Name: Izolacja i wstrzyknięcie dożylne monocytów pochodzących ze szpiku kostnego myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 21 s
Description: Naucz się izolacji i dożylnego wstrzyknięcia monocytów ze szpiku kostnego myszy. Ta metoda pozwala uzyskać duże ilości komórek przy niższych kosztach i mniejszej liczbie zwierząt do badań nad układem sercowo-naczyniowym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez DFG (Deutsche Forschungsgemeinschaft, Niemiecka Fundacja Badawcza) SFB 854 (Sonderforschungsbereich, wspólne centrum badawcze). 
Podziękowania dla Hansa-Holgera Gärtnera, Audiovisuelles Medienzentrum, Otto-von-Guericke University Magdeburg, Magdeburg, Niemcy, za wsparcie techniczne.

Niniejsze badanie zostało przeprowadzone za zgodą landów Saksonia oraz Saksonia-Anhalt, Regierungspraesidium Dresden/Halle, zgodnie z sekcją 8 niemieckiej ustawy o ochronie zwierząt (24D-9168.11-1/2008-24).
1 Izolacja komórek
1.1 Przygotowanie kości udowej i piszczelowej
<ol>
	<li>Zanurzyć mysz w znieczuleniu przy użyciu 5% stężenia izofluranu poprzez odparowanie izofluranu w zamkniętym pojemniku. Po ustaniu ruchów myszy przez 3 sec, przeprowadzić zwichnięcie szyi.</li>
	<li>Zdezynfekować kończyny tylne etanolem (96%). Usunąć skórę oraz mięśnie i oddzielić kości za pomocą sterylnego skalpela.
	<ol>
		<li>Rozpocząć od nacięcia skóry w pachwinie, przedłużyć nacięcie w kierunku kostki przyśrodkowej i przeprowadzić okrężną dyssekcję skóry wokół dolnej części łydki. Całkowicie usunąć skórę z nóg poprzez odwarstwianie jej w kierunku proksymalnym.</li>
		<li>Oddzielić mięsień czworogłowy uda od kości udowej ostrym skalpelem, usunąć grupy mięśni strzałkowych przednich oraz mięsień brzuchaty łydki i zwichnąć nogę w stawie biodrowym poprzez zlokalizowanie i przecięcie więzadeł.</li>
		<li>Rozpocząć od strony przedniej i obejść staw, ostrożnie obracając nogę i przecinając więzadła, w ten sposób zwichnąć staw.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przemyć kość udową oraz piszczel 96% etanolem przez minimum 90 sec, aby zagwarantować aseptyczne przygotowanie komórek. Kontynuować proces płukania sterylnym PBS w celu usunięcia pozostałego etanolu. 
	Uwaga: Wszystkie kolejne kroki muszą być wykonywane w warunkach sterylnych, aby uniknąć kontaminacji.</li>
</ol>
1.2 Pobieranie szpiku kostnego
<ol>
	<li>Odciąć końce proksymalne i dystalne każdej kości za pomocą precyzyjnych nożyczek, aby uzyskać dostęp do trzonów kości udowej i piszczelowej. Należy zachować ostrożność podczas tego etapu, ponieważ kości te bardzo łatwo pękają.</li>
	<li>Przepłukać kości ciepłym medium (M199 + 10% płodowej surowicy cielęcej (FCS), + 1% penicyliny/streptomycyny). Do płukania użyć sterylnej igły 28-G, strzykawki 1 ml oraz od 10-15 ml medium na każdą kość.</li>
	<li>Przytrzymać kość precyzyjną pincetą i płukać jedną po drugiej, aż staną się półprzezroczyste. Ostrożnie naciskać tłok strzykawki, aby zminimalizować stres komórkowy.</li>
	<li>Przefiltrować szpik kostny przez nylonową siatkę o oczkach 70 µm i zebrać filtrat. Aby wyekstrahować maksymalną ilość szpiku kostnego, należy wielokrotnie płukać końce dystalne i proksymalne.</li>
	<li>Przepłukać sito roztworem PBS i zebrać filtrat. Ostrożnie usunąć zanieczyszczenia i konglomeraty komórkowe poprzez delikatne mieszanie i pipetowanie.</li>
</ol>
1.3 Hodowla
<ol>
	<li>Odwiruj zawiesinę komórkową z prędkością 250 x g przez 10 min w RT. Odlej nadsącz i resuspenduj komórki w około 25 ml pożywki. Powtórz czynność raz.</li>
	<li>Po drugim etapie przemywania resuspenduj komórki w 6 ml pożywki. Wymieszaj 50 µl roztworu komórek z 50 µl błękitu trypanu. Policz komórki w komorze licznikowej pod mikroskopem świetlnym. Oblicz liczbę komórek w roztworze, korzystając z następującego wzoru: 
	<img alt="Wzór na stężenie komórek, komórek/mL równa się liczba policzonych komórek podzielona przez 4µL pomnożona przez 2 pomnożona przez 10000." fo:content-width="1.3in" src="/files/ftp_upload/52347/52347eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"></li>
	<li>Wysiej komórki na płytki 6-dołkowe z powierzchnią ultra-low-attachment, aby zapobiec trwałemu przyleganiu do dna płytki. Stosuj stężenie 106 komórek na ml, do 6 ml na dołek.</li>
	<li>Uzupełnij zawiesinę o 20 ng/ml M-CSF, aby wspomóc różnicowanie komórek.</li>
	<li>Kulturować komórki przez 5 dni w temperaturze 37 °C i 5% carbon dioxide, prowadząc codzienną obserwację.</li>
</ol>
1.4 Zbieranie komórek
Uwaga: Poniższe kroki należy wykonywać w lodzie. Należy przejść do etapu 1.4.1 lub 1.4.2, w zależności od potrzeb.
<ol>
	<li>Na tym etapie należy zebrać całą kulturę, w tym zróżnicowane makrofagi, które przylegają do płytek hodowlanych, nawet jeśli są to płytki o powierzchni ultra-niskiego przywierania.
