Name: Minimalnie inwazyjna technika wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Poznaj minimalnie inwazyjną technikę wstrzykiwania leków i komórek macierzystych do nerwu wzrokowego szczura. Ta metoda zmniejsza powikłania chirurgiczne i przyspiesza regenerację w badaniach neurologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez NeuralStem, Inc. i Johns Hopkins Project RESTORE.

UWAGA: Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Johns Hopkins Animal Care and Use Committee. Aparaty anestezjologiczne wymagają corocznej kontroli i kalibracji w razie potrzeby.
1. Znieczulenie i pozycjonowanie
<ol>
	<li>znieczulenie.
	<ol>
		<li>Wszystkie zabiegi chirurgiczne wykonuj w znieczuleniu z 2-3% izofluoranem. Potwierdź odpowiedni poziom znieczulenia poprzez uszczypnięcie palca u nogi i częstość oddechów. Sprawdź, czy szczur nie drga w odpowiedzi na uszczypnięcie palca. 
		UWAGA: Drgnienie wskazuje na znieczulenie, które jest zbyt późne i może wymagać dłuższego znieczulenia przed rozpoczęciem lub wyższego stężenia izofluoranu. Częstość oddechów mniejsza niż 1 oddech co 2 sekundy jest zbyt wolna, co wskazuje, że znieczulenie jest zbyt wysokie i może wymagać zmniejszenia stężenia izofluoranu.</li>
		<li>W razie potrzeby zabezpiecz zwierzę, aby uniknąć ruchów głowy podczas zabiegu. Umieść kroplę lidokainy na oku chirurgicznym. Używaj sztucznych łez co 10 minut, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia. Wstrzyknąć buprenorfinę w dawce 0,01 mg/kg mc. podskórnie przed operacją, a następnie w razie potrzeby co 6-8 godzin. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pozycjonowania.
	<ol>
		<li>Umieść szczury w stereotaktycznej ramce i utrzymuj ciepło za pomocą poduszki grzewczej. Zwilż sierść skóry głowy alkoholem, uważając, aby nie było odsłonięte na oczach. Używaj sterylnych narzędzi i sterylnej techniki, aby zminimalizować ryzyko infekcji pooperacyjnych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Sterowanie wzrokiem
<ol>
	<li>Umieść szew 4-0 w bocznej spojówce i zawiąż go wystarczającym szwem, aby umożliwić delikatną przyczepność.</li>
</ol>
3. Sekcja
<ol>
	<li>Wstępna sekcja.
	<ol>
		<li>Wykonaj nacięcie o średnicy ~ 1 cala w skórze nad grzbietem oczodołu za pomocą skalpela w rozmiarze 10, jak pokazano na rysunku 1. Cofnij skórę i leżącą pod nią powięź i ostrożnie wypreparuj powięź. Aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu do zabiegu chirurgicznego, należy unikać przecinania naczyń krwionośnych podczas preparowania powięzi. Użyj strategicznie rozmieszczonych bawełnianych końcówek, aby zapewnić hemostazę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Głębsza sekcja. 
	UWAGA: Przy delikatnym pociągnięciu spojówki, ciągnąc oko w dół i wysuwając się z oczodołu, pojawi się mięsień oczodołu górny. Aby odsłonić nerw wzrokowy, mięsień ten musi zostać przecięty, a tłuszcz zaoczodołowy usunięty. Tłuszcz można wyrzucić i nie należy go wymieniać po wstrzyknięciu. Od tego momentu powięź nerwu wzrokowego powinna być widoczna jako wiązka samego nerwu wzrokowego wraz z naczyniami krwionośnymi owiniętymi oponą twardą (ryc. 1).
	<ol>
		<li>Wykonaj małe nacięcie w oponie twardej za pomocą skalpela lub igły ze skosem 31, aby przekłucie było mniej traumatyczne.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Wtryskiwacz do pipet
<ol>
	<li>Wyciągnąć szklaną mikropipetę do średnicy 50-100 μm. Aby zapewnić stabilność, zamontuj mikropipetę na mikromanipulatorze i podłącz do strzykawki Hamilton podłączonej do pompy infuzyjnej.</li>
	<li>Wyciągnij kulki (lub komórki macierzyste) rozpuszczone w objętości 0,5-1,0 μl do wstecznej mikropipety wraz z 0,5 μl objętości roztworu błękitu metylowego przed i po. 
	UWAGA: Szybkość infuzji ustawiona na 0,5-2 μl na minutę zapobiega urazom nerwu wzrokowego.</li>
</ol>
5. Wtrysk
<ol>
	<li>Opuść końcówkę mikropipety na nerw wzrokowy tuż nad naciętym oponą twardą. 
	UWAGA: Niewielki, ale energiczny ruch szklanej końcówki do nerwu wzrokowego powoduje najmniejsze uszkodzenia. Gdy pompa infuzyjna zaczyna działać, barwnik błękitu metylowego powinien uwydatnić obszar wstrzykniętego nerwu wzrokowego. Barwnik powinien pozostać zlokalizowany w nerwie wzrokowym bez wyciekania w przestrzeni podpajęczynówkowej.</li>
	<li>Postępuj zgodnie z drugim pasmem błękitu metylowego, aby określić, kiedy wstrzyknięcie komórek macierzystych zostało zakończone i wyłącz pompę infuzyjną podczas wstrzykiwania drugiej dawki błękitu metylowego. Mikropipetę należy trzymać nieruchomo w nerwie wzrokowym przez 2 minuty na każdą wstrzykniętą 1 μl objętości, aby zapobiec wyrzutowi pod wysokim ciśnieniem po wyjęciu mikropipety. 
	UWAGA: Alternatywnym podejściem jest podłączenie końcówki pipety do strzykawki wypełnionej powietrzem, którą można manipulować ręcznie. Tak czy inaczej, unikaj nadmiernej siły, aby zminimalizować uszkodzenie nerwów wzrokowych. Zalecamy wstrzyknięcie nie więcej niż 2 μl objętości do każdego nerwu wzrokowego.</li>
