Name: Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 39 s
Description: Poznaj technikę obrazowania kontrastowego w zarodkach myszy za pomocą mikropęcherzyków i ultradźwięków o wysokiej częstotliwości. Metoda umożliwia badanie parametrów perfuzji i wiązania mikropęcherzyków w układzie naczyniowym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Program Terry'ego Foxa z National Cancer Institute of Canada.

<ol><li>Voigt, J. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+molecular+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Ultrasound molecular imaging.</a> Methods. 48 (2), 92-97 (2009).</li>
<li>Klibanov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+targeted+microbubbles%3A+Ultrasound+contrast+agents+for+molecular+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Biological+Engineering+Computing%22%5BJournal%5D)">Preparation of targeted microbubbles: Ultrasound contrast agents for molecular imaging.</a> Medical Biological Engineering Computing. 47 (8), 875-882 (2009).</li>
<li>Cosgrove, D., Lassau, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+perfusion+using+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+Of+Nuclear+Medicine+And+Molecular+Imaging%22%5BJournal%5D)">Imaging of perfusion using ultrasound.</a> European Journal Of Nuclear Medicine And Molecular Imaging. 37 (S1), 65(2010).</li>
<li>Williams, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+microbubble+contrast-enhanced+US+to+measure+tumor+response+to+targeted+therapy%3A+A+proposed+clinical+protocol+with+results+from+renal+cell+carcinoma+patients+receiving+antiangiogenic+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Dynamic microbubble contrast-enhanced US to measure tumor response to targeted therapy: A proposed clinical protocol with results from renal cell carcinoma patients receiving antiangiogenic therapy.</a> Radiology. 260 (2), 581(2011).</li>
<li>Burns, P. N., Wilson, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+liver+masses%3A+Enhancement+patterns+on+contrast-enhanced+Images+-+Concordance+of+US+scans+with+CT+scans+and+MR+images%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Focal liver masses: Enhancement patterns on contrast-enhanced Images - Concordance of US scans with CT scans and MR images.</a> Radiology. 242 (1), 162(2006).</li>
<li>Phoon, C. K. L., Aristizabal, O., Turnbull, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((40+MHz+doppler+characterization+of+umbilical+and+dorsal+aortic+Blood+flow+in+the+early+mouse+embryo.+Ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22In+Medicine+And+Biology%22%5BJournal%5D)">40 MHz doppler characterization of umbilical and dorsal aortic Blood flow in the early mouse embryo. Ultrasound.</a> In Medicine And Biology. 26 (8), 1275-1283 (2000).</li>
<li>Phoon, C. K. L., Aristizabal, O., Turnbull, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+velocity+profile+in+mouse+embryonic+aorta+and+doppler-derived+volumetric+flow%3A+A+preliminary+model%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Spatial velocity profile in mouse embryonic aorta and doppler-derived volumetric flow: A preliminary model.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, H908-H916 (2002).</li>
<li>Aristizábal, O., Williamson, R., Turnbull, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAristiz%C3%A1bal%2C+O+%2212A-4+in+vivo+3D+contrast-enhanced+imaging+of+the+embryonic+mouse+vasculature.+Paper+presented+at+Ultrasonics+Symposium%22">12A-4 in vivo 3D contrast-enhanced imaging of the embryonic mouse vasculature. Paper presented at Ultrasonics Symposium</a>. , IEEE. New York, NY. (2007).</li>
<li>Bartelle, B. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+genetic+approach+for+in+vivo+vascular+imaging+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.Res%22%5BJournal%5D)">Novel genetic approach for in vivo vascular imaging in mice.</a> Circ.Res. 110 (7), 938-947 (2012).</li>
<li>Endoh, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+gene+transfer+by+intrauterine+injection+with+microbubble-enhanced+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy%22%5BJournal%5D)">Fetal gene transfer by intrauterine injection with microbubble-enhanced ultrasound.</a> Molecular Therapy. 5 (5), 501-508 (2002).</li>
<li>Yamada, M., Hatta, T., Otani, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+exo+utero+development+system%3A+Protocol+and+troubleshooting%5BTitle%5D)+AND+%22Congenital+Anomalies%22%5BJournal%5D)">Mouse exo utero development system: Protocol and troubleshooting.</a> Congenital Anomalies. 48 (4), 183-187 (2008).</li>
<li>Denbeigh, J. M., Nixon, B. A., Hudson, J. M., Purin, M. C., Foster, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGFR2-targeted+molecular+imaging+in+the+mouse+embryo%3A+An+alternative+to+the+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+medicine+and+biology%22%5BJournal%5D)">VEGFR2-targeted molecular imaging in the mouse embryo: An alternative to the tumor model.</a> Ultrasound in medicine and biology. 40 (2), 389-399 (2014).</li>
<li>Paauwe, M., Dijke, ten, P,, Hawinkels, L. J. A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoglin+for+tumor+imaging+and+targeted+cancer+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+On+Therapeutic+Targets%22%5BJournal%5D)">Endoglin for tumor imaging and targeted cancer therapy.</a> Expert Opinion On Therapeutic Targets. 17 (4), 421-435 (2013).</li>
