Plastry lub skrawki tkanki mózgowej są bogatym materiałem do badania struktury i funkcji mózgu. Jednak nieleczony mózg jest wizualnie jednolitą tkanką, jak czyste płótno. Barwienie to sposób na "malowanie" mózgu w celu wyraźnej wizualizacji komórkowych, strukturalnych i molekularnych składników narządu. Podczas gdy większość barwień ma wspólne metody histologiczne, każde podejście ma unikalny cel morfologiczny. Ten film przedstawi zarys ogólnych zasad histologii mózgu, zademonstruje kilka popularnych technik barwienia i dokona przeglądu kilku zastosowań tych metod w dzisiejszych laboratoriach neurobiologicznych.
Zanim omówimy, w jaki sposób przeprowadzane są procedury barwienia neurologicznego, przyjrzyjmy się celom tych technik.
Barwienia histologiczne są powszechnie stosowane w celu zapewnienia kontrastu, ujawniając w ten sposób cechy, których nie można odróżnić w niebarwionej tkance. Na przykład, aby uwidocznić ciała komórek neuronów lub somaty, które tworzą istotę szarą układu nerwowego, dostępnych jest wiele barwników. Barwniki używane w barwnikach Nissl przyczepiają się do kwasów nukleinowych, zabarwiając somatę na fioletowo i odsłaniając organizację neuronów.
Alternatywnie, aby spojrzeć na istotę białą, możesz zabarwić mielinę - osłonkę kwasów tłuszczowych otaczającą aksony - barwnikami takimi jak Luxol Fast Blue. Alternatywnie, barwienie immunohistochemiczne może uwidocznić cele molekularne znajdujące się na określonych typach komórek. Technika ta wykorzystuje specyficzność między przeciwciałami a celami molekularnymi znanymi jako antygeny. Zastosowanie przeciwciał połączonych z enzymami lub związkami fluorescencyjnymi pozwala naukowcom na wizualizację miejsc ich wiązania za pomocą reakcji enzymatycznych lub fluorescencji.
Teraz, gdy zapoznałeś się już z ideą barwienia sekcji, przyjrzyjmy się typowym krokom histologicznym, które poprzedzają barwienie tkanki mózgowej i zapewniają optymalne warunki do wizualizacji.
Aby zachować strukturę tkanki, mózg jest najpierw perfundowany - co oznacza, że krew jest odprowadzana z mózgu, a układ naczyniowy zwierzęcia jest wykorzystywany do dostarczania chemicznego utrwalacza. Po rozbiorzeniu mózg jest całkowicie zanurzony w utrwalaczu, aby zakończyć proces konserwacji.
Następnie próbka jest umieszczana w podłożu o właściwościach mechanicznych podobnych do tkanki mózgowej, takim jak wosk parafinowy. Po osadzeniu mózg jest cienko cięty za pomocą instrumentu znanego jako mikrotom. Plastry są następnie umieszczane na szkiełkach i pozostawiane do wyschnięcia.
Ponieważ większość barwników jest na bazie wody, tkanka musi zostać odwoskowana i ponownie nawodniona przed rozpoczęciem barwienia. Aby to osiągnąć, szkiełka są płukane ksylenem w celu rozpuszczenia wosku przed stopniowym ponownym uwodnieniem za pomocą serii coraz bardziej rozcieńczonego etanolu. Proces ten powinien być przeprowadzany pod wyciągiem laboratoryjnym przy zachowaniu odpowiednich środków ochrony osobistej.
Po przygotowaniu tkanki mózgowej jesteś teraz gotowy do rozpoczęcia procedury barwienia.
Pierwszy krok, znany jako blokowanie, zmniejsza barwienie tła spowodowane niespecyficznym wiązaniem przeciwciał. Wystawienie sekcji na działanie surowicy osiąga to poprzez wprowadzenie nieznakowanych przeciwciał, które wiążą się z miejscami niedocelowymi. Po 30-minutowym bloku do całonocnego tkanka jest gotowa do inkubacji z pierwotnym przeciwciałem, które wiąże się z określonymi celami molekularnymi.
Przeciwciała są zwykle rozcieńczane w roztworze blokującym zawierającym detergent, który rozrywa błony komórkowe i umożliwia przeciwciałom wnikanie do cytoplazmy.
