Name: Wykorzystanie zmniejszonej interakcji kropelka-powierzchnia w celu optymalizacji transportu bioanalitów w cyfrowej mikrofluidyce (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 57 s
Description: Odkryj metodę wytwarzania urządzeń do odwodnienia polowego w celu transportu bioanalitów bez dodatków chemicznych. Technika ta wykorzystuje sadzę świecową i polimery fluorowe do precyzyjnej manipulacji kroplami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Fundacji Lindback za wsparcie finansowe, dr Alexandrowi Sidorenko i Elzie Chu za owocne dyskusje i pomoc techniczną, a także profesorowi Robertowi Smithowi za pomoc w testach C. elegans.

UWAGA: W procedurach opisanych poniżej, zawsze należy przestrzegać wytycznych bezpieczeństwa w laboratorium. Szczególne znaczenie ma bezpieczeństwo podczas pracy z wysokim napięciem (> 500 V) i obchodzeniu się z chemikaliami.
1. Pokrycie przewodzącego podłoża sadzą ze świecy
<ol>
	<li>Pokrój miedziany metal na prostokąty (75 x 43 mm, grubość 0,5 mm). Wyczyść każde podłoże miedziane przez zanurzenie w wytrawiaczu miedzi na około 30 sekund, umyj wodą z kranu przez około 20 sekund i osusz papierem. 
	UWAGA: W przypadku korzystania z poniższej metody 1 zmień wymiary na 75 x 25 mm, aby zmieściły się w urządzeniu.</li>
	<li>Zapaloną świecę parafinową należy przeciągnąć pod miedzianym podłożem na 30–45 sekund, aby uzyskać w przybliżeniu jednolitą powłokę sadzy (o grubości około 40 μm). Utrzymuj podłoże na wysokości ~1 cm wewnątrz płomienia. Nie dotykaj delikatnej powierzchni sadzy.</li>
</ol>
2. Ochrona warstwy sadzy za pomocą powłoki
UWAGA: Warstwa sadzy jest bardzo delikatna i musi być pokryta dla ochrony. Sugerowane są tutaj dwie proste alternatywy (metody 1 i 2 poniżej), ale obecnie opracowywane są bardziej niezawodne protokoły.
<ol>
	<li>Metoda 1
	<ol>
		<li>Załadować próbkę do metalowego parownika lub systemu napylania. Postępując zgodnie z procedurami operacyjnymi systemu, opróżnij komorę i rozpocznij kontrolowane osadzanie złota na warstwie sadzy (150–200 nm). Poczekaj, aż urządzenie ostygnie do temperatury pokojowej.</li>
		<li>Zanurz metalizowane podłoże w roztworze 1-dodekanetiolu (1% v/v, w 95% etanolu, klasa ACS/USP) przez 10 minut w okapie chemicznym. Następnie, trzymając urządzenie pod kątem zbliżonym do 60°, delikatnie umyj powierzchnię tylko kilkoma kropelkami etanolu. Pozostaw urządzenia do wyschnięcia na noc.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Metoda 2
	<ol>
		<li>W kapturze chemicznym, natychmiast po pokryciu podłoża sadzą i gdy podłoże jest jeszcze ciepłe od płomienia świecy, należy umieścić kilka kropelek fluorowanej cieczy po jednej stronie podłoża i przechylić podłoże pod kątem bliskim 90°. Umieść więcej kropel i pozwól im toczyć się po całej powierzchni sadzy. 
		UWAGA: Gdy kropla spadnie na miejsce, sadza zostanie zmyta z tego obszaru. Niech kropelki fluorowanej cieczy rozprzestrzenią się tak bardzo, jak to możliwe.</li>
		<li>Piecz podłoże na gorącej płycie (160 °C przez 15 min) w okapie chemicznym.</li>
		<li>Przed użyciem pozostaw podłoże na noc w temperaturze pokojowej. Przechowywać przez czas nieokreślony.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Produkcja górnych elektrod (Na podstawie Abdelgawad et al.12)
<ol>
	<li>Narysuj elektrody za pomocą oprogramowania do projektowania graficznego. Każda elektroda ma 2 mm długości, 0,3 mm szerokości, a odstęp między elektrodami wynosi 0,3 mm. Odstęp między stykami (do zatrzaśnięcia w złączu, patrz poniżej) wynosi 2,3 mm (rysunek 1).</li>