	<ol>
		<li>Całą kulturę należy zebrać poprzez delikatne pipetowanie i odrywanie komórek za pomocą roztworu PBS w temperaturze 4 °C z dodatkiem 0,5% albuminy surowicy bydlęcej (BSA) i 2 mM EDTA. Czynność tę należy powtarzać do momentu, aż na płytkach nie będzie pozostałych przylegających komórek – w razie wątpliwości należy to potwierdzić pod mikroskopem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Alternatywnie można odrzucić przylegające makrofagi, zbierając nadsącz z komórkami w zawiesinie, w których przeważają monocyty.
	<ol>
		<li>Komórki nieprzylegające należy zebrać za pomocą roztworu PBS bez EDTA i 0,5% BSA. Nie należy używać zbyt dużej siły, aby uniknąć oderwania słabo przylegających makrofagów.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
1.5 Analiza FACS (opcjonalnie)
Uwaga: Możliwe jest usunięcie z zawiesiny komórkowej komórek macierzystych i progenitorowych CD117+ przy użyciu metody MACS. W celu przeprowadzenia tej procedury należy stosować protokoły producenta.
<ol>
	<li>Zebrać komórki zgodnie z krokiem 1.4.1 lub 1.4.2.</li>
	<li>Odwirować komórki z prędkością 250 x g przez 10 min w temperaturze 4 °C, a następnie powtórzyć ten krok.</li>
	<li>Resuspendować co najmniej 250 000 komórek w 300 µl buforu FACS na jedną próbę.</li>
	<li>Przenieść zawiesinę komórkową na płytkę 96-dołkową (30 µl na dołek).</li>
	<li>Odwirować zawiesinę komórkową z prędkością 250 x g przez 5 min w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Usunąć nadsącz i dodać 25 µl przeciwciał do każdego dołka (stosując rozcieńczenie zalecane przez producenta).</li>
	<li>Przebarwić komórki przeciwciałami (postępując zgodnie z protokołami producenta dotyczącymi fenotypowania komórek po krokach 1.5.1-1.5.6. Powszechnie stosowane markery do identyfikacji monocytów / makrofagów obejmują CD11b, F4/80 (Rycina 3), CD115 (Rycina 2) oraz Gr-1. 
	Uwaga: W celu dokładniejszej charakterystyki zawiesin komórkowych zaleca się stosowanie markerów takich jak CD4, CD8a, CD11c, CD25, CD45, CD45R, CD62L, CD80, CD86, CD145, CD117, MHCⅡ, Ly6C, Ly6G oraz CD192. Charakterystyka komórkowa została opisana wcześniej12.</li>
	<li>Inkubować próby przez 20 min w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Odwirować próby z prędkością 250 x g przez 5 min w temperaturze 4 °C i resuspendować w 200 µl buforu FACS. Powtórzyć ten krok dwukrotnie.</li>
	<li>Przenieść próby do probówek do FACS i przeprowadzić analizę FACS12.</li>
	<li>Przeprowadzić analizę FACS12 w dniu 0, 3 i 5 w celu analizy różnicowania komórek.</li>
</ol>
2. Iniekcja do żyły ogonowej
2.1 Przygotowanie
<ol>
	<li>Ogrzewaj zwierzęta na płycie grzejnej w temperaturze 37 °C przez około 10 min. Obserwuj zwierzęta podczas ogrzewania, aby rozpoznać oznaki przegrzania.</li>
	<li>Resuspenduj monocyty, wyizolowane w krokach 1.1- 1.4, w 150 µl NaCl i pobierz komórki do strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml z igłą 30G. Przed pobraniem do strzykawki lekko wymieszaj roztwór na wirówce typu vortex, aby upewnić się, że wszystkie monocyty zostały wstrzyknięte. Zawsze manipuluj komórkami w lodzie, aby uniknąć indukowanego ciepłem przylegania i aktywacji monocytów.</li>
</ol>
2.2 Unieruchamianie
<ol>
	<li>Należy unikać niepokojenia pozostałych myszy w klatce podczas wyboru zwierzęcia do iniekcji dożylnej.</li>
	<li>Umieść mysz w restrainerze. Unikaj nadmiernego nacisku i zachowaj ostrożność przy kończynach tylnych. (Rycina 4) 
	Uwaga: Alternatywnie można zastosować znieczulenie ogólne, aby zagwarantować obsługę zwierząt bez stresu.</li>
	<li>Przed zamknięciem restrainera upewnij się, że mysz ma przestrzeń do oddychania.</li>
</ol>
2.3 Iniekcja
<ol>
	<li>Zdezynfekuj miejsce iniekcji za pomocą środka dezynfekującego. Spryskaj ogon myszy i pozostaw na co najmniej 1 min.</li>
	<li>Aby zwiększyć widoczność żył, zatrzymaj przepływ krwi żylnej w ogonie, wywierając delikatny nacisk na boczną stronę ogona powyżej miejsca iniekcji.</li>
	<li>Przed iniekcją obróć ogon o 90 stopni. (Rycina 5)</li>
	<li>Wykonaj iniekcję pod kątem 45 stopni. Wstrzykuj powoli i nie więcej niż 5 µl na g, aby uniknąć zranienia zwierzęcia.</li>
	<li>Jeśli pojawi się pęcherz, co świadczy o niepowodzeniu iniekcji, natychmiast przerwij procedurę i powtórz iniekcję bardziej proksymalnie.</li>
	<li>Zatrzymaj krwawienie w miejscu iniekcji, wywierając delikatny nacisk przez około 1 min.</li>
	<li>Po zakończeniu procedury otwórz rozwieracz i umieść mysz w klatce.</li>
	<li>Obserwuj mysz przez 20 min, aby upewnić się, że zwierzę nie zostało zranione podczas iniekcji i utrzymuje pozycję grzbietową. Przedłuż czas obserwacji do momentu, aż mysz odzyska pełną świadomość. Przywróć mysz do grupy pozostałych zwierząt dopiero po jej całkowitym powrocie do zdrowia.</li>
</ol>

