Szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej

Ogólnym celem tej procedury jest uzyskanie wglądu w patofizjologię zatrzymania krążenia i zbadanie nowych strategii resuscytacji. Osiąga się to poprzez najpierw chirurgiczne oprzyrządowanie zwierzęcia do pomiaru różnych parametrów fizjologicznych, które są zbierane w systemie akwizycji danych w celu późniejszej analizy offline, zatrzymanie akcji serca jest wywoływane przez elektrycznie indukujące migotanie komór lub vf. Na tym etapie wstępnie zakrzywiony drut G jest wprowadzany do prawej zewnętrznej żyły szyjnej i przesuwany do prawej komory, umożliwiając dostarczenie prądu elektrycznego do indukcji vf.

Po ośmiu minutach nieleczonego VF rozpoczyna się uciskanie klatki piersiowej za pomocą urządzenia tłokowego, stopniowo zwiększając głębokość ucisku, jednocześnie przesuwając zwierzę do pozycji tłoka, która zapewnia najwyższe ciśnienie rozkurczowe w aorcie. Po ośmiu minutach uciskania klatki piersiowej podejmuje się próbę defibrylacji poprzez dostarczenie zwierzęciu wstrząsów elektrycznych. Zwierzęta, które są skutecznie reanimowane, są monitorowane w celu oceny wpływu interwencji resuscytacyjnych na funkcje poresuscytacyjne, hemodynamiczne i metaboliczne oraz na przeżycie.

Chociaż metoda ta może dostarczyć informacji na temat nowych strategii resuscytacji, może być również przydatna do badania podstawowych mechanizmów, dzięki którym terapie działają na poziomie komórkowym poprzez analizę tkanek i ocenę krążącego markera. Czerwony model zatrzymania krążenia i resuscytacji, który zobaczycie dzisiaj, został opracowany w 1988 roku przez Irene Bonta i mojego mentora, profesora Maxa Harry'ego Wilde'a. Model ten jest szeroko stosowany na całym świecie i wierzymy, że jego wizualna reprezentacja będzie pomocna dla naukowców.

Studenci zainteresowani dziedziną resuscytacji krążeniowo-oddechowej, Ten szczurzy model resuscytacji klatki piersiowej w zamkniętej klatce piersiowej przy zatrzymaniu krążenia może być przydatny w pogłębianiu naszego zrozumienia patofizjologii zatrzymania krążenia i rozwoju nowych podejść do resuscytacji Aby ułatwić wprowadzenie cewnika PE 25 do zstępującej aorty piersiowej, zacznij od wykonania dwucentymetrowego nacięcia w prawej okolicy pachwinowej znieczulonego dorosłego szczura pod kątem 90 stopni w stosunku do jego rowek. Następnie użyj pary hemostatów do stępienia, wypreparuj otaczającą tkankę łączną, odsłaniając naczynia udowe i nerwy, użyj zakrzywionych kleszczy do mikrodysekcji, aby odsłonić osłonkę naczyniową wokół naczyń. Następnie przemieszczaj się za pomocą kleszczy do mikrodysekcji pod żyłą tętnicy udowej i nerwem i podeprzyj je pod kątem 90 stopni w stosunku do naczyń, gdy zarówno naczynia, jak i nerw są podparte.

Użyj kolejnej pary zakrzywionych kleszczy do mikrodysekcji, aby oddzielić tętnicę od nerwu i żyły na długość około jednego centymetra. Po rozdzieleniu włóż jedną dystalną i jedną bliższą ligaturę pod naczynia. Użyj węzła chirurga, aby mocno zacisnąć dystalną ligaturę, a następnie dwa pojedyncze węzły.

Zaciśnij bliższe więzadło za pomocą luźnego węzła chirurgicznego. Następnie wykonaj małe nacięcie na naczyniu w pobliżu dystalnej ligatury pod kątem 60 stopni w stosunku do naczynia za pomocą nożyczek do mikrodysekcji, przecinając około jednej czwartej pola przekroju poprzecznego. Następnie włóż igłę o rozmiarze 22 z końcówką stępioną i zgiętą pod kątem 70 stopni do otworu naczynia, delikatnie pociągając dystalną ligaturę z hemostatykami, aby ustabilizować naczynie.

Teraz delikatnie podnieś igłę wprowadzającą, aby odsłonić światło i poprowadź cewnik PE 25 pod wprowadzaczem, wyjmując igłę. Po włożeniu końcówki cewnika przesuń cewnik do oznaczenia ośmiu centymetrów, aby umieścić jego końcówkę w zstępującej aorcie piersiowej, a następnie zaciśnij podwiązanie proksymalne, dodając dwa dodatkowe pojedyncze węzły mocujące cewnik do naczynia. To ujęcie szyi pokazuje wcześniej kaniulowaną prawą żyłę szyjną zewnętrzną, aby odsłonić tchawicę.