	<li>Przytnij elastyczny laminat miedziany (o grubości 35 μm) do formatu Monarch (3.87 x 7.5 cala). Użyj innych rozmiarów, jeśli są zgodne z drukarką. Załaduj laminat do podajnika ręcznego drukarki kolorowej.</li>
	<li>Upewnij się, że używasz "głębokiej czerni" lub "czerni rejestracyjnej" podczas drukowania na blasze miedzianej (patrz Abdelgawad i wsp.12 dla szczegółów), aby umożliwić gęstszą warstwę czarnego atramentu na podłożu miedzianym, chroniąc wydrukowany wzór podczas trawienia. Pozostaw wydrukowane podłoże do całkowitego wyschnięcia na noc.</li>
	<li>Wewnątrz okapu chemicznego rozgrzać (40 °C) zlewkę z 50 ml wytrawiacza miedziowego. Zanurz wydrukowany laminat w zlewce i delikatnie potrząsaj nim w roztworze przez około 10 minut. Czas trawienia zależy od roztworu wytrawiacza miedzi. Co kilka minut sprawdzaj korozję i sprawdzaj, czy wzór jest nienaruszony.</li>
	<li>Ostrożnie umyj laminat wodą i usuń powłokę acetonem i etanolem z okapu chemicznego. Umyj jeszcze raz i delikatnie osusz laminat ręcznikiem papierowym.</li>
	<li>Ostrożnie przymocuj laminat z elektrodami do szkiełka (75 x 25 mm, ~1 mm grubości), za pomocą taśmy dwustronnej. Unikaj kieszeni powietrznych.</li>
	<li>Przymocuj warstwę perfluoroalkoksylowego PFA do elektrod za pomocą taśmy. Służy to zapobieganiu przypadkowemu kontaktowi elektrod z kroplą, która uszkadza górne elektrody w wyniku zwarcia.</li>
</ol>
4. Interfejs elektroniczny (obwód na rysunku 2)
<ol>
	<li>przekaźniki i kondensatory C do uniwersalnej płytki drukowanej.</li>
	<li>Zmontuj pozostałe 10 sterowników przekaźników na bezlutowej płytce stykowej dla obwodów elektronicznych.</li>
	<li>Podłącz wejście sterownika każdego przekaźnika do kanału na tablicy sterowniczej.</li>
	<li>Ostrożnie zatrzaśnij górne elektrody w złączu (Rysunek 3). Podłącz wyjście każdego sterownika przekaźnika do górnej elektrody, jak pokazano na rysunku. Zwróć uwagę, że między parą przewodów przekaźników znajduje się uziemiony styk złącza, aby zminimalizować szum elektryczny. 
	UWAGA: Łącznik znajduje się na regulowanej platformie, aby kontrolować odległość (0.1–0.5 mm) między górnym i dolnym (pokrytym sadzą) podłożem.</li>
	<li>Użyj programu do kontrolowania czasu dla aplikacji wysokiego napięcia (HV) (około 0.8 sekundy) do 4 elektrod w tym samym czasie, przesuwając 1 elektrodę w kierunku ruchu (tj. na 0.8 sekundy uruchom 1234; następnie 2345, 3456 itd., 0.8 sekundy dla każdej grupy, a następnie do tyłu, więc kropla porusza się również w przeciwnym kierunku).</li>
</ol>
5. Wizualizacja i obsługa kropel
<ol>
	<li>Do rejestrowania ruchu kropel służy system wizualizacji, który składa się z zestawu powiększenia 24X – 96X połączonego z kamerą CCD. Podłącz magnetowid do aparatu za pomocą S-video.</li>
	<li>Odpipetować 4 μl kropli zawierającej C. elegans w pożywce na dnie podłoża pokrytego sadzą.</li>
	<li>Doprowadzić górne elektrody do ~0,3 mm powyżej kropli. Kropla powinna znajdować się blisko środka, tuż poniżej piątej elektrody, dla łatwiejszej obsługi.</li>
	<li>Włącz interfejs elektroniczny i wysokie napięcie (500 VRMS) i wyreguluj odległość górnej elektrody od kropli, aż zacznie się poruszać. Nie pozwól, aby górne elektrody dotykały kropli.</li>
	<li>Zbieraj dane, rejestrując liczbę udanych transferów kropel na urządzeniu w odpowiedzi na impulsy elektryczne. Udany eksperyment charakteryzuje się co najmniej 700 transferami kropel, czyli jednym transferem po każdym impulsie elektrycznym.</li>
	<li>Zbieraj dane w sposób ciągły, aż kropla przestanie się poruszać w odpowiedzi na 5 do 10 impulsów. 
	UWAGA: Gdy powierzchnia zaczyna ulegać degradacji, ruch można przywrócić, zbliżając górne elektrody do kropli.</li>
</ol>

