Name: Szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 47 s
Description: Poznaj model szczura z migotaniem komór i resuscytacją zamkniętą klatką piersiową. Ta metoda pozwala badać fizjologię zatrzymania krążenia i testować nowe strategie resuscytacyjne w kontrolowanych warunkach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować dr Wanchun Tang MD, MCCM, FCCP, FAHA i Jenie Cahoon z Weil Institute of Critical Care Medicine w Rancho Mirage, CA. za ich wkład w zarys protokołu resuscytacji i za pomoc w szkoleniu chirurga gryzoni (LL). Przygotowanie tego artykułu było częściowo wspierane przez dar ku pamięci emerytowanego SKC Marynarki Wojennej Stanów Zjednoczonych Roberta W. Ply'ego, przekazany przez Panią Monicę Ply na badania nad chorobami serca i chorobą Parkinsona oraz przez uznaniowy fundusz z Wydziału Medycyny Uniwersytetu Medycyny i Nauki Rosalind Franklin.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Krytyczne kroki w protokole
W protokole znajdują się krytyczne kroki. Po opanowaniu przygotowanie i protokół przebiegają zgodnie ze zwięzłym opisem poniżej. Przygotowanie chirurgiczne jest szybkie, szybkie przesuwanie cewników przez małe nacięcia, powodując minimalny skurcz naczyń lub brak go i ustawienie końcówek cewnika zgodnie z przeznaczeniem, a następnie udana intubacja tchawicy po jednej lub kilku próbach; w ten sposób kończąc przygotowanie w ciągu ≈ 90 minut od początkowej dawk...

Blisko 360 000 osób w Stanach Zjednoczonych1 i wiele więcej na całym świecie2 cierpi na epizod nagłego zatrzymania krążenia każdego roku. Próby przywrócenia życia wymagają nie tylko przywrócenia czynności serca, ale także zapobiegania uszkodzeniom ważnych narządów, minimalizowania ich lub odwracania. Obecne techniki resuscytacji krążeniowo-oddechowej dają początkowy wskaźnik resuscytacji wynoszący około 30%; Jednak przeżycie do wypisu ze szpitala wynosi tylko 5%1. Dysfunkcja mięśnia sercowego, dysfunkcja neurologiczna, ogólnoustrojowe zapalenie skóry, choroby współistniejące lub ich kombinacja występujące po resuscytacji stanowią duży odsetek pacjentów, którzy umierają pomimo początkowego powrotu krążenia. W związku z tym pilnie potrzebne jest lepsze zrozumienie podstawowej patofizjologii i nowatorskie podejścia do resuscytacji, aby zwiększyć wskaźnik początkowej resuscytacji i późniejszego przeżycia z nienaruszoną funkcją narządu.
Zwierzęce modele zatrzymania krążenia odgrywają kluczową rolę w rozwoju nowych terapii resuscytacyjnych, dostarczając wglądu w patofizjologię zatrzymania krążenia i resuscytacji oraz oferując praktyczne środki do konceptualizacji i testowania nowych interwencji, zanim będą mogły być testowane na ludziach3. Opisany tutaj szczurzy model resuscytacji krążeniowo-oddechowej (RKO) z zamkniętą klatką piersiową odegrał ważną rolę. Model został opracowany w 1988 roku przez Irene von Planta – ówczesną badaczkę – i jej współpracowników4 w laboratorium nieżyjącego już profesora Maxa Harry'ego Weila, doktora nauk medycznych na Uniwersytecie Nauk o Zdrowiu (przemianowanym na Rosalind Franklin University of Medicine and Science w 2004 roku) i jest szeroko stosowany w dziedzinie resuscytacji, głównie przez stypendystów profesora Weila i ich stażystów.
Model symuluje epizod nagłego zatrzymania krążenia z próbą resuscytacji za pomocą konwencjonalnych technik CPR, a tym samym obejmuje indukcję migotania komór (VF) poprzez dostarczenie prądu elektrycznego do wsierdzia prawej komory i zapewnienie zamkniętej resuscytacji klatki piersiowej przez pneumatycznie napędzane urządzenie tłokowe, jednocześnie dostarczając wentylację nadciśnieniową za pomocą gazu wzbogaconego w tlen. Zakończenie VF odbywa się poprzez przezklatkowe dostarczanie wstrząsów elektrycznych. Model szczurzy zapewnia równowagę między modelami opracowanymi na dużych zwierzętach (np. świniach) a modelami opracowanymi na mniejszych zwierzętach (np. myszach), umożliwiając eksplorację nowych koncepcji badawczych w dobrze ustandaryzowany, powtarzalny i wydajny sposób z dostępem do solidnego wykazu odpowiednich pomiarów. Model jest szczególnie przydatny na wczesnych etapach badań w celu zbadania nowych koncepcji i zbadania skutków czynników zakłócających przed przeprowadzeniem badań na większych modelach zwierzęcych, które są bardziej kosztowne, ale mają większy wpływ translacyjny.
Wyszukiwanie w Medline wszystkich recenzowanych artykułów opisujących podobny model szczura z VF jako mechanizmem zatrzymania akcji serca i jakąś formą resuscytacji w zamkniętej klatce piersiowej ujawniło łącznie 69 dodatkowych oryginalnych badań z użyciem tego modelu od czasu jego pierwszej publikacji w 1988 roku4. Obszary badawcze obejmują patofizjologiczne aspekty resuscytacji5-17, czynniki wpływające na wyniki18-30, rolę interwencji farmakologicznych badających leki wazopresyjne31-43, środki buforowe44, środki inotropowe45, środki mające na celu ochronę mięśnia sercowego lub mózgu46-70, a także działanie mezenchymalnych komórek macierzystych71-73.
Model i protokół opisany w tym artykule jest obecnie używany w Instytucie Resuscytacji. Istnieje jednak wiele możliwości "dostosowania" modelu w oparciu o możliwości dostępne dla poszczególnych badaczy i cele badań.