</ol>
6. Kontynuacja
<ol>
	<li>bezpośredni.
	<ol>
		<li>Po zakończeniu wstrzykiwania należy wyjąć mikropipetę wraz z bawełnianymi końcówkami używanymi do zapewnienia hemostazy. Zszyj skórę jedwabiem 3-0 i usuń szew spojówkowy.</li>
		<li>Utrzymuj szczury w cieple na poduszce grzewczej, aż wyjdą z narkozy. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą na mostku. Nie należy zwracać zwierzęcia, które przeszło operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.</li>
		<li>Jeśli zwierzę wykazuje oznaki bólu, w tym nadmierny letarg, ataksję lub trudności w oddychaniu, należy podać odpowiednią lek przeciwbólową z domięśniową buprenorfiną (0,05 mg/kg) do trzech razy na dobę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Długoterminowe.
	<ol>
		<li>Przez następne 24-48 godzin obserwuj szczura pod kątem powikłań po operacji, w tym obrzęku lub wydzieliny z rany lub innych objawów bólu, takich jak wokalizacja, zgarbiony wygląd, brak pielęgnacji lub niejedzenie. W razie potrzeby rozważ konsultację z weterynarzem lub etyczną eutanazję.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+approaches+and+future+prospects+for+stem+cell+rescue+and+regeneration+of+the+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+journal+of+ophthalmology+Journal+canadien+d%27ophtalmologie%22%5BJournal%5D)">Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve.</a> Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d'ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).</li>
<li>Quigley, H. A., Iglesia, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+to+replace+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Eye%22%5BJournal%5D)">Stem cells to replace the optic nerve.</a> Eye. 18 (11), 1085-1088 (2004).</li>
<li>Ghaffarieh, A., Levin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+disease+and+axon+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22International+review+of+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Optic nerve disease and axon pathophysiology.</a> International review of neurobiology. 105, 1-17 (2012).</li>
<li>Fukui, Y., Hayasaka, S., Bedi, K. S., Ozaki, H. S., Takeuchi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+study+of+the+development+of+the+optic+nerve+in+rats+reared+in+the+dark+during+early+postnatal+life%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+anatomy%22%5BJournal%5D)">Quantitative study of the development of the optic nerve in rats reared in the dark during early postnatal life.</a> Journal of anatomy. 174, 37-47 (1991).</li>
<li>Celestre, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+approaches+to+the+cervical+spine%5BTitle%5D)+AND+%22The+Orthopedic+clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive approaches to the cervical spine.</a> The Orthopedic clinics of North America. 43 (1), 137-147 (2012).</li>
<li>Hallas, B. H., Wells, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Technique+for+Multiple+Injections+into+the+Mammalian+Optic+Nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Kopf+Carrier%22%5BJournal%5D)">A Novel Technique for Multiple Injections into the Mammalian Optic Nerve.</a> Kopf Carrier. 54, (2001).</li>
<li>Harvey, A. R., Hellstrom, M., Rodger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+and+transplantation+in+the+retinofugal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+brain+research%22%5BJournal%5D)">Gene therapy and transplantation in the retinofugal pathway.</a> Progress in brain research. 175, 151-161 (2009).</li>
<li>Adachi-Usami, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+neuritis--from+diagnosis+to+optic+nerve+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Nippon+Ganka+Gakkai+zasshi%22%5BJournal%5D)">Optic neuritis--from diagnosis to optic nerve transplantation.</a> Nippon Ganka Gakkai zasshi. 104 (12), 841-857 (2000).</li>
<li>Slater, B. J., Vilson, F. L., Guo, Y., Weinreich, D., Hwang, S., Bernstein, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optic+nerve+inflammation+and+demyelination+in+a+rodent+model+of+nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+ophthalmology+%26+visual+science%22%5BJournal%5D)">Optic nerve inflammation and demyelination in a rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy.</a> Investigative ophthalmology & visual science. 54 (13), 7952-7961 (2013).</li>
<li>Zarbin, M. A., Arlow, T., Ritch, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+nanomedicine+for+vision+restoration%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clinic+proceedings%22%5BJournal%5D)">Regenerative nanomedicine for vision restoration.</a> Mayo Clinic proceedings. 88 (12), 1480-1490 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych istotnych ujawnień do przekazania.