<ol><li>Fair, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidics%3A+is+a+true+lab-on-a-chip+possible%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidics: is a true lab-on-a-chip possible.</a> Microfluid Nanofluid. 3 (3), 245-281 (2007).</li>
<li>Gupta, S., Alargova, R. G., Kilpatrick, P. K., Velev, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On-Chip+Dielectrophoretic+Coassembly+of+Live+Cells+and+Particles+into+Responsive+Biomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">On-Chip Dielectrophoretic Coassembly of Live Cells and Particles into Responsive Biomaterials.</a> Langmuir. 26 (5), 3441-3452 (2009).</li>
<li>Shih, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dried+blood+spot+analysis+by+digital+microfluidics+coupled+to+nanoelectrospray+ionization+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Dried blood spot analysis by digital microfluidics coupled to nanoelectrospray ionization mass spectrometry.</a> Anal Chem. 84 (8), 3731-3738 (2012).</li>
<li>Gorbatsova, J., Borissova, M., Kaljurand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrowetting-on-dielectric+actuation+of+droplets+with+capillary+electrophoretic+zones+for+off-line+mass+spectrometric+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chromatogr%22%5BJournal%5D)">Electrowetting-on-dielectric actuation of droplets with capillary electrophoretic zones for off-line mass spectrometric analysis.</a> J Chromatogr. 1234 (0), 9-15 (2012).</li>
<li>Qin, J., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maze+exploration+and+learning+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Maze exploration and learning in C. elegans.</a> Lab Chip. 7 (2), 186-192 (2007).</li>
<li>Koc, Y., de Mello, A. J., McHale, G., Newton, M. I., Roach, P., Shirtcliffe, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nano-scale+superhydrophobicity%3A+suppression+of+protein+adsorption+and+promotion+of+flow-induced+detachment%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Nano-scale superhydrophobicity: suppression of protein adsorption and promotion of flow-induced detachment.</a> Lab Chip. 8 (4), 582-586 (2008).</li>
<li>Perry, G., Thomy, V., Das, M. R., Coffinier, Y., Boukherroub, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibiting+protein+biofouling+using+graphene+oxide+in+droplet-based+microfluidic+microsystems%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Inhibiting protein biofouling using graphene oxide in droplet-based microfluidic microsystems.</a> Lab Chip. 12 (9), 1601-1604 (2012).</li>
<li>Kumari, N., Garimella, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrowetting-Induced+Dewetting+Transitions+on+Superhydrophobic+Surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Electrowetting-Induced Dewetting Transitions on Superhydrophobic Surfaces.</a> Langmuir. 27 (17), 10342-10346 (2011).</li>
<li>Freire, S. L. S., Tanner, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Additive-Free+Digital+Microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Additive-Free Digital Microfluidics.</a> Langmuir. 29 (28), 9024-9030 (2013).</li>
<li>Deng, X., Mammen, L., Butt, H. -J., Vollmer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Candle+Soot+as+a+Template+for+a+Transparent+Robust+Superamphiphobic+Coating%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Candle Soot as a Template for a Transparent Robust Superamphiphobic Coating.</a> Science. 335, 67-70 (2011).</li>
<li>Kang, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+Electrostatic+Fields+Change+Contact+Angle+in+Electrowetting%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">How Electrostatic Fields Change Contact Angle in Electrowetting.</a> Langmuir. 18 (26), 10318-10322 (2002).</li>
<li>Abdelgawad, M., Watson, M. W. L., Young, E. W. K., Mudrik, J. M., Ungrin, M. D., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+lithography%3A+masters+on+demand%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Soft lithography: masters on demand.</a> Lab Chip. 8 (8), 1379-1385 (2008).</li>
<li>Barbulovic-Nad, I., Yang, H., Park, P. S., Wheeler, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+microfluidics+for+cell-based+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Digital microfluidics for cell-based assays.</a> Lab Chip. 8 (4), 519-526 (2008).</li>
<li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Najważniejszym etapem protokołu jest ochrona warstwy sadzy, bezpośrednio związana z sukcesem w przemieszczaniu kropel. Metalizacja warstwy sadzy (metoda 1 powyżej) pozwala na blisko 100% sukcesu produkcyjnego. Jednak maksymalny czas pracy to około 10 minut; Możliwe, że frakcje kropelkowe zwilżają sadzę przez otwory w warstwie metalu. Pokrycie warstwy sadzy fluorowaną cieczą jest najłatwiejszą i najszybszą alternatywą i wymaga minimalnych zasobów, ale tylko 40–50% wytworzonych podłoży działa (maksymalnie 20 minut) — a pow...