Po całonocnej inkubacji nadmiar przeciwciał pierwszorzędowych jest usuwany przez krótkie płukanie w buforze. Następnie wprowadza się przeciwciała drugorzędowe, sprzężone z enzymami lub fluoroforami, w celu specyficznego znakowania przeciwciał pierwszorzędowych. Kilka godzin później nadmiar przeciwciał jest usuwany z wielokrotną zmianą buforu.
Teraz, gdy cele zostały oznaczone, porozmawiajmy o tym, jak je wykryć. W przypadku wtórnych sprzężonych z enzymami osiąga się to poprzez wprowadzenie substratu chromogennego. Kiedy substrat wchodzi w interakcję z enzymem, następuje zmiana koloru, stąd termin "chromogeniczny". Po uzyskaniu pożądanego zabarwienia, zwykle po około 2 minutach, reakcję zatrzymuje się poprzez szybkie zanurzenie skrawków w wodzie.
Po barwieniu przeciwciał może być jeszcze wymagany drugi etap, aby zapewnić pewien kontekst neuroanatomiczny dla wyników. Na przykład możesz zdecydować się na zwiększenie kontrastu tkanek za pomocą barwnika Nissl. Ta procedura opiera się na podstawowych barwnikach, takich jak fiolet krezylowy, które oddziałują z kwasami nukleinowymi.
Pierwszym krokiem jest przefiltrowanie roztworu barwnika w celu usunięcia nierozpuszczonych kryształów. Szkiełka są następnie inkubowane w barwie, aż do uzyskania pożądanego kontrastu. Następnie umyj sekcje w wielu zmianach wody, aby zatrzymać barwienie.
Szkiełka są następnie zanurzane w serii alkoholi, aby usunąć nadmiar plam i odwodnić plastry. Po odwodnieniu plastry są oczyszczane ksylenem, który usuwa alkohol i poprawia obrazowanie, ponieważ ma właściwości dyfrakcji światła podobne do właściwości tkanki.
Aby zachować poplamione fragmenty do późniejszej analizy, należy nakryć szkiełko nakrywkowe trwałym środkiem montażowym i pozostawić do wyschnięcia na noc.
Teraz, gdy przedstawiliśmy procedury i cele barwienia, przyjrzyjmy się niektórym zastosowaniom.
Po pierwsze, barwienie histologiczne jest rutynowo stosowane do wizualizacji poszczególnych neuronów. Z kolei wizualizacja jest wymagana w przypadku technik takich jak mikrodysekcja wychwytywania laserowego, w której naukowcy używają lasera do izolowania określonych komórek wyhodowanych na cienkiej warstwie. Materiał genetyczny można wyekstrahować z wybarwionych i wypreparowanych komórek, co pozwala naukowcom na zbadanie ekspresji genów specyficznych dla neuronów.
Barwienie może być również wykorzystane do scharakteryzowania cech morfologicznych poszczególnych neuronów. W tym eksperymencie immunohistochemia jest przeprowadzana na komórkach eksprymujących GFP w celu wizualizacji dendrytów tworzących synapsy. Barwienie jest porównywane między normalnymi i aktywowanymi komórkami, ujawniając, że dendryty ulegają wielu zmianom w odpowiedzi na bodźce aktywujące.
Wreszcie, dzięki specyficzności IHC, ekspresja poszczególnych białek może być wykorzystana do identyfikacji lokalizacji i tożsamości unikalnych populacji komórek w układzie nerwowym. Na przykład barwienie móżdżku myszy przeciwciałami zebryny 2 ujawnia lokalizację wyspecjalizowanych neuronów znanych jako komórki Purkinjego.
Właśnie obejrzałeś wprowadzenie JoVE do celowanego barwienia wycinków mózgu. W tym filmie pokazaliśmy ogólne metody i cele barwienia, a także konkretne procedury barwienia IHC i Nissl.
Dzięki za oglądanie!
Aby zbadać układ komórkowy, strukturalny i molekularny tkanek i narządów, naukowcy stosują metodę znaną jako barwienie histologiczne. W tej technice tkanka będąca przedmiotem zainteresowania jest konserwowana za pomocą chemicznych utrwalaczy i dzielona na sekcje lub krojona na bardzo cienkie plasterki. Następnie stosuje się różne techniki barwienia, aby zapewnić kontrast z wizualnie jednolitymi sekcjami. W badaniach neuroanatomii często stosuje się techniki histologiczne do wizualizacji i badania tkanki układu nerwowego.