Bezpośrednie wstrzyknięcie do nerwu wzrokowego komórek macierzystych lub innych produktów mających na celu ułatwienie regeneracji stanowi wygodny model w porównaniu z innymi sposobami iniekcji do OUN. Technika ta zajmuje mniej czasu, wymaga mniej całkowitego znieczulenia, pozwala uniknąć wiercenia lub usuwania tkanki czaszki lub kostnej, zmniejsza częstość powikłań i pozwala na szybszą rekonwalescencję po operacji. 
Najważniejsze kroki w tym protokole obejmują: 1. Odpowiednią hemostazę w polu ...

Nerw wzrokowy stanowi idealne miejsce do badań regeneracyjnych ośrodkowego układu nerwowego (OUN), w tym schorzeń okulistycznych, takich jak zapalenie nerwu wzrokowego, jaskra i uraz. Wstrzyknięcia różnych komórek macierzystych wykazały skuteczność lub okazały się obiecujące w zastępowaniu utraconej mieliny, zwiększaniu liczby aksonów i/lub zapobieganiu chorobom zwyrodnieniowym. 1,2
Ludzki nerw wzrokowy zawiera około 1,2 miliona równoległych aksonów podróżujących od siatkówki do skrzyżowania o średnicy około 3,0-3,5 mm.3 Do modelowania ludzkich chorób w laboratorium, szczur był często wykorzystywany. Nerw wzrokowy dorosłego szczura zawiera około 100 000 aksonów o średnicy około 0,5 mm.4 Jednym z głównych ograniczeń w badaniach regeneracyjnych OUN jest bezpośredni dostęp bez kości. Powikłania i ryzyko chirurgiczne dla zwierzęcia są większe po usunięciu czaszki lub kręgów. Podobnie jak w przypadku korzyści płynących z minimalnie inwazyjnych metod leczenia kręgosłupa,5 bezpośrednie wstrzyknięcia nerwu wzrokowego bez otwierania czaszki zapewniają zmniejszenie powikłań i szybszy powrót do zdrowia.
Ta technika była używana w poprzednich badaniach. 6 W tym manuskrypcie i towarzyszącym mu filmie demonstrujemy minimalnie inwazyjną procedurę wstrzykiwania komórek macierzystych do nerwu wzrokowego szczura.

