Name: Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Poznaj protokół chirurgiczny aksotomii nerwu twarzowego u myszy do badania odpowiedzi neuronów ruchowych na uraz. Ta metoda umożliwia ocenę strategii terapeutycznych w neurobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest finansowana przez NIH RO1 NS 40433 (K.J.J.).

Wszystkie wykonywane procedury są zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Indiana University School of Medicine i są zgodne z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia.
1. Technika chirurgiczna
<ol>
	<li>Podczas tej procedury należy zachować aseptykę, używając sterylnych rękawiczek, narzędzi i sterylnego pola operacyjnego zgodnie z wytycznymi NIH25. Wysterylizuj narzędzia przed rozpoczęciem operacji, sterylizując je w autoklawie (pełna lista znajduje się w Tabeli Specyficznych Odczynników/Sprzętu). Użyj sterylizatora z kulkami szklanymi do sterylizacji narzędzi podczas operacji.</li>
</ol>
2. Znieczulenie i przygotowanie
<ol>
	<li>Znieczulij mysz w komorze anestezjologicznej mieszaniną tlenu 0,9 l/min i 2,5% izofluranu za pomocą weterynaryjnego systemu parowników izofluranu. Upewnij się, że mysz nie reaguje na zmiany pozycji ciała przed wyjęciem jej z pudełka.</li>
	<li>Nałóż maść okulistyczną na oczy myszy, aby chronić je przed wysuszeniem.</li>
	<li>Przełącz przepływ gazu ze skrzynki na stożek nosowy. Umieść mysz prostopadle na lewym boku na podgrzewanej podkładce pokrytej podkładką chirurgiczną i chłonnym papierem stołowym tak, aby nos i usta znajdowały się wewnątrz stożka. Stale monitoruj rytm i tempo oddychania myszy i w razie potrzeby dostosowuj poziom izofluranu (od 2,5 do 3% izofluranu), aby utrzymać odpowiedni poziom znieczulenia, a także użyj odruchu szczypania palca u nogi, aby potwierdzić całkowitą sedację.</li>
</ol>
3. Podejście chirurgiczne
<ol>
	<li>Wyrównaj stereoskop i ustaw ostrość na polu operacyjnym. Wyreguluj stożek nosowy i przyklej go taśmą tak, aby znajdował się wzdłuż krawędzi pola widzenia.</li>
	<li>Gdy mysz leży na lewym boku, przyklej krawędź prawego ucha do stożka nosowego, odsłaniając obszar za uchem, w którym zostanie wykonane nacięcie. Upewnij się, że tylna żyła uszna przechodzi poziomo w poprzek ucha. Należy pamiętać, że prawidłowe ułożenie zwierzęcia i zaklejenie ucha ma kluczowe znaczenie dla szybkiego odnalezienia nerwu twarzowego.</li>
	<li>Zwilż sierść na uchu i za uchem 70% etanolem i ogol miejsce operowane za pomocą żyletki lub ostrza skalpela. Wstępne zwilżenie sierści ułatwia golenie w tym anatomicznym miejscu.</li>
	<li>Oczyść skórę roztworem jodu, takim jak peeling chirurgiczny Betadine (7,5% jodowidonu), a następnie 70% etanolem. Powtórz to czyszczenie jeszcze dwa razy, aby dokładnie zdezynfekować obszar.</li>
	<li>Aby określić, gdzie należy wykonać nacięcie, prześledź tylną żyłę uszną od ucha doogonowo do obszaru z tyłu do wypukłości ucha. Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj nacięcie 4 mm 2 - 3 mm za wypukłością.</li>
	<li>Przeprowadź sekcję podskórnej tkanki tłuszczowej i powięzi za pomocą sekcji. Unikaj bezpośredniego cięcia nożyczkami, ponieważ naczynia krwionośne lub tkanka mięśniowa mogą zostać łatwo uszkodzone.</li>
	<li>Jeśli wystąpi krwawienie, uciskaj pole operacyjne sterylnym wacikiem przez co najmniej 30 sekund. Jeśli dojdzie do znacznego ubytku płynów, wstrzyknąć myszowi dootrzewnowo do 0,5 ml sterylnego 0,9% roztworu soli fizjologicznej za pomocą igły 25 lub 27 G.</li>
	<li>Użyj kilku kluczowych punktów orientacyjnych, nerwu dodatkowego rdzenia, kanału słuchowego i przedniego mięśnia dwubrzuścowego (opisanego poniżej), aby zlokalizować nerw twarzowy. Przeanalizuj wokół tych punktów orientacyjnych, aż gałęzie nerwu twarzowego zostaną uwidocznione. Nerw pojawi się jako znaczna, solidna biała struktura, gdy zostanie odsłonięta, a warstwa powięzi przylega do leżących poniżej struktur.
