Name: Szczurzy model indukowanej fotochemicznie tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 54 s
Description: Poznaj model fotochemicznie indukowanej tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego u szczurów. Ta metoda umożliwia badanie patofizjologii choroby i testowanie nowych terapii neuroprotekcyjnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Eleut Hernandezowi za hodowlę zwierząt, Gabe'owi Gaidoshowi za ekspertyzę w zakresie mikroskopii, a Khue Tran i Zhenyang Zhao za edycję wideo. Badanie to zostało sfinansowane z grantów National Eye Institute R01-EY022129 dla JLG i grantów P30 EY022589 dla UCSD i EY014801 dla UM; American Heart Association, Fundacja Jamesa i Esther Kingów, fundusz wymiany doktorantów Fudan University Graduate School (nr 2010033) oraz nieograniczony grant od Research to Prevent Blindness, Inc.

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Uniwersytety Kalifornijskie w San Diego i Uniwersytety w Miami (IACUC) i przeprowadzone zgodnie z Oświadczeniem ARVO dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wizualnych. Wszystkie odczynniki i narzędzia używane w zabiegach chirurgicznych są sterylne.
1. Znieczulenie i przygotowanie szczura do operacji
<ol>
	<li>Przed zabiegiem szczury są znieczulane dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy (60 mg/kg) i ksylazyny (8 mg/kg) w zależności od masy ciała. Odpowiednia głębokość znieczulenia powinna być określona na podstawie negatywnej reakcji na bodziec szczypania palca.</li>
	<li>Po znieczuleniu pociągnij język do przodu, aby zapobiec uduszeniu i nałóż maść nawilżającą na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas operacji.</li>
	<li>Ogol miejsca operowane za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i przetrzyj obszar trzykrotnie 10% roztworem detergentu z prowidonem i 70% etanolem.</li>
	<li>Ułóż zwierzę na sterylnym polu. Podczas operacji przetrwania stosuje się sterylne rękawiczki i narzędzia chirurgiczne. Ponownie wysterylizuj końcówki narzędzi za pomocą sterylizatora z gorącymi koralikami między zwierzętami.</li>
</ol>
2. Podejście chirurgiczne
<ol>
	<li>Indukcja PION
	<ol>
		<li>Cewnikowanie żyły udowej
		<ol>
			<li>Przygotować i oczyścić miejsce operacji. Ogol prawą wewnętrzną stronę uda za pomocą maszynki do strzyżenia włosów i przetrzyj ten obszar trzy razy roztworem detergentu z 10% prowidonem i 70% etanolem.</li>
			<li>Przygotuj rurkę. Wytnij rurkę polietylenową o długości 40 cm (PE 10) wysterylizowaną w 70% etanolu. Przepłukać rurkę solą fizjologiczną i podłączyć ją do strzykawki o pojemności 1 ml zawierającej odmierzony roztwór 2% barwnika erytrozyny B (1 μl/mg, co daje dawkę 20 mg/kg masy ciała). Zamontuj strzykawkę w pompie infuzyjnej sterowanej przełącznikiem nożnym, ustawionej na szybkość 600 μl/min.</li>
			<li>Za pomocą ostrza nr 15 wykonaj małe poziome nacięcie u podstawy prawego uda. Wytnij i rozprowadź membranę w środku i oczyść obszar sterylnymi wacikami.</li>
			<li>Oddziel mięsień kleszczami, aż gałąź żyły udowej będzie widoczna. Osłonka otacza tętnicę, żyłę i nerw. Ściśnij i pociągnij tę osłonę do góry za pomocą kleszczy (kleszcze Dumonta z cienką końcówką) i wytnij małe nacięcie (zwykle wystarcza 2-4 mm) w pobliżu podstawy trójkątnego klina za pomocą nożyczek sprężynowych Vannas. W razie potrzeby rozwiń cięcie.</li>
			<li>Oddziel żyłę i tętnicę hakiem mikrochirurgicznym równolegle do kierunku żyły. Uważaj, aby nie uszkodzić delikatnej błony i gałęzi żył. Następnie delikatnie unieś żyłę i oddziel ją od leżącej poniżej tkanki łącznej.</li>
			<li>Zaopatrz się w bezigłowy szew nylonowy i umieść go obok żyły udowej. Za pomocą haczyka mikrochirurgicznego podnieś żyłę i przełóż kleszcze z cienką końcówką pod dystalną okolicą. Chwyć jeden koniec szwu i przeciągnij go pod żyłę. Mocno podwiązaj dystalną żyłę. Przełóż drugi szew w podobny sposób pod żyłą bliższą i zrób luźny węzeł.</li>
			<li>Wykonaj małe nacięcie w żyle w pobliżu dystalnego podwiązania za pomocą nożyczek sprężynowych Vannas. W razie potrzeby rozszerz otwór za pomocą kleszczyków z cienką końcówką. Przez ranę może przeciekać trochę krwi. Oczyść obszar operacyjny zimnymi, sterylnymi BSS i sterylnymi wacikami bawełnianymi.</li>
			<li>Trzymając ścianę żyły na krawędzi cięcia, cewnikować naczynie za pomocą przygotowanej rurki z solą fizjologiczną za pomocą uchwytu na igłę. Zaciśnij węzeł proksymalny wokół żyły i rurki. Następnie zakotwicz rurkę, przywiązując ją do dystalnego szwu.</li>
			<li>Sprawdź jakość cewnikowania, naciskając przełącznik nożny, aby wstrzyknąć sól fizjologiczną, <1 ml jest wystarczające. Upewnij się, że rurka jest drożna i nie ma wycieków. Tymczasowo zamknij nacięcie szwami, aby chronić cewnikowanie i tkankę.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Odsłonięcie nerwu wzrokowego
		<ol>
			<li>Przygotuj miejsce operacji, przecierając wstępnie ogolony obszar nad lewym okiem trzy razy każdym 10% roztworem detergentu z prowidonem i 70% etanolem.</li>
			<li>Wykonaj nacięcie wzdłuż skóry 2-3 mm za okiem za ostrzem nr 15. Ściśnij i unieś tkankę łączną ząbkowanymi kleszczami i wykonaj małe nacięcie nożyczkami sprężynowymi Vannas. To małe nacięcie ma zwykle około 5 mm długości, ale może być dłuższe, aby zapewnić większą ekspozycję dla szkolącego się chirurga. Kontynuuj preparowanie tkanki łącznej wzdłuż górnej krawędzi kości oczodołu, uważając, aby nie uszkodzić naczyń krwionośnych. Oczyść obszar operacyjny bawełnianymi wacikami.</li>
			<li>Wypreparuj w dół przez spojówkę, aż widoczny będzie mięsień prosty górny. Uszczypnij i rozetnij mięsień; Mięsień zostanie uwolniony z głębi orbity. Teraz otaczające tkanki mogą być wykorzystane do pomocy w cofaniu i unoszeniu oka w celu ułatwienia wizualizacji.</li>
			<li>Cofnij płat skóry i tkanki łącznej na boki i w dół i przytrzymaj w miejscu za pomocą szwu i hemostatu. Spowoduje to obrócenie oka do przodu i na zewnątrz, aby odsłonić osłonkę zawierającą tłuszcz, która otacza nerw wzrokowy.</li>
			<li>Ostrożnie włóż parę ostrych kleszczy i rozciągnij się równolegle do nerwu wzrokowego, aby oddzielić tkankę łączną otaczającą osłonkę. Nie dotykaj nerwu wzrokowego ostrymi końcówkami kleszczy.</li>
			<li>Nerw wzrokowy i otaczająca go osłonka powinny być teraz widoczne o długości 5 mm. Sieć mikronaczyń na powierzchni osłonki otacza nerw wzrokowy. Będą one celowane podczas naświetlania laserowego.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dożylne wstrzyknięcie erytrozyny B i naświetlanie laserowe
		<ol>
			<li>Podczas obsługi aparatu do naświetlania laserowego należy nosić okulary ochronne w kolorze pomarańczowym, aby chronić się przed zielonym światłem lasera. Włącz laser, otwórz migawkę i w razie potrzeby dostosuj szczytową i średnią moc lasera. Zamknij migawkę.</li>
			<li>Umieścić szczura w aparacie do napromieniania laserowego. Aby zapewnić prawidłowe rozmieszczenie wiązki, słaba wiązka celownicza jest wytwarzana przez przestrzenne filtrowanie lasera przez otwór o średnicy 100 μm wywiercony w zamkniętej łopatce migawki. Ponownie naświetl nerw wzrokowy za pomocą kleszczy z cienką końcówką i skieruj wiązkę celowniczą na wewnątrzoczodołowy nerw wzrokowy między 3 mm a 4 mm za głową nerwu wzrokowego.</li>
			<li>Wstrzyknąć roztwór 2% erytrozyny B poprzez aktywację pompy infuzyjnej. Może krążyć przez kilka sekund, podczas gdy chirurg dodaje niewielką kroplę BSS, aby zwilżyć powierzchnię nerwu wzrokowego.</li>
			<li>Sprawdź położenie wiązki celowniczej, a następnie kliknij przełącznik nożny, aby zainicjować napromieniowanie. Pomarańczowy filtr bezpieczeństwa, który jest dodawany do ścieżki optycznej mikroskopu, zostanie natychmiast uruchomiony, a następnie otworzy się migawka z 1-sekundowym opóźnieniem.</li>
