Name: Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Poznaj cztery nieterminalne techniki pobierania krwi u świnek morskich, w tym z żyły bocznej i skokowej. Metody te umożliwiają bezpieczne, powtarzalne pobieranie próbek od 100 do 400 mikrolitrów przy zachowaniu dobrostanu zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy za umiejętną pomoc Annie B. Kristensen, Elisabeth V. Andersen, Belindy B. Bringtoft i opiekunom zwierząt na Wydziale Medycyny Eksperymentalnej, Kampus Frederiksberg, Wydział Zdrowia i Nauk Medycznych, Uniwersytet w Kopenhadze, Dania. Jacobowi Lønholdtowi dziękujemy za doskonałą pomoc techniczną przy filmowaniu zabiegów. Badanie to było częściowo wspierane przez Centrum Farmakologii in vivo LIFEPHARM oraz Uniwersytet w Kopenhadze.

Przedstawione procedury zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Duński Inspektorat Doświadczeń na Zwierzętach przy Ministerstwie Żywności, Rolnictwa i Rybołówstwa.
1. Pobieranie próbek krwi z żyły odpiszczelowej bocznej lub stępu
<ol>
	<li>Wykonaj tę procedurę bez znieczulenia i pomocy jednego badacza, jednego zajmującego się świnką morską i jednego zbierającego próbkę.</li>
	<li>Ogol obszar stępu tylnej nogi golarką elektryczną, aż żyły będą widoczne. Upewnij się, że obszar jest wystarczająco duży, aby sierść nie przeszkadzała w miejscu nakłucia.</li>
	<li>Umieść tylną nogę w letniej kąpieli wodnej i delikatnie pocieraj nogę, dzięki czemu żyły będą bardziej rozszerzone i widoczne.</li>
	<li>Wytrzyj nogę czystym ręcznikiem i zdezynfekuj miejsce wkłucia gazą lub wacikiem zwilżonym 70% alkoholem.</li>
	<li>Unieruchomić świnkę morską i wysunąć tylną nogę w dół, wywierając delikatny nacisk bezpośrednio nad stawem kolanowym, aby zapewnić zastój.</li>
	<li>Nakłuć żyłę za pomocą igły 21 G lub lancetu. Pobieraj krew, np. za pomocą rurki zbiorczej lub kapilarnej. Delikatnie manipuluj nogą, aby wspomóc przepływ krwi.</li>
	<li>Zwolnij stazę po uzyskaniu próbki. Przyłóż kawałek gazy lub waty delikatnie docisnąć do miejsca nakłucia, aż krwawienie ustanie.</li>
	<li>Umieść zwierzę z powrotem w klatce i monitoruj przez 5-10 minut, aby zapewnić hemostazę.</li>
</ol>
2. Pobieranie próbek krwi z żyły usznej
<ol>
	<li>Wykonaj tę procedurę bez znieczulenia, samodzielnie lub najlepiej z pomocą jednego kolegi.</li>
	<li>Zdezynfekuj grzbietową powierzchnię ucha za pomocą gazy lub wacika zwilżonego 70% alkoholem.</li>
	<li>Lekko dociśnij podstawę ucha, aby zapewnić zastój.</li>
	<li>Nakłuć żyłę za pomocą igły lub lancetu 21 G i pobrać krew.</li>
	<li>Zwolnij zastój, po uzyskaniu próbki przyłóż kawałek gazy lub wacika, delikatnie uciskając miejsce nakłucia, aż krwawienie ustanie.</li>
	<li>Umieść zwierzę z powrotem w klatce i monitoruj przez 5-10 minut, aby zapewnić hemostazę.</li>
</ol>
3. Pobieranie próbek krwi z żyły szyjnej
<ol>
	<li>Przeprowadzić tę procedurę z pomocą jednego dodatkowego badacza; jednego zajmującego się świnką morską i drugiego zbierającego próbkę.</li>
	<li>Znieczulenie świnki morskiej odpowiednim środkiem znieczulającym przez cały czas trwania tego zabiegu. Można stosować mieszaninę tiletaminy (0,93 mg/kg), zolazepamu (0,93 mg/kg), ksylazyny (1,49 mg/kg) i butorfanolu (0,06 mg/kg).</li>
	<li>Połóż znieczuloną świnkę morską na grzbiecie i delikatnie cofnij doogonowo przednie kończyny.</li>
	<li>Ogolić i zdezynfekować (np. 70% alkoholem) brzuszną część szyi.</li>
	<li>Przed pobraniem próbki należy pokryć strzykawkę heparyną lub EDTA, aby zmniejszyć ryzyko wystąpienia zakrzepów.</li>
	<li>Wykonać badanie palpacyjne obojczyka i wprowadzić igłę o sile 25 G (lub 23 G) osadzoną na strzykawce o pojemności 1 ml około 1 cm w bok od linii środkowej na poziomie stawu barkowego. Trzymać strzykawkę pod lekkim kątem do góry i przyśrodkowym, wywierając lekkie podciśnienie. Unikaj uszkadzania leżących poniżej struktur, ponieważ żyła szyjna jest położona dość powierzchownie. Przechyl szyję świnki morskiej lekko do tyłu, aby zwiększyć zastój żyły.</li>
	<li>Zwolnij przednie nogi po pobraniu próbki krwi i zlikwiduj zastój przed cofnięciem igły. Użyj suchego kawałka gazy lub waty, aby delikatnie docisnąć miejsce nakłucia.</li>
	<li>Umieść zwierzę w klatce rekonwalescencji i monitoruj, aby zapewnić hemostazę i powrót do zdrowia po znieczuleniu.</li>
</ol>