	<ol>
		<li>Znajdź nerw dodatkowy rdzeniowy, który przemieszcza się z ogonowej części czaszki, aby unerwić mięsień czworoboczny, po wycięciu podskórnej tkanki tłuszczowej i powięzi. Nerw twarzowy jest głęboko przylegający do nerwu dodatkowego rdzenia.</li>
		<li>Znajdź chrzęstny kanał słuchowy, który wygląda na perłowo-biały i można go zobaczyć rostralnie do nerwu twarzowego.</li>
		<li>Znajdź brzuch mięśniowy przedniego mięśnia dwubrzuścowego, który leży na wierzchu i ogonowo do nerwu twarzowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kiedy główne gałęzie nerwu twarzowego zostaną uwidocznione, prześledź je grzbietowo, aby znaleźć ich pochodzenie z otworu rylcowo-sutkowego. Używając kleszczyków Dumonta z cienką końcówką # 5/45, aby utrzymać otwarte pole operacyjne, przesuń sprężynowe końcówki nożyczek zgodnie ze ścieżką nerwu, a następnie przesuń kleszcze grzbietowo, aby utrzymać nowo wysunięty obszar otwarty.</li>
	<li>Wizualizuj w tym miejscu pień nerwu twarzowego z gałęziami jarzmowymi, policzkowymi i brzeżnymi żuchwy. 
	UWAGA: Gałąź skroniowa znajdzie się bliżej otworu. Brzeżny nerw żuchwowy rozgałęzia się na górną i dolną część bliżej szczęki, więc te gałęzie nerwowe nie będą widoczne na tym poziomie.
	<ol>
		<li>Jeśli wykonujesz transsekcję nerwu, delikatnie ustabilizuj nerw za pomocą kleszczy z cienką końcówką i przetnij nerw nożyczkami sprężynowymi. Unikaj zbyt dużego nacisku na nerw za pomocą kleszczy, aby zapobiec zwisaniu nerwu z pnia mózgu. Odepchnij kikuty od siebie lub odetnij i usuń część dystalnego nerwu, aby upewnić się, że nie dojdzie do ponownego połączenia.</li>
		<li>Jeśli wykonujesz uraz zmiażdżenia, użyj kleszczy Dumont #5/45, aby ścisnąć nerw przez 30 sekund, używając stałego nacisku, aby przeciąć wszystkie aksony, a następnie powtórz to zmiażdżenie pod drugim kątem prostopadłym do pierwszego miejsca zmiażdżenia. Unikaj wywierania zmiennego nacisku podczas 30-sekundowego zgniatania, w przeciwnym razie uraz będzie niespójny między zwierzętami.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Zamykanie i odzyskiwanie
<ol>
	<li>Zmień położenie tłuszczu i mięśni na leżących poniżej strukturach.</li>
	<li>Przybliż krawędzie nacięcia i zamknij ranę za pomocą klipsa o średnicy 7,5 mm. Do zamykania ran dopuszczalne są również szwy lub klej. W tym czasie można podać pooperacyjne leki przeciwbólowe. </li>
	<li>Usuń taśmę z ucha myszy. Wyłącz przepływ izofluranu i pozwól myszy oddychać czystym tlenem przez 30 sekund do 1 minuty. Umieść mysz w pustej klatce bez ściółki, aby zregenerować się po znieczuleniu.</li>
	<li>Kiedy mysz wyzdrowieje, zbadaj jej zachowanie pod kątem potwierdzających objawów paraliżu twarzy. Wąsy zostaną sparaliżowane i odchylone z powrotem w kierunku policzka, nos będzie odchylony, a oko nie będzie mrugać w odpowiedzi na podmuch powietrza.</li>
	<li>Zwierzęta domowe wspólnie po operacji, jeśli są samicami. Unikaj trzymania samców myszy razem, ponieważ są one bardziej agresywne i mają tendencję do siłowego usuwania klipsów na rany współwięźnia, co prowadzi do infekcji. W tym czasie należy podać pooperacyjne leki przeciwbólowe, jeśli to konieczne.</li>
	<li>Monitoruj myszy raz dziennie przez kilka dni po operacji, aby upewnić się, że po operacji nie wystąpi żadna infekcja ani inne powikłania. Klipsy do ran należy usunąć 7 - 10 dni po zabiegu, jeśli nie wypadły samoistnie.</li>
	<li>Codziennie nakładaj nawilżającą maść do oczu na chore oko, aby zapobiec powikłaniom rogówkowym, do czasu odzyskania odruchu mrugania oczami lub do czasu eutanazji.</li>
</ol>