			<li>Naświetlać nerw wzrokowy przez 90 sekund mocą szczytową 135 mW i średnią mocą 18 mW wytwarzaną przez rozdrabniacz wiązki obracający się z częstotliwością 250 Hz z cyklem pracy 15% (minimalizuje to efekty termiczne). Żółta fluorescencja, wizualizowana jako jasnopomarańczowa przez filtr bezpieczeństwa, będzie emitowana z górnej powierzchni nerwu wzrokowego i jest wystarczająca, aby wiązka naświetlała nerw symetrycznie.</li>
			<li>Po napromieniowaniu pomarańczowy filtr bezpieczeństwa otworzy się automatycznie. W niektórych przypadkach można zaobserwować mikrokrwotok.</li>
			<li>Odciąż mięśnie dodatkowe gałki ocznej i przywróć oko do neutralnej pozycji. Zamknij nacięcie przerwanymi szwami. Następnie wyjmij cewnik i mocno zawiąż żyłę udową, aby zapobiec wyciekowi; Zamknij za pomocą przerwanych szwów. Nałóż maść z antybiotykiem na oba nacięcia. Sprawdź dno oka, aby zweryfikować integralność naczyniową centralnej żyły siatkówki i tętnicy.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wsteczne znakowanie komórek zwojowych siatkówki (RGC). UWAGA: W celu oceny przeżycia RGC, znakowanie wsteczne fluorogoldem (FG) należy zakończyć na tydzień przed PION. Metoda jest szczegółowo opisana w protokole JoVE 81913.
	<ol>
		<li>W skrócie: znieczulić zwierzę ketaminą (60 mg/kg) i ksylazyną (8 mg/kg) i ogolić głowę.</li>
		<li>Chirurgicznie wyszoruj miejsce nacięcia i wykonaj nacięcie w linii środkowej w poprzek głowy, aby odsłonić czaszkę.</li>
		<li>Wywierć obustronne otwory w czaszce (ø 2x2 mm) 0,5 mm zarówno od szwów strzałkowych, jak i poprzecznych.</li>
		<li>Ostrożnie odessać zawartość mózgową, która leży na grzbietowej powierzchni wzgórka górnego (SC) za pomocą pompy próżniowej. Następnie umieść mały kawałek pianki żelowej nasączonej 4% FG na powierzchni SC.</li>
		<li>Zamknij nacięcie szwami i opiekuj się zwierzęciem, stosując standardową opiekę pooperacyjną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opieka pooperacyjna i eutanazja
	<ol>
		<li>Po operacji umieść zwierzę w oddzielnej, czystej klatce na wierzchu podgrzewanej poduszki wodnej z recyrkulacją, aż zwierzę wyzdrowieje.</li>
		<li>Pooperacyjne leki przeciwbólowe (chlorowodorek buprenorfiny, 0,01 mg/kg) należy podawać dwa razy na dobę przez trzy kolejne dni, aby zminimalizować dyskomfort.</li>
		<li>Szczur powinien być trzymany oddzielnie i obserwowany, dopóki nie będzie w stanie utrzymać pozycji leżącej mostka i odzyskać wystarczającą świadomość.</li>
		<li>Oznaki powrotu do zdrowia i dobrego stanu zdrowia są monitorowane codziennie przez co najmniej 5 dni po operacji lub do momentu zdjęcia szwów i odpowiedniego zagojenia się miejsca operowanego, w zależności od tego, co nastąpi później.</li>
		<li>Poddaj zwierzęta eutanazji przez perfuzję z 4% PFA w naukowo odpowiednich punktach czasowych po operacji, zgodnie z zainteresowaniem śledczym.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Wang, Y., Brown, D. P. Jr, Duan, Y., Kong, W., Watson, B. D., Goldberg, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rodent+model+of+posterior+ischemic+optic+neuropathy.%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">A novel rodent model of posterior ischemic optic neuropathy.</a> JAMA Ophthalmology. 131, 194-204 (2013).</li>
<li>Rucker, J. C., Biousse, V., Newman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+optic+neuropathies%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurol%22%5BJournal%5D)">Ischemic optic neuropathies.</a> Curr Opin Neurol. 17, 27-35 (2004).</li>
<li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posterior+ischaemic+optic+neuropathy%3A+clinical+features%2C+pathogenesis%2C+and+management.%5BTitle%5D)+AND+%22Eye+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Posterior ischaemic optic neuropathy: clinical features, pathogenesis, and management.</a> Eye (Lond). 18, 1188-1206 (2004).</li>
<li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inter-Individual+Variation+in+Blood-Supply+of+the+Optic-Nerve+Head.%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Inter-Individual Variation in Blood-Supply of the Optic-Nerve Head.</a> Doc Ophthalmol. 59, 217-246 (1985).</li>
<li>Jacobson, D. M., Vierkant, R. A., Belongia, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy+-+A+case-control+study+of+potential+risk+factors.%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Ophthalmol-Chic%22%5BJournal%5D)">Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy - A case-control study of potential risk factors.</a> Arch Ophthalmol-Chic. 115, 1403-1407 (1997).</li>
<li>Kosmorsky, G., Straga, J., Knight, C., Dagirmanjian, A., Davis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+transcranial+Doppler+in+nonarteritic+ischemic+optic+neuropathy.%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">The role of transcranial Doppler in nonarteritic ischemic optic neuropathy.</a> Am J Ophthalmol. 126, 288-290 (1998).</li>
<li>Hayreh, S. S., Zimmerman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-arteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%3A+role+of+systemic+corticosteroid+therapy.%5BTitle%5D)+AND+%22Graefe%27s+archive+for+clinical+and+experimental+ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy: role of systemic corticosteroid therapy.</a> Graefe's archive for clinical and experimental ophthalmology. 246, 1029-1046 (2008).</li>
<li>Prado, R., Dietrich, W. D., Watson, B. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photochemically+Induced+Graded+Spinal-Cord+Infarction+-+Behavioral%2C+Electrophysiological%2C+and+Morphological+Correlates.%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Photochemically Induced Graded Spinal-Cord Infarction - Behavioral, Electrophysiological, and Morphological Correlates.</a> J Neurosurg. 67, 745-753 (1987).</li>
<li>Dietrich, W. D., Busto, R., Watson, B. D., Scheinberg, P., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photochemically+induced+cerebral+infarction.+II.+Edema+and+blood-brain+barrier+disruption.%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Photochemically induced cerebral infarction. II. Edema and blood-brain barrier disruption.</a> Acta Neuropathologica. 72, 326-334 (1987).</li>
<li>Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+reproducible+brain+infarction+by+photochemically+initiated+thrombosis.%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis.</a> Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).</li>
<li>Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+photochemically+induced+brain+ischemia+and+stroke.%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovascular+Disease+-+Pathophysiology%2C+Diagnosis+and+Treatment%22%5BJournal%5D)">Animal models of photochemically induced brain ischemia and stroke.</a> Cerebrovascular Disease - Pathophysiology, Diagnosis and Treatment. , 52-73 (1998).</li>
<li>Watson, B. D., Prado, R., Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photochemically+induced+spinal+cord+injury+in+the+rat.%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Photochemically induced spinal cord injury in the rat.</a> Brain Research. 367, 296-300 (1986).</li>
<li>Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrograde+labeling+of+retinal+ganglion+cells+by+application+of+fluoro-gold+on+the+surface+of+superior+colliculus.%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Tutaj szczegółowo opisujemy metodę indukowania PION w modelu szczurzym. Najważniejszą częścią protokołu jest naświetlanie i naświetlanie nerwu wzrokowego – aby odsłonić nerw tak długo, jak to możliwe, unikając uszkodzeń spowodowanych ostrymi kleszczami z cienką końcówką lub rozciąganiem. U szczurów tętnica oczna wchodzi do nerwu wzrokowego ≤1 mm od głowy nerwu wzrokowego. Dlatego naświetlanie nerwu wzrokowego w odległości 3-4 mm od głowy nerwu wzrokowego powinno spowodować niedokrwienie naczyń włosowatych zasilających ne...