Ten film koncentruje się na technikach barwienia histologicznego tkanki nerwowej. Przedstawiono przegląd typowych plam mózgu, w tym tych, które specyficznie oznaczają ciała komórek nerwowych, takich jak barwienia Nissl, oraz tych, które selektywnie podkreślają mielinizowane aksony, takie jak niebieskie barwienie Luxol Fast. Omówiono również techniki immunohistologiczne, które wykorzystują specyficzną interakcję między przeciwciałami a unikalnymi białkami komórkowymi. Następnie opisano przygotowanie próbek mózgu do barwienia, w tym podstawowe etapy utrwalania, osadzania, cięcia i ponownego nawodnienia tkanki. Prezentacja przedstawia również procedurę krok po kroku barwienia immunohistologicznego, po której następuje barwienie Nissl, a także praktyczne zastosowania tych technik.
Plastry lub skrawki tkanki mózgowej są bogatym materiałem do badania struktury i funkcji mózgu. Jednak nieleczony mózg jest wizualnie jednolitą tkanką, jak czyste płótno. Barwienie to sposób na "malowanie" mózgu w celu wyraźnej wizualizacji komórkowych, strukturalnych i molekularnych składników narządu. Podczas gdy większość barwień ma wspólne metody histologiczne, każde podejście ma unikalny cel morfologiczny. Ten film przedstawi zarys ogólnych zasad histologii mózgu, zademonstruje kilka popularnych technik barwienia i dokona przeglądu kilku zastosowań tych metod w dzisiejszych laboratoriach neurobiologicznych.
Zanim omówimy, w jaki sposób przeprowadzane są procedury barwienia neurologicznego, przyjrzyjmy się celom tych technik.
Barwienia histologiczne są powszechnie stosowane w celu zapewnienia kontrastu, ujawniając w ten sposób cechy, których nie można odróżnić w niebarwionej tkance. Na przykład, aby uwidocznić ciała komórek neuronów lub somaty, które tworzą istotę szarą układu nerwowego, dostępnych jest wiele barwników. Barwniki używane w barwnikach Nissl przyczepiają się do kwasów nukleinowych, zabarwiając somatę na fioletowo i odsłaniając organizację neuronów.
Alternatywnie, aby spojrzeć na istotę białą, możesz zabarwić mielinę - osłonkę kwasów tłuszczowych otaczającą aksony - barwnikami takimi jak Luxol Fast Blue. Alternatywnie, barwienie immunohistochemiczne może uwidocznić cele molekularne znajdujące się na określonych typach komórek. Technika ta wykorzystuje specyficzność między przeciwciałami a celami molekularnymi znanymi jako antygeny. Zastosowanie przeciwciał połączonych z enzymami lub związkami fluorescencyjnymi pozwala naukowcom na wizualizację miejsc ich wiązania za pomocą reakcji enzymatycznych lub fluorescencji.
Teraz, gdy zapoznałeś się już z ideą barwienia sekcji, przyjrzyjmy się typowym krokom histologicznym, które poprzedzają barwienie tkanki mózgowej i zapewniają optymalne warunki do wizualizacji.
Aby zachować strukturę tkanki, mózg jest najpierw perfundowany - co oznacza, że krew jest odprowadzana z mózgu, a układ naczyniowy zwierzęcia jest wykorzystywany do dostarczania chemicznego utrwalacza. Po rozbiorzeniu mózg jest całkowicie zanurzony w utrwalaczu, aby zakończyć proces konserwacji.
Następnie próbka jest umieszczana w podłożu o właściwościach mechanicznych podobnych do tkanki mózgowej, takim jak wosk parafinowy. Po osadzeniu mózg jest cienko cięty za pomocą instrumentu znanego jako mikrotom. Plastry są następnie umieszczane na szkiełkach i pozostawiane do wyschnięcia.
Ponieważ większość barwników jest na bazie wody, tkanka musi zostać odwoskowana i ponownie nawodniona przed rozpoczęciem barwienia. Aby to osiągnąć, szkiełka są płukane ksylenem w celu rozpuszczenia wosku przed stopniowym ponownym uwodnieniem za pomocą serii coraz bardziej rozcieńczonego etanolu. Proces ten powinien być przeprowadzany pod wyciągiem laboratoryjnym przy zachowaniu odpowiednich środków ochrony osobistej.
Po przygotowaniu tkanki mózgowej jesteś teraz gotowy do rozpoczęcia procedury barwienia.