<ol><li>Kaufman, M., Bard, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKaufman%2C+M+%22The+Anatomical+Basis+of+Mouse+Development%22">The Anatomical Basis of Mouse Development</a>. , Elsevier. New York, NY. (1999).</li>
<li>Ashwell, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+adult+mouse+facial+nerve+nucleus%3A+morphology+and+musculotopic+organization%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">The adult mouse facial nerve nucleus: morphology and musculotopic organization.</a> Journal of Anatomy. 135, 531-538 (1982).</li>
<li>Sunderland, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+classification+of+peripheral+nerve+injuries+producing+loss+of+function%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+%3A+A+Journal+Of+Neurology%22%5BJournal%5D)">A classification of peripheral nerve injuries producing loss of function.</a> Brain : A Journal Of Neurology. 74, 491-516 (1951).</li>
<li>Beahrs, T., Tanzer, L., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+recovery+and+facial+motoneuron+survival+are+influenced+by+immunodeficiency+in+crush-axotomized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Functional recovery and facial motoneuron survival are influenced by immunodeficiency in crush-axotomized mice.</a> Experimental Neurology. 221, 225-230 (2010).</li>
<li>Mesnard, N. A., Haulcomb, M. M., Tanzer, L., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delayed+functional+recovery+in+presymptomatic+mSOD1G93A+mice+following+facial+nerve+crush+axotomy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurodegeneration+%26+Regeneration%22%5BJournal%5D)">Delayed functional recovery in presymptomatic mSOD1G93A mice following facial nerve crush axotomy.</a> Journal of Neurodegeneration & Regeneration. 4, 21-25 (2013).</li>
<li>Komiyama, M., Shibata, H., Suzuki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatotopic+representation+of+facial+muscles+within+the+facial+nucleus+of+the+mouse.+A+study+using+the+retrograde+horseradish+peroxidase+and+cell+degeneration+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Behav+Evol%22%5BJournal%5D)">Somatotopic representation of facial muscles within the facial nucleus of the mouse. A study using the retrograde horseradish peroxidase and cell degeneration techniques.</a> Brain Behav Evol. 24, 144-151 (1984).</li>
<li>Canh, M. Y., Serpe, C. J., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD4%28%2B%29+T+cell-mediated+facial+motoneuron+survival+after+injury%3A+Distribution+pattern+of+cell+death+and+rescue+throughout+the+extent+of+the+facial+motor+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroimmunology%22%5BJournal%5D)">CD4(+) T cell-mediated facial motoneuron survival after injury: Distribution pattern of cell death and rescue throughout the extent of the facial motor nucleus.</a> Journal of Neuroimmunology. 181, 93-99 (2006).</li>
<li>Isokawa-Akesson, M., Komisaruk, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Difference+in+projections+to+the+lateral+and+medial+facial+nucleus%3A+anatomically+separate+pathways+for+rhythmical+vibrissa+movement+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Difference in projections to the lateral and medial facial nucleus: anatomically separate pathways for rhythmical vibrissa movement in rats.</a> Exp Brain Res. 65, 385-398 (1987).</li>
<li>Streit, W., Kreutzberg, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+endogenous+glial+cells+to+motor+neuron+degeneration+induced+by+toxic+ricin%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Response of endogenous glial cells to motor neuron degeneration induced by toxic ricin.</a> The Journal of Comparative Neurology. 268, 248-263 (1988).</li>
<li>Serpe, C. J., Tetzlaff, J. E., Coers, S., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+recovery+after+facial+nerve+crush+is+delayed+in+severe+combined+immunodeficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+And+Immunity%22%5BJournal%5D)">Functional recovery after facial nerve crush is delayed in severe combined immunodeficient mice.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 16, 808-812 (2002).</li>
<li>Lal, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+facilitates+rat+facial+nerve+recovery+from+a+crush+injury.+Otolaryngology--Head+And+Neck+Surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Official+Journal+Of+American+Academy+Of+Otolaryngology-Head+And+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation facilitates rat facial nerve recovery from a crush injury. Otolaryngology--Head And Neck Surgery.</a> Official Journal Of American Academy Of Otolaryngology-Head And Neck Surgery. 139, 68-73 (2008).</li>
<li>Tomov, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Example+of+Neural+Plasticity+Evoked+by+Putative+Behavioral+Demand+and+Early+Use+of+Vibrissal+Hairs+after+Facial+Nerve+Transection%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">An Example of Neural Plasticity Evoked by Putative Behavioral Demand and Early Use of Vibrissal Hairs after Facial Nerve Transection.</a> Experimental Neurology. 178, 207-218 (2002).</li>