<ol><li>Herold, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+monocytes%3A+a+novel+strategy+for+in+vivo+augmentation+of+collateral+vessel+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Transplantation of monocytes: a novel strategy for in vivo augmentation of collateral vessel growth.</a> Hum Gene Ther. 15 (1), 1-12 (2004).</li>
<li>Herold, J., Tillmanns, H., Xing, Z., Strasser, R. H., Braun-Dullaeus, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+transduction+of+monocytes%3A+promising+vehicles+for+therapeutic+arteriogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Langenbecks+Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Isolation and transduction of monocytes: promising vehicles for therapeutic arteriogenesis.</a> Langenbecks Arch Surg. 391 (2), 72-82 (2006).</li>
<li>Francke, A., Weinert, S., Strasser, R. H., Braun-Dullaeus, R. C., Herold, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+bone+marrow+derived+monocytes%3A+a+novel+approach+for+augmentation+of+arteriogenesis+in+a+murine+model+of+femoral+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+Of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Transplantation of bone marrow derived monocytes: a novel approach for augmentation of arteriogenesis in a murine model of femoral artery ligation.</a> American Journal Of Translational Research. 5 (2), 155-169 (2013).</li>
<li>Leon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+cell+differentiation+potential+of+mouse+monocytes%3A+monocytes+represent+immediate+precursors+of+CD8-+and+CD8%2B+splenic+dendritic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Dendritic cell differentiation potential of mouse monocytes: monocytes represent immediate precursors of CD8- and CD8+ splenic dendritic cells.</a> Blood. 103 (7), 2668-2676 (2004).</li>
<li>Timmerman, J. M., Levy, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+cell+vaccines+for+cancer+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Med%22%5BJournal%5D)">Dendritic cell vaccines for cancer immunotherapy.</a> Annu Rev Med. 50, 507-529 (1999).</li>
<li>Salem, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+dendritic+cells+for+Peptide-based+vaccination+in+cancer+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">The use of dendritic cells for Peptide-based vaccination in cancer immunotherapy.</a> Methods Mol Biol. 1139, 479-503 (2014).</li>
<li>Timmerman, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Idiotype-pulsed+dendritic+cell+vaccination+for+B-cell+lymphoma%3A+clinical+and+immune+responses+in+35+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Idiotype-pulsed dendritic cell vaccination for B-cell lymphoma: clinical and immune responses in 35 patients.</a> Blood. 99 (5), 1517-1526 (2002).</li>
<li>Berthold, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+human+monocytes+by+Ficoll+density+gradient+centrifugation%5BTitle%5D)+AND+%22Blut%22%5BJournal%5D)">Isolation of human monocytes by Ficoll density gradient centrifugation.</a> Blut. 43 (6), 367-371 (1981).</li>
<li>Houthuys, E., Movahedi, K., De Baetselier, P., Van Ginderachter, J. A., Brouckaert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+the+isolation+and+purification+of+mouse+peripheral+blood+monocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Immunological+Methods%22%5BJournal%5D)">A method for the isolation and purification of mouse peripheral blood monocytes.</a> Journal Of Immunological Methods. 359 (1-2), 1-10 (2010).</li>
<li>Seeger, F. H., Tonn, T., Krzossok, N., Zeiher, A. M., Dimmeler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+isolation+procedures+matter%3A+a+comparison+of+different+isolation+protocols+of+bone+marrow+mononuclear+cells+used+for+cell+therapy+in+patients+with+acute+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">Cell isolation procedures matter: a comparison of different isolation protocols of bone marrow mononuclear cells used for cell therapy in patients with acute myocardial infarction.</a> European Heart Journal. 28 (6), 766-772 (2007).</li>
<li>Auffray, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CX3CR1%2B+CD115%2B+CD135%2B+common+macrophage%2FDC+precursors+and+the+role+of+CX3CR1+in+their+response+to+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+Of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">CX3CR1+ CD115+ CD135+ common macrophage/DC precursors and the role of CX3CR1 in their response to inflammation.</a> The Journal Of Experimental Medicine. 206 (3), 595-606 (2009).</li>
<li>Francke, A., Herold, J., Weinert, S., Strasser, R. H., Braun-Dullaeus, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+mature+murine+monocytes+from+heterogeneous+bone+marrow+and+description+of+their+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Histochem.+Cytochem%22%5BJournal%5D)">Generation of mature murine monocytes from heterogeneous bone marrow and description of their properties.</a> J. Histochem. Cytochem. 59 (9), 813-825 (2011).</li>
<li>Sneider, E. B., Nowicki, P. T., Messina, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+medicine+in+the+treatment+of+peripheral+arterial+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Cellular+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Regenerative medicine in the treatment of peripheral arterial disease.</a> Journal Of Cellular Biochemistry. 108 (4), 753-761 (2009).</li>
<li>Van Royen, N., Piek, J. J., Schaper, W., Fulton, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+review+of+clinical+arteriogenesis+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">A critical review of clinical arteriogenesis research.</a> J Am Coll Cardiol. 55 (1), 17-25 (2009).</li>
<li>Lawall, H., Bramlage, P., Amann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+of+peripheral+arterial+disease+using+stem+and+progenitor+cell+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Treatment of peripheral arterial disease using stem and progenitor cell therapy.</a> J Vasc Surg. 53 (2), 445-453 (2011).</li>
<li>Herold, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tetanus+toxoid-pulsed+monocyte+vaccination+for+augmentation+of+collateral+vessel+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">Tetanus toxoid-pulsed monocyte vaccination for augmentation of collateral vessel growth.</a> Journal of the American Heart Association. 3 (2), e000611(2014).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Opisujemy prostą i opłacalną metodę izolowania dużych ilości mysich monocytów ze szpiku kostnego. W porównaniu z innymi protokołami wykorzystującymi krew obwodową, które uzyskują wydajność monocytów5 z 1,4 x106, jesteśmy w stanie uzyskać wyższą wydajność 11 x 106 ± 3 x 106 monocytów od jednej myszy dawcy.
Rozważając wyzwania związane z tą metodą, należy wspomnieć o możliwości zanieczyszczenia podczas pracy w warunkach niesterylnych. Jeśli płukanie i ...