<li>Bourdeau, A., Faughnan, M. E., Letarte, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoglin-deficient+mice%2C+a+unique+model+to+study+hereditary+hemorrhagic+telangiectasia%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cardiovasc.+Med%22%5BJournal%5D)">Endoglin-deficient mice, a unique model to study hereditary hemorrhagic telangiectasia.</a> Trends Cardiovasc. Med. 10 (7), 279-285 (2000).</li>
<li>Whiteley, K. J., Adamson, S. L., Pfarrer, C. D. Vascular corrosion casting of the uteroplacental and fetoplacental vasculature in mice. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWhiteley%2C+KJ+%22Placenta+And+Trophoblast%3A+Methods+And+Protocols%22">Placenta And Trophoblast: Methods And Protocols</a>. 121 (121), Humana Press. Totowa, NJ. 371-392 (2006).</li>
<li>Kulandavelu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+and+neonatal+phenotyping+of+genetically+engineered+mice%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice.</a> ILAR Journal. 47 (2), 103-10 (2006).</li>
<li>Kalaskar, V. K., Lauderdale, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+embryonic+development+in+a+serum-free+whole+embryo+culture+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Mouse embryonic development in a serum-free whole embryo culture system.</a> Journal of Visualized Experiments. 85, (2014).</li>
<li>Willmann, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+contrast-enhanced+ultrasound+imaging+of+tumor+angiogenesis+with+contrast+microbubbles+conjugated+to+integrin-binding+knottin+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">Targeted contrast-enhanced ultrasound imaging of tumor angiogenesis with contrast microbubbles conjugated to integrin-binding knottin peptides.</a> The Journal of Nuclear Medicine. 51 (3), 433-440 (2010).</li>
<li>Deshpande, N., Ren, Y., Foygel, K., Rosenberg, J., Willmann, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+angiogenic+marker+expression+levels+during+tumor+growth%3A+Longitudinal+assessment+with+molecularly+targeted+microbubbles+and+US+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Tumor angiogenic marker expression levels during tumor growth: Longitudinal assessment with molecularly targeted microbubbles and US imaging.</a> Radiology. 258 (3), 804-811 (2011).</li>
<li>Lyshchik, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+imaging+of+vascular+endothelial+growth+factor+receptor+2+expression+using+targeted+contrast-enhanced+high-frequency+ultrasonography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Ultrasound+In+Medicine%22%5BJournal%5D)">Molecular imaging of vascular endothelial growth factor receptor 2 expression using targeted contrast-enhanced high-frequency ultrasonography.</a> Journal Of Ultrasound In Medicine. 26 (11), 1575-1586 (2007).</li>
<li>Jerkic, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endoglin+regulates+nitric+oxide-dependent+vasodilatation%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Endoglin regulates nitric oxide-dependent vasodilatation.</a> The FASEB Journal. 18 (3), 609-611 (2004).</li>
<li>Denbeigh, J. M., Nixon, B. A., Lee, J. J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDenbeigh%2C+JM+%22Contrast-Enhanced+Molecular+Ultrasound+Differentiates+Endoglin+Genotypes+in+Mouse+Embryos%22">Contrast-Enhanced Molecular Ultrasound Differentiates Endoglin Genotypes in Mouse Embryos</a>. , Angiogenesis. Press. (2014).</li>
<li>Adamson, S. L., Lu, Y., Whiteley, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+trophoblast+cells+and+the+maternal+and+fetal+circulation+in+the+mouse+placenta%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Interactions between trophoblast cells and the maternal and fetal circulation in the mouse placenta.</a> Dev Biol. 250, 358-35 (2002).</li>
<li>Needles, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonlinear+contrast+imaging+with+an+array-based+micro-ultrasound+system.+Ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Medicine+Biology%22%5BJournal%5D)">Nonlinear contrast imaging with an array-based micro-ultrasound system. Ultrasound.</a> Medicine Biology. 36 (12), 2097(2010).</li>
<li>Watson, E. D., Cross, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+structures+and+transport+functions+in+the+mouse+placenta%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%22%5BJournal%5D)">Development of structures and transport functions in the mouse placenta.</a> Physiology. 20 (3), 180-193 (2005).</li>
<li>Shalaby, F., Rossant, J., Yamaguchi, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+blood-island+formation+and+vasculogenesis+in+Flk-1-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Failure of blood-island formation and vasculogenesis in Flk-1-deficient mice.</a> Nature. 376, 62-66 (1995).</li>
<li>Kwee, L., Baldwin, H. S., Shen, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defective+development+of+the+embryonic+and+extraembryonic+circulatory+systems+in+vascular+cell+adhesion+molecule+%28VCAM-1%29+deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Defective development of the embryonic and extraembryonic circulatory systems in vascular cell adhesion molecule (VCAM-1) deficient mice.</a> Development. 121, (1995).</li>