<table><tbody><tr><td>Pentobarbital sodu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/p3761?lang=en&region=US</td></tr><tr><td>Termistor doodbytniczy</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>TSD202A</td><td>http://www.biopac.com/fast-response-thermistor</td></tr><tr><td>Elektroda igłowa biopolarna koncentryczna 25 mm TP</td><td>BIOPAC Systems, INC</td><td>EL451</td><td>http://www.biopac.com/needle-electrode-concentric-25mm</td></tr><tr><td>Rurki polietylenowe PE25&nbsp;</td><td>Solomon Scientific</td><td>BPE-T25</td><td>http://www.solsci.com/products/polyethylene-pe-tubing</td></tr><tr><td>26GA żeński adapter króćca luer</td><td>Access Technologies</td><td>LSA-26</td><td>http://www.norfolkaccess.com/needles.html</td></tr><tr><td>Kranki z przyłączami typu luer; 3-drożne; zamek męski, niesterylny</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-30600-02</td><td>http://www.coleparmer.com/Product/Large_bore_3_way _male_lock_stopcocks _ 10_pack_Non_sterile/EW-30600-23</td></tr><tr><td>Jednorazowy przetwornik ciśnienia TruWave</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX600I&nbsp;</td><td>http://www.edwards.com/products/pressuremonitoring/Pages/truwavemodels.aspx?truwave=1</td></tr><tr><td>Termopara typu T</td><td>Physitemp Instruments</td><td>IT-18</td><td>http://www.physitemp.com/products/probesandwire/flexprobes.html</td></tr><tr><td>Cewnik pediatryczny do żył centralnych&nbsp;</td><td>Kucharz medyczny&nbsp;</td><td>C-PUM-301J</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_pum1lp_webds</td></tr><tr><td>Cewnik dożylny podobojczykowy Abbocath-T (14 g x 5 1/2")</td><td>Hospira</td><td>453527</td><td>http://www.hospira.com/products_and_services/iv_sets/045350427</td></tr><tr><td>Novametrix Medical Systems, monitor CO2 na podczerwień</td><td>Soma Technology, Inc.</td><td>7100 CO2SMO&nbsp;</td><td>http://www.somatechnology.com/MedicalProducts/novametrix_respironics_co2smo_ 7100.asp</td></tr><tr><td>Wentylator dla małych zwierząt Harvard Model 683</td><td>Aparatura Harvard 555282</td><td></td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_44453_-1_ HAI_ProductDetail_N_37322_37323</td></tr><tr><td>Podwójnie elastyczne prowadnice druciane</td><td>Cook Medical&nbsp;</td><td>C-DOC-15-40-0-2</td><td>https://www.cookmedical.com/product/-/catalog/display?ds=cc_doc_webds</td></tr><tr><td>Czujnik przemieszczenia AC LVDT o wysokiej dokładności</td><td>Omega Engineering</td><td>LD320-25</td><td></td></tr><tr><td>http://www.omega.com/pptst/LD320.html Defibrylator/monitor HeartStart XL</td><td>Phillips Medical Systems</td><td>M4735A</td><td>http://www.healthcare.philips.com/main/products/resuscitation/products/xl/</td></tr> <tr><td>Graefe micro kleszcze preparacyjne 4 