<li>Skouras, E., Angelov, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+studies+on+post-transectional+facial+nerve+regrowth+and+functional+recovery+of+paralyzed+muscles+of+the+face+in+rats+and+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anatomy+%28International+Journal+of+Experimental+and+Clinical+Anatomy%29%22%5BJournal%5D)">Experimental studies on post-transectional facial nerve regrowth and functional recovery of paralyzed muscles of the face in rats and mice.</a> Anatomy (International Journal of Experimental and Clinical Anatomy). 4, 1-27 (2010).</li>
<li>Xin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-10+within+the+CNS+is+necessary+for+CD4%2B+T+cells+to+mediate+neuroprotection%29%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+And+Immunity%22%5BJournal%5D)">IL-10 within the CNS is necessary for CD4+ T cells to mediate neuroprotection).</a> Brain, Behavior, And Immunity. 25, 820-829 (2011).</li>
<li>Mesnard, N. A., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+gene+expression+in+the+axotomized+facial+motor+nucleus+of+presymptomatic+SOD1+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Differential gene expression in the axotomized facial motor nucleus of presymptomatic SOD1 mice.</a> The Journal of Comparative Neurology. 519, 3488-3506 (2011).</li>
<li>Mesnard, N. A., Alexander, T. D., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+laser+microdissection+in+the+investigation+of+facial+motoneuron+and+neuropil+molecular+phenotypes+after+peripheral+axotomy%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Use of laser microdissection in the investigation of facial motoneuron and neuropil molecular phenotypes after peripheral axotomy.</a> Experimental Neurology. 225, 94-103 (2010).</li>
<li>Franchi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+motor+representation+related+to+facial+nerve+damage+and+regeneration+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Changes in motor representation related to facial nerve damage and regeneration in adult rats.</a> Experimental Brain Research. 135, 53-65 (2000).</li>
<li>Munera, A., Cuestas, D. M., Troncoso, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+facial+nerve+lesions+induce+changes+in+the+firing+properties+of+primary+motor+cortex+layer+5+pyramidal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Peripheral facial nerve lesions induce changes in the firing properties of primary motor cortex layer 5 pyramidal cells.</a> Neuroscience. 223, 140-151 (2012).</li>
<li>Liu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hereditary+absence+of+complement+C5+in+adult+mice+influences+Wallerian+degeneration%2C+but+not+retrograde+responses%2C+following+injury+to+peripheral+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Peripheral+Nervous+System%22%5BJournal%5D)">Hereditary absence of complement C5 in adult mice influences Wallerian degeneration, but not retrograde responses, following injury to peripheral nerve.</a> Journal of the Peripheral Nervous System. 4, 123-133 (1999).</li>
<li>Ferri, C., Moore, F., Bisby, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+facial+nerve+injury+on+mouse+motoneurons+lacking+the+p75+low-affinity+neurotrophin+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Effects of facial nerve injury on mouse motoneurons lacking the p75 low-affinity neurotrophin receptor.</a> Journal of Neurobiology. 34, 1-9 (1997).</li>
<li>Zhou, R. Y., Xu, J., Chi, F. L., Chen, L. H., Li, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+sensitivity+to+rocuronium+among+orbicularis+oris+muscles+innervated+by+normal+or+damaged+facial+nerves+and+gastrocnemius+muscle+innervated+by+somatic+nerve+in+rats%3A+combined+morphological+and+functional+analyses%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Differences in sensitivity to rocuronium among orbicularis oris muscles innervated by normal or damaged facial nerves and gastrocnemius muscle innervated by somatic nerve in rats: combined morphological and functional analyses.</a> The Laryngoscope. 122, 1831-1837 (2012).</li>
<li>Jinno, S., Yamada, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+comparative+anatomy+in+the+axotomy+model+to+identify+distinct+roles+for+microglia+and+astrocytes+in+synaptic+stripping%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron+Glia+Biology%22%5BJournal%5D)">Using comparative anatomy in the axotomy model to identify distinct roles for microglia and astrocytes in synaptic stripping.</a> Neuron Glia Biology. 7, 55-66 (2011).</li>
<li>Jones, K. J., Serpe, C. J., Byram, S. C., Deboy, C. A., Sanders, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+immune+system+in+the+maintenance+of+mouse+facial+motoneuron+viability+after+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+And+Immunity%22%5BJournal%5D)">Role of the immune system in the maintenance of mouse facial motoneuron viability after nerve injury.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 19, 12-19 (2005).</li>