<li>Mercurio, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lessons+from+the+%CE%B12+integrin+knockout+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+journal+of+pathology%22%5BJournal%5D)">Lessons from the α2 integrin knockout mouse.</a> The American journal of pathology. , 161-163 (2002).</li>
<li>Hodivala-Dilke, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B1v%CE%B23+integrin+and+angiogenesis%3A+a+moody+integrin+in+a+changing+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">αvβ3 integrin and angiogenesis: a moody integrin in a changing environment.</a> Curr Opin Cell Biol. 20, 514-519 (2008).</li>
<li>Pysz, M. A., Gambhir, S. S., Willmann, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+imaging%3A+current+status+and+emerging+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+radiology%22%5BJournal%5D)">Molecular imaging: current status and emerging strategies.</a> Clinical radiology. 65, 500-516 (2010).</li>
<li>Cybulsky, M. I., Iiyama, K., Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+major+role+for+VCAM-1%2C+but+not+ICAM-1%2C+in+early+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">A major role for VCAM-1, but not ICAM-1, in early atherosclerosis.</a> J Clin Invest. 107, 1255-1262 (2001).</li>
<li>Xu, H., Gonzalo, J. A., St Pierre,, Y,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukocytosis+and+resistance+to+septic+shock+in+intercellular+adhesion+molecule+1-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Leukocytosis and resistance to septic shock in intercellular adhesion molecule 1-deficient mice.</a> J Exp Med. 180, 95-109 (1994).</li>
<li>Gerwin, N., Gonzalo, J. A., Lloyd, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+eosinophil+accumulation+in+allergic+lung+interstitium+of+ICAM-2-deficient+mice+results+in+extended+hyperresponsiveness%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Prolonged eosinophil accumulation in allergic lung interstitium of ICAM-2-deficient mice results in extended hyperresponsiveness.</a> Immunity. 10, 9-19 (1999).</li>
<li>Johnson, R. C., Mayadas, T. N., Frenette, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+cell+dynamics+in+P-selectin-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Blood cell dynamics in P-selectin-deficient mice.</a> Blood. 86, 1106-1114 (1995).</li>
<li>Corrigan, N., Brazil, D., McAuliffe, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-frequency+ultrasound+assessment+of+the+murine+heart+from+embryo+through+to+juvenile%5BTitle%5D)+AND+%22Reproductive+Sciences%22%5BJournal%5D)">High-frequency ultrasound assessment of the murine heart from embryo through to juvenile.</a> Reproductive Sciences. 17 (2), 147-14 (2010).</li>
<li>Turnbull, D. H., Bloomfield, T. S., Baldwin, H. S., Foster, F. S., Joyner, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+backscatter+microscope+analysis+of+early+mouse+embryonic+brain+development%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Ultrasound backscatter microscope analysis of early mouse embryonic brain development.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 92, 2239-2243 (1995).</li>
<li>Greco, A., Mancini, M. L., Gargiulo, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+Biomicroscopy+in+Small+Animal+Research%3A+Applications+in+Molecular+and+Preclinical+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Ultrasound Biomicroscopy in Small Animal Research: Applications in Molecular and Preclinical Imaging.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2012, (2012).</li>
<li>Pysz, M. A., Guracar, I., Foygel, K., Tian, L., Willmann, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+tumor+angiogenesis+using+real-time+motion-compensated+contrast-enhanced+ultrasound+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Angiogenesis%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of tumor angiogenesis using real-time motion-compensated contrast-enhanced ultrasound imaging.</a> Angiogenesis. 15, 433-442 (2012).</li>
<li>Larina, I. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+blood+flow+in+mammalian+embryos+using+doppler+swept-source+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J.Biomed.Opt%22%5BJournal%5D)">Live imaging of blood flow in mammalian embryos using doppler swept-source optical coherence tomography.</a> J.Biomed.Opt. 13 (6), 060506-06 (2008).</li>
<li>Garcia, M. D., Udan, R. S., Hadjantonakis, A. K., Dickinson, M. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarcia%2C+MD+%22Live+imaging+of+mouse+embryos%22">Live imaging of mouse embryos</a>. 4 (4), Cold Spring Harbor. 104-10 (2011).</li>
<li>Teichert, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+nitric+oxide+synthase+gene+expression+during+murine+embryogenesis.+Commencement+of+expression+in+the+embryo+occurs+with+the+establishment+of+a+unidirectional+circulatory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Endothelial nitric oxide synthase gene expression during murine embryogenesis. Commencement of expression in the embryo occurs with the establishment of a unidirectional circulatory system.</a> Circulation Research. 103 (1), 24-33 (2008).</li>
<li>Walls, J. R., Coultas, L., Rossant, J., Henkelman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+analysis+of+vascular+development+in+the+mouse+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional analysis of vascular development in the mouse embryo.</a> PLoS One. 3 (8), (2008).</li>
</ol>

F.S. Foster potwierdza swoją rolę jako konsultant firmy VisualSonics Inc.