<table><tbody><tr><td>Lewis rat</td><td>Charles River</td><td>4</td><td>Każdy szczep szczura będzie działał.</td></tr><tr><td>Aparat anestezjologiczny</td><td>Surgivet</td><td>CDS9000</td><td>CDS 9000 Maszyna do znieczulenia małych zwierząt - Montaż na słupie</td></tr><tr><td>Pompa infuzyjna</td><td>Stoelting</td><td>53129</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>National Optical</td><td>409-411-1105</td><td></td></tr><tr><td>Światłowodowe źródło światła</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-21</td><td></td></tr><tr><td>Badanie preparacyjne i stereotaktyczne instrumentu</td><td></td><td>51400</td><td></td></tr><tr><td>Ściągacz do pipet</td><td>Kopf</td><td>750</td><td></td></tr><tr><td>Pipety</td><td>World Precision Instruments</td><td>18150-6</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowe ostrza skalpela Aparat</td><td>Harvarda</td><td>810-15-021</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do irydektomii</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauki</td><td>Uniband LA-4XF</td><td></td></tr></tbody></table>

minimalnie inwazyjna technika wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

Nerw wzrokowy szczura jest użytecznym modelem do badań nad regeneracją komórek macierzystych. Bezpośrednie wstrzyknięcie do nerwu wzrokowego szczura umożliwia dostarczenie do ośrodkowego układu nerwowego w minimalnie inwazyjnej operacji bez usuwania kości. Technika ta opisuje podejście do wizualizacji i bezpośredniego wstrzyknięcia nerwu wzrokowego po niewielkim rozwarstwieniu powięzi od grzbietu oczodołu, przy użyciu szwu trakcyjnego spojówki, aby delikatnie pociągnąć oko w dół i na zewnątrz. Reprezentatywne przykłady wstrzykniętego nerwu wzrokowego pokazują udaną iniekcję barwionych koralików.

Po zakończeniu eksperymentu szczury zostały uśmiercone i poddane perfuzji 4% paraformaldehydem. Nerwy wzrokowe zostały starannie wypreparowane i zamocowane do cięcia w kriostacie. Rycina 2 przedstawia przykład całego nerwu wzrokowego szczura przy małym powiększeniu, w którym w celu wizualizacji miejsca podania wstrzyknięto barwnik błękit Evansa. Strzałka wskazuje dokładną lokalizację iniekcji. Preparat ten został wykonany w ciągu kilku minut od wstrzyknięcia, co potwierdza ograniczona dyfuzja barwnika wz...

Bezpośrednia iniekcja do nerwu wzrokowego szczura jest przydatna do badań regeneracyjnych. Demonstrujemy minimalnie inwazyjną technikę bezpośredniego wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura, która nie wymaga otwierania czaszki. Dzięki tej metodzie powikłania chirurgiczne są zminimalizowane, a powrót do zdrowia jest szybszy.