U pacjentów powyżej 50 roku życia, niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego (ION) jest najbardziej rozpowszechnionym typem ostrej neuropatii nerwu wzrokowego2. Stan ten może występować jako jeden z dwóch podtypów w zależności od źródła określonego dotkniętego ukrwienia i obrazu klinicznego: przedni (AION) lub tylny (PION)3. Podczas gdy patogeneza i przebieg AION były szeroko badane4-7, PION pozostał słabo poznany ze względu na niską częstość występowania, zmienną prezentację, źle zdefiniowane kryteria diagnostyczne i brak modelu zwierzęcego. Co więcej, nie udowodniono, aby żadne metody leczenia skutecznie zapobiegały lub odwracały utratę wzroku spowodowaną AION lub PION. W związku z tym powtarzalny i wiarygodny model zwierzęcy PION ma ogromną wartość dla badania procesu chorobowego in vivo i testowania nowych schematów terapeutycznych w zakresie neuroprotekcji i regeneracji aksonów.
Fotochemicznie wywołane uszkodzenie niedokrwienne mikrokrążenia, powodujące obrzęk naczyniopochodny i zakrzepicę, skutecznie tworzy regionalne niedokrwienie tkanek8-12. Po wstrzyknięciu do krążenia naczyniowego, światłoczuły barwnik erytrozyna B wytwarza reaktywny singletowy tlen cząsteczkowy po aktywacji przez naświetlanie laserowe naczyń docelowych. Tlen singletowy bezpośrednio peroksyduje śródbłonek naczyń krwionośnych, stymulując przyleganie/agregację płytek krwi i prowadząc do powstawania zakrzepów okluzyjnych. Uszkodzenie niedokrwienne rozprzestrzenia się na sąsiednie obszary i dodatkowo pogarsza się przez ucisk mikronaczyniowy spowodowany obrzękiem naczyniopochodnym. Ogólnym celem tego protokołu jest fotochemiczne wywołanie niedokrwienia w nerwie wzrokowym zagałkowym, aby odzwierciedlić uszkodzenia spowodowane przez PION.
O ile nam wiadomo, jest to pierwszy model uszkodzenia niedokrwiennego w tylnym nerwie wzrokowym1. Ponieważ model ten powoduje niedokrwienie przy jednoczesnym unikaniu urazu fizycznego, procesy fizjologiczne tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego są lepiej naśladowane i badane. Ponadto model ten oferuje nowatorską platformę do badań przesiewowych potencjalnych terapii neuropatii nerwu wzrokowego i innych chorób niedokrwiennych OUN. W tym miejscu opisano szczegółowy protokół cewnikowania żyły udowej, odsłonięcia nerwu wzrokowego, dożylnego wstrzyknięcia Erytrozyny B oraz napromieniania laserowego w szczurzym modelu PION.