Ultradźwiękowe środki kontrastowe wstrzyknięto do zarodków myszy w późnym stadium ciąży i uzyskano nieliniowe obrazy kontrastowe w celu pomiaru parametrów perfuzji i celowego wiązania mikropęcherzyków. Pomyślne zobrazowanie mikropęcherzyków w obrębie zarodka naczyniowego zależało od wielu czynników, z których pierwszym była żywotność zarodka. Cały sprzęt i aparatura zostały przygotowane z wyprzedzeniem w celu zminimalizowania czasu potrzebnego na izolację zarodków z macicy do rozpoczęcia iniekcji. Ponieważ wpływ jednoraz...

Obrazowanie ultrasonograficzne z kontrastem wykorzystuje środki kontrastowe z mikropęcherzykami do wizualizacji i charakterystyki środowiska naczyniowego. Środki te umożliwiają nieinwazyjną ocenę mikrokrążenia, unaczynienia i funkcji układu krążenia. Ponadto modyfikacja powierzchni pęcherzyka może prowadzić do celowego wiązania mikropęcherzyków z biomarkerami śródbłonka, jak wykazano w przedklinicznych zastosowaniach angiogenezy, miażdżycy i stanu zapalnego 1,2, umożliwiając molekularne obrazowanie ultrasonograficzne zdarzeń naczyniowych. Ultrasonografia wzmocniona kontrastem może być zatem wykorzystana do identyfikacji złożonych i zróżnicowanych środowisk, które wpływają na zdrowe i chore stany naczyniowe3-5.
W ciągu ostatnich kilku lat zainteresowanie użytecznością obrazowania mikropęcherzyków rozszerzyło się na wszechstronny model embrionu myszy. Jako model rozwoju ssaków, wprowadzenie mikropęcherzyków do naczyń krwionośnych zarodka usprawnia fizjologiczne badanie rozwijającego się układu krążenia (np. przepływu krwi, pojemności minutowej serca), a w przypadku transgenicznych i celowanych zmutowanych mysich modeli choroby serca 6,7 może dostarczyć informacji na temat tego, jak czynniki genetyczne zmieniają funkcję układu krążenia. W rzeczywistości przeprowadzono już ilościowe i jakościowe analizy 2D unaczynienia mózgu embrionalnego8. Co więcej, zarodek myszy stanowi doskonały model do badania wiązania docelowych mikropęcherzyków z markerami naczyniowymi in vivo. Bartelle i wsp.9, na przykład, wprowadzili mikropęcherzyki awidyny do komór serca zarodka, aby ocenić celowe wiązanie w transgenicznych zarodkach Biotag-BirA i zbadać anatomię naczyń krwionośnych. Generowanie heterozygotycznych i homozygotycznych modeli myszy może być również wykorzystywane jako substytut badań nad modelami nowotworowymi mających na celu określenie ilościowego charakteru ultrasonografii molekularnej - ważnego punktu odniesienia w tłumaczeniu tej techniki na praktykę kliniczną.
Mikropęcherzyki są najczęściej wprowadzane do krążenia embrionalnego poprzez iniekcje dosercowe do pojedynczych zarodków narażonych na laparotomię8-10. Zastrzyki in utero wiążą się jednak z wieloma wyzwaniami. Obejmują one wskazówki dotyczące iniekcji, konieczność przeciwdziałania ruchom w zarodku matki i zarodka zezewnętrznego, utrzymanie żywotności hemodynamicznej u matki i zarodków zewnętrznych, zajęcie się długoterminowymi skutkami znieczulenia i powikłaniami spowodowanymi krwawieniem11. W związku z tym celem badań było opracowanie techniki wstrzykiwania mikropęcherzyków do izolowanych żywych zarodków w późnym stadiumrozwoju 12. Ta opcja zapewnia większą swobodę w zakresie kontroli wtrysku i pozycjonowania, odtwarzalność płaszczyzny obrazowania bez przeszkód oraz uproszczoną analizę obrazu i kwantyfikację.