Minimalnie inwazyjna technika wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zapewnienie małoinwazyjnego podejścia do wstrzykiwania leków lub komórek macierzystych do nerwu wzrokowego żywego szczura. Osiąga się to poprzez uprzednie znieczulenie szczura, umieszczenie go na statywie do sekcji oraz wprowadzenie szwu do spojówki w celu manipulacji gałką oczną. Następnie, w drugim kroku, wykonuje się nacięcie brzegu orbitalnego za okiem, aby odsłonić nerw wzrokowy.Następnie szklaną pipetę wprowadza się do nerwu wzrokowego, a następnie wstrzykuje się lek lub komórki macierzyste przed zamknięciem miejsca operacyjnego i wybudzeniem szczura z narkozy. Ostatecznie, po określonym czasie, szczura uśmierca się, przeprowadza sekcję nerwu wzrokowego, a efekty wstrzyknięcia chirurgicznego lub transplantacji można zwizualizować za pomocą mikroskopii. Główną zaletą tej techniki nad istniejącymi metodami jest to, że podejście to jest małoinwazyjne, co pozwala szczurowi przeżyć tak długo, jak jest to wymagane.Badanie wpływu wstrzyknięć chirurgicznych lub transplantacji. Procedurę zaprezentuje Kate Schwartz, studentka-technik z mojego laboratorium. Wszystkie zabiegi chirurgiczne należy przeprowadzić w znieczuleniu przy użyciu od 2 do 3% izofluranu.Potwierdź odpowiedni poziom znieczulenia, sprawdzając odruch cofania łapy po uciśnięciu palca oraz częstotliwość oddychania. Upewnij się, że szczur nie wzdryga się w odpowiedzi na uciśnięcie palca. Unieruchom zwierzę w razie potrzeby, aby uniknąć ruchu głowy podczas procedury.Następnie należy nanieść kroplę lidokainy na oko operowane. Aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia, co 10 minut stosuj sztuczne łzy. Wykonaj przedoperacyjny zastrzyk buprenorfiny w dawce 0,01 mg/kg podskórnie, a następnie powtarzaj dawkę co sześć do ośmiu godzin w razie potrzeby.Utrzymuj zwierzę w cieple, korzystając z podkładki grzewczej. Namocz sierść na skórze głowy alkoholem, dbając o to, aby nie dopuścić do kontaktu substancji z oczami.Należy używać sterylnych narzędzi i zachować technikę sterylną, aby zminimalizować ryzyko infekcji pooperacyjnych. Następnie umieść szew 4-0 w bocznej części spojówki i zawiąż go, pozostawiając wystarczającą długość nici, aby umożliwić delikatną trakcję. Wykonaj nacięcie skóry nad grzbietem oczodołu o długości około jednej cala.Używając skalpela o rozmiarze 10, odsunąć skórę oraz leżącą pod nią powięź i ostrożnie oddzielić powięź. Założyć jeden szew w odsuniętej skórze, aby odsłonić górny worek oczodołowy i zapobiec nadmiernemu krwawieniu do pola operacyjnego.Należy unikać przecinania naczyń krwionośnych podczas preparowania powięzi. Po delikatnym pociągnięciu spojówki i wysunięciu oka z oczodołu, w polu widzenia pojawi się mięsień górny oka. Aby odsłonić nerw wzrokowy, należy usunąć tłuszcz okołogałkowy i przeciąć ten mięsień.Tłuszcz można usunąć i nie należy go uzupełniać po wstrzyknięciu. Od tego momentu powięź