<table><tbody><tr><td>Laser Nd:YAG 532 nm&nbsp;</td><td>Laserglow</td><td>LRS-532-KM-200-3</td><td></td></tr><tr><td>Rozdrabniacz wiązki</td> wykonany <td>na</td><td></td><td></td>zamówienie</tr><tr><td>Migawka mechaniczna i odpowiedni timer napędu migawki</td><td>Vincent Associates</td><td>SD-10</td><td></td></tr><tr><td>25-ogniskowa soczewka sferyczna</td><td>CVI/Melles-Griot</td><td>01 LPX 293</td><td>płaskio-wypukła soczewka BK7 z powłoką antyrefleksyjną HEBBARTM</td></tr><tr><td>Erytrozyna B&nbsp;</td><td>MP Biomedicals</td><td>190449</td><td></td></tr><tr><td>Fluorogold</td><td>Fluorochrome, LLC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Cardinal Health</td><td>CAH1203421</td><td></td></tr><tr><td>Rurki polietylenowe (PE10)</td><td>BD Intramedic</td><td>427400</td><td></td></tr><tr><td>Nr 10 Ostrze</td><td>Miltex</td><td>4-110</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze drobne</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td>Dumont #5 nierdzewne kleszcze niemagnetyczne</td></tr><tr><td>z zębami</td><td>FST</td><td>11153-10</td> Niemcy Kleszcze <td>nierdzewne</td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>18025-10&nbsp;</td><td>Niemcy nierdzewne</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas</td><td>FST</td><td>2-220&nbsp;</td><td>JJECK Nierdzewny</td></tr><tr><td>Szew poliglaktynowy</td><td>Ethicon</td><td>J488G</td><td>7-0 szew</td></tr><tr><td>hemostat</td><td>F.S.T.</td><td>12075-12&nbsp;</td><td>Niemcy nierdzewne</td></tr></tbody></table>

szczurzy model indukowanej fotochemicznie tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego

Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Tylna niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego (PION) jest w praktyce klinicznej chorobą niszczącą wzrok. Jednak jego patogeneza i historia naturalna pozostają słabo poznane. Niedawno opracowaliśmy wiarygodny, powtarzalny model zwierzęcy PION i przetestowaliśmy efekt leczenia niektórych czynników neurotroficznych w tym modelu1. Celem tego filmu jest zademonstrowanie naszego fotochemicznie indukowanego modelu tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego oraz ocena jego skutków z wstecznym znakowaniem komórek zwojowych siatkówki. Po chirurgicznym odsłonięciu tylnego nerwu wzrokowego wstrzykuje się dożylnie barwnik fotouczulający, erytrozynę B, a wiązka lasera jest skupiana na powierzchni nerwu wzrokowego. Oddziaływanie fotochemiczne erytrozyny B i lasera podczas napromieniania uszkadza śródbłonek naczyń krwionośnych, wywołując niedrożność naczyń krwionośnych, w której pośredniczy zakrzepica płytek krwi i obrzęk kompresji. Wynikające z tego uszkodzenie niedokrwienne powoduje stopniowe, ale wyraźne zamieranie komórek zwojowych siatkówki z powodu utraty wejścia aksonalnego - odległy, wywołany urazem i klinicznie istotny wynik. W związku z tym model ten stanowi nowatorską platformę do badania patofizjologicznego przebiegu PION i może być dalej optymalizowany pod kątem testowania podejść terapeutycznych w neuropatiach nerwu wzrokowego, a także innych chorobach niedokrwiennych OUN.

Uraz niedokrwienny wywołany tą techniką prowadzi do stopniowej, lecz wyraźnej śmierci komórek zwojowych siatkówki po niedokrwiennym uszkodzeniu aksonów. Jest to wynik istotny klinicznie, podobny do tego obserwowanego w chorobie u ludzi. Do ilościowego określenia przeżywalności RGC po PION stosuje się retrograde znakowanie FG. Ta sama metoda jest wykorzystywana do walidacji prawidłowego stworzenia modelu, a także do oceny efektów różnych schematów terapeutycznych. Rysunek 1 przedstawia reprezentatywne obr...

Celem tego protokołu jest fotochemiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia tylnego nerwu wzrokowego u szczura. Model ten ma kluczowe znaczenie dla badań nad patofizjologią tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego oraz podejść terapeutycznych dla tej i innych neuropatii nerwu wzrokowego, a także innych chorób niedokrwiennych OUN.

Szczurzy model indukowanej fotochemicznie tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history ...