Miniaturyzacja urządzeń pracujących z płynami ma ogromne znaczenie dla rozwoju platform "lab-on-a-chip". W tym kierunku w ciągu ostatnich dwóch dekad nastąpił znaczny postęp w dziedzinie mikrofluidyki, o różnorodnych zastosowaniach. 1-5 W przeciwieństwie do transportu płynu w kanałach zamkniętych (mikrofluidyka kanałowa), DMF manipuluje kropelkami na układach elektrod. Jedną z najbardziej atrakcyjnych zalet tej techniki jest brak ruchomych części do transportu płynów, a ruch jest natychmiast zatrzymywany przez wyłączenie sygnałów elektrycznych.
Jednak ruch kropel zależy od ich zawartości, co jest z pewnością niepożądaną cechą dla uniwersalnej platformy "lab-on-a-chip". Kropelki zawierające białka i inne anality przyklejają się do powierzchni urządzenia, stając się nieruchome. Prawdopodobnie było to główne ograniczenie w poszerzaniu zakresu zastosowań DMF; 6-8 alternatyw mających na celu zminimalizowanie niepożądanego zanieczyszczenia powierzchni polega na dodaniu dodatkowych związków chemicznych do kropli lub jej otoczenia, co może potencjalnie wpłynąć na zawartość kropli.
Wcześniej, nasza grupa opracowała urządzenie umożliwiające transport komórek i białek w DMF, bez dodatkowych dodatków (urządzenia Field-DW). 9 Osiągnięto to poprzez połączenie powierzchni opartej na sadzy świecy10 z geometrią urządzenia, która sprzyja toczeniu się kropli i prowadzi do siły działającej na kroplę w górę, co jeszcze bardziej zmniejsza interakcję kropla-powierzchnia. W tym podejściu ruch kropel nie jest związany ze zwilżaniem powierzchni. 11
Celem opisanej poniżej metody szczegółowej jest wyprodukowanie urządzenia DMF zdolnego do transportu kropelek zawierających białka, komórki i całe organizmy, bez dodatkowych dodatków. Urządzenia Field-DW torują drogę dla w pełni kontrolowanych platform działających w dużej mierze niezależnie od składu chemicznego kropel.
Tutaj prezentujemy również symulacje pokazujące, że pomimo wysokiego napięcia wymaganego do działania urządzenia, spadek napięcia na kropli stanowi niewielki ułamek przyłożonego napięcia, co wskazuje na znikomy wpływ na bioanality wewnątrz kropli. W rzeczywistości wstępne testy z Caenorhabditis elegans (C. elegans), nicieniem używanym do różnych badań w biologii, pokazują, że robaki pływają bez zakłóceń po przyłożeniu napięcia.