W obecnym badaniu przedstawiamy nowatorską procedurę wstrzykiwania mikropęcherzyków do żywych embrionów myszy w celu zbadania kinetycznego zachowania mikropęcherzyków i zbadania celowego wiązania mikropęcherzyków z endogennymi markerami powierzchni śródbłonka. Nieliniowe obrazowanie ultrasonograficzne z określonym kontrastem służy do pomiaru szeregu podstawowych parametrów perfuzji, w tym wzmocnienia piku (PE), szybkości wymywania i czasu do szczytu (TTP) w izolowanych zarodkach E17,5. Wykazujemy również przydatność modelu zarodkowego do oceny ilościowego charakteru ultradźwięków molekularnych w transgenicznym modelu myszy z utratą funkcji endoglinu embrionalnego, w którym endoglin jest klinicznie istotnym celem ze względu na jego wysoką ekspresję w komórkach śródbłonka naczyń krwionośnych w miejscach aktywnej angiogenezy13. W heterozygotycznych endoglinach (Eng+/-) i homozygotycznych endoglinach (Eng+/+) ocenia się adhezję mikropęcherzyków ukierunkowanych na endoglin (MBE), kontrolnych izotypu IgG2 szczurów (MBC) i niecelowanych (MBU). Analiza docelowego wiązania ujawnia, że ultradźwięki molekularne są zdolne do różnicowania genotypów endoglinu i odnoszenia gęstości receptorów do mierzalnych poziomów ultradźwięków molekularnych.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reagenty</td></tr><tr><td colspan="4">Przeciwciała (biotynylowane, eBioscience) &#8212; Wybór przeciwciał zależy od eksperymentu</td></tr><tr><td><ul style="padding:0px; margines:0px"><li>szczur izotyp IgG2 kontrola</li></ul></td><td>eBioscience</td><td>13-4321-85</td><td>Ta kombinacja przeciwciał/mikropęcherzyków jest często wymagana jako kontrola eksperymentalna&nbsp;</td></tr><tr><td><ul style="dopełnienie:0px; margines:0px"><li>biotyna anty-mysz CD309</li></ul></td><td>eBioscience</td><td>13-5821-85</td><td></td></tr><tr><td>Biotynylowane szczur MJ 7/18 przeciwciało przeciwko mysiemu endoglinowi</td><td>Hybrydoma</td><td></td> w domu <td>Przeciwciała zewnętrzne mogą być również odpowiednie: w przeszłości używaliśmy eBioscience (13-1051-85 ) Woda</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr> destylowana<td colspan="4">Pożywka dla zarodków</td></tr><tr><td><ul style="dopełnienie:0px; margines:0px"><li>500 ml Dulbecco' s Zmodyfikowany Orzeł" s Średni z wysokim poziomem glukozy</li></ul></td><td>Sigma</td><td>D5796</td><td></td></tr><tr><td><ul style="padding:0px; margines:0px"><li>50 ml Płodowa surowica bydlęca</li></ul></td><td>ATCC</td><td>30-2020</td><td>lot # 7592456</td></tr><tr><td><ul style="padding:0px; margin:0px"><li>Hepes</li></ul></td><td>Gibco</td><td>15630</td><td>5 ml, 1 M</td></tr><tr><td><ul style="padding:0px; margines:0px"><li>Penicylina-Streptomycyna</li></ul></td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>5 ml, 10 000 jednostek Pen., 10,000 &#956; g</td></tr><tr><td>Strep Etanol, 70%</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lód</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Sigma</td><td>76240</td><td>4%</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanem [1x]&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>D8537</td><td>1x, bez chlorku wapnia i chlorku magnezu</td></tr><tr><td>Ciężarna mysz, CD-1</td><td>Charles River Laboratories Inc.&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% chlorek sodu (sól fizjologiczna)</td><td>Hospira</td><td>0409-7984-11</td><td></td></tr><tr><td>Ultradźwiękowy środek kontrastowy, gotowy do użycia i nieukierunkowany</td><td>MicroMarker; VisualSonics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żel do ultradźwięków (Aquasonic 100, bezbarwny)</td><td>CSP Medical</td><td>133-1009</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Płytki do hodowli komórkowych (4) :&nbsp; 100&nbsp; x&nbsp; 20&nbsp; mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-772-22</td><td></td></tr><tr><td>Płytki do hodowli komórkowych (12) : 60&nbsp; x&nbsp; 15&nbsp; mm</td><td>Wirówka Sigma</td><td>D8054</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Wirówka Sorvall Legend RT&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Probówki stożkowe, 50 ml BD Falcon</td><td>VWR</td><td>21008-938</td><td></td></tr><tr><td>Rozcieńczalnik</td><td>Beckman Coulter</td><td>Isoton II, 8448011</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne (Wagner)</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>precyzyjnej Wagner 14068-12</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze (2), Dumont SS (0,10 x 0,06 mm)</td><td>Narzędzia do nauki o naczyniu</td><td>11200-33</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze, drzazga</td><td>VWR</td><td>25601-134</td><td></td></tr><tr><td>Zlewka szklana, 2 L (zlewka gryfowa)</td><td>VWR</td><td>89000-216</td><td></td></tr><tr><td>Kapilary szklane, 1 x 90&nbsp; mm GD-1 z żarnikiem</td><td>Narishige</td><td>GD-1</td><td></td></tr><tr><td>Szklany ściągacz do igieł</td><td>Narishige</td><td>PN-30</td><td></td></tr><tr><td>Rękawice</td><td>Ansell</td><td>4002</td><td></td></tr><tr><td>Sonda