Izolacja monocytów jest ważna i krytyczna dla wielu badań in vitro i in vivo. Komórki te są celem chorób, takich jak choroba tętnic obwodowych, choroba niedokrwienna serca lub inne choroby niedokrwienne, ponieważ wzrost naczyń pobocznych jest silnie napędzany przez miejscowy stan zapalny. Reakcje zapalne obejmują aktywację śródbłonka i miejscową rekrutację leukocytów, głównie monocytów, które następnie dojrzewają do makrofagów i tworzą wysoce tętnicze środowisko poprzez wydzielanie wielu czynników wzrostu w celu wywołania przebudowy tętniczki w funkcjonalną tętnicę poboczną1-3. Monocyty dojrzewają również do komórek dendrytycznych, które są często wykorzystywane do badań immunologicznych4,5 i badań nad rakiem6,7.
Problematyczne w podejściu do izolacji monocytów z krwi obwodowej8 jest duża liczba zwierząt dawców potrzebnych do wyprodukowania wystarczającej ilości monocytów dla większości analiz. Poprzednie protokoły opisują takie metody, jak wirowanie w gradionym gradimencie gęstości i zubożenie komórek za pomocą MACS9 podczas izolowania monocytów; Jednak techniki te mogą zmieniać charakterystykę i funkcjonalność monocytów, co może prowadzić do trudności w interpretacji10,11. Co więcej, metody te są trudne i mogą zmniejszyć odtwarzalność eksperymentalną.
Naszym celem w tym protokole jest dostarczenie prostej i opłacalnej metody generowania dużych ilości monocytów pochodzących ze szpiku kostnego. Ze względu na wysoką wydajność komórek 11 x 106 ± 3 x 106 uzyskanych za pomocą tego protokołu, możemy znacznie zmniejszyć liczbę myszy wymaganych podczas izolacji monocytów pochodzących ze szpiku kostnego. Procedurę można wykonać w minimalnym czasie i bez użycia drogich i skomplikowanych technik, o których mowa powyżej. Tutaj ekstrahujemy monocyty z natywnej zawiesiny szpiku kostnego myszy dawców, hodujemy zawiesinę na ultraniskich płytkach mocujących i uzupełniamy roztwór o 20 ng / ml M-CFS. W 5 dniu inkubacji komórki są zbierane i charakteryzowane w celu potwierdzenia właściwości funkcjonalnych i fenotypowych.
Dla eksperymentów w dziedzinie arteriogenezy, dożylne przeszczepienie tych monocytów pochodzących ze szpiku kostnego do myszy jest skuteczną metodą dostarczania leków ogólnoustrojowych, które mogą być połączone z podwiązaniem tętnicy udowej w powszechnych modelach chorób tętnic obwodowych.