<table><tbody><tr><td>Świeca</td><td></td><td></td> parafinowa <td>Dowolna świeca parafinowa</td></tr><tr><td>System napylania</td><td>Denton Vacuum, Moorestown, NJ</td><td></td><td>Powlekarka do napylania Biurko V HP wyposażone w cel Au.&nbsp;</td></tr><tr><td>1-dodekanetiol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>471364</td><td></td></tr><tr><td>Teflon</td><td>Dupont</td><td>AF-1600</td><td></td></tr><tr><td>Fluorinert FC-40</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F9755</td><td>Ciecz fluorowana: Przygotować żywicę Teflon-AF w Fluorinert FC-40, 1:100 (w/w), w celu utworzenia powłoki hydrofobowej.</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do projektowania graficznego - Adobe Illustrator</td><td>Adobe Systems</td><td></td><td>Można również korzystać z innych programów.</td></tr><tr><td>Laminat miedziany</td> Drukarka laserowa <td>Dupont</td><td>LF9110</td><td></td></tr><tr><td>Xerox</td><td>Phaser 6360 lub podobny</td><td>Sprawdź zgodność z "głęboką czernią" lub "czernią rejestracyjną" (patrz tekst).</td><td></td></tr><tr><td>Wytrawiacz miedzi</td><td>Transen</td><td>CE-100</td><td></td></tr><tr><td>Folia perfluoroalkoksylowa (PFA)</td><td>McMaster-Carr</td><td>84955K22</td><td></td></tr><tr><td>Płytka stykowa</td><td>Allied Electronics</td><td>70012450 lub podobna</td><td>Wystarczająco duża, aby umożliwić montaż 10 sterowników.</td></tr><tr><td>Uniwersalna płytka drukowana</td><td>Allied Electronics</td><td>70219535 lub podobne</td><td></td></tr><tr><td>Złącze</td><td>Allied Electronics</td><td>5145154-8 lub podobne</td><td></td></tr><tr><td>Płytka sterująca i program sterujący (oprogramowanie LabView)</td> <td>National Instruments</td><td>NI-6229 lub podobny</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz wysokonapięciowy</td><td>Trek</td><td>PZD700</td><td></td></tr><tr><td>Kondensatory C i C1, 100 nF, 60 V</td><td>Sojusznicze&nbsp;</td><td></td><td></td>8817183</tr><tr><td>Tranzystor T, NPN</td><td>Pokrewny&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>9350289 Dioda D, 1N4007</td><td>Allied&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2660007 Przekaźnik&nbsp;</td><td>Sprzymierzeni&nbsp;</td><td></td><td></td>8862527</tr><tr><td>System wizualizacji</td><td>Edmund Optics</td><td>VZM 200i lub podobny</td><td>Powiększenie systemu 24X &#8211; 96X. Jest połączony z kolorową kamerą Hitachi KP-D20B 1/2 cala CCD.</td></tr><tr><td>Rejestrator</td><td>Sony</td><td>GV-D1000 NTSC lub podobny</td><td>Jest podłączony do aparatu za pomocą S-video.</td></tr><tr><td>Symulacje</td><td>COMSOL Multiphysics</td><td>V. 4.4</td><td></td></tr></tbody></table>

wykorzystanie zmniejszonej interakcji kropelka-powierzchnia w celu optymalizacji transportu bioanalitów w cyfrowej mikrofluidyce

Taking Advantage of Reduced Droplet-surface Interaction to Optimize Transport of Bioanalytes in Digital Microfluidics

Cyfrowa mikrofluidyka (DMF), technika manipulacji kropelkami, jest obiecującą alternatywą dla rozwoju platform "lab-on-a-chip". Często ruch kropel opiera się na zwilżaniu powierzchni, co jest bezpośrednio związane z zastosowaniem pola elektrycznego; Interakcje powierzchniowe sprawiają jednak, że ruch jest zależny od zawartości kropel, co ogranicza zakres zastosowań tej techniki.
Przedstawiono kilka alternatyw, aby zminimalizować tę zależność. Polegają one jednak na dodaniu dodatkowych związków chemicznych do kropelki lub jej otoczenia, które mogą potencjalnie wchodzić w interakcje z ugrupowaniami kropelkowymi. Wychodząc naprzeciw temu wyzwaniu, nasza grupa opracowała niedawno urządzenia Field-DW, które umożliwiają transport komórek i białek w DMF, bez dodatkowych dodatków.
Tutaj dostępny jest protokół produkcji i obsługi urządzenia, w tym elektroniczny interfejs do sterowania ruchem. Kontynuujemy również badania z urządzeniami, pokazując, że wielokomórkowe, stosunkowo duże organizmy modelowe mogą być również transportowane, prawdopodobnie nienaruszone przez pola elektryczne wymagane do działania urządzenia.

Wcześniej wykorzystaliśmy urządzenia Field-DW do umożliwienia ruchu białek w DMF. W szczególności krople zawierające albuminy surowicy bydlęcej (BSA) mogły być przemieszczane przy stężeniu 2 000 razy wyższym niż zgłaszano wcześniej przez innych autorów (bez dodatków). Było to możliwe dzięki zredukowanej interakcji między kroplą a powierzchnią; Rycina 4 przedstawia kroplę zawierającą znakowaną fluorescencyjnie BSA (szczegóły eksperymentów znajdują się u Freire et al.9). Pierwsze zdjęci...

Opisano protokół produkcji i obsługi urządzeń do odwadniania pól (Field-DW), a także wstępne badania wpływu pól elektrycznych na zawartość kropel.

Wykorzystanie zmniejszonej interakcji kropelka-powierzchnia w celu optymalizacji transportu bioanalitów w cyfrowej mikrofluidyce

Digital microfluidics (DMF), a technique for manipulation of droplets, is a promising alternative for the development of &#8220;lab-on-a-chip&#8221; ...