Celem tego filmu jest zademonstrowanie fotochemicznie indukowanego modelu tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego oraz ocena jej skutków w odniesieniu do retrogradowego zaniku komórek zwojowych siatkówki u pacjentów powyżej 50 roku życia. Niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego jest najczęstszym typem ostrej neuropatii nerwu wzrokowego. Schorzenie to może występować w jednym z dwóch podtypów, w zależności od źródła dotkniętego ukrwienia i obrazu klinicznego: jako przednia niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego lub tylna niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego.Podczas gdy patogeneza przedniej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego została szeroko zbadana, tylna niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego pozostaje słabo rozpoznana ze względu na niską częstotliwość występowania, zmienny obraz kliniczny i nieprecyzyjne kryteria diagnostyczne. Co więcej, nie udowodniono skuteczności żadnych metod leczenia w zapobieganiu lub cofaniu utraty wzroku spowodowanej przednią lub tylną niedokrwienną neuropatią nerwu wzrokowego. Dlatego też powtarzalny i wiarygodny model zwierzęcy tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego ma ogromną wartość w badaniu procesu chorobowego in vivo oraz testowaniu nowych schematów terapeutycznych w celu neuroprotekcji i regeneracji aksonów. Fotochemicznie indukowane uszkodzenie niedokrwienne mikrokrążenia, prowadzące do obrzęku naczyniowego i zakrzepicy, skutecznie wywołuje regionalne niedokrwienie tkanek.Uszkodzenia niedokrwienne rozprzestrzeniają się na obszary sąsiednie i są dodatkowo potęgowane przez ucisk mikro naczyniowy wynikający z towarzyszącego obrzęku wazogennego. Wybiórczo wywołaliśmy tę formę niedokrwienia poprzez przekcięcie nerwu wzrokowego szczura, aby odzwierciedlić uszkodzenia spowodowane przez tylną neuropatię niedokrwienną nerwu wzrokowego. W niniejszym materiale y Wang oraz Dale Brown przedstawiają szczegółową instrukcję przeprowadzenia tej procedury.Z naszej wiedzą, opracowany został model uszkodzenia niedokrwiennego tylnego odcinka nerwu wzrokowego, ponieważ model ten wywołuje niedokrwienie, unikając jednocześnie urazu fizycznego. Dzięki temu można lepiej odwzorować procesy fizjologiczne tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego. W tym filmie zaprezentujemy całą procedurę naszego modelu tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego po chirurgicznym odsłonięciu tylnego odcinka nerwu wzrokowego.Barwnik uczulający na światło jest wstrzykiwany dożylnie, a wiązka lasera jest skupiona na powierzchni nerwu wzrokowego. Oddziaływanie fotochemiczne między erytromycyną B a laserem podczas naświetlania uszkadza śródbłonek naczyniowy, co prowadzi do zamknięcia mikronaczyniowego pośrednictwem zakrzepicy płytkowej i kompresji naczyniowej. Wynikający z tego uraz niedokrwienny wywołuje stopniowy, lecz wyraźny zanik komórek zwojowych siatkówki z powodu utraty wkładu aksonalnego, co stanowi klinicznie istotny wynik wywołany urazem odległym.Laser YAG pracujący przy długości fali 532 nanometrów i maksymalnej mocy 300 miliwatów. Następnie znajduje się przerywacz wiązki pracujący z częstotliwością 250 herców, który służy do zredukowania średniej mocy do 7,5% mocy szczytowej. Posiadamy migawkę wiązki, która w stanie spoczynku jest zamknięta, z wywierconym w niej małym otworem o średnicy 100 mikronów, co pozwala na uzyskanie słabej wiązki celowniczej w pozycji zamkniętej.Następnie znajduje się soczewka plano-konweks o ogniskowej 25 cm, a na końcu czerwony pryzmat kątowy, który kieruje wiązkę w dół na nerw wzrokowy. Po wyjściu ze źródła wiązka laserowa przechodzi przez przerywacz, co redukuje średnią moc do 7,5% mocy szczytowej. Wiązka przerywana jest następnie zatrzymywana przez migawkę, która po zamknięciu generuje bardzo słabą wiązkę celowniczą poprzez filtrację przestrzenną wiązki w otworze o średnicy 100 µm.Ten słaby wiązka jest następnie ogniskowany przez soczewkę i przekierowywany w dół przez pryzmat kątowy na odsłonięty tylny nerw wzrokowy I. Naświetlanie rozpoczyna się poprzez wprowadzenie filtra zabezpieczającego do drogi optycznej mikroskopu operacyjnego, a następnie otwarcie migawki wiązki po jednej sekundzie opóźnienia. W tym momencie pełnowartościowa, rwana wiązka jest ogniskowana i kierowana w dół na odsłonięty nerw wzrokowy.W wyniku oddziaływania wiązki z rozpuszczoną w krwiobiegu etyną, zielone światło lasera o długości fali 532 nanometre jest wydajnie absorbowane przez krążący erytrocyty i barwnik, który fluorescencyjnie emituje światło; cząsteczki tlenu molekularnego kolidując z cząsteczką barwnika w stanie tripletowym, przejmują energię wzbudzenia, stając się tlenem w stanie singletowym, który jest wysoce reaktywny. Tlen singletowy bezpośrednio peroksyduje śródbłonek naczyniowy i powoduje punktowe uszkodzenia bariery, co specyficznie przyciąga płytki krwi i ułatwia wyciek osocza do miąższu. Ten proces uszkadzania prowadzi zatem do niedrożności naczyniowej w wyniku zakrzepicy, a także do obrzęku naczyniowego spowodowanego kompresją mikronaczyniową; to drugie powoduje rozszerzenie się zmiany poza głębokość penetracji światła lasera.Jeśli technika zostanie wykonana prawidłowo, skrzep płytkowy nie będzie zawierał włókien. Odróżnia to tę metodę od znacznie mniej wydajnego, zależnego od ciepła procesu koagulacji stopy. Zastosowanie wysokiej mocy szczytowej zwiększa efektywną głębokość penetracji w opalizujący nerw wzrokowy, przy jednoczesnym zredukowaniu średniej mocy wiązki do 7,5%.Szatkowanie pomaga zapewnić, że uraz tkanki jest wywoływany przez proces chemiczny, a nie termiczny, u naszych znieczulonych szczurów po wewnątrzbrzusznym wstrzyknięciu koktajlu ketaminy i diazepamu. Po znieczuleniu delikatnie wysuń język do przodu, aby zapobiec uduszeniu, ogol miejsca operacyjne i zastosuj odpowiedni środek do obu oczu, aby zapobiec wysychaniu rogówki podczas operacji. Oceń stopień znieczulenia, aby upewnić się, że zwierzę nie będzie odczuwać bólu podczas zabiegu.Zacznij od cewnikowania żyły udowej. Przed przystąpieniem do procedur chirurgicznych podłącz sterylizowany i przepsłukany solą fizjologiczną odcinek rurki do strzykawki o pojemności 1 ml zawierającej odmierzoną wcześniej 2% roztwór eryri B. Przy dawce 20 mg na kg masy ciała zamontuj strzykawkę w pompie infuzyjnej ustawionej na przepływ 600 µL na minutę.Oczyść pole operacyjne, przecierając obszar 10% jodopowidonem, a następnie 70% etanolem. Wykonaj nacięcie u podstawy