anatomiczna brutto</td><td>Fine Science Tools</td><td>10088-15</td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>VWR</td><td>89090-994</td><td></td></tr><tr><td>Wiadro na lód</td><td>Cole Parmer</td><td>RK 06274-01</td><td></td></tr><tr><td>Obrazowanie Platforma</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>Zintegrowany system</td><td></td>szynowy</tr><tr><td>Źródło światła, światłowód</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td>Idealnie ma regulowane ramiona</td></tr><tr><td>Luers (12), polipropylenowy kolczasty żeński &frac14;-28 Gwint UNF</td><td>Cole Parmer</td><td>45500-30</td><td></td></tr> System <tr><td>mikroultradźwiękowy, wysokiej częstotliwości</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>Igły Vevo2100</td><td></td></tr><tr><td>, rozmiar 21&nbsp; (1")</td><td>VWR</td><td>305165</td><td></td></tr><tr><td>Analizator wielkości cząstek</td><td>Beckman Coulter</td><td>Multisizer 3 Coulter Counter</td><td></td></tr><tr><td>Łyżka perforowana (Moria)</td><td>Fine Science Tools</td><td>MC 17 10373-17</td><td></td></tr><tr><td>Kołki (6), anodowany minutien 0,15 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-15</td><td></td></tr><tr><td>Pipetory [2-20 &#956; l, 20-200 &#956; l, 100-1,000 &#956; l]</td><td>Eppendorf</td><td>Research Plus&nbsp; regulowany 3120000038; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 3120000054; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; </td><td></td>3120000062</tr><tr><td>Końcówki do pipet [2-200&nbsp; &#956; l, 50-1,000&nbsp; &#956; l]</td><td>Eppendorf</td><td>epT.I.P.S.&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 22491334; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; </td><td></td>022491351</tr><tr><td>Nożyczki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowych</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubing, laboratorium Tygon 1/32" x 3/32"</td><td>VWR</td><td>63010-007</td><td></td></tr><tr><td>Drewniany aplikator w sztyfcie (wacik, bawełniana główka)</td><td>VWR</td><td>CA89031-270</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny 5-8x powiększenie</td> Strzykawki <td>Fisher Scientific</td><td>Steromaster</td><td></td></tr><tr><td>, 1 ml Normject</td><td>Fisher</td><td>14-817-25</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki (10), 30 ml</td><td>VWR</td><td>CA64000-041</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawkowa pompa infuzyjna&nbsp;</td><td>Bio-ryś&nbsp;</td><td>Termometr NE-1000</td><td></td></tr><tr><td>, -20-110&nbsp; &#176; C</td><td>VWR</td><td>89095-598</td><td></td></tr><tr><td>Timer</td><td>VWR</td><td>33501-418</td><td></td></tr><tr><td>Rury, Eppendorf</td><td>VWR</td><td>20170-577</td><td></td></tr><tr><td>Stojaki na rurki (3)</td><td>VWR</td><td>82024-462</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ultradźwiękowy, 20 MHz</td><td>VisualSonics Inc.</td><td>MS250</td><td></td></tr><tr><td>Vannas-Tubingen, kąt do góry</td><td>Fine Science Tools</td><td>15005-08</td><td></td></tr></tbody></table>

obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Contrast Imaging in Mouse Embryos Using High-frequency Ultrasound

Obrazowanie ultradźwiękowe ze wzmocnionym kontrastem może dostarczyć istotnych informacji ilościowych dotyczących unaczynienia tkanek i perfuzji, a w docelowych zastosowaniach ułatwić wykrywanie i pomiar biomarkerów naczyniowych na poziomie molekularnym. W obrębie zarodka myszy ta nieinwazyjna technika może być wykorzystana do odkrycia podstawowych mechanizmów leżących u podstaw rozwoju naczyń krwionośnych we wczesnym układzie krążenia myszy oraz w genetycznych modelach chorób sercowo-naczyniowych. Zarodek myszy stanowi również doskonały model do badania adhezji mikropęcherzyków do celów angiogennych (w tym receptora czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego 2 (VEGFR2) lub αw porównaniu zβ3) oraz do oceny ilościowego charakteru ultradźwięków molekularnych. W związku z tym opracowaliśmy metodę wprowadzania ultrasonograficznych środków kontrastowych do naczyń krwionośnych żywych, izolowanych zarodków. Pozwala to na swobodę w zakresie kontroli wtrysku i pozycjonowania, odtwarzalność płaszczyzny obrazowania bez przeszkód i ruchu oraz uproszczoną analizę obrazu i kwantyfikację. W późnym stadium ciąży (dzień embrionalny (E)16,6 i E17,5) mysie zarodki wyizolowano z macicy, delikatnie wyeksterioryzowano z woreczka żółtkowego, a do żył dostępnych na powierzchni kosmówki krążka łożyskowego wstrzyknięto mikropęcherzykowe środki kontrastowe. Nieliniowe obrazowanie ultrasonograficzne z kontrastem zostało następnie wykorzystane do zebrania szeregu podstawowych parametrów perfuzji (wzmocnienie piku, szybkość wymywania i czas do szczytu) oraz ilościowego określenia docelowego wiązania mikropęcherzyków w mysim modelu endoglinu. Pokazujemy udaną cyrkulację mikropęcherzyków w żywych zarodkach i użyteczność tego podejścia w charakterystyce unaczynienia embrionalnego i zachowania mikropęcherzyków.