cale</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5135</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5135</td></tr><tr><td>Kleszcze do mikro preparacji Graefe 4 cale z zębami</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5157</td><td>http://shopping.roboz.com/Surgical-Instrument-Online-Shopping?search=RS-5157</td></tr><tr><td>Bardzo drobne nożyczki do mikropreparacji 4 cale</td><td>Roboz&nbsp;</td><td>RS-5882</td><td>http://shopping.roboz.com/micro-scissors-micro-forceps-groups/micro-dissecting-scissors/Micro-Dissecting-Scissors-4-Straight-Sharp-Sharp</td></tr><tr><td>Retraktor tkankowy Heiss</td><td>Fine Science Tools&nbsp;</td><td>17011-10</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=321&CategoryId=134&amp; lang=pl-US</td></tr><tr><td>Hemostatyki końcówki krzywej Crile'a</td><td>Narzędzia dla nauk ścisłych&nbsp;</td><td>13005-14</td><td>http://www.finescience.com/Special-Pages/Products.aspx?ProductId=372</td></tr><tr><td>Zszywacz do skóry Visistat&nbsp;</td><td>Teleflex Incorporated</td><td>528135</td><td>http://www.teleflexsurgicalcatalog.com/weck/products/9936</td></tr><tr><td>Pleciony jedwabny szew, 3-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>517706</td><td>http://www.harvardapparatus.com/webapp/wcs/stores/servlet/haisku2_10001_11051_43051_-1_ HAI_ProductDetail_N_37916_37936</td></tr><tr><td>Roztwór betadyny</td><td>Butler Schein</td><td>3660</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Sterylna sól fizjologiczna, worki 250 ml</td><td>Fisher</td><td>50-700-069</td><td>http://www.fishersci.com/ecomm/servlet/itemdetail?catnum=50700069&storeId=10652</td></tr><tr><td>Heparyna sodowa do wstrzykiwań, USP</td><td>Fresenius Kabi</td><td>504201</td><td>http://fkusa-products-catalog.com/files/assets/basic-html/page25.html</td></tr><tr><td>Loxicom (meloksykam)</td><td>Butler Schein</td><td>045-321</td><td>https://www.henryscheinvet.com/</td></tr> <tr><td>Komputer do pomiaru pojemności minutowej serca w termorozcieńczeniu dla małych zwierząt</td>, <td>N/A</td><td>N/A</td><td>Opracowany na zamówienie w Instytucie Resuscytacji przy użyciu sprzętu National Instruments i oprogramowania LabVIEW</td></tr><tr><td>System akwizycji i analizy danych analogowo-cyfrowych</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Opracowane na zamówienie w Instytucie Resuscytacji przy użyciu sprzętu National Instruments i oprogramowania LabVIEW</td></tr> Pneumatycznie <tr><td>sterowane i sterowane elektronicznie urządzenie tłokowe do uciskania klatki piersiowej u małych zwierząt</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Opracowane na zamówienie w Instytucie Intensywnej Terapii Weil</td></tr><tr><td>Generator prądu przemiennego 60 Hz</td><td>N/A</td> N<td>/A</td><td>Opracowany na zamówienie w Instytucie Intensywnej Terapii Weil Medycyna</td></tr></tbody></table>

szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

Szczurzy model elektrycznie indukowanego migotania komór, po którym następuje resuscytacja serca przy użyciu techniki zamkniętej klatki piersiowej, która zawiera podstawowe elementy resuscytacji krążeniowo-oddechowej u ludzi, jest tutaj opisany. Model został opracowany w 1988 roku i został wykorzystany w około 70 recenzowanych publikacjach badających niezliczone aspekty resuscytacji, w tym jej fizjologię i patofizjologię, determinanty resuscytacji, interwencje farmakologiczne, a nawet efekty terapii komórkowych. Model przedstawiony w tej prezentacji obejmuje: (1) cewnikowanie naczyń krwionośnych w celu pomiaru ciśnienia w aorcie i prawym przedsionku, w celu pomiaru pojemności minutowej serca za pomocą termorozcieńczenia oraz w celu elektrycznego wywołania migotania komór; oraz (2) intubacja tchawicy w celu wentylacji nadciśnieniowej gazem wzbogaconym w tlen i ocena końcowego oddechowego CO2 . Typowa sekwencja interwencji obejmuje: (1) elektryczną indukcję migotania komór, (2) uciskanie klatki piersiowej za pomocą mechanicznego urządzenia tłokowego przy jednoczesnym zastosowaniu wentylacji nadciśnieniowej dostarczającej gaz wzbogacony w tlen, (3) wstrząsy elektryczne w celu zakończenia migotania komór i przywrócenia czynności serca, (4) ocenę funkcji hemodynamicznej i metabolicznej po resuscytacji oraz (5) ocenę przeżycia i odzyskania funkcji narządów. Dostępny jest obszerny spis pomiarów, który obejmuje między innymi pomiary hemodynamiczne, metaboliczne i tkankowe. Model okazał się bardzo skuteczny w opracowywaniu nowych koncepcji resuscytacji i badaniu nowatorskich interwencji terapeutycznych przed ich przetestowaniem w większych i bardziej istotnych translacyjnie modelach zwierzęcych zatrzymania krążenia i resuscytacji.

Opisany tutaj model szczurzy został niedawno wykorzystany do porównania wpływu dwóch inhibitorów izoformy 1 sodowo-wodorowego wymiennika sarkolemmalnego (NHE-1) na funkcję mięśnia sercowego i hemodynamiczną podczas uciskania klatki piersiowej oraz po reanimacji61. Wcześniej zgłaszano, że inhibitory NHE-1 łagodzą uszkodzenia reperfuzyjne mięśnia sercowego poprzez ograniczanie indukowanego sodem przeciążenia wapniowego w cytozolu i mitochondriach, co pomaga zachować rozciągliwość lewej komory podczas uciskania k...

Ten artykuł opisuje szczurzy model elektrycznie indukowanego migotania komór i resuscytacji poprzez ucisk klatki piersiowej, wentylację i dostarczanie wstrząsów elektrycznych, które symulują epizod nagłego zatrzymania krążenia i konwencjonalnej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Model umożliwia gromadzenie informacji na temat patofizjologii zatrzymania krążenia oraz badanie nowych strategii resuscytacji.

Szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

Ogólnym celem tej procedury jest uzyskanie wglądu w patofizjologię zatrzymania krążenia i zbadanie nowych strategii resuscytacji. Osiąga się to poprzez najpierw chirurgiczne oprzyrządowanie zwierzęcia do pomiaru różnych parametrów fizjologicznych, które są zbierane w systemie akwizycji danych w celu późniejszej analizy offline, zatrzymanie akcji serca jest wywoływane przez elektrycznie indukujące migotanie komór lub vf. Na tym etapie wstępnie zakrzywiony drut G jest wprowadzany do prawej zewnętrznej żyły szyjnej i przesuwany do prawej komory, umożliwiając dostarczenie prądu elektrycznego do indukcji vf.Po ośmiu minutach nieleczonego VF rozpoczyna się uciskanie klatki piersiowej za pomocą urządzenia tłokowego, stopniowo zwiększając głębokość ucisku, jednocześnie przesuwając zwierzę do pozycji tłoka, która zapewnia najwyższe ciśnienie rozkurczowe w aorcie. Po ośmiu minutach uciskania klatki piersiowej podejmuje się próbę defibrylacji poprzez dostarczenie zwierzęciu wstrząsów elektrycznych. Zwierzęta, które są skutecznie reanimowane, są monitorowane w celu oceny wpływu interwencji resuscytacyjnych na funkcje poresuscytacyjne, hemodynamiczne i metaboliczne oraz na przeżycie.Chociaż metoda ta może dostarczyć informacji na temat nowych strategii resuscytacji, może być również przydatna do badania podstawowych mechanizmów, dzięki którym terapie działają na poziomie komórkowym poprzez analizę tkanek i ocenę krążącego markera. Czerwony model zatrzymania krążenia i resuscytacji, który zobaczycie dzisiaj, został opracowany w 1988 roku przez Irene Bonta i mojego mentora, profesora Maxa Harry'ego Wilde'a. Model ten jest szeroko stosowany na całym świecie i wierzymy, że jego wizualna reprezentacja będzie pomocna dla naukowców.Studenci zainteresowani dziedziną resuscytacji krążeniowo-oddechowej, Ten szczurzy model resuscytacji klatki piersiowej w zamkniętej klatce piersiowej przy zatrzymaniu krążenia może być przydatny w pogłębianiu naszego zrozumienia patofizjologii zatrzymania krążenia i rozwoju nowych podejść do resuscytacji Aby ułatwić wprowadzenie cewnika PE 25 do zstępującej aorty piersiowej, zacznij od wykonania dwucentymetrowego nacięcia w prawej okolicy pachwinowej znieczulonego dorosłego szczura pod kątem 90 stopni w stosunku do jego rowek. Następnie użyj pary hemostatów do stępienia, wypreparuj otaczającą tkankę łączną, odsłaniając naczynia udowe i nerwy, użyj zakrzywionych kleszczy do mikrodysekcji, aby odsłonić osłonkę naczyniową wokół naczyń. Następnie przemieszczaj się za pomocą kleszczy do mikrodysekcji pod żyłą tętnicy udowej i nerwem i podeprzyj je pod kątem 90 stopni w stosunku do naczyń, gdy zarówno naczynia, jak i nerw są podparte.Użyj kolejnej pary zakrzywionych kleszczy do mikrodysekcji, aby oddzielić tętnicę od nerwu i żyły na długość około jednego centymetra. Po rozdzieleniu włóż jedną dystalną i jedną bliższą ligaturę pod naczynia. Użyj węzła chirurga, aby mocno zacisnąć dystalną ligaturę, a następnie dwa pojedyncze węzły.Zaciśnij bliższe więzadło za pomocą luźnego węzła chirurgicznego. Następnie wykonaj małe nacięcie na naczyniu w pobliżu dystalnej ligatury pod kątem 60 stopni w stosunku do naczynia za pomocą nożyczek do mikrodysekcji, przecinając około jednej czwartej pola przekroju poprzecznego. Następnie włóż igłę o rozmiarze 22 z końcówką stępioną i zgiętą pod kątem 70 stopni do otworu naczynia, delikatnie pociągając dystalną ligaturę z hemostatykami, aby ustabilizować naczynie.Teraz delikatnie podnieś igłę wprowadzającą, aby odsłonić światło i poprowadź cewnik PE 25 pod wprowadzaczem, wyjmując igłę. Po włożeniu końcówki cewnika przesuń cewnik do oznaczenia ośmiu centymetrów, aby umieścić jego końcówkę w zstępującej aorcie piersiowej, a następnie zaciśnij podwiązanie proksymalne, dodając dwa dodatkowe pojedyncze węzły mocujące cewnik do naczynia. To ujęcie szyi pokazuje wcześniej kaniulowaną prawą żyłę szyjną zewnętrzną, aby odsłonić tchawicę.Następnie użyj hemostatów, aby rozszerzyć nacięcie w kierunku linii środkowej, a następnie użyj hemostatów do