prawego uda, używając ostrza numer 15. Przetnij i rozszerz błonę za pomocą nożyczek, a następnie odsuń mięśnie pęsetą, aż do momentu, gdy stanie się widoczna gałąź żyły udowej.Kontynuuj preparację w kierunku dołu, używając nożyczek i pęsety, aby w razie potrzeby oddzielić naczynie od otaczających tkanek. Przemyj pole operacyjne zimnym, sterylnym BSS, aby ułatwić wizualizację żyły. Ostrożnie oddziel pochewkę otaczającą żyłę, tętnicę i nerw od tkanki podścielającej.Następnie wyizoluj żyłę, stosując tępe rozczepianie wzdłuż jej boków. Przełóż pod żyłą dwie nici nylonowe, ostrożnie unosząc naczynie za pomocą pęsety z cienkimi końcówkami, chwytając nici i przeciągając je pod naczyniem. Mocno podwiąż koniec dystalny żyły, a wokół końca proksymalnego zawiąż luźny węzeł.Wykonaj częściowe nacięcie żyły w pobliżu dystalnego podwiązania i w razie potrzeby go rozszerz. Trzymając pęsetą ścianę żyły w miejscu nacięcia, ostrożnie wprowadź rurkę do płukania solą fizjologiczną do naczynia. Następnie zaciśnij luźny węzeł proksymalny wokół rurki. Przymocuj rurkę, wiążąc ją do szwu dystalnego.Po sprawdzeniu jakości kanulacji i upewnieniu się, że jest ona wolna od niedrożności lub przecieków, tymczasowo zamknąć nacięcie szwami, aby chronić miejsce kanulacji oraz tkankę. Przygotować pole operacyjne, używając 10% roztworu detergentu jodowego Poon oraz 70% etanolu. Wykonać nacięcie skóry za okiem za pomocą skalpela nr 15, a następnie przeciąć tkankę łączną, używając nożyczek typu Venice sprain.Kontynuuj preparowanie przez tkankę łączną wzdłuż górnego brzegu kości oczodołowej. Należy uważać, aby nie uszkodzić miejscowych naczyń krwionośnych. Preparuj tkankę oczodołową, aż do uwidocznienia mięśnia prostego górnego.Nerw wzrokowy znajduje się poniżej. Odciągnij płatek skóry i tkankę łączną bocznie i w dół. Gałka oczna obróci się do przodu i na zewnątrz.Ostrożnie wprowadź parę ostrych pincet i rozsuń je równolegle do nerwu, aby go odsłonić. Podczas naświetlania laserowego celem będzie sieć mikro naczyń krwionośnych go zasilających. Podczas obsługi aparatury do naświetlania laserowego należy przez cały czas nosić pomarańczowe okulary ochronne, aby zabezpieczyć się przed światłem lasera.Włącz laser i przez kilka minut reguluj moc szczytową oraz średnią przed wszystkimi procedurami naświetlania. Ostrożnie umieść zwierzę na aparaturze i ustaw je tak, aby wiązka celownicza świeciła w pobliżu miejsca odsłonięcia nerwu wzrokowego.Następnie ostrożnie ponownie odsłoń odcinek nerwu wzrokowego za pomocą pęsety z cienkimi końcami. Dokonaj niewielkich korekt ustawienia, tak aby wiązka celownicza uderzała w nerw wzrokowy w odległości od trzech do czterech milimetrów za głową nerwu wzrokowego. Wstrzyknij 2% roztwór żywicy B poprzez aktywację pompy infuzyjnej i pozwól mu krążyć przez kilka sekund, zwilżając w tym czasie powierzchnię nerwu wzrokowego niewielką kroplą BSS.Po zweryfikowaniu położenia wiązki celowniczej, uruchom sterowany przełącznikiem nożnym filtr bezpieczeństwa, a następnie rozpocznij naświetlanie laserem i naświetlaj przez 90 sekund. Żółta fluorescencja, która przez filtr wydaje się pomarańczowa, powinna być widoczna na górnej powierzchni nerwu; należy doprowadzić do uzyskania jednolitej fluorescencji na całej długości nerwu wzrokowego. Po niewielkich korektach pozycji szczura filtr bezpieczeństwa otworzy się automatycznie po zakończeniu naświetlania.W niektórych przypadkach mogą być obserwowane mikrokrawawienia; należy wówczas zmniejszyć trakcję mięśni pozagałkowych, przywrócić oko do pozycji neutralnej i zamknąć cięcie szwami przerywanymi. Przeciąć szwy mocujące cewnik żyły udowej i ostrożnie wycofać rurkę. Mocno podwiązać proksymalny odcinek żyły udowej, aby zapobiec wyciekowi, a następnie zamknąć cięcie szwami przerywanymi.Nanieś maść antybiotykową na oba nacięcia i sprawdź dno oka pod kątem integralności naczyniowej centralnej żyły i tętnicy siatkówkowej. Przenieś zwierzę do czystej, ogrzewanej klatki w celu rekonwalescencji, podaj przeciwbólowe środki pooperacyjne i zapewnij opiekę nad zwierzęciem, zgodnie z instytucyjnymi wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami.Często badaj zwierzę po zabiegu, aby upewnić się, że miejsce nacięcia jest czyste i wolne od infekcji, oceniaj poziom bólu i podawaj odpowiednie leki przeciwbólowe oraz monitoruj prawidłowe karmienie i inne zachowania. Obrazowanie konfokalne preparatów płaskich siatkówki może być wykorzystane do ilościowego określenia przeżywalności komórek zwojowych siatkówki po indukcji tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego z użyciem retrogradnej aplikacji w porównaniu ze zwierzętami kontrolnymi. Znacznie mniej komórek zwojowych występuje u zwierząt dwa tygodnie po indukcji PION.Nie zaobserwowano istotnych różnic w liczbie komórek zwojowych siatkówki u zwierząt w grupie kontrolnej (operacja pozorowana). Wskazuje to, że utrata komórek zwojowych siatkówki jest wywołana kombinacją B i naświetlania laserowego, a nie samą energią termiczną lasera. Najbardziej krytycznym etapem procedury jest odsłonięcie i naświetlanie nerwu wzrokowego.Niezbędne jest ostrożne przeprowadzenie sekcji, aby zapobiec uszkodzeniu nerwu przez pęsetę typu „shark fine tip” lub poprzez naciągnięcie tętnicy ocznej. Przecięcie nerwu wzrokowego należy wykonać w odległości około jednego milimetra od głowy nerwu wzrokowego. Jeśli istotne jest ograniczenie niedokrwienia do naczyń włosowatych zaopatrujących nerw, a nie do tętnic i ich odgałęzień zasilających wewnętrzną warstwę siatkówki, naświetlanie należy przeprowadzić w odległości trzech do czterech milimetrów od głowy nerwu wzrokowego. Po procedurze konieczne jest przeprowadzenie badania endoskopowego, aby upewnić się, że naczynia tętnicy i żyły środkowej siatkówki pozostały nieuszkodzone, przy zastosowaniu wstępnie ustawionych parametrów promieniowania laserowego.Model ten charakteryzuje się powtarzalnym przebiegiem czasowym obumierania komórek, ponieważ szczytowa intensywność oraz czas trwania naświetlania są dwoma czynnikami determinującymi uszkodzenia niedokrwienne. Dzięki dalszej optymalizacji można modyfikować te parametry w celu dostosowania stopnia wynikającego z nich uszkodzenia komórek zwojowych siatkówki do różnych celów badawczych. Model ten stanowi nową platformę do badań nad patogenezą i zmianami molekularnymi w przebiegu tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego i może być wykorzystywany do przesiewowych badań nad lekami leczącymi tę oraz inne niedokrwienne choroby ośrodkowego układu nerwowego.