Wstrzykiwanie środków kontrastowych do ultrasonografii do embrionów myszy ex utero zależy od pomyślnej izolacji żywych embrionów w późnym stadium rozwoju z macicy oraz utrzymania ich żywotności podczas wstrzykiwania i towarzyszącego mu obrazowania ultradźwiękowego. Po wyjęciu embrionu na zewnątrz i jego odpowiednim ustawieniu, jak pokazano na Rysunku 1, możliwe jest ostrożne wstrzyknięcie środka kontrastowego do naczyń krwionośnych embrionu. Typowy obraz ultradźwiękowy w trybie B embrionu myszy ...

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania ultradźwiękowych mikropęcherzykowych środków kontrastowych do żywych, izolowanych mysich zarodków w późnym stadium ciąży. Metoda ta umożliwia badanie parametrów perfuzji i naczyniowych markerów molekularnych w obrębie zarodka za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości ze wzmocnieniem kontrastowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Ultrasound contrast-enhanced imaging can convey essential quantitative information regarding tissue vascularity and perfusion and, in targeted ...

Ogólnym celem tej procedury jest wstrzyknięcie mikropęcherzyków do izolowanych, żywych zarodków myszy w celu przeprowadzenia obrazowania ultradźwiękowego z zastosowaniem kontrastu. Realizuje się to poprzez uprzednie pobranie żywych zarodków w stadium E 16.5 lub E 17.5 z ciężarnej myszy.Po przygotowaniu mikrobąbelków celujących, są one wstrzykiwane do żywego embrionu poprzez naczyniową sieć łożyskową. Ostatnim etapem jest obrazowanie mikrobąbelków przy użyciu ultradźwięków. W końcowej fazie obrazowanie ultradźwiękowe z użyciem kontrastu może zostać wykorzystane do pomiaru parametrów perfuzji naczyniowej oraz oceny wiązania mikrobąbelków celujących w embrionach.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą będą miały trudności z etapami manipulacji zarodkami i ich wstrzykiwania, dopóki nie nabiorą wystarczającej wprawy w stosowaniu odpowiedniego nacisku igły i pincety, niezbędnego do pomyślnego przeprowadzenia eksperymentu. Procedurę zaprezentuje Brian Nixon, student praktyk z naszego laboratorium. Aby zrekonstytuować fiolki z docelowym reagentem, należy rozcieńczyć 20 µg roztworu przeciwciał do końcowej objętości 1 mL soli fizjologicznej. Fiolki należy przechowywać w lodzie. Następnie należy napełnić strzykawkę 1 mL soli fizjologicznej.Usunięcie wszystkich pęcherzyków powietrza. Należy przymocować igłę 21 G i powoli wstrzyknąć roztwór do fiolki z mikropęcherzykami. Powoli odciągnąć tłok, usuwając jeden mililitr powietrza, a następnie wyciągnąć igłę.Delikatnie wymieszaj zawartość probówki i pozostaw ją w lodzie na pięć minut. Po upływie pięciu minut nabierz do nowej strzykawki rozcieńczenie przeciwciała i dodaj je do odpowiedniej probówki. Po wymieszaniu delikatnie doprowadź objętość mieszaniny do dwóch mililitrów.Pozostawić na 10 minut w lodzie. Aby zrekonstytuować fiolki bez docelowych przeciwciał, napełnić strzykawkę jednym mililitrem soli fizjologicznej, usuwając wszystkie pęcherzyki powietrza.Przymocuj igłę o rozmiarze 21 G i powoli wstrzyknij roztwór do nowej fiolki z mikropęcherzykami. Powoli wycofaj tłok, pobierając jeden mililitr powietrza, a następnie wyjmij igłę. Delikatnie wymieszaj i odstaw na pięć minut.Po dodaniu kolejnego 1 ml soli fizjologicznej w celu zwiększenia objętości do 2 ml, delikatnie wymieszaj i pozostaw na 10 minut na lodzie. Po delikatnym wymieszaniu