<li>Moran, L. B., Graeber, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+facial+nerve+axotomy+model%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research.+Brain+research%22%5BJournal%5D)">The facial nerve axotomy model.</a> Brain research. Brain research. 44, 154-178 (2004).</li>
<li>Council, N. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCouncil%2C+NR+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%3A+Eighth+Edition%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition</a>. , The National Academies Press. New York, NY. (2011).</li>
<li>Serpe, C. J., Kohm, A. P., Huppenbauer, C. B., Sanders, V., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exacerbation+of+Facial+Motoneuron+Loss+after+facial+nerve+transection+in+severe+combined+immunodeficient+%28scid%29+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Exacerbation of Facial Motoneuron Loss after facial nerve transection in severe combined immunodeficient (scid) mice.</a> Neuroscience. 19, (1999).</li>
<li>Mesnard-Hoaglin, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SOD1%28G93A%29+transgenic+mouse+CD4%28%2B%29+T+cells+mediate+neuroprotection+after+facial+nerve+axotomy+when+removed+from+a+suppressive+peripheral+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+And+Immunity%22%5BJournal%5D)">SOD1(G93A) transgenic mouse CD4(+) T cells mediate neuroprotection after facial nerve axotomy when removed from a suppressive peripheral microenvironment.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 40, 55-60 (2014).</li>
<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+assessment+of+the+perinatal+mouse+facial+nerve+axotomy+model+via+a+subauricular+incision+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+And+Medicine%22%5BJournal%5D)">Establishment and assessment of the perinatal mouse facial nerve axotomy model via a subauricular incision approach.</a> Experimental Biology And Medicine. 237, 1249-1255 (2012).</li>
<li>Sharma, N., Moeller, C. W., Marzo, S. J., Jones, K. J., Foecking, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinatorial+treatments+enhance+recovery+following+facial+nerve+crush%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Combinatorial treatments enhance recovery following facial nerve crush.</a> The Laryngoscope. 120, 1523-1530 (2010).</li>
<li>Lieberman, D. M., Jan, T. A., Ahmad, S. O., Most, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+corticosteroids+on+functional+recovery+and+neuron+survival+after+facial+nerve+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Facial+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Effects of corticosteroids on functional recovery and neuron survival after facial nerve injury in mice.</a> Archives of Facial Plastic Surgery. 13, 117-124 (2011).</li>
<li>Serpe, C. J., Coers, S., Sanders, V. M., Jones, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD4%2B+T%2C+but+not+CD8%2B+or+B%2C+lymphocytes+mediate+facial+motoneuron+survival+after+facial+nerve+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+And+Immunity%22%5BJournal%5D)">CD4+ T, but not CD8+ or B, lymphocytes mediate facial motoneuron survival after facial nerve transection.</a> Brain, Behavior, And Immunity. 17, 393-402 (2003).</li>
<li>Haulcomb, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axotomy-induced+target+disconnection+promotes+an+additional+death+mechanism+involved+in+motoneuron+degeneration+in+ALS+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Axotomy-induced target disconnection promotes an additional death mechanism involved in motoneuron degeneration in ALS transgenic mice.</a> The Journal of Comparative Neurology. , (2014).</li>
<li>Bauder, A. R., Ferguson, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducible+mouse+sciatic+nerve+crush+and+subsequent+assessment+of+regeneration+by+whole+mount+muscle+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (60), (2012).</li>
<li>Richner, M., Bjerrum, O. J., Nykjaer, A., Vaegter, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spared+nerve+injury+%28SNI%29+model+of+induced+mechanical+allodynia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">The spared nerve injury (SNI) model of induced mechanical allodynia in mice.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (54), (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Krytycznym krokiem dla tego protokołu jest prawidłowe ustawienie myszy przed rozpoczęciem operacji. Jeśli mysz nie leży płasko na boku, ucho nie jest zaklejone taśmą pod odpowiednim kątem lub nacięcie zostanie wykonane w niewłaściwym miejscu, znalezienie nerwu twarzowego staje się znacznie trudniejsze. Kiedy ta technika zostanie opanowana, operacje zajmą tylko kilka minut na mysz. 
Do zamknięcia rany można użyć szwów, kleju lub klipsów do ran. Klipsy do ran są preferowane ze względu na mały ro...