rat-model-photochemically-induced-posterior-ischemic-optic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model szczura fotochemicznie indukowanej tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego

Fotozakrzepica to szybka, minimalnie inwazyjna technika wywoływania małego i dobrze zdefiniowanego zawału w obszarach zainteresowania w wysoce powtarzalny sposób. Jest szczególnie przydatny do badania odpowiedzi komórkowych i molekularnych leżących u podstaw plastyczności mózgu u myszy transgenicznych.

Fotozakrzepowe niedokrwienie: minimalnie inwazyjny i powtarzalny fotochemiczny model zmiany korowej do badań nad udarem u myszy

Fotozakrzepica jest minimalnie inwazyjną i wysoce powtarzalną procedurą wywoływania ogniskowego niedokrwienia rdzenia kręgowego i służy jako model uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy.

Ogniskowe niedokrwienie wywołane fotozakrzepicą jako model uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy

Ten artykuł opisuje procedurę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe u myszy. Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym służy do modelowania ludzkich patologii charakteryzujących się upośledzonym dostarczaniem tlenu i składników odżywczych do siatkówki, umożliwiając naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów komórkowych i metod leczenia chorób układu...

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

Poniższy raport opisuje, jak odtworzyć model gryzoni nietętniczej przedniej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego (rNAION), używając odpowiednich parametrów barwnika, soczewki kontaktowej i lasera. Ujawniamy również odpowiednie kroki do oceny zmiany rNAION in vivo.

Model gryzoni nonartericznej przedniej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego (rNAION)

Wtórne zwyrodnienie komórek zwojowych siatkówki (RGC) występuje często w jaskrze. W pracy opisano innowacyjne podejście operacyjne do częściowej transsekcji nerwu wzrokowego. Zastosowanie tego oszczędzającego miejsce podejścia operacyjnego rozszerza zakres zastosowań modelu i umożliwia eksplorację mechanizmów wtórnych uszkodzeń w RGC w nowy sposób.

Częściowa transsekcja nerwu wzrokowego u szczurów: model ustalony z nowym podejściem operacyjnym do oceny wtórnego zwyrodnienia komórek zwojowych siatkówki

Retinopatia indukowana tlenem (OIR) może być używana do modelowania chorób niedokrwiennych siatkówki, takich jak retinopatia wcześniaków i proliferacyjna retinopatia cukrzycowa, a także służyć jako model dla badań potwierdzających słuszność koncepcji w ocenie leków antyangiogennych w chorobach neowaskularnych. OIR indukuje solidną i powtarzalną neowaskularyzację w siatkówce, którą można określić ilościowo.

Model retinopatii indukowanej tlenem w chorobach niedokrwiennych siatkówki u gryzoni

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Ten protokół opisuje szczegółową metodę przygotowania i immunofluorescencji barwienia płaskich mocowań siatkówki myszy oraz analizy. Szczegółowo opisano również zastosowanie angiografii dna oka fluoresceiny (FFA) u młodych myszy i przetwarzanie obrazu.

Monitorowanie dynamicznego wzrostu naczyń siatkówki w mysim modelu retinopatii indukowanej tlenem

Tutaj opisujemy zoptymalizowany protokół do zamykania żył siatkówki za pomocą róży bengalskiej i sterowanego laserowo systemu obrazowania siatkówki z zaleceniami maksymalizacji jego odtwarzalności w genetycznie modyfikowanych szczepach.

Optymalizacja mysiego modelu niedrożności żyły siatkówki w celu ograniczenia zmienności

Ten protokół modeluje uszkodzenie niedokrwienia siatkówki i reperfuzji w oku myszy poprzez wywołanie niedokrwienia siatkówki poprzez kaniulację przedniej komory i podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego, a następnie normalizację ciśnienia wewnątrzgałkowego w celu zainicjowania reperfuzji.

Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy

Ten protokół zapewnia zintegrowaną metodę, która obejmuje dostarczenie wirusowe, implantację optrodu, indukcję fototrombotyczną, jednoczesne rejestrowanie aktywności astrocytów i neuronów oraz optogenetyczną stymulację astrocytów. Ta zintegrowana metoda ma na celu zapewnienie jednoczesnego badania relacji astrocyt-neuron na wszystkich etapach przewlekłych udaru niedokrwiennego.

Zintegrowana metoda modelowania udaru fototrombotycego i in vivo rejestracji optrodem aktywności neuronowej i astrocytów u myszy wykonujących zachowania

Poznaj model fotochemicznie indukowanej tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego u szczurów. Ta metoda umożliwia badanie patofizjologii choroby i testowanie nowych terapii neuroprotekcyjnych.

Szczurzy model indukowanej fotochemicznie tylnej niedokrwiennej neuropatii nerwu wzrokowego

Przeglądaj więcej filmów