Pierwszy krok, znany jako blokowanie, zmniejsza barwienie tła spowodowane niespecyficznym wiązaniem przeciwciał. Wystawienie sekcji na działanie surowicy osiąga to poprzez wprowadzenie nieznakowanych przeciwciał, które wiążą się z miejscami niedocelowymi. Po 30-minutowym bloku do całonocnego tkanka jest gotowa do inkubacji z pierwotnym przeciwciałem, które wiąże się z określonymi celami molekularnymi.
Przeciwciała są zwykle rozcieńczane w roztworze blokującym zawierającym detergent, który rozrywa błony komórkowe i umożliwia przeciwciałom wnikanie do cytoplazmy.
Po całonocnej inkubacji nadmiar przeciwciał pierwszorzędowych jest usuwany przez krótkie płukanie w buforze. Następnie wprowadza się przeciwciała drugorzędowe, sprzężone z enzymami lub fluoroforami, w celu specyficznego znakowania przeciwciał pierwszorzędowych. Kilka godzin później nadmiar przeciwciał jest usuwany z wielokrotną zmianą buforu.
Teraz, gdy cele zostały oznaczone, porozmawiajmy o tym, jak je wykryć. W przypadku wtórnych sprzężonych z enzymami osiąga się to poprzez wprowadzenie substratu chromogennego. Kiedy substrat wchodzi w interakcję z enzymem, następuje zmiana koloru, stąd termin "chromogeniczny". Po uzyskaniu pożądanego zabarwienia, zwykle po około 2 minutach, reakcję zatrzymuje się poprzez szybkie zanurzenie skrawków w wodzie.
Po barwieniu przeciwciał może być jeszcze wymagany drugi etap, aby zapewnić pewien kontekst neuroanatomiczny dla wyników. Na przykład możesz zdecydować się na zwiększenie kontrastu tkanek za pomocą barwnika Nissl. Ta procedura opiera się na podstawowych barwnikach, takich jak fiolet krezylowy, które oddziałują z kwasami nukleinowymi.
Pierwszym krokiem jest przefiltrowanie roztworu barwnika w celu usunięcia nierozpuszczonych kryształów. Szkiełka są następnie inkubowane w barwie, aż do uzyskania pożądanego kontrastu. Następnie umyj sekcje w wielu zmianach wody, aby zatrzymać barwienie.
Szkiełka są następnie zanurzane w serii alkoholi, aby usunąć nadmiar plam i odwodnić plastry. Po odwodnieniu plastry są oczyszczane ksylenem, który usuwa alkohol i poprawia obrazowanie, ponieważ ma właściwości dyfrakcji światła podobne do właściwości tkanki.
Aby zachować poplamione fragmenty do późniejszej analizy, należy nakryć szkiełko nakrywkowe trwałym środkiem montażowym i pozostawić do wyschnięcia na noc.
Teraz, gdy przedstawiliśmy procedury i cele barwienia, przyjrzyjmy się niektórym zastosowaniom.
Po pierwsze, barwienie histologiczne jest rutynowo stosowane do wizualizacji poszczególnych neuronów. Z kolei wizualizacja jest wymagana w przypadku technik takich jak mikrodysekcja wychwytywania laserowego, w której naukowcy używają lasera do izolowania określonych komórek wyhodowanych na cienkiej warstwie. Materiał genetyczny można wyekstrahować z wybarwionych i wypreparowanych komórek, co pozwala naukowcom na zbadanie ekspresji genów specyficznych dla neuronów.
Barwienie może być również wykorzystane do scharakteryzowania cech morfologicznych poszczególnych neuronów. W tym eksperymencie immunohistochemia jest przeprowadzana na komórkach eksprymujących GFP w celu wizualizacji dendrytów tworzących synapsy. Barwienie jest porównywane między normalnymi i aktywowanymi komórkami, ujawniając, że dendryty ulegają wielu zmianom w odpowiedzi na bodźce aktywujące.
Wreszcie, dzięki specyficzności IHC, ekspresja poszczególnych białek może być wykorzystana do identyfikacji lokalizacji i tożsamości unikalnych populacji komórek w układzie nerwowym. Na przykład barwienie móżdżku myszy przeciwciałami zebryny 2 ujawnia lokalizację wyspecjalizowanych neuronów znanych jako komórki Purkinjego.