Następnie użyj hemostatów, aby rozszerzyć nacięcie w kierunku linii środkowej, a następnie użyj hemostatów do dalszego tępienia, preparowania sekcji gnykowej mostka, mostka tarczycy i wyrostka sutkowatego mięśni głowowych CTO. Użyj rozsiewacza tkanek, aby utrzymać odsłonięcie tchawicy. Następnie wyciągnij język, aby rozciągnąć drogi oddechowe z mocnym krokiem do przodu.

Kaniula tchawicy z pięcioma literami F zamontowana na sztyfcie z końcówką skierowaną do góry, dążąca do wejścia do górnych dróg oddechowych, strun głosowych i tchawicy. Udana intubacja tchawicy może być następnie potwierdzona przez rozpoznanie charakterystycznego przebiegu kapnograficznego. Przed rozpoczęciem protokołu zatrzymania krążenia i resuscytacji należy zmierzyć rzut serca i różne ciśnienia, aby zweryfikować stabilność hemodynamiczną.

Po zarejestrowaniu wartości podstawowych wyjmij trójdrożny kurek zatrzymujący z cewnika poliuretanowego z trzema F wprowadzonym do prawej zewnętrznej żyły szyjnej zwierzęcia i przesuń bardziej miękką końcówkę drutu G o około siedem centymetrów. Próba wejścia do prawej komory podczas monitorowania EKG i ciśnienia w aorcie. Następnie włącz generator prądu przemiennego 60 Hz i stopniowo zwiększaj prąd, jednocześnie monitorując ciśnienie w aorcie.

Utrzymuj prąd przez trzy minuty, a intensywność po dwóch minutach. Wyłącz prąd po trzech minutach, a następnie wyjmij przewód doprowadzający. Ponownie zakryj cewnik szyjny trójdrożnym kurkiem zatrzymującym i wyjmij igłę uziemiającą.

Po umożliwieniu samoistnej kontynuacji VF przez pożądany czas, włącz wentylator i stopniowo zwiększaj głębokość ucisku od zera do 10 milimetrów. Podczas pierwszej minuty uciskania klatki piersiowej przesuń zwierzę lekko na boki i sroc. Dążenie do znalezienia pozycji, która zapewnia najwyższe ciśnienie rozkurczowe w aorcie dla danej głębokości kompresji.

Następnie kontynuuj zwiększanie głębokości ucisku przez drugą minutę, aż do osiągnięcia docelowego ciśnienia rozkurczowego aorty. Utrzymuj uciskanie klatki piersiowej przez żądany czas przed próbą defibrylacji. Bezpośrednio przed zakończeniem uciśnięć klatkę piersiową nałóż żel przewodzący na dostosowaną do szczurów łopatkę defibrylacyjną dostępnego na rynku defibrylatora dwufazowego i naładuj defibrylator.

Następnie przerwij ucisk klatki piersiowej i po sprawdzeniu, czy serce pozostaje w VF na podstawie odczytu EKG, dostarcz wstrząs elektryczny o wartości pięciu dżuli przez ścianę klatki piersiowej. Obserwuj powrót elektrycznie zorganizowanego EKG z impulsami aortalnymi i średnim ciśnieniem w aorty większym lub równym 25 milimetrów. Rtęć. Jeśli średnie ciśnienie w aorcie jest mniejsze niż 25 milimetrów, rtęć wznawia uciskanie klatki piersiowej przez kolejne 30 do 60 sekund, niezależnie od rytmu elektrycznego.

Określ wynik resuscytacji po zakończeniu cykli kompresji defibrylacji zgodnie ze schematem blokowym. Następnie zwiększ szybkość wentylacji od 25 do 60 na minutę po powrocie spontanicznej cyrkulacji, obniżając frakcję wdychanego tlenu z 1,0 do 0,5 Po 15 minutach spontanicznej cyrkulacji na koniec monitoruj zwierzę, aż całkowicie wyzdrowieje. Korzystając z tego protokołu, wykazano, że inhibitory izoformy jednego wymiennika wodorowo-sodowego IDE i V 4 4 5 4 B umożliwiły rozwój predefiniowanego ciśnienia rozkurczowego aorty przy mniejszej głębokości ucisku klatki piersiowej, co dało wyższy stosunek ciśnienia perfuzji wieńcowej do głębokości po resuscytacji.

Oba związki łagodziły dysfunkcję mięśnia sercowego, ale przeżycie było większe w przypadku jazdy Carriego, jak pokazano na rysunku sugerującym, że IDE jest skuteczniejszym inhibitorem izoformy jednego wymiennika wodorowo-sodowego niż VE do resuscytacji po zatrzymaniu krążenia. W tym modelu szczura, Po opanowaniu, narzędzie chirurgiczne można wykonać w 90 minut. Po tej procedurze można pobrać krew do pomiarów markerów uszkodzenia narządów i narządów na sercu do analizy molekularnej.

Po obejrzeniu tego filmu będziesz miał dobre zrozumienie, jak wywołać, gdy migotanie wyzwala na czerwono, jak skutecznie przeprowadzić resuscytację z bliska klatki piersiowej, jak przywrócić aktywność serca i zidentyfikować zmienne, które należy monitorować, aby zapewnić sukces eksperymentu.