dalszego tępienia, preparowania sekcji gnykowej mostka, mostka tarczycy i wyrostka sutkowatego mięśni głowowych CTO. Użyj rozsiewacza tkanek, aby utrzymać odsłonięcie tchawicy. Następnie wyciągnij język, aby rozciągnąć drogi oddechowe z mocnym krokiem do przodu.Kaniula tchawicy z pięcioma literami F zamontowana na sztyfcie z końcówką skierowaną do góry, dążąca do wejścia do górnych dróg oddechowych, strun głosowych i tchawicy. Udana intubacja tchawicy może być następnie potwierdzona przez rozpoznanie charakterystycznego przebiegu kapnograficznego. Przed rozpoczęciem protokołu zatrzymania krążenia i resuscytacji należy zmierzyć rzut serca i różne ciśnienia, aby zweryfikować stabilność hemodynamiczną.Po zarejestrowaniu wartości podstawowych wyjmij trójdrożny kurek zatrzymujący z cewnika poliuretanowego z trzema F wprowadzonym do prawej zewnętrznej żyły szyjnej zwierzęcia i przesuń bardziej miękką końcówkę drutu G o około siedem centymetrów. Próba wejścia do prawej komory podczas monitorowania EKG i ciśnienia w aorcie. Następnie włącz generator prądu przemiennego 60 Hz i stopniowo zwiększaj prąd, jednocześnie monitorując ciśnienie w aorcie.Utrzymuj prąd przez trzy minuty, a intensywność po dwóch minutach. Wyłącz prąd po trzech minutach, a następnie wyjmij przewód doprowadzający. Ponownie zakryj cewnik szyjny trójdrożnym kurkiem zatrzymującym i wyjmij igłę uziemiającą.Po umożliwieniu samoistnej kontynuacji VF przez pożądany czas, włącz wentylator i stopniowo zwiększaj głębokość ucisku od zera do 10 milimetrów. Podczas pierwszej minuty uciskania klatki piersiowej przesuń zwierzę lekko na boki i sroc. Dążenie do znalezienia pozycji, która zapewnia najwyższe ciśnienie rozkurczowe w aorcie dla danej głębokości kompresji.Następnie kontynuuj zwiększanie głębokości ucisku przez drugą minutę, aż do osiągnięcia docelowego ciśnienia rozkurczowego aorty. Utrzymuj uciskanie klatki piersiowej przez żądany czas przed próbą defibrylacji. Bezpośrednio przed zakończeniem uciśnięć klatkę piersiową nałóż żel przewodzący na dostosowaną do szczurów łopatkę defibrylacyjną dostępnego na rynku defibrylatora dwufazowego i naładuj defibrylator.Następnie przerwij ucisk klatki piersiowej i po sprawdzeniu, czy serce pozostaje w VF na podstawie odczytu EKG, dostarcz wstrząs elektryczny o wartości pięciu dżuli przez ścianę klatki piersiowej. Obserwuj powrót elektrycznie zorganizowanego EKG z impulsami aortalnymi i średnim ciśnieniem w aorty większym lub równym 25 milimetrów. Rtęć. Jeśli średnie ciśnienie w aorcie jest mniejsze niż 25 milimetrów, rtęć wznawia uciskanie klatki piersiowej przez kolejne 30 do 60 sekund, niezależnie od rytmu elektrycznego.Określ wynik resuscytacji po zakończeniu cykli kompresji defibrylacji zgodnie ze schematem blokowym. Następnie zwiększ szybkość wentylacji od 25 do 60 na minutę po powrocie spontanicznej cyrkulacji, obniżając frakcję wdychanego tlenu z 1,0 do 0,5 Po 15 minutach spontanicznej cyrkulacji na koniec monitoruj zwierzę, aż całkowicie wyzdrowieje. Korzystając z tego protokołu, wykazano, że inhibitory izoformy jednego wymiennika wodorowo-sodowego IDE i V 4 4 5 4 B umożliwiły rozwój predefiniowanego ciśnienia rozkurczowego aorty przy mniejszej głębokości ucisku klatki piersiowej, co dało wyższy stosunek ciśnienia perfuzji wieńcowej do głębokości po resuscytacji.Oba związki łagodziły dysfunkcję mięśnia sercowego, ale przeżycie było większe w przypadku jazdy Carriego, jak pokazano na rysunku sugerującym, że IDE jest skuteczniejszym inhibitorem izoformy jednego wymiennika wodorowo-sodowego niż VE do resuscytacji po zatrzymaniu krążenia. W tym modelu szczura, Po opanowaniu, narzędzie chirurgiczne można wykonać w 90 minut. Po tej procedurze można pobrać krew do pomiarów markerów uszkodzenia narządów i narządów na sercu do analizy molekularnej.Po obejrzeniu tego filmu będziesz miał dobre zrozumienie, jak wywołać, gdy migotanie wyzwala na czerwono, jak skutecznie przeprowadzić resuscytację z bliska klatki piersiowej, jak przywrócić aktywność serca i zidentyfikować zmienne, które należy monitorować, aby zapewnić sukces eksperymentu.