Ogólnym celem tej procedury jest wytworzenie urządzenia do zwilżania w terenie, które jest w stanie transportować kropelki z bioanalitami bez dodatków. Osiąga się to poprzez uprzednie pokrycie przewodzącego podłoża sadzą ze świecy. Podłoże będzie służyło jako dolna elektroda urządzenia.Drugim krokiem jest zabezpieczenie warstwy sadzy poprzez nałożenie ciekłych polimerów fluorowych. Następnie wyprodukuj górne elektrody urządzenia. Następnie podłącz górną i dolną elektrodę do elektroniki eksperymentu.Ostatnim krokiem jest umieszczenie próbki między elektrodami w celu przetestowania urządzenia. Ostatecznie wyniki pokazują, że urządzenia zwilżające w terenie mogą wspierać ciągły transfer kropel w odpowiedzi na każdy impuls elektryczny przez co najmniej 700 impulsów. Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak elektrozwilżanie, jest to, że pole elektryczne nie prowadzi do zwilżania i nie ma potrzeby stosowania dodatkowych dodatków do transportu kropel.Implikacje tej techniki rozciągają się w kierunku opracowania w pełni zautomatyzowanego laboratorium na platformie chipowej, które działa niezależnie od chemii kropel, Demonstrując procedury, Michael Kowski i Selena będą robić studentów z mojego laboratorium. Pierwszym krokiem jest przygotowanie podłoża przewodzącego pod elektrodę uziemiającą. W tym celu blacha miedziana została pocięta na prostokąty.Prostokąty mają wymiary 75 milimetrów na 43 milimetry i grubość 0,5 milimetra. Gotowy, Pojemnik z miedzią trawioną do czyszczenia podłoży. Ten film będzie zgodny z protokołem przy użyciu tylko jednego podłoża.Zanurz podłoże w trawieniu na około 30 sekund. Po zanurzeniu odzyskaj podłoże i umyj je przez bieganie. Zalej go wodą, osusz papierem, a przed kontynuowaniem umieść go poziomo na wsporniku, który umożliwia dostęp do jego powierzchni skierowanej w dół.W tym filmie używany jest zamontowany otwarty pierścień. Przygotuj mieszaninę ciekłego fluoropolimeru i zakraplacz do jego aplikacji. Zaopatrz się w świecę parafinową, aby zapewnić sadzę, która zostanie zastosowana.Zapal go i kontynuuj, przesuwając świecę pod miedzianym podłożem. Utrzymuj górną część płomienia około jednego centymetra poniżej dolnej części podłoża. Kontynuuj zamiatanie świecy przez 30 do 45 sekund.Uważając, aby nie dotknąć powierzchni sadzy. Po pokryciu podłoża sadzą należy natychmiast usunąć i zgasić świecę. Użyj pęsety, aby chwycić podłoże i obróć je, aby odsłonić stronę pokrytą sadzą.Gdy jest jeszcze ciepły, użyj zakraplacza, aby osadzać kropelki ciekłego polimeru fluorowego na krawędziach, aby zlokalizować zakłócenie warstwy sadzy. Po nałożeniu kropli przechyl podłoże tak, aby było prawie pionowe. Następnie umieść więcej kropel i pozwól im toczyć się po całej powierzchni sadzy, rozprowadzając się.Tak bardzo, jak to możliwe. Kontynuuj, przenosząc podłoże na gorącą płytę utrzymywaną w temperaturze 160 stopni Celsjusza. Również wewnątrz okapu chemicznego umieść podłoże sadzą stroną z sadzą skierowaną do góry na gorącej płycie, aby piec przez 15 minut.Po 15 minutach zdejmij podłoże z płyty grzejnej i pozostaw je na noc w temperaturze pokojowej przed użyciem go jako elektrody dolnej. Podłoże można przechowywać w nieskończoność, gdy elektroda uziemiająca jest gotowa do użycia. Kolejnym krokiem jest przygotowanie górnych elektrod.W tym filmie wykorzystano elektrody wykonane zgodnie z protokołem z literatury. Projekt elektrody został wydrukowany na cienkim laminacie miedzianym, wytrawiony i oczyszczony, aby dotrzeć do tego punktu. Każda z 10 elektrod ma dwa milimetry szerokości i 0,3 milimetra szerokości.Elektrody zostaną zamontowane na szklanym szkiełku o wymiarach 75 milimetrów na 25 milimetrów i grubości około jednego milimetra. Nałóż taśmę dwustronną na jeden koniec szkiełka i unikaj wprowadzania kieszeni powietrznych. Następnie ostrożnie przymocuj laminat do szkiełka tak, aby elektrody znajdowały się blisko krawędzi.Następnie wytnij kawałek folii Fluor al coy o szerokości szkiełka. Umieść folię na elektrodach, aby zapobiec przypadkowym zwarciom. Przymocuj go taśmą.Elektrody mogą być teraz używane z interfejsem elektronicznym. Zabierz zarówno górną, jak i dolną elektrodę do układu doświadczalnego, aby ukończyć urządzenie do zwilżania pola. W układzie eksperymentalnym dolna elektroda jest uziemiona elektrycznie.Nad nim górne elektrody są połączone z przekaźnikami za pomocą złącza o regulowanej wysokości. Steruj urządzeniem mikrofluidycznym za pomocą programu komputerowego, który przemieszcza kroplę między sąsiednimi elektrodami. W tym eksperymencie zostanie zobrazowany ruch kropel w urządzeniu mikrofluidycznym.Użyj zestawu powiększenia 24 96 w połączeniu z kamerą CCD. Podłącz magnetowid do aparatu za pomocą S video. W tym momencie należy pobrać próbkę do eksperymentu w tym przypadku elegancję C i średnią pipetę o kropli czterech mikrolitrów.Umieść kroplę na dolnej elektrodzie pokrytej sadzą, tak aby znajdowała się pośrodku górnych elektrod. Następnie wyreguluj położenie górnych elektrod tak, aby znajdowały się około 0,3 milimetra nad kroplą. Przy włączonym interfejsie elektronicznym i wysokim napięciu wyreguluj wysokość górnej elektrody, aż kropla zacznie się poruszać.Nie pozwól, aby elektroda dotknęła kropli. Gdy ruch kropli ustabilizuje się, rozpocznij nagrywanie za pomocą kamery, aż kropla przestanie się poruszać w odpowiedzi na pięć do 10 impulsów. Ten film pokazuje udany transfer C elgana w medium między elektrodami urządzenia do duetu polowego.Wcześniejsze prace z fluorescencyjnie znakowaną albuminą surowicy bydlęcej lub BSA pomagają wykazać interakcję między próbkami a substratem po lewej stronie. BSA znajduje się na powierzchni pokrytej sadzą, w przeciwieństwie do powierzchni po prawej stronie na powierzchni używanej wyłącznie z fluorowanej cieczy. Próbka BSA wykazuje silne oddziaływanie powierzchniowe.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wyprodukować, poczuć urządzenia ślubne. Nie zapomnij przestrzegać wytycznych dotyczących bezpieczeństwa w laboratorium.