<ol><li>DeOgburn, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+increased+dietary+cholesterol+with+carbohydrate+restriction+on+hepatic+lipid+metabolism+in+Guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Comp.Med%22%5BJournal%5D)">Effects of increased dietary cholesterol with carbohydrate restriction on hepatic lipid metabolism in Guinea pigs.</a> Comp.Med. 62 (2), 109-115 (2012).</li>
<li>Fernandez, M., Volek, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guinea+pigs+a+suitable+animal+model+to+study+lipoprotein+metabolism%2C+atherosclerosis+and+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Nutr+Metab+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Guinea pigs a suitable animal model to study lipoprotein metabolism, atherosclerosis and inflammation.</a> Nutr Metab (Lond). 3 (17), (2006).</li>
<li>Frikke-Schmidt, H., Tveden-Nyborg, P., Birck, M. M., Lykkesfeldt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+dietary+fat+and+cholesterol+exacerbates+chronic+vitamin+C+deficiency+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nutr%22%5BJournal%5D)">High dietary fat and cholesterol exacerbates chronic vitamin C deficiency in guinea pigs.</a> Br J Nutr. 105 (1), 54-61 (2011).</li>
<li>Hem, A., Smith, A. J., Solberg, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Saphenous+vein+puncture+for+blood+sampling+of+the+mouse%2C+rat%2C+hamster%2C+gerbil%2C+guinea+pig%2C+ferret+and+mink%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Saphenous vein puncture for blood sampling of the mouse, rat, hamster, gerbil, guinea pig, ferret and mink.</a> Lab Anim. 32 (4), 364-368 (1998).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Pharmacother%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Guillen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FELASA+guidelines+and+recommendations%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">FELASA guidelines and recommendations.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (3), 311-321 (2012).</li>
<li>Ye, P., Cheah, I. K., Halliwell, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+fat+diets+and+pathology+in+the+guinea+pig+Atherosclerosis+or+liver+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">High fat diets and pathology in the guinea pig Atherosclerosis or liver damage.</a> Biochim Biophys Acta. 1832 (2), 355-364 (2013).</li>
<li>Tveden-Nyborg, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+vitamin+C+deficiency+during+pregnancy+persistently+impairs+hippocampal+neurogenesis+in+offspring+of+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Maternal vitamin C deficiency during pregnancy persistently impairs hippocampal neurogenesis in offspring of guinea pigs.</a> PLoS One. 7 (10), 12-18391 (2012).</li>
<li>Schjoldager, J. G., Tveden-Nyborg, P., Lykkesfeldt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+maternal+vitamin+C+deficiency+overrides+preferential+fetal+ascorbate+transport+but+does+not+influence+perinatal+survival+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nutr%22%5BJournal%5D)">Prolonged maternal vitamin C deficiency overrides preferential fetal ascorbate transport but does not influence perinatal survival in guinea pigs.</a> Br J Nutr. 110 (9), 1573-1579 (2013).</li>
<li>Greulich, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Secretory+products+of+guinea+pig+epicardial+fat+induce+insulin+resistance+and+impair+primary+adult+rat+cardiomyocyte+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Secretory products of guinea pig epicardial fat induce insulin resistance and impair primary adult rat cardiomyocyte function.</a> J Cell Mol Med. 15 (11), 2399-2410 (2011).</li>
<li>Swifka, J., Weiss, J., Addicks, K., Eckel, J., Rosen, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epicardial+fat+from+guinea+pig+a+model+to+study+the+paracrine+network+of+interactions+between+epicardial+fat+and+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Drugs+Ther%22%5BJournal%5D)">Epicardial fat from guinea pig a model to study the paracrine network of interactions between epicardial fat and myocardium.</a> Cardiovasc Drugs Ther. 22 (2), 107-114 (2008).</li>
<li>Pilny, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+hematology+of+rodent+species%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.Clin+North+Am+Exot+Anim+Pract%22%5BJournal%5D)">Clinical hematology of rodent species.</a> Vet.Clin North Am Exot Anim Pract. 11 (3), 523-vii (2008).</li>
<li>Franco, N. H., Olsson, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scientists+and+the+3Rs%3A+attitudes+to+animal+use+in+biomedical+research+and+the+effect+of+mandatory+training+in+laboratory+animal+science%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Scientists and the 3Rs: attitudes to animal use in biomedical research and the effect of mandatory training in laboratory animal science.</a> Lab Anim. 48 (1), 50-60 (2014).</li>
<li>Van, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((eAssessing+the+application+of+the+3Rs+a+survey+among+animal+welfare+officers+in+The+Netherlands%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">eAssessing the application of the 3Rs a survey among animal welfare officers in The Netherlands.</a> Lab Anim. 47 (3), 210-219 (2013).</li>
<li>Sloan, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+doses+of+ketamine-xylazine+anesthesia+reduce+cardiac+ischemia-reperfusion+injury+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">High doses of ketamine-xylazine anesthesia reduce cardiac ischemia-reperfusion injury in guinea pigs.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (3), 349-354 (2011).</li>
<li>Jacobson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+anaesthetic+regimen+for+surgical+procedures+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A novel anaesthetic regimen for surgical procedures in guinea pigs.</a> Lab Anim. 35 (3), 271-276 (2001).</li>
<li>Saha, J. K., Xia, J., Grondin, J. M., Engle, S. K., Jakubowski, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+hyperglycemia+induced+by+ketamine+xylazine+anesthesia+in+rats+mechanisms+and+implications+for+preclinical+models%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med%28Maywood%29%22%5BJournal%5D)">Acute hyperglycemia induced by ketamine xylazine anesthesia in rats mechanisms and implications for preclinical models.</a> Exp Biol Med(Maywood). 230 (10), 777-784 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez duńską ustawę o doświadczeniach na zwierzętach, która jest zgodna z konwencją Rady Europy ETS 123.