a-rat-model-ventricular-fibrillation-resuscitation-conventional

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Model szczura migotania komór i resuscytacji metodą konwencjonalną z zamkniętą klatką piersiową

Szczurzy model ostrego zawału mięśnia sercowego (AMI) jest przydatny do badania skutków zawału dla patofizjologicznych i fizjologicznych funkcji serca.

Ostry zawał mięśnia sercowego u szczurów

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Uraz chirurgiczny wywołuje odpowiedź zapalną. Wiadomo, że cytokiny i ligandy endogenne modulują wielkość zawału mięśnia sercowego po niedokrwieniu i reperfuzji. Przedstawiamy zmodyfikowany model niedokrwienia i reperfuzji u myszy z zamkniętą klatką piersiową, wykorzystujący obciążniki wiszące w celu zminimalizowania efektów torakotomii.

Mysi model zamkniętoklatkowy niedokrwienia i reperfuzji mięśnia sercowego

Implantacja biogramu do leczenia zawału mięśnia sercowego wywołanego podwiązaniem LAD w modelu gryzoni tradycyjnie wymagała dwóch operacji na otwartym sercu. W celu zmniejszenia śmiertelności i zapewnienia optymalnych warunków do utrwalania stałych i galaretowatych biomatryc związanych z komórkami, opracowano procedury małoinwazyjne.

Terapia komórkowa niewydolności serca u szczurów: podwójna torakotomia w przypadku zawału mięśnia sercowego i implantacji nasierdzia komórek i biomatrycy

Resuscytacja krążeniowo-oddechowa i defibrylacja są jedynymi skutecznymi opcjami terapeutycznymi podczas zatrzymania krążenia spowodowanego migotaniem komór. Model ten przedstawia ustandaryzowany schemat wywoływania, oceny i leczenia tego stanu fizjologicznego w modelu świniowym, zapewniając w ten sposób podejście kliniczne z różnymi możliwościami gromadzenia i analizy danych.

Standaryzowany model migotania komór i zaawansowanych zabiegów resuscytacji serca u świń

Opisujemy tworzenie szczurzego modelu umiarkowanego przemodelowania wywołanego przeciążeniem ciśnieniem i wczesnej dysfunkcji skurczowej, gdzie aktywowane są szlaki transdukcji sygnału zaangażowane w inicjację procesu przebudowy. Ten model zwierzęcy pomoże w identyfikacji celów molekularnych do zastosowania wczesnych strategii terapeutycznych zapobiegających przebudowie niewydolności serca.

Szczurzy model przeciążenia ciśnieniem wywołał umiarkowaną przebudowę i dysfunkcję skurczową, w przeciwieństwie do jawnej skurczowej niewydolności serca

Ten artykuł przedstawia skuteczną metodę przeprowadzenia niedokrwienia mięśnia sercowego i następującej po nim przewlekłej reperfuzji u szczurów przy użyciu minimalnie inwazyjnego podejścia. Ponadto funkcję hemodynamiczną lewej komory szczurów ocenia się za pomocą echokardiografii i izolowanych metod pracy serca.

Półminimalnie inwazyjna metoda indukcji zawału mięśnia sercowego u szczurów i ocena czynności serca przez izolowany działający układ serca

Model niedokrwienno-reperfuzyjny serca szczura został ulepszony dzięki zastosowaniu samodzielnie wykonanego retraktora, rurki z polichlorku winylu i unikalnej metody wiązania. Wyniki elektrokardiogramu, chlorku trifenylotetrazolu i barwienia histologicznego oraz analizy procentowej przeżycia wykazały, że ulepszona grupa modelowa ma wyższe wskaźniki sukcesu i przeżycia niż już istniejąca grupa modelowa.

Ulepszony model niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u gryzoni

Ten protokół przedstawia model długotrwałego migotania komór w sercach szczurów, wywołanego ciągłą stymulacją prądem przemiennym o niskim napięciu. Model ten ma wysoki wskaźnik sukcesu, jest stabilny, niezawodny i powtarzalny, ma niewielki wpływ na czynność serca i powoduje tylko łagodne uszkodzenie mięśnia sercowego.

Model długotrwałego migotania komór w izolowanych sercach szczurów

Protokół ten demonstruje zastosowanie wszczepialnego kardiowerter-defibrylatora (ICD) do niezawodnego indukowania arytmii komorowych, wykonywania kardiowersji wewnętrznej oraz uzyskania nagrań EKG wewnątrzsercowych w modelu wieprzowym.

Model zatrzymania akcji serca u wieprzi z użyciem wszczepialnego defibrylatora

Poznaj model szczura z migotaniem komór i resuscytacją zamkniętą klatką piersiową. Ta metoda pozwala badać fizjologię zatrzymania krążenia i testować nowe strategie resuscytacyjne w kontrolowanych warunkach.

Szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej

Przeglądaj więcej filmów