<table><tbody><tr><td>6-dołkowa płytka o bardzo niskim mocowaniu</td><td>Corning Incorporated, NY, USA</td><td></td><td>6-dołkowa płytka o bardzo niskim mocowaniu, z nasadką, sterylna</td></tr><tr><td>8-12 tygodniowa, samiec, myszy balb/c&nbsp;</td><td>Charles River, Sulzfeld, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>96-dołkowa płytka</td><td>Greiner bio one GmbH, Frickenhausen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Niebieskie barwienie martwych komórek</td><td>Life technologies GmbH, Darmstadt, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej</td><td>GE Healthcare, Freiburg, Niemcy</td><td></td><td>Frakcja V, pH 7,0</td></tr><tr><td>Kanule</td><td>B. Braun, Melsungen AG, Melsungen, Niemcy</td><td></td><td>28G, 30G</td></tr><tr><td>CD115</td><td>eBioscience, San Diego, USA</td><td>12-1152</td><td></td></tr><tr><td>CD11b</td><td>eBioscience, San Diego, USA</td><td>53-0112</td><td></td></tr><tr><td>Naczynie do hodowli komórkowych</td><td>Greiner Bio-One GmbH, Frickenhausen, Niemcy</td><td></td><td>Z nakrętką, sterylną</td></tr><tr><td>wirówką</td><td>Beckman Coulter GmbH, Krefeld, Niemcy</td><td></td><td>Allegra&reg; Wirówka X-15R</td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>Veet, Mannheim, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Środek dezynfekujący</td><td>Sch&uuml; lke& Mayr GmbH, Norderstedt, Niemcy</td><td></td><td>Kodan Tinktur forte</td></tr><tr><td>Skalpel jednorazowy nr 10&nbsp;</td><td>Maszynka do golenia z piór Co.Ltd, Osaka, Japonia&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96%&nbsp;</td><td>Otto Fischar GmbH und Co KG, Saarbr&uuml; cken, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jednostka ekstrakcyjna Pipetus</td><td>Hirschmann Laborger&auml; te GmbH & Co.KG, Eberstadt, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>F4/80</td><td>AbD Serotec, D&uuml; sseldorf, Niemcy</td><td>MCA497APC</td><td></td></tr><tr><td>bufor FACS&nbsp;</td><td>Produkowane przez naszą grupę z pojedynczych komponentów</td><td></td><td>PBS, 0,5% BSA, 0,1% NaN3</td></tr><tr><td>FACS Becton</td><td>, Dickinson and Company, Franklyn Lakes, New Jersey, USA Lampy</td><td></td><td>BD FACS Canto II</td></tr><tr><td>FACS&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Becton, Dickinson and Company, Franklyn Lakes, New Jersey, Stany Zjednoczone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Falcon&reg; pipeta</td><td>Becton Dickenson Labware, NY, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surowica cielęca płodu</td><td>Sigma Aldrich, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cienkie kleszcze</td><td>Rubis, Stabio, Szwajcaria</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rękawiczki</td><td>R&ouml; sner-Matby Meditrade GmbH, Kiefersfelden, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gr1</td><td>eBioscience, San Diego, USA</td><td>53-5931</td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzewcza&nbsp;</td><td>Labotect GmbH, G&ouml; ttingen, Niemcy&nbsp;</td><td></td><td>Inkubator Hot Plate 062</td></tr><tr><td></td><td>Ewald Innovationstechnik GmbH, Bad Nenndorf, Niemcy</td><td></td><td>Incu safe</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Baxter Deutschland GmbH, Unterschlei&szlig; heim, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop świetlny</td><td>Carl Zeiss SMT GmbH, Oberkochen, Niemcy</td><td></td><td>Axiovert 40 &deg; C</td></tr><tr><td>Czynnik stymulujący tworzenie kolonii makrofagów</td><td>Sigma Aldrich, Hamburg, Niemcy</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/srp3110?lang=de&amp; region=DE">SRP3110&nbsp; </a></td><td></td></tr><tr><td>Wytrząsarka mechaniczna</td><td>IKA, Staufen, Niemcy</td><td></td><td>minishaker ms2</td></tr><tr><td>Medium 199</td><td>PAA Laboratories GmbH, Pasching, Austria</td><td></td><td>Ciepły w 37 stopniach; C Kąpiel wodna przed użyciem</td></tr><tr><td>Mikroprobówki</td><td>Eppendorf AG, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikrobiologiczny stół roboczy</td><td>Thermo Electron, LED GmbH, Langenselbold, Niemcy</td><td></td><td>Hera bezpieczny</td></tr><tr><td>bufor do płukania Monocyte&nbsp;</td><td>Produkowane przez naszą grupę z pojedynczych komponentów</td><td></td><td>PBS, 0,5% BSA, 2 mM EDTA</td></tr><tr><td>Ogranicznik myszy</td><td>Różne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Berlin Chemie AG, Berlin, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaN3 (kwas sodu)</td><td>Sigma Aldrich, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Komora licząca Neubauer</td><td>Paul Marienfeld GmbH und Co.KG, Lauda-K&ouml; nigshofen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nylon cellsieve</td><td>Becton, Dickinson and Company, Franklyn Lakes, New Jersey, USA</td><td></td><td>Sitko komórkowe, 70 i mikro; m rozmiar oczek</td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna</td><td>Sigma Aldrich, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami</td><td>Life technologies GmbH, Darmstadt, Niemcy</td><td></td><td>pH 7,4, sterylne</td></tr><tr><td>Pipety</td><td>Eppendorf AG, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td>10&micro; L/100&Micro; L/200&MIKRO; l/1,000&mikro; l</td></tr><tr><td>Głowice pipetujące</td><td>Eppendorf AG, Hamburg, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipeta serologiczna</td><td>Greiner Bio-One GmbH, Frickenhausen, Niemcy</td><td></td><td>Cellstar 5 ml, 10 ml</td></tr><tr><td>Jednostka ssąca</td><td>Integra bioscience, Fernwald, Niemcy</td><td></td><td>Vacusafe comfort</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Word Precision Instruments, Inc., Sarasota, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka</td><td>B. Braun, Melsungen AG, Melsungen, Niemcy</td><td></td><td>1 ml Strzykawka insulinowa Omnifix&reg; -F</td></tr><tr><td>Probówki z nakrętką</td><td>Greiner bio one GmbH, Frickenhausen, Niemcy</td><td></td><td>15 ml/50 ml Rurki</td></tr><tr><td>Cellstar Kąpiel w ciepłej wodzie</td><td>Julabo Labortechnik GmbH, Seelbach, Niemcy</td><td></td><td>Julabo SW22</td></tr></tbody></table>