W porównaniu z myszami i szczurami, świnki morskie są z natury lękliwe i należy do nich podchodzić spokojnie i odpowiednio się z nimi obchodzić, aby zmniejszyć stres. Z punktu widzenia dobrostanu zwierząt zachowanie ostrożności jest oczywiście priorytetem; Zmniejszy to jednak również ryzyko wystąpienia skutków lękowych na zebrane dane, np. podwyższonego poziomu kortykosteroidów i glukozywe krwi 12. Podobnie, codzienne obchodzenie się ze zwierzętami przyzwyczai je do normalnych procedur i może przyczyn...

Świnka morska jest cennym i potwierdzonym eksperymentalnym modelem zwierzęcym ze względu na szereg biologicznych podobieństw do ludzi, takich jak zapotrzebowanie na dietetyczne zaopatrzenie w witaminę C, porównywalne enzymy metabolizujące lipoproteiny osocza i profile lipoprotein, a także wspólne podobieństwa z ludzkim łożyskiem i rozwojem prenatalnym1-3,7,8. To sprawia, że świnka morska jest atrakcyjnym i odpowiednim modelem do badania skutków chorób związanych z dietą, takich jak niealkoholowa stłuszczeniowa choroba wątroby, choroby sercowo-naczyniowe i domniemane skutki niedoboru witaminy C, ale także wpływ np. interwencji dietetycznej matki na rozwijające się potomstwo.
Często wymagane jest wielokrotne pobieranie próbek krwi zarówno w długo-, jak i krótkoterminowych badaniach in vivo. Ze względu na specyficzne dla gatunku różnice anatomiczne w celu uzyskania próbek krwi u świnek morskich w porównaniu z innymi modelami gryzoni4,5 konieczna jest modulacja techniki pobierania próbek. Obejmuje to różnice w przebiegu żył i tętnic, a także to, że świnki morskie nie mają ogona, a zatem mają różne wymagania i możliwości zarówno w zakresie pobierania próbek, jak i obchodzenia się z nimi. Pobieranie próbek z żyły odpiszczelowej lub stępu wywołuje minimalny dyskomfort i stres u zwierzęcia i nie wymaga znieczulenia3,9. Technika ta pozwala na wielokrotne pobieranie próbek niewielkich ilości krwi (100-400 μl), np. w celu określenia markerów biochemicznych w osoczu. Jeśli wystarczająca jest jeszcze mniejsza próbka (50-100 μl), można to dość łatwo uzyskać, przebijając żyłę uszną. Technika ta może być również stosowana u przytomnych zwierząt i jest przydatna na przykład przy pomiarze stężenia glukozy we krwi10,11. Pobranie próbki z żyły szyjnej pozwala na pobranie większych ilości krwi (1-2 ml), ale wymaga znieczulenia.
Tutaj prezentujemy cztery różne techniki pobierania próbek krwi zarówno dla świadomych, jak i znieczulonych świnek morskich. Wszystkie procedury te mają charakter nieterminalny, pod warunkiem że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych6. W interesie dobrej nauki, jak również dobrostanu zwierząt, jest ograniczenie stresu do minimum. W związku z tym tylko dobrze wyszkolony i kompetentny personel powinien wykonywać zabiegi na zwierzętach.

<table><tbody><tr><td>Golarka elektryczna</td><td>Wella (Contura), Dania</td><td>273207</td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Strzykawki&nbsp;</td><td>B.Braun-Omnifix-F, Niemcy</td><td>9161406V</td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Można stosować wielu dostawców</td></tr><tr><td>Igły</td><td>BD Microlance, Hiszpania</td><td>301156</td><td>Produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Probówka do pobierania próbek Microvette&nbsp;</td><td>Sarstedt, D-51588N&uuml; mbrecht, Niemcy</td><td>201,288,100</td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Analizator Accu-Check</td><td>Roche A/S Diagnostics, Dania</td><td></td><td>Można użyć alternatywnego produktu. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Heparyna 5000 IE/ml</td><td>LEO Pharma, Dania</td><td></td><td>Można stosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Anesthesia</td><td>Zoletil 50, Chemvet, Dania</td><td></td><td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Anestezja</td><td>Narcoxyl vet 20 mg / ml, Intervet, Dania</td><td></td><td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Znieczulenie</td><td>Torbugesic weterynarz 10 mg/ml, Scanvet, Dania</td><td></td><td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Neutralna maść</td><td></td><td></td> do oczu <td>Można zastosować produkt alternatywny. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Gaza lub wacik&nbsp;</td><td></td><td></td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr><tr><td>Środek dezynfekujący (70% alkoholu)</td><td></td><td></td><td>Można użyć produktu alternatywnego. Wielu dostawców</td></tr></tbody></table>

techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

Non-Terminal Blood Sampling Techniques in Guinea Pigs

Świnki morskie posiadają kilka biologicznych podobieństw do ludzi i są zatwierdzonymi eksperymentalnymi modelami zwierzęcymi1-3. Wykorzystanie świnek morskich stanowi jednak obecnie stosunkowo wąski obszar badań, a dane opisowe dotyczące konkretnej metodologii są odpowiednio rzadkie. Cechy anatomiczne świnek morskich różnią się nieznacznie od innych modeli gryzoni, dlatego modulacja technik pobierania próbek w celu uwzględnienia różnic specyficznych dla gatunku, np. w porównaniu z myszami i szczurami, jest niezbędna do uzyskania wystarczającej ilości próbek o wysokiej jakości. Ponieważ zarówno długo-, jak i krótkoterminowe badania in vivo często wymagają wielokrotnego pobierania krwi, wybór techniki powinien być dobrze przemyślany w celu zmniejszenia stresu i dyskomfortu u zwierząt, ale także w celu zapewnienia przeżycia, a także zgodności z wymogami dotyczącymi wielkości i dostępności próby. Próbki krwi żylnej można pobrać w wielu miejscach u świnek morskich, np. w żyłach odpiszczelowych i szyjnych, przy czym każda technika ma zarówno zalety, jak i wady4,5. W tym miejscu przedstawiamy cztery różne techniki pobierania próbek krwi dla świnek morskich przytomnych lub znieczulonych. Wszystkie procedury te mają charakter nieterminalny, pod warunkiem że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych6. Wszystkie opisane metody zostały dokładnie przetestowane i zastosowane do wielokrotnego pobierania krwi in vivo w badaniach prowadzonych w naszej placówce badawczej.

Przedstawiono cztery różne podejścia do technik nieterminalnego pobierania krwi in vivo u świni mórzek, zarówno u zwierząt przytomnych, jak i znieczulonych. Rysunek 1 ilustruje przebieg żyły saphona bocznej i żyły grzbietowej stopowej u świni mórzek oraz możliwe miejsca nakłucia. Żyły uszne widoczne na powierzchni grzbietowej ucha świni mórzek przedstawiono na Rysunku 2. Żyły te mogą być wykorzystywane do pobierania krwi w sytuacjach, gdy wymagana jest bardzo mała objętość. Pozy...

Chociaż jest to znany model, świnka morska stanowi obecnie niszę w eksperymentalnych naukach o zwierzętach i dostępne są ograniczone dane na temat wykonywania większości procedur. Poniżej przedstawiamy cztery różne podejścia do nieterminalnych technik pobierania próbek krwi in vivo u świnek morskich przytomnych lub znieczulonych.

Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

Guinea pigs possess several biological similarities to humans and are validated experimental animal models1-3. However, the use of guinea pigs currently ...

Ogólnym celem tego filmu jest zilustrowanie metodologii czterech różnych technik pobierania próbek krwi u świnek morskich. Przedstawione procedury nie są ostateczne, chyba że objętość lub liczba próbek przekracza wytyczne dotyczące pobierania krwi. U zwierząt laboratoryjnych widzimy tutaj przyczynę żyły bocznej i żyły stępu.Żyła krzyżowa biegnie grzbietowo i bocznie nad stawem stępu. Z każdej tylnej nogi należy pobrać maksymalnie trzy próbki, a z jednej próbki można pobrać około 100 do 400 mikrolitrów krwi. Niezbędny sprzęt to golarka elektryczna, kąpiel w ciepłej wodzie, czysty ręcznik, trochę waty, środek dezynfekujący, taki jak 70% alkohol, sterylne igły, 21 wąwozów lub mniejsze tubki do zbierania.A jeśli celem jest pomiar stężenia glukozy we krwi i próbnik AccuCheck, pobieranie próbek krwi z żyły głowowowej lub stępu można wykonać u świnek morskich bez znieczulenia. Świnka morska jest krępowana przez przeszkolonego asystenta i należy zastosować technikę septyczną. Włosy pokrywające obszar stępu są golone golarką elektryczną, a tylna noga jest myta i ogrzewana w letniej kąpieli wodnej.Oprócz oczyszczenia nogi sprawia to, że żyły rozszerzają się i stają się bardziej widoczne. Tylna noga jest wyprostowana, a zastój osiąga się poprzez delikatne uciskanie w dół tuż nad kolanem, dzięki czemu żyła staje się widoczna bezpośrednio przed pobraniem próbki. Ogolony obszar przeciera się środkiem dezynfekującym.Żyłę nakłuwa się igłą lub lancetem, a krew można pobrać do rurki kapilarnej lub mikrotowej. Po pobraniu krwi zastój jest łagodzony i delikatnie uciskany kawałkiem waty Aby ułatwić hemostazę, można tutaj zobaczyć powierzchowne tętnice i żyły na grzbietowej powierzchni ucha świnki morskiej. Naczynia te mogą być używane do pobierania krwi, gdy wymagana jest tylko bardzo mała objętość.Jednym z przykładów mogą być pomiary stężenia glukozy we krwi. Świnka morska jest delikatnie krępowana, pozostawiając ucho dostępne. Miejsce nakłucia musi być przygotowane septycznie przed pobraniem próbki, ale golenie nie jest konieczne.Można lekko uciskać u podstawy ucha, aby żyły były bardziej widoczne. Żyłę nakłuwa się igłą lub lancetem, a krew zbiera się w rurce kapilarnej lub natychmiast analizuje pod kątem poziomu glukozy we krwi za pomocą systemu próbek AccuCheck. Po pobraniu krwi należy delikatnie uciskać miejsce nakłucia, aby ułatwić hemostazę.To zdjęcie ilustruje pozycję świnki morskiej do pobierania krwi szyjnej i przyczynę żyły szyjnej. Zabieg wykonywany jest wyłącznie na znieczulonym zwierzęciu. Niezbędny sprzęt to leki do znieczulenia i golarka elektryczna wata, środek dezynfekujący, taki jak stetoskop 70% alkoholu, neutralna maść do oczu, strzykawki o pojemności jednego mililitra, sterylne igły, zwykle 23 lub 25.Gorge Heparyna i EDTA mogą być używane do przepłukiwania strzykawek przed pobraniem próbki, aby zapobiec krzepnięciu. Istnieje wiele protokołów znieczulenia dla świnek morskich. W tym przypadku zwierzęta są znieczulane zrównoważoną narkozą mieszaniną solit tile sine i butif wstrzykiwane podskórnie w szyję.Mieszaninę tę można rozcieńczyć solą fizjologiczną, aby dozowanie było dokładniejsze. Po wstrzyknięciu świnka morska powinna zostać ponownie umieszczona w klatce i pozostawiona w spokoju. Efekt otoczenia jest zwykle widoczny po około 10 minutach i utrzymuje się przez 30 do 40 minut przed pobraniem próbki.Głębokość znieczulenia ocenia się poprzez sprawdzenie odruchów i podaje się neutralną maść do oczu w celu ochrony oczu. Do żyły szyjnej zbliża się świnka morska umieszczona na grzbiecie, a przednie nogi cofają się co kwartał. Obszar jest golony i przygotowywany aseptycznie, obojczyk jest wyczuwalny, a igła 23 wąwozów zamontowana na jednomililitrowej strzykawce jest wprowadzana około jednego centymetra w bok do linii środkowej, tylko czaszka grzbietowo do obojczyka.Strzykawkę należy trzymać pod lekkim kątem do góry i przyśrodkowym. Gdy tylko skóra zostanie wniknięta, na strzykawkę wywierane jest lekkie podciśnienie, ponieważ szyja jest położona dość powierzchownie, a głębokość wprowadzenia wynosi około trzech do czterech milimetrów. Po pobraniu próbki zwolnij napięcie przednich nóg i delikatnie dociśnij stronę nakłucia.Zwierzę może następnie zostać zwrócone do klatki rekonwalescencji, ale musi być monitorowane, aby zapewnić hemostazę i powrót do zdrowia po znieczuleniu. Kiedy świnka morska jest w pełni wyleczona ze znieczulenia, może powrócić do swojego kojca. Cechy anatomiczne świnki morskiej nieznacznie różnią się od cech anatomicznych innych modeli gryzoni, a modulacja technik pobierania próbek jest konieczna w celu uwzględnienia różnic specyficznych dla danego gatunku i uzyskania wystarczającej jakości próbek w jak najkrótszym czasie.Zarówno długo-, jak i krótkoterminowo. Badania in vivo często wymagają wielokrotnego pobierania próbek krwi. Wybór techniki powinien być starannie przemyślany w celu zmniejszenia stresu i dyskomfortu oraz zapewnienia przetrwania, a także zgodności z wymogami dotyczącymi wielkości próbki i dostępności.Wszystkie opisane metody zostały dokładnie przetestowane i z powodzeniem stosowane do wielokrotnego pobierania próbek krwi in vivo. W badaniach prowadzonych w naszej placówce badawczej świnka morska stanowi niszę w eksperymentalnych naukach o zwierzętach, ale dostępne są ograniczone dane dotyczące wykonywania podstawowych procedur. W tym artykule wideo przedstawiliśmy cztery różne podejścia do nieterminalnego pobierania próbek krwi in vivo u zwierząt przytomnych lub znieczulonych, pod warunkiem, że objętość i liczba próbek nie przekraczają wytycznych dotyczących pobierania krwi u zwierząt laboratoryjnych.Procedury te są zalecane do stosowania u świnek morskich, gdy wymagane jest wielokrotne pobieranie krwi. W protokole badania.

non-terminal-blood-sampling-techniques-in-guinea-pigs

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Pobieranie krwi jest niezbędne w wielu badaniach, na przykład w celu analizy profilu farmakokinetycznego związku. W niniejszym materiale demonstrujemy, jak pobierać krew od szczurów, stosując dwie techniki: pobranie krwi z żyły saphrenous lub poprzez punkcję serca.

Pobieranie krwi u szczurów z żyły saphenous oraz poprzez punkcję serca

Próbki krwi są przydatne do oceny biomarkerów stanów fizjologicznych lub chorób in vivo. Tutaj opisujemy metodologię pobierania krwi z bocznej żyły ogonowej u szczura. Ta metoda zapewnia szybkie pobieranie próbek przy minimalnym bólu i inwazyjności.

Pobieranie próbek krwi z bocznej żyły ogonowej szczura

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej szczura.

Nakłucie żyły podobojczykowej jako alternatywna metoda pobierania próbki krwi u szczurów

Rozwój testu interferon-gamma ELISpot dla PBMC świnek morskich pozwala na scharakteryzowanie odpowiedzi limfocytów T w tym bardzo istotnym modelu do badania chorób zakaźnych. Zastosowaliśmy test do pomiaru odpowiedzi limfocytów T związanych z śródskórnym dostarczaniem szczepionek DNA.

Zoptymalizowany test ELISpot interferonu gamma do pomiaru odpowiedzi limfocytów T w modelu świnki morskiej po szczepieniu

Artykuł ten demonstruje podejście zewnątrztwardówkowe polegające na zniszczeniu endolymfatycznego worka świnki morskiej i uszkodzeniu przewodu endolimfatycznego drobnym wykończkiem, aby wywołać eksperymentalne hydropsy endolimfatyczne.

Zrewidowane podejście chirurgiczne indukujące hydrops endolymfatyczny u świnki morskiej

Współczynnik filtracji kłębuszkowej (GFR) jest idealnym markerem do oceny funkcji nerek. Jednak standardowa metoda pomiaru polegająca na wstrzykiwaniu inuliny z seryjną analizą krwi i moczu jest niepraktyczna. W artykule przedstawiono praktyczną metodę transdermalnego pomiaru GFR u prosiąt.

Transdermalny pomiar szybkości filtracji kłębuszkowej u prosiąt wentylowanych mechanicznie

Tutaj prezentujemy protokół oferujący szybkie, łatwe i niezawodne alternatywy pobierania krwi dla modelu szczurzego. Opisujemy trzy różne metody pobierania krwi w zależności od kontekstu: nakłucie żyły ogonowej w znieczuleniu lub na przytomnym zwierzęciu oraz nakłucie żyły grzbietowej prącia w znieczuleniu.

Zmodyfikowane nakłucie żyły ogonowej i żyły prącia do pobierania krwi w modelu szczurzym

Niniejszy film dokumentuje metody pobierania próbek przybrzeżnych wód morskich oraz ich przetwarzania na potrzeby różnych zastosowań analitycznych, w tym zagęszczania biomasy, oczyszczania kwasów nukleinowych, oznaczania liczby komórek oraz analizy składników odżywczych i gazów śladowych.

Pobieranie i gromadzenie próbek wody morskiej

Niniejszy protokół ilustruje, w jaki sposób barwniki napięciowo-wrażliwe umożliwiają optyczną rejestrację aktywności elektrycznej z nienaruszonych sieci neuronalnych, takich jak sploty jelitowego układu nerwowego świnki morskiej, z regulowaną rozdzielczością obejmującą zakres od pojedynczych komórek po obwody wieloganglionarne.

Optyczny zapis aktywności elektrycznej w sieciach jelitowych świnki morskiej z użyciem barwników napięcioczułych

Prąd jonowy kanałów BK rejestruje się przy użyciu technik patch clamp. Kanały BK są eksprymowane w oocytach Xenopus poprzez wstrzykiwanie mRNA. Roztwór wewnątrzkomórkowy podczas pomiarów patch clamp jest kontrolowany przez system perfuzyjny.

Techniki patch clamp i perfuzji do badania kanałów jonowych ekspresowanych w oocytach Xenopus

Poznaj cztery nieterminalne techniki pobierania krwi u świnek morskich, w tym z żyły bocznej i skokowej. Metody te umożliwiają bezpieczne, powtarzalne pobieranie próbek od 100 do 400 mikrolitrów przy zachowaniu dobrostanu zwierząt.

Techniki nieterminalnego pobierania próbek krwi u świnek morskich

Przeglądaj więcej filmów