Właśnie obejrzałeś wprowadzenie JoVE do celowanego barwienia wycinków mózgu. W tym filmie pokazaliśmy ogólne metody i cele barwienia, a także konkretne procedury barwienia IHC i Nissl.
Dzięki za oglądanie!
Plastry lub skrawki tkanki mózgowej są bogatym materiałem do badania struktury i funkcji mózgu. Jednak nieleczony mózg jest wizualnie jednolitą tkanką, jak czyste płótno. Barwienie to sposób na "malowanie" mózgu w celu wyraźnej wizualizacji komórkowych, strukturalnych i molekularnych składników narządu. Podczas gdy większość barwień ma wspólne metody histologiczne, każde podejście ma unikalny cel morfologiczny. Ten film przedstawi zarys ogólnych zasad histologii mózgu, zademonstruje kilka popularnych technik barwienia i dokona przeglądu kilku zastosowań tych metod w dzisiejszych laboratoriach neurobiologicznych.
Zanim omówimy, w jaki sposób przeprowadzane są procedury barwienia neurologicznego, przyjrzyjmy się celom tych technik.
Barwienia histologiczne są powszechnie stosowane w celu zapewnienia kontrastu, ujawniając w ten sposób cechy, których nie można odróżnić w niebarwionej tkance. Na przykład, aby uwidocznić ciała komórek neuronów lub somaty, które tworzą istotę szarą układu nerwowego, dostępnych jest wiele barwników. Barwniki używane w barwnikach Nissl przyczepiają się do kwasów nukleinowych, zabarwiając somatę na fioletowo i odsłaniając organizację neuronów.
Alternatywnie, aby spojrzeć na istotę białą, możesz zabarwić mielinę - osłonkę kwasów tłuszczowych otaczającą aksony - barwnikami takimi jak Luxol Fast Blue. Alternatywnie, barwienie immunohistochemiczne może uwidocznić cele molekularne znajdujące się na określonych typach komórek. Technika ta wykorzystuje specyficzność między przeciwciałami a celami molekularnymi znanymi jako antygeny. Zastosowanie przeciwciał połączonych z enzymami lub związkami fluorescencyjnymi pozwala naukowcom na wizualizację miejsc ich wiązania za pomocą reakcji enzymatycznych lub fluorescencji.
Teraz, gdy zapoznałeś się już z ideą barwienia sekcji, przyjrzyjmy się typowym krokom histologicznym, które poprzedzają barwienie tkanki mózgowej i zapewniają optymalne warunki do wizualizacji.
Aby zachować strukturę tkanki, mózg jest najpierw perfundowany - co oznacza, że krew jest odprowadzana z mózgu, a układ naczyniowy zwierzęcia jest wykorzystywany do dostarczania chemicznego utrwalacza. Po rozbiorzeniu mózg jest całkowicie zanurzony w utrwalaczu, aby zakończyć proces konserwacji.
Następnie próbka jest umieszczana w podłożu o właściwościach mechanicznych podobnych do tkanki mózgowej, takim jak wosk parafinowy. Po osadzeniu mózg jest cienko cięty za pomocą instrumentu znanego jako mikrotom. Plastry są następnie umieszczane na szkiełkach i pozostawiane do wyschnięcia.
Ponieważ większość barwników jest na bazie wody, tkanka musi zostać odwoskowana i ponownie nawodniona przed rozpoczęciem barwienia. Aby to osiągnąć, szkiełka są płukane ksylenem w celu rozpuszczenia wosku przed stopniowym ponownym uwodnieniem za pomocą serii coraz bardziej rozcieńczonego etanolu. Proces ten powinien być przeprowadzany pod wyciągiem laboratoryjnym przy zachowaniu odpowiednich środków ochrony osobistej.
Po przygotowaniu tkanki mózgowej jesteś teraz gotowy do rozpoczęcia procedury barwienia.
Pierwszy krok, znany jako blokowanie, zmniejsza barwienie tła spowodowane niespecyficznym wiązaniem przeciwciał. Wystawienie sekcji na działanie surowicy osiąga to poprzez wprowadzenie nieznakowanych przeciwciał, które wiążą się z miejscami niedocelowymi. Po 30-minutowym bloku do całonocnego tkanka jest gotowa do inkubacji z pierwotnym przeciwciałem, które wiąże się z określonymi celami molekularnymi.