taking-advantage-reduced-droplet-surface-interaction-to-optimize

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Cyfrowa mikroprzepływność to technika polegająca na manipulowaniu pojedynczymi kroplami (~nL - mL) na macierzy elektrod poprzez przykładanie pól elektrycznych. Jest ona odpowiednia do przeprowadzania szybkich, sekwencyjnych, zminiaturyzowanych zautomatyzowanych analiz biochemicznych. W niniejszej pracy przedstawiamy platformę zdolną do automatyzacji kilku etapów przetwarzania proteomicznego.

Cyfrowa mikroprzepływowość w zautomatyzowanym przetwarzaniu proteomicznym

Mikrofluidyczne platformy kropelkowe są obiecującymi narzędziami do eksperymentów wysokoprzepustowych, ponieważ umożliwiają one niskokosztowe generowanie piko-litrowych, samoczynnie odseparowanych komór z częstotliwością rzędu kHz. Dzięki integracji z szybkimi, czułymi i wysokorozdzielczymi metodami spektroskopii fluorescencyjnej, duże ilości informacji generowanych w tych systemach mogą być efektywnie wydobywane, przetwarzane i wykorzystywane.

Metody detekcji fluorescencyjnej dla mikroprzepływowych platform kroplkowych

Opracowaliśmy zautomatyzowaną platformę do hodowli komórek i przesłuchań do eksperymentów stymulacji komórek na mikroskalę.  Platforma oferuje prostą, wszechstronną i precyzyjną kontrolę w hodowli i stymulacji małych populacji komórek oraz odzyskiwaniu lizatów do analiz molekularnych.  Platforma doskonale nadaje się do badań, w których wykorzystuje się cenne komórki i/lub odczynniki.