nerwu wzrokowego powinna być widoczna jako pęczek samego nerwu wzrokowego wraz z naczyniami krwionośnymi owiniętymi w oponę twardą. Aby przeprowadzić głębszą dyssekcję, należy wykonać małe nacięcie w DRA za pomocą skalpela lub igły ściętej o rozmiarze 31 G, aby zmniejszyć uraz podczas przebijania; należy przygotować wyciągniętą szklaną mikropipetę o średnicy od 50 do 100 mikronów w celu zapewnienia stabilności.Zamocuj mikropipetę na mikromanipulatorze i podłącz ją do plastikowej strzykawki o pojemności 20 cc. Wciągnij do mikropipety w sposób wsteczny kuleczki lub zrekonstytuowane komórki macierzyste w ilości od 0,5 do 1 µL, a także 0,5 µL roztworu błękitu metylowego przed i po napełnieniu szklanej pipety barwnikiem. Używając strzykawki o pojemności 1 cc i igły o rozmiarze 30 gauge, opuść końcówkę mikropipety na nerw wzrokowy tuż nad naciętą oponą twardą.Krótki, ale szybki ruch szklanej końcówki w głąb nerwu wzrokowego, przy jednoczesnym powolnym i stałym nacisku na tłok, pozwala zminimalizować uszkodzenia. Barwnik błękit Evansa powinien uwidocznić obszar wstrzyknięcia w obrębie nerwu wzrokowego. Barwnik powinien pozostać zlokalizowany wewnątrz nerwu wzrokowego, bez wycieku do przestrzeni podpajęczynówkowej.Obserwuj drugi prążek barwnika błękitu ewansa, aby określić moment zakończenia wstrzyknięcia komórek macierzystych. Po wstrzyknięciu wymaganej objętości do nerwu wzrokowego zwolnij tłok. Pozostaw mikropipetę w nerwie wzrokowym przez pięć minut, aby zapobiec wyrzutowi pod wpływem wysokiego ciśnienia podczas wycofywania mikropipety po zakończeniu iniekcji.Usuń mikropipetę wraz z wszelkimi bawełnianymi tamponami używanymi do zapewnienia hemostazy. Zaszyj skórę nicią jedwabną 3.0 i usuń szew spojówkowy. Utrzymuj szczury w cieple na podkładce grzewczej, aż wybudzą się z narkozy.Nie należy pozostawiać zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska ono wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżenia na brzuchu. Jeśli zwierzę wykazuje objawy bólu, w tym nadmierną letargię, ataksję lub utrudnione oddychanie, należy podać odpowiednie środki przeciwbólowe w postaci buprenorfiny domięśniowo do trzech razy dziennie. Po zakończeniu eksperymentu szczury uśpiono i poddano perfuzji paraldehydem.Nerwy wzrokowe zostały starannie wypreparowane i zamontowane do cięcia w kriotomie; przedstawiony tutaj przykład pokazuje nerw wzrokowy szczura przy mniejszym powiększeniu, do którego wstrzyknięto barwnik błękit Evansa. Aby zwizualizować miejsce podania, strzałka wskazuje dokładną lokalizację iniekcji. Preparacja ta została wykonana w ciągu kilku dni od wstrzyknięcia, o czym świadczy ograniczona dyfuzja barwnika wzdłuż nerwu po jego podaniu.Technika ta utorowała drogę badaczom z dziedziny neurologii regeneracyjnej do poszukiwania nowych metod regeneracji nerwu wzrokowego i potencjalnego przywrócenia utraconego wzroku w tym szczurzym modelu choroby demielinizacyjnej.