Przeciwciała są zwykle rozcieńczane w roztworze blokującym zawierającym detergent, który rozrywa błony komórkowe i umożliwia przeciwciałom wnikanie do cytoplazmy.
Po całonocnej inkubacji nadmiar przeciwciał pierwszorzędowych jest usuwany przez krótkie płukanie w buforze. Następnie wprowadza się przeciwciała drugorzędowe, sprzężone z enzymami lub fluoroforami, w celu specyficznego znakowania przeciwciał pierwszorzędowych. Kilka godzin później nadmiar przeciwciał jest usuwany z wielokrotną zmianą buforu.
Teraz, gdy cele zostały oznaczone, porozmawiajmy o tym, jak je wykryć. W przypadku wtórnych sprzężonych z enzymami osiąga się to poprzez wprowadzenie substratu chromogennego. Kiedy substrat wchodzi w interakcję z enzymem, następuje zmiana koloru, stąd termin "chromogeniczny". Po uzyskaniu pożądanego zabarwienia, zwykle po około 2 minutach, reakcję zatrzymuje się poprzez szybkie zanurzenie skrawków w wodzie.
Po barwieniu przeciwciał może być jeszcze wymagany drugi etap, aby zapewnić pewien kontekst neuroanatomiczny dla wyników. Na przykład możesz zdecydować się na zwiększenie kontrastu tkanek za pomocą barwnika Nissl. Ta procedura opiera się na podstawowych barwnikach, takich jak fiolet krezylowy, które oddziałują z kwasami nukleinowymi.
Pierwszym krokiem jest przefiltrowanie roztworu barwnika w celu usunięcia nierozpuszczonych kryształów. Szkiełka są następnie inkubowane w barwie, aż do uzyskania pożądanego kontrastu. Następnie umyj sekcje w wielu zmianach wody, aby zatrzymać barwienie.
Szkiełka są następnie zanurzane w serii alkoholi, aby usunąć nadmiar plam i odwodnić plastry. Po odwodnieniu plastry są oczyszczane ksylenem, który usuwa alkohol i poprawia obrazowanie, ponieważ ma właściwości dyfrakcji światła podobne do właściwości tkanki.
Aby zachować poplamione fragmenty do późniejszej analizy, należy nakryć szkiełko nakrywkowe trwałym środkiem montażowym i pozostawić do wyschnięcia na noc.
Teraz, gdy przedstawiliśmy procedury i cele barwienia, przyjrzyjmy się niektórym zastosowaniom.
Po pierwsze, barwienie histologiczne jest rutynowo stosowane do wizualizacji poszczególnych neuronów. Z kolei wizualizacja jest wymagana w przypadku technik takich jak mikrodysekcja wychwytywania laserowego, w której naukowcy używają lasera do izolowania określonych komórek wyhodowanych na cienkiej warstwie. Materiał genetyczny można wyekstrahować z wybarwionych i wypreparowanych komórek, co pozwala naukowcom na zbadanie ekspresji genów specyficznych dla neuronów.
Barwienie może być również wykorzystane do scharakteryzowania cech morfologicznych poszczególnych neuronów. W tym eksperymencie immunohistochemia jest przeprowadzana na komórkach eksprymujących GFP w celu wizualizacji dendrytów tworzących synapsy. Barwienie jest porównywane między normalnymi i aktywowanymi komórkami, ujawniając, że dendryty ulegają wielu zmianom w odpowiedzi na bodźce aktywujące.
Wreszcie, dzięki specyficzności IHC, ekspresja poszczególnych białek może być wykorzystana do identyfikacji lokalizacji i tożsamości unikalnych populacji komórek w układzie nerwowym. Na przykład barwienie móżdżku myszy przeciwciałami zebryny 2 ujawnia lokalizację wyspecjalizowanych neuronów znanych jako komórki Purkinjego.
Właśnie obejrzałeś wprowadzenie JoVE do celowanego barwienia wycinków mózgu. W tym filmie pokazaliśmy ogólne metody i cele barwienia, a także konkretne procedury barwienia IHC i Nissl.
Dzięki za oglądanie!
Chapters in this video
0:00
Übersicht
0:57
Die Gründe hinter der Färbungen des Gehirns
2:22
Die histologische Proben-vorbereitung
3:49
Die Verfahren der Immunhistochemie
5:36
Das Verfahren der Nissl-Färbung
6:50
Anwendungen
8:27
Zusammenfassung
Videos from this collection: