczych ludzkich plemnikach. Ruchome komórki obciążono fluorescencyjnym barwnikiem wrażliwym na Ca2+ (metodą estru AM) i unieruchomiono w komorze przepływowej. Obrazowanie komórek przeprowadzono za pomocą fluorescencyjnej mikroskopii poklatkowej, a stymulację wykonano poprzez medium perfuzyjne. Odpowiedzi pojedynczych komórek (lub obszarów) przeanalizowano offline przy użyciu programu Excel.

Techniki obrazowania sygnalizacji Ca2+ w ludzkich plemnikach

Poznaj cztery nieterminalne techniki pobierania krwi u świnek morskich, w tym z żyły bocznej i skokowej. Metody te umożliwiają bezpieczne, powtarzalne pobieranie próbek od 100 do 400 mikrolitrów przy zachowaniu dobrostanu zwierząt.

Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

Przeglądaj więcej filmów