minimally-invasive-technique-for-injection-into-rat-optic-nerve

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Minimalnie inwazyjna technika wstrzyknięcia do nerwu wzrokowego szczura

Iniekcja doszklistkowa jest powszechnie stosowaną techniką w badaniach nad naukami o widzeniu w kontekście chorób oczu lub jako metoda bezpośredniego zastosowania miejscowego leczenia. W tym filmie zaprezentowano protokół iniekcji doszklistkowej z użyciem strzykawki o pojemności 1ml z szklaną pipetą. Przedstawiono praktyczne wskazówki dotyczące unikania masywnych krwawień oraz uszkodzeń soczewki.

Iniekcja doplastycznej w głąb ciała szklistego w celu ustanowienia modelu chorób oczu

Przecięcie nerwu wzrokowego jest powszechnie stosowanym modelem uszkodzenia OUN u osobników dorosłych. Model ten jest idealny do przeprowadzania szeregu manipulacji eksperymentalnych, które oddziałują na siatkówkę w sposób globalny lub są skierowane bezpośrednio do uszkodzonej populacji neuronów komórek zwojowych siatkówki.

Metody manipulacji eksperymentalnych po przecięciu nerwu wzrokowego w ośrodkowym układzie nerwowym ssaków

Ten film demonstruje procedurę chirurgicznego dostępu do nerwu wzrokowego u znieczulonego zwierzęcia i precyzyjnego dostarczania lizolecytyny w celu wywołania ogniskowej demielinizacji, tworząc warunki neuropatologiczne do dalszych badań.

Indukowanie miejscowej demielinizacji w nerwie wzrokowym za pomocą lizolecytyny

Zastrzyki podsiatkówkowe są najczęstszą techniką dostarczania dużych środków terapeutycznych, takich jak białka i wektory wirusowe, do fotoreceptorów i nabłonka barwnikowego siatkówki. Alternatywna metoda u myszy, która z powodzeniem celuje w przestrzeń podsiatkówkową z minimalnymi uszkodzeniami ubocznymi i krótkim czasem rekonwalescencji, jest opisana tutaj.

Alternatywna i zwalidowana metoda iniekcji umożliwiająca dostęp do przestrzeni podsiatkówkowej przez przeztwardówkowy dostęp tylny

Ten protokół ma na celu zademonstrowanie powtarzalnej drogi podawania dożylnego, która może być stosowana u szczurów i myszy przez cały okres noworodkowy. Procedura ta jest ważna dla przedklinicznych badań na gryzoniach, które mają na celu odzwierciedlenie podawania leków na oddziałach opieki neonatologicznej, głównie przy użyciu podawania dożylnego.

Model iniekcji żyły zaoczodołowej u noworodków gryzoni

Ten protokół opisuje technikę wstrzykiwania dokomorowego u szczurów za pomocą centralnego nacięcia rogówki i długiego tunelu do przedniej komory. Ta metoda iniekcji minimalizuje ryzyko wywołania niezamierzonego uszkodzenia tkanki, a tym samym poprawia precyzję i odtwarzalność.

Wstrzyknięcie dokomorowe u szczurów o niskim ryzyku wystąpienia działań niepożądanych

Przedstawiamy protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego u szczurów, umożliwiający dostarczanie leku bezpośrednio do nerwu bez powikłań po wstrzyknięciu. Metoda ta ma zastosowanie w przedklinicznych badaniach neurologicznych obejmujących manipulację autonomicznego układu nerwowego. Może być stosowany do bezpośredniego wstrzykiwania nerwów dla innych nerwów u szczurów i innych gatunków, z niezbędnymi modyfikacjami.

Protokół bezpośredniego wstrzykiwania nerwu błędnego dla szczurów

Ten protokół opisuje unikalną technikę wykorzystującą podejście przezspojówkowe do dostępu do nerwu wzrokowego szczura w celu wykonania zastrzyków.

Podejście przezspojówkowe do wstrzyknięcia do nerwu wzrokowego szczura

To badanie przedstawia metodologię dostarczania leków do siatkówki i nerwów wzrokowych dorosłego szczura. Dodatkowo wprowadzono unikalną metodę pobierania tkanek w celu odgórnego pobrania en bloc nerwu wzrokowego i siatkówki u dorosłego szczura.

Terapeutyczne dostarczanie do oczu i zaawansowane pobieranie tkanek u dorosłych szczurów

Iniekcje podsiatkówkowe są nieodzowną techniką w przedklinicznym rozwoju terapii chorób fotoreceptorowych i RPE. Opisujemy zoptymalizowaną technikę przeztwardówkowego wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy, która poprawia wskaźniki powodzenia śródoperacyjnego i minimalizuje uszkodzenie siatkówki.

Zoptymalizowana minimalnie inwazyjna technika przeztwardówkowego wstrzykiwania podsiatkówkowego u myszy

Poznaj minimalnie inwazyjną technikę wstrzykiwania leków i komórek macierzystych do nerwu wzrokowego szczura. Ta metoda zmniejsza powikłania chirurgiczne i przyspiesza regenerację w badaniach neurologicznych.

Minimalnie inwazyjna technika wstrzykiwania do nerwu wzrokowego szczura

Przeglądaj więcej filmów