izolacja i wstrzyknięcie dożylne monocytów pochodzących ze szpiku kostnego myszy

Isolation and Intravenous Injection of Murine Bone Marrow Derived Monocytes

Jako podtyp leukocytów i protoplasty makrofagów, monocyty biorą udział w wielu ważnych procesach organizmu i często są przedmiotem różnych dziedzin nauk biomedycznych. Opisana poniżej metoda to prosty i skuteczny sposób izolowania mysich monocytów z heterogenicznego szpiku kostnego.
Szpik kostny z kości udowej i piszczelowej myszy Balb/c jest pobierany przez płukanie solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS). Zawiesina komórkowa jest uzupełniana czynnikiem stymulującym tworzenie kolonii makrofagów (M-CSF) i hodowana na bardzo niskich powierzchniach przylegających, aby uniknąć różnicowania monocytów wywołanego adhezją. Właściwości i różnicowanie monocytów są charakteryzowane w różnych odstępach czasu. Do fenotypowania stosuje się sortowanie komórek aktywowane fluorescencją (FACS), z markerami takimi jak CD11b, CD115 i F4/80. Pod koniec hodowli zawiesina składa się w 45%± 12% z monocytów. Usuwając makrofagi adhezyjne, czystość można zwiększyć do 86%± 6%. Po izolacji monocyty mogą być wykorzystywane na różne sposoby, a jedną z najskuteczniejszych i najpowszechniejszych metod dostarczania in vivo jest dożylne wstrzyknięcie żyły ogonowej. 
Ta technika izolacji i zastosowania jest ważna dla badań na modelach mysich, szczególnie w dziedzinie zapalenia lub immunologii. Monocyty mogą być również stosowane terapeutycznie w modelach chorób myszy.

Roztwór komórek wyekstrahowany z szpiku kostnego mysiego składa się z różnych typów komórek. Głównymi typami komórek są limfocyty, granulocyty i monocyty. Typy komórek można oszacować na podstawie wielkości i ziarnistości, co przedstawiono na Rysunku 1 zarówno dla zawiesin natywnych, jak i komórek zebranych po 5 dniach różnicowania. Należy zwrócić uwagę na zmianę składu komórkowego w trakcie hodowli. Jednakże dokładna klasyfikacja populacji musi opierać się na charakterystycznej ekspresji markerów komórk...

Tutaj prezentujemy protokół, który generuje duże ilości mysich monocytów z heterogenicznego szpiku kostnego do zastosowań translacyjnych. W porównaniu z innymi, ta nowa metoda pomaga zmniejszyć liczbę uśmierconych zwierząt i obniżyć koszty, unikając kosztownych metod, takich jak magnetyczna separacja komórek o wysokim gradimencie (MACS).

Izolacja i wstrzyknięcie dożylne monocytów pochodzących ze szpiku kostnego myszy

As a subtype of leukocytes and progenitors of macrophages, monocytes are involved in many important processes of organisms and are often the subject of ...