Istnieje wiele modeli uszkodzeń nerwów obwodowych, ale jednym z nich, który wyróżnia się w badaniu neuronów ruchowych, jest model aksotomii nerwu twarzowego. Nerw twarzowy, znany również jako nerw czaszkowy VII, pochodzi z mostu i unerwia mięśnie mimiczne1,2. W tym protokole chirurgicznym nerw twarzowy jest odsłonięty przy wyjściu z otworu rylcowo-sutkowego i przecięty lub zmiażdżony. Ciężkość uszkodzenia nerwów można sklasyfikować zgodnie z klasyfikacją Sunderland3, która różnicuje uraz na podstawie nienaruszoności aksonów, endoneurium, perineurium i epineurium, które są warstwami tkanki łącznej, które sekwencyjnie owijają się wokół wiązek aksonów. W urazie zmiażdżenia (axonotmesis) aksony są odcięte, ale krocze i epineurium są zachowane. Całkowite funkcjonalne wyzdrowienie po zmiażdżeniu nerwu twarzowego następuje po około 11 dniach, ponieważ nienaruszona osłonka nerwowa służy jako przewód, w którym aksony odrastają4,5. Z drugiej strony w urazie ciętym (nerwica) aksony i wszystkie 3 warstwy tkanki łącznej są odcięte, a cały nerw dystalny musi odrosnąć, aby przywrócić unerwienie mięśni. Chirurgiczne ponowne połączenie epineurium jest często wykonywane u ludzi z urazami przecięcia nerwu, jednak wyniki rekonwalescencji rzadko są optymalne. Potrzebne są dalsze badania, aby zrozumieć, dlaczego nerw nie odrasta do swojego celu i jakie terapie można zastosować, aby poprawić i przyspieszyć proces regeneracji.
Istnieje wiele zalet badania uszkodzeń nerwów za pomocą modelu aksotomii nerwu twarzowego. Po pierwsze, procedura aksotomii nerwu twarzowego jest szybka, łatwa i wysoce powtarzalna; Wynikający z tego paraliż mięśni twarzy nie wpływa na funkcje życiowe i jest dobrze tolerowany przez zwierzę. Ponieważ jest to model uszkodzenia nerwu czaszkowego, badanie ciał komórkowych neuronów ruchowych jest uproszczone, ponieważ neurony ruchowe znajdują się w stosunkowo jednorodnej populacji w jądrze ruchowym twarzy w moście. Populacja różni się w zależności od wzorca subjądrowego w jądrze ruchowym twarzy, ponieważ istnieje siedem podjąder, z których każde jest specyficzne dla unerwienia określonej grupy mięśni, więc różnice subjądrowe w odpowiedzi na aksotomię mogą wpływać na wyniki2,6,7.
Główną zaletą modelu uszkodzenia nerwu twarzowego jest to, że nieaksotomizowana strona może służyć jako sparowana kontrola wewnętrzna, ponieważ unerwienie nerwu jest wysoce symetryczne i nie ma przesłuchu między jądrami ruchowymi twarzy8. Kolejną zaletą stosowania tej metody chirurgicznej jest brak bezpośredniego urazu OUN lub przerwania bariery krew-mózg9. Powikłania, takie jak nadmierne krwawienie i infekcja, są rzadkie w przypadku tej procedury.
Można przeprowadzić różne analizy, aby ocenić fizjologiczną reakcję na uszkodzenie nerwów. Odzyskanie odruchu mrugania oczami i aktywności wąsów może być wykorzystane jako behawioralna miara powrotu do zdrowia funkcjonalnego10,11. Wideorejestracja aktywności wibrysów jest obecnie najpotężniejszą metodą wykrywania odzyskiwania unerwienia nerwu twarzowego12,13. Po eutanazji można przeprowadzić analizę histologiczną pnia mózgu na ciałach komórek neuronów ruchowych w jądrze ruchowym twarzy. Jądro ruchowe twarzy jest podzielone na siedem podjąder, z których każde jest specyficzne dla określonych mięśni twarzy, co pozwala na zróżnicowane badanie reakcji na uraz2,6. Neurony ruchowe twarzy można policzyć w celu ilościowego określenia przeżycia komórek lub immunohistochemię można wykorzystać do identyfikacji biomarkerów i określonych populacji komórek14. Jądro ruchowe twarzy można dokładnie zmikrodypreparować za pomocą wychwytu laserowego w celu analizy molekularnej odpowiedzi komórkowej na uszkodzenie nerwów15,16. Wpływ aksotomii nerwu twarzowego można analizować w korze ruchowej17,18. Nerw można również wypreparować w celu zbadania zwyrodnieniaWallera19 lub regeneracji aksonów20, a mięśnie można usunąć w celu zbadania połączeń nerwowo-mięśniowych21. Aksotomia nerwu twarzowego może być również wykorzystana do badania towarzyszących komórek glejowych ośrodkowych i obwodowych22, mięśni docelowych21 i odpowiedzi układu odpornościowego23. Chociaż wiele osiągnięto w badaniach nad modelem aksotomii nerwu twarzowego24, konieczne są dalsze badania nad uszkodzeniem nerwów obwodowych, ponieważ uszkodzenie nerwów jest poważnym problemem dla pacjentów, a obecne metody leczenia nie przynoszą optymalnych wyników. Model ten jest potężnym narzędziem do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwów i analizowania skuteczności terapii regeneracyjnych nerwów.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Leica</td><td>M60</td><td></td></tr><tr><td>Taśma opisowa</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-952</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-T&uuml; Nożyczki sprężynowe Bingen - proste/ostre/8,5 cm/5 mm krawędź tnąca</td><td>Fine Science Tools</td><td>15003-08</td><td>Sterylizuj przed użyciem</td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #5/45 - końcówki standardowe/kątowe 45&deg;/Dumoxel/11 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>Sterylizuj przed użyciem</td></tr><tr><td>Klipsy do szwów Michel - 7,5 mm x 1,75 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>12040-01</td><td>Opisane w protokole jako "klips do rany", wysterylizuj przed użyciem</td></tr><tr><td>Hagenbarth cross action klips do naciągania 5"</td><td>George Tiemann & Co</td><td>160-910</td><td>Służy do nakładania klipsa na rany, sterylizacji przed użyciem</td></tr><tr><td>Aplikator i usuwacz klipsów do szwów Michel - Do klipsów 7,5 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>12029-12</td><td>Służy do usuwania klipsa do ran</td></tr><tr><td>0,9% Chlorek sodu do wstrzykiwań, USP</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Betadine, 16 uncji, z dozownikiem</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-027132</td><td></td></tr><tr><td>70% etanolu</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr>Sterylizator <td></td><td></td><td></td><td>do kulek szklanych</td></tr></tbody></table>

aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

Celem tego protokołu chirurgicznego jest odsłonięcie nerwu twarzowego, który unerwia mięśnie twarzy, przy jego wyjściu z otworu rylcowo-sutkowego i przecięcie go lub zmiażdżenie w celu wywołania uszkodzenia nerwu obwodowego. Zaletami tej operacji są jej prostota, wysoka powtarzalność oraz brak wpływu na funkcje życiowe lub mobilność wynikający z późniejszego paraliżu twarzy, co skutkuje stosunkowo łagodnym wynikiem chirurgicznym w porównaniu z innymi modelami uszkodzenia nerwów. Główną zaletą stosowania modelu uszkodzenia nerwu czaszkowego jest to, że neurony ruchowe znajdują się w stosunkowo jednorodnej populacji w jądrze ruchowym twarzy w moście, co upraszcza badanie ciał komórek neuronów ruchowych. Ze względu na symetryczny charakter unerwienia nerwu twarzowego i brak przesłuchów między jądrami ruchowymi twarzy, operacja może być wykonana jednostronnie, przy czym nieaksotomizowana strona służy jako sparowana kontrola wewnętrzna. Po operacji można przeprowadzić różne analizy w celu oceny odpowiedzi fizjologicznej, których szczegóły wykraczają poza zakres tego artykułu. Na przykład przywrócenie funkcji mięśni może służyć jako behawioralny marker reinerwacji lub neurony ruchowe mogą być określone ilościowo w celu zmierzenia przeżycia komórek. Dodatkowo neurony ruchowe można dokładnie uchwycić za pomocą mikrodysekcji laserowej do analizy molekularnej. Ponieważ aksotomia nerwu twarzowego jest minimalnie inwazyjna i dobrze tolerowana, może być stosowana u szerokiej gamy genetycznie modyfikowanych myszy. Ten model chirurgiczny może być również wykorzystany do analizy skuteczności leczenia urazów nerwów obwodowych. Uszkodzenie nerwu twarzowego zapewnia środki do badania nie tylko neuronów ruchowych, ale także odpowiedzi centralnego i obwodowego mikrośrodowiska glejowego, układu odpornościowego i mięśni docelowych. Model uszkodzenia nerwu twarzowego jest powszechnie akceptowanym modelem uszkodzenia nerwów obwodowych, który służy jako potężne narzędzie do badania uszkodzenia i regeneracji nerwów.

Po przeprowadzeniu aksotomii nerwu twarzowego, w wyniku urazu dochodzi do utraty motoneuronów. Przeżywalność motoneuronów po urazie zależy od wielu zmiennych, takich jak płeć, wiek zwierzęcia w momencie operacji oraz punkt czasowy, w którym dokonano zliczenia motoneuronów; dane dotyczące przeżywalności motoneuronów zostały podsumowane zarówno w przeglądzie Morana i Graebera24, jak i w przeglądzie Jinno i Yamady22. Zazwyczaj około 86% motoneuronów przeżywa do 28 dni po aksotomii14,15,26. K...

Prezentujemy protokół chirurgiczny szczegółowo opisujący, jak wykonać aksotomię cięcia lub zgniecenia nerwu twarzowego u myszy. Akskotomia nerwu twarzowego może być wykorzystana do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwu i testowania technik terapeutycznych.

Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Ogólnym celem tej procedury jest wypreparowanie nerwu twarzowego w celu zbadania uszkodzeń nerwów obwodowych. Nerw twarzowy bierze początek w moście pnia mózgu i opuszcza czaszkę przez otwór stylomastoidalny, a następnie dzieli się na swoje główne komponenty.Po odsłonięciu nerw zostaje autotomizowany w miejscu jego wyjścia z otworu sutkowatego. W lokalizacji nerwu twarzowego pomagają dwa główne punkty orientacyjne. Pierwszym z nich jest kanał słuchowy, który składa się z perłowo-białych płytek chrzęstnych połączonych cienką błoną.Drugim jest brzuszek przedni mięśnia dwobrzuchowego, który znajduje się nad nerwem i miejscem jego wyjścia z otworu sutkowo-wyrostkowego. Po uszkodzeniu nerwu twarzowego badacz może analizować wiele czynników, takich jak śmierć neuronów ruchowych lub ekspresja genów. Model uszkodzenia nerwu twarzowego jest jednym z najlepiej scharakteryzowanych modeli uszkodzenia nerwów obwodowych.Zaletami tej techniki są jej prostota, wysoka powtarzalność oraz brak wpływu na funkcje życiowe wynikający z następującego po niej porażenia nerwu twarzowego. Dodatkowo, ze względu na wysoką symetrię układu nerwowego, strona nieuszkodzona może służyć jako sparowana kontrola wewnę

facial-nerve-axotomy-mice-model-to-study-motoneuron-response-to

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Aksonektomia nerwu twarzowego u myszy: Model do badania reakcji motoneuronów na uszkodzenie

Opisano tutaj model zwierzęcy Spared Nerve Injury jako mysi model obwodowego bólu neuropatycznego po częściowej denerwacji nerwu kulszowego poprzez uszkodzenie gałęzi nerwu piszczelowego i wspólnego strzałkowego, przy zachowaniu nienaruszonego nerwu podszywkowego. Modyfikację behawioralną wynikającą z allodynii mechanicznej ilościowo określono za pomocą włókien von Freya.