Wszechstronna, zautomatyzowana platforma do eksperymentów ze stymulacją komórek w mikroskali

Prezentujemy dyskretny system wprowadzania próbek kropel do spektrometrii mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (ICPMS). Opiera się na tanim i jednorazowym chipie mikroprzepływowym, który generuje wysoce monodyspersyjne kropelki w zakresie wielkości 40−60 μm przy częstotliwościach od 90 do 7 000 Hz.

Układ mikroprzepływowy do próbki ICPMS Wprowadzenie

Opisujemy cyfrowy test końcowy do ilościowego oznaczania kwasów nukleinowych za pomocą uproszczonego (analogowego) odczytu. Mierzymy fluorescencję masową kropelkowych testów cyfrowych za pomocą standardowej maszyny qPCR, a nie specjalistycznego oprzyrządowania, i potwierdzamy nasze wyniki za pomocą mikroskopii.

Prosty masowy odczyt cyfrowych testów ilościowych kwasów nukleinowych

Platforma mikroprzepływowego biosensoru została zaprojektowana i wykonana przy użyciu taniej technologii fotorezystu z suchą folią do szybkiej i czułej kwantyfikacji różnych analitów. Ten jednorazowy system pozwala na elektrochemiczny odczyt testów enzymatycznych immobilizowanych na chipie za pomocą techniki stop-flow.

Elektrochemiczna platforma biosensorów mikroprzepływowych oparta na suchym filmie fotorezystu: produkcja urządzenia, przygotowanie testu na chipie i obsługa systemu

Ten artykuł przedstawia protokół do zasiewania rzadkiej populacji komórek za pomocą końcówek pipet do kropelkowych urządzeń mikroprzepływowych w celu zapewnienia wyższej efektywności enkapsulacji komórek w kropelkach.

Metoda oparta na końcówkach pipet do wysiewu komórek do kropelkowych platform mikroprzepływowych

Cyfrowy mikrofluidyk oparty na elektrozwilżaniu to technika, która wykorzystuje sterowaną napięciem zmianę pozornego kąta zwilżania kropli o objętości mikrolitra, aby ułatwić jej manipulację. Połączenie tego z funkcjonalizowanymi kulkami magnetycznymi umożliwia integrację wielu operacji laboratoryjnych w celu przygotowania próbki i identyfikacji patogenów za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA).

Cyfrowa platforma mikroprzepływowa oparta na elektrozwilżaniu do zautomatyzowanego testu immunoenzymatycznego

Opisujemy zestaw edukacyjny, który pozwala użytkownikom przeprowadzać wiele eksperymentów i zdobywać praktyczne doświadczenie w zakresie cyfrowej mikrofluidyki.

Wszechstronny zestaw oparty na cyfrowym uruchamianiu kropelkowym mikrofluidyki do nauczania przedmiotów ścisłych

Testy kropelek wody w oleju są przydatne do chemii analitycznej, ewolucji enzymów i analizy pojedynczych komórek, ale zazwyczaj wymagają mikrofluidyki do formowania kropel. W tym miejscu opisujemy emulgację z szablonami cząstek, bezprzepływowe podejście do wykonywania testów kropelkowych.

Emulgacja szablonowa cząstek umożliwia oznaczanie kropel bez mikroprzepływowości

Prezentacja dwuwarstwowego urządzenia opartego na polidimetylosiloksanie (PDMS) do produkcji bibliotek kombinatorycznych w emulsjach (korkach) typu woda w oleju jest przedstawiona. Niezbędny sprzęt i oprogramowanie wymagane do automatyzacji produkcji zatyczek jest szczegółowo opisane w protokole, a także pokazano produkcję ilościowej biblioteki zatyczek fluorescencyjnych.

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe do kombinatorycznej produkcji korków

Odkryj metodę wytwarzania urządzeń do odwodnienia polowego w celu transportu bioanalitów bez dodatków chemicznych. Technika ta wykorzystuje sadzę świecową i polimery fluorowe do precyzyjnej manipulacji kroplami.

Wykorzystanie zmniejszonej interakcji kropelka-powierzchnia w celu optymalizacji transportu bioanalitów w cyfrowej mikrofluidyce (Wideo) | JoVE Journal

Wykorzystanie zmniejszonej interakcji kropelka-powierzchnia w celu optymalizacji transportu bioanalitów w cyfrowej mikrofluidyce

Przeglądaj więcej filmów