Witam, nazywam się Helen Kuster i pracuję w grupie badawczej nad układem sercowo-naczyniowym dr. Harolda oraz jestem profesorem na Uniwersytecie Auto Vica w MacBook. Interesuje nas izolacja i charakterystyka monocytów mysich w celu wykorzystania ich jako nośników w procesie wzrostu naczyń bocznych. Do hodowli monocytów pochodzących z szpiku kostnego niezbędne są następujące główne etapy: po pierwsze, znieczulenie myszy i dyslokacja szyi, po drugie, ekstrakcja i płukanie kości udowej.Trzeci etap to filtrowanie szpiku kostnego. Czwarty etap obejmuje kroki płukania podłożem, piąty to hodowla komórek na płytkach o ultraniskim przywieraniu. Szóstym etapem jest cytometria przepływowa.W celu wyizolowania monocytów z szpiku kostnego mysz zostanie poddana znieczuleniu przy użyciu izofluranu, a następnie uśmiercona poprzez zwichnięcie kręgów szyjnych. Mysz zostanie unieruchomiona, a obie kończyny dolne oddzielone skalpelem sterylnym. Pobrano obie kości udowe oraz piszczelowe, a następnie przemyto je 96% etanolem przez co najmniej 90 sekund.Następnie wszystkie kolejne etapy muszą być wykonywane w warunkach ścisłej sterylności, aby uniknąć kontaminacji. Mięśnie oraz ścięgna zostaną usunięte z kości. Kość udową i piszczelową płucze się kilkukrotnie ciepłym PBS.W celu pobrania szpiku kostnego, proksymalne i dystalne końce każdej kości przecina się za pomocą precyzyjnych nożyczek. Do wypłukania kości potrzebna jest jedna sterylna igła 28 G, jedna strzykawka o pojemności 1 ml oraz od 10 do 15 ml pożywki na każdą kość. Następnie szpik kostny filtruje się przez sito 70 µm, trzymając kość precyzyjną pęsetą.Płucz kości jedna po drugiej, aż staną się prześwitujące. Aby zminimalizować stres komórkowy, ostrożnie naciskaj tłok strzykawki. Przepłucz miejsce zabiegu roztworem PBS.Następnie komórki wiruje się przy 250 G przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Po czym zawiesza się je ponownie w pożywce. Po tym etapie czynność tę należy powtórzyć raz jeszcze.W przypadku monocytów pochodzących z natywnego szpiku kostnego stosujemy podłoże M 199 z dodatkiem 1% penicyliny i streptomycyny oraz 10% płodowej surowicy bydlęcej. Dodatkowo w pierwszym dniu dodajemy 20 ng/mL hM-CSF. W ostatnim dniu hodowli do medium dodaje się 8 ng/mL interferonu gamma.Jeśli pożądana jest nadekspresja MHC klasy II, komórki wysiewa się do płytek o ultra-niskim przywieraniu z głębokimi dołkami, aby zapobiec trwałej adhezji do dna. Stosujemy stężenie 1×10⁶ komórek/ml, w objętości do 6 ml na dołek. Okres hodowli wynosi pięć dni w temperaturze 37°C i 5% CO₂.Komórki są sprawdzane codziennie; po pięciu dniach od 60 do 80% komórek stanowią monocyty. Nazywam się Martin Bachner i jestem studentem medycyny na Auto Fungi University w Katedrze Kardiologii, Angiologii i Chronologii. Podczas wykonywania wstrzyknięcia dożylnego ważne jest, aby wcześniej poświęcić dużo czasu na ćwiczenia, w przeciwnym razie nie będzie możliwe prawidłowe podanie monocytów.Doświadczenia wykazały, że monocyty są najskuteczniejsze w zapobieganiu agenezji tętnic, gdy są podawane ogólnoustrojowo. Powszechną metodą ogólnoustrojowego podawania leków jest wstrzyknięcie do ogona. W naszym przypadku wstrzykujemy 2,5 miliona monocytów, które zostały zawieszone w chlorku sodu.W ogonie myszy znajdują się cztery naczynia tętnicze po stronie brzusznej i grzbietowej oraz dwie żyły po stronie bocznej. Z tego powodu w przypadku wstrzyknięcia do żyły ogonowej (WA) należy obrócić ogon o około 90 stopni. Aby ułatwić procedurę, mysz powinna być ogrzewana na podkładce grzewczej przez około 10 minut.Zwierzęta należy obserwować podczas ogrzewania. Jest to istotne dla rozpoznania objawów przegrzania. Ponadto potrzebujemy tego czynnika zakaźnego oraz zestawu igieł G30 do jednofazowej strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml.Ostrożnie unieruchom zwierzę w ograniczaczu, co znacznie ułatwia wstrzyknięcie preparatu drogą ogonową. Przed nabraniem roztworu do strzykawki upewnij się, że mysz ma wystarczającą przestrzeń do oddychania. Wymieszaj roztwór monocytów na wirówce typu vortex, aby upewnić się, że wszystkie monocyty mogą zostać wstrzyknięte.Zdezynfekuj miejsce wstrzyknięcia, aby uniknąć infekcji, a następnie chwyć ogon kciukiem i palcem wskazującym. W najbardziej dystalnym punkcie wprowadź igłę pod niewielkim kątem. Jeśli igła zostanie umieszczona w żyle, wstrzyknięcie roztworu monocytów będzie przebiegać bardzo łatwo.Pojawienie się pęcherzyka jest oznaką błędnego wstrzyknięcia. Należy natychmiast przerwać czynność i spróbować ponownie. W przypadku obszarów proksymalnych zawsze należy wstrzykiwać preparat powoli, nie przekraczając dawki pięciu µL na gram.Jeśli wstrzyknięcie przebiegło pomyślnie, należy zatamować krwawienie w miejscu iniekcji, przykładając delikatny ucisk przez około jedną minutę. Po zakończeniu procedury otwórz rozszerznik i umieść mysz w klatce w celu charakterystyki monocytów. Wykorzystujemy przeciwciała z kombinacją antygenów, mianowicie CD 11 B, F4/80, CD 115 oraz GL-1.Ekspresja tych antygenów koreluje ze stopniem rozwoju analizowanych monocytów. Badania przeprowadzono w dniach 0, 3, 5 i 7; czystość monocytów wzrosła do 90% w piątym dniu. Aby uzyskać taką czystość, istotne jest usunięcie makrofagów silnie wykazujących ekspresję tych markerów.Komórki inne niż terrine są usuwane przy użyciu buforu płuczącego bez EDTA. W celu usunięcia komórek terrine stosujemy bufor płuczący zawierający EDTA oraz delikatne pipetowanie. Ten schemat przedstawia główne typy komórek dla ich hodowli endo.Przedstawione różne typy komórek to: jeden limfocyty, dwa monocyty, trzy granulocyty; czystość monocytów wzrasta po piątym dniu hodowli. Należy zauważyć zmieniający się skład komórkowy w trakcie hodowli; populacja komórek obejmuje jeden monocyty i dwa makrofagi.Rycina dwa, oś czasu ekspresji CD 115 podczas różnicowania. Należy zauważyć, że po pięciu dniach różnicowania ponad 95% wszystkich komórek wykazuje pozytywną ekspresję CD 115, co wskazuje, że zdecydowana większość komórek to monocyty lub makrofagi. Klasyfikacja może opierać się na wielkości i ziarnistości komórek, jednak specyficzne markery komórkowe są bardziej niezawodne.Rysunek trzy, zwiększona ekspresja markerów dojrzałości monocytów i makrofagów. Marker F4/80, dzień piąty, zwróć uwagę na pojawienie się populacji z pośrednią ekspresją F4/80, co jest zgodne z fenotypem monocytów. Dzień siódmy, zwróć uwagę na przesunięcie w prawo ekspresji F4/80, co odpowiada dojrzewaniu makrofagów.Izolacja monocytów jest niezbędna w wielu badaniach in vitro oraz in vivo. Komórki te stanowią interesujący cel badań, na przykład w kontekście schorzeń takich jak choroba tętnic obwodowych lub choroba wieńcowa, które wiążą się z niedokrwieniem. Szpik kostny z kości udowych i piszczeli myszy pobranych do biopsji pozyskuje się poprzez płukanie kości ciepłą pożywką; zawiesinę komórkową suplementuje się MCSF i hoduje na powierzchniach o ultra niskiej adhezji, aby uniknąć różnicowania monocytów wywołanego przyleganiem. Właściwości oraz różnicowanie monocytów sprawdza się w różnych odstępach czasu i warunkach, wykorzystując markery takie jak CD 11 b, CD 115 oraz FO 80 do fenotypowania komórek.Jeśli pożądane jest systemowe podawanie leku, wstrzyknięcie dożylne stanowi prosty i skuteczny sposób jego realizacji. Opisaliśmy metodę izolacji dużych ilości monocytów MI z szpiku kostnego w sposób prosty i ekonomiczny. Dzięki tej nowej metodzie jesteśmy w stanie uzyskać około 11 milionów monocytów z jednej myszy.

isolation-intravenous-injection-murine-bone-marrow-derived

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Izolacja i dożylne wstrzyknięcie pochodzących z szpiku kostnego myszy monocytów

Przeszczep szpiku kostnego umożliwia zmianę genotypu komórek pochodzących ze szpiku. Jeśli interesujący nas gen jest ekspresowany zarówno w komórkach pochodzących ze szpiku, jak i w komórkach niepochodzących ze szpiku, przeszczep szpiku kostnego pozwala na zmianę genotypu komórek pochodzących ze szpiku bez zmiany genotypu komórek niepochodzących ze szpiku.