Model Spared Nerve Injury (SNI) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy

Ten film demonstruje protokół chirurgiczny na modelu szczurzym, szczegółowo opisując kroki od przygotowania znieczulenia do indukcji uszkodzenia nerwu twarzowego. Protokół ten jest przydatny do badania regeneracji nerwów i technik chirurgicznych w badaniach medycznych.

Wywoływanie uszkodzenia nerwu twarzowego u modelu szczura

Źródło: Olmstead, D. N.,  i wsp., Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania odpowiedzi neuronów ruchowych na uraz. J. Vis. Exp. (2015). Ten film pokazuje procedurę zmiażdżenia nerwu twarzowego u myszy, w której tępe rozcięcie kluczowych punktów orientacyjnych odsłania pień nerwu twarzowego w otworze rylcowo-sutkowym. Kleszcze są następnie używane do uciskania pnia nerwowego, wywołując uszkodzenie aksonów i zakłócając przekazywanie sygnałów neuronalnych.

Wykonywanie akkotomii zmiażdżenia nerwu twarzowego w modelu mysim

Źródło: Dalkin, W., et al. Metoda uszkodzenia nerwu strzałkowego: wiarygodny test do identyfikacji i testowania czynników naprawiających połączenia nerwowo-mięśniowe. J. Vis. Exp. (2016)Ten film przedstawia zabieg chirurgiczny mający na celu wywołanie uszkodzenia nerwu strzałkowego u myszy w celu zbadania regeneracji połączenia nerwowo-mięśniowego (NMJ). Procedura polega na odsłonięciu nerwu strzałkowego, zastosowaniu kontrolowanego nacisku w celu wywołania urazu i upewnieniu się, że epineurium...

Wywoływanie uszkodzenia nerwu strzałkowego u myszy w celu zbadania regeneracji połączeń nerwowo-mięśniowych

Model przecięcia nerwu piszczelowego jest dobrze tolerowanym, sprawdzonym i powtarzalnym modelem zaniku mięśni szkieletowych. Modelowy protokół chirurgiczny został opisany i zademonstrowany na myszach C57Black6.

Przecięcie nerwu piszczelowego - standaryzowany model atrofii mięśni szkieletowych wywołanej denerwacją u myszy

Ten protokół opisuje powtarzalne podejście do chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, w tym opisy różnych indukowalnych wzorców urazów.

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

Celem tego protokołu jest stworzenie modelu zwłóknienia mięśni ustno-twarzowych. Porównanie histologii między żwaczem myszy a mięśniem piszczelowym przednim po urazie spowodowanym zamarznięciem potwierdziło zwłóknienie mięśni żwaczy. Model ten ułatwi dalsze badania nad mechanizmem leżącym u podstaw zwłóknienia mięśni ustno-twarzowych.

Zamrożenie urazu mięśnia żwacza myszy w celu ustalenia modelu zwłóknienia mięśni ustno-twarzowych

Tutaj prezentujemy protokół, który łączy elektroporację in vivo i denerwację mięśnia dźwigacza długiego czaszki (LAL). Zabieg ten umożliwia badanie potencjalnej roli białek pochodzenia mięśniowego w regeneracji synapsy nerwowo-mięśniowej.

Połączona elektroporacja in vivo i krótkotrwałe unerwienie mięśnia szkieletowego dźwigacza bocznego zorza długiego czaszki

Mysi model uszkodzenia płuc indukowanego przez respirator jest ważnym narzędziem do badania ostrego uszkodzenia płuc in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ ostrego uszkodzenia płuc, w którym do wywołania ostrej niewydolności płuc wykorzystano mechaniczną wentylację wysokociśnieniową.

Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Niewydolność oddechowa jest główną przyczyną zgonów po urazie rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym. Posiadanie powtarzalnego, mierzalnego i wiarygodnego przedklinicznego modelu zwierzęcego niewydolności oddechowej wywołanej częściowym uszkodzeniem szyjki macicy pomoże zrozumieć późniejszą neuroplastyczność układu oddechowego i nieoddechowego oraz umożliwi przetestowanie przypuszczalnych strategii naprawczych.

Mysi model uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym do badania neuroplastyczności układu oddechowego po zmianie chorobowej

Poznaj protokół chirurgiczny aksotomii nerwu twarzowego u myszy do badania odpowiedzi neuronów ruchowych na uraz. Ta metoda umożliwia ocenę strategii terapeutycznych w neurobiologii.

Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

Przeglądaj więcej filmów