Różnicowanie funkcjonalnych ról ekspresji genów w komórkach immunologicznych i nieimmunologicznych w zapaleniu jelita grubego u myszy za pomocą transplantacji szpiku kostnego

W tym filmie pokazujemy aktywację makrofagów pochodzących ze szpiku kostnego w odpowiedzi na bakteryjny lipopolisacharyd i dożylną immunoglobulinę.

Aktywacja makrofagów pochodzących ze szpiku kostnego myszy w odpowiedzi na przeciwciała

Opisujemy protokół izolacji i oczyszczania neutrofili ze szpiku kostnego myszy poprzez wirowanie w gradiacji gęstości oraz znakowanie neutrofili za pomocą barwników CellTracker. Jest to prosta, szybka, powtarzalna i ekonomiczna metoda uzyskiwania dużej liczby neutrofili do dalszych badań funkcjonalnych lub eksperymentów adoptywnych w zakresie transferu i śledzenia.

Izolacja, oczyszczanie i znakowanie neutrofili szpiku kostnego myszy do badań funkcjonalnych i eksperymentów z transferem adoptywnym

Monocyty są ważnymi mediatorami arteriogenezy w kontekście choroby tętnic obwodowych. Wykorzystując macierz przypominającą błonę podstawną i mikroskopię przyżyciową, protokół ten bada naprowadzanie monocytów i angiogenezę związaną z nowotworem po wstrzyknięciu monocytów w mysim modelu podwiązania tętnicy udowej.

Mikroskopia przyżyciowa naprowadzania monocytów i angiogenezy związanej z nowotworem w mysim modelu choroby tętnic obwodowych

DC (MoDC) pochodzące z monocytów może wykrywać niewielkie ilości cząsteczek związanych z niebezpieczeństwem i dlatego jest łatwo zapoczątkowane. Przedstawiamy szczegółowy protokół izolacji MoDC z krwi i nowotworów oraz ich aktywacji za pomocą kompleksów immunologicznych, podkreślając jednocześnie kluczowe środki ostrożności, które należy wziąć pod uwagę, aby uniknąć ich przedwczesnej aktywacji.

Protokół izolacji komórek dendrytycznych pochodzących z monocytów myszy i ich późniejsza aktywacja in vitro za pomocą nowotworowych kompleksów immunologicznych

Ten protokół został opracowany do hodowli tetrahydrobiopteryny (BH4) i indukowanej syntazy tlenku azotu (iNOS) z niedoborem pierwotnych mysich makrofagów do badania biologii NO-redoks. Badania koncentrują się na zmniejszeniu potencjalnego zanieczyszczenia BH4 i innych artefaktów znalezionych w tradycyjnych metodach izolacji i hodowli, które mogą zakłócić wyniki eksperymentów i interpretację wyników.

Izolacja i hodowla in vitro makrofagów pochodzących ze szpiku kostnego do badania biologii NO-redoks

Tutaj prezentujemy ekonomiczną i efektywną metodę izolowania i generowania komórek dendrytycznych pochodzących ze szpiku kostnego o wysokiej czystości od myszy po 7 dniach hodowli z 10 ng/mL GM-CSF/IL-4.

Ekonomiczny i wydajny protokół izolacji i hodowli komórek dendrytycznych pochodzących ze szpiku kostnego od myszy

Obecny protokół opisuje izolację i hodowlę makrofagów pochodzących ze szpiku kostnego od myszy.

Izolacja i hodowla makrofagów pochodzących ze szpiku kostnego od myszy

Ten protokół opisuje doudowe wstrzyknięcie kilku krwiotwórczych lub białaczkowych komórek macierzystych, w tym komórek z edytowanymi genami, w mysich modelach ksenoprzeszczepów, co nie tylko umożliwi szybki i bezpieczny przeszczep komórek, ale także seryjne analizy szpiku kostnego.

Uproszczone iniekcje doudowe przy użyciu żywych myszy pozwalają na ciągłą analizę szpiku kostnego

Ten protokół opisuje nieenzymatyczną i prostą metodę izolowania 7-9-dniowych komórek szpiku kostnego myszy noworodków i generowania zróżnicowanych makrofagów przy użyciu supernatantu komórek L929 jako źródła czynnika stymulującego tworzenie kolonii granulocytów (M-CSF). Makrofagi pochodzące ze szpiku kostnego poddano dalszej analizie pod kątem antygenów powierzchniowych F4/80, CD206, CD11b i kompetencji funkcjonalnych.

Izolacja szpiku kostnego noworodków myszy i przygotowanie makrofagów pochodzących ze szpiku kostnego

Naucz się izolacji i dożylnego wstrzyknięcia monocytów ze szpiku kostnego myszy. Ta metoda pozwala uzyskać duże ilości komórek przy niższych kosztach i mniejszej liczbie zwierząt do badań nad układem sercowo-naczyniowym.

Izolacja i wstrzyknięcie dożylne monocytów pochodzących ze szpiku kostnego myszy

Przeglądaj więcej filmów