zawartości wybranej fiolki z mikropęcherzykami, za pomocą strzykawki 1 ml z igłą 21 G, pobierz około 50 µL roztworu. Następnie wstrzyknij mikropęcherzyki do pustej probówki do mikrocentryfugi o pojemności 2 ml.Następnie pipetujemy 10 µL próbki roztworu zapasu mikropęcherzyków do 10 mL rozcieńczalnika. Po delikatnym wymieszaniu należy zastosować liczenie w analizatorze Coultera, aby ocenić stężenie i rozkład wielkości populacji mikropęcherzyków. Należy wykonać co najmniej trzy pomiary objętością 50 µL dla każdej próbki z fiolki.Przy użyciu apertury o średnicy 30 mikrometrów. Krok ten jest wykonywany równolegle z wstrzykiwaniem mikropęcherzyków do embrionów. Podczas gdy chirurg wstrzykuje preparat do embrionów, asystent przygotowuje kolejną iniekcję, aby zapewnić, że chirurg nie posiada wiedzy na temat rodzaju wstrzykiwanego pęcherzyka.Oblicz objętość roztworu zapasowego mikropęcherzyków niezbędną do uzyskania stężenia końcowego 100 milionów mikropęcherzyków na mililitr w objętości 400 µL. Odmierz odpowiednią objętość soli fizjologicznej do pustej probówki do mikrowirówki. Po delikatnym wymieszaniu wybranej fiolki z mikropęcherzykami, za pomocą strzykawki o pojemności 1 mL z igłą 21G pobierz nadmiarową objętość roztworu.Następnie wstrzyknij mikropęcherzyki do pustej probówki do mikrocentryfugi. Dalej, odmierz pipetą odpowiednią objętość roztworu stokowego mikropęcherzyków i dodaj do aliquoty soli fizjologicznej. Wymieszaj, delikatnie mieszając końcówką pipety.Następnie należy użyć igły o rozmiarze 21 G, aby pobrać rozcieńczony roztwór mikropęcherzyków do czystej strzykawki. Po wyjęciu igły należy usunąć z strzykawki wszelkie pęcherzyki powietrza, a następnie przymocować końcówkę Luer oraz prowadnicę. Roztwór należy powoli przetłoczyć do końca prowadnicy, dbając o to, aby nie powstały pęcherzyki powietrza.Na koniec włożyć strzykawkę do pompy infuzyjnej ustawionej na podawanie mikropęcherzyków z szybkością 20 µL na minutę. Dla całkowitej objętości 20 µL do końca rurki przymocować wypaloną igłę szklaną. Przesunąć pompę w pobliże stanowiska do iniekcji.Za pomocą łyżki perforowanej losowo wybierz i wyjmij jeden embrion z chłodzonej szalki z podłożem. Umieść embrion w naczyniu do sekcji, znajdującym się na platformie ultradźwiękowej pod stereomikroskopem. Następnie zlokalizuj stronę embrionu, która wydaje się najmniej unaczyniona.Oto obszar o niskiej unaczynieniu, zazwyczaj przylegający do regionu głowy. Następnie za pomocą precyzyjnych pęset należy naciąć lub rozerwać tylko tyle woreczka żółtkowego i błon owodniowych, ile jest konieczne do usunięcia zarodka z wnętrza, i nie więcej. Następnie delikatnie oddzielić woreczek od otaczającego zarodek obszaru.Następnie ułóż embrion na boku, tak aby łożysko i naczynia pępowinowe znajdowały się z przodu. Ustabilizuj naczynie do sekcji, używając małych kawałków plasteliny i czterech szpilek entomologicznych do przymocowania pęcherzyka żółtkowego oraz krawędzi łożyska, unikając głównych naczyń krwionośnych; użyj strzykawki z podgrzanym do 45 °C roztworem.Przemywaj zarodek roztworem PBS, aż zauważysz przepływ krwi do zarodka. Tętnicę pępowinową rozpoznaje się po pulsującej, jasnoczerwonej krwi. Żyła pępowinowa i powiązana z nią sieć naczyniowa zawierają krew o ciemniejszym kolorze i zazwyczaj nakładają się na naczynia tętnicy pępowinowej po stronie łożyska.W tym momencie należy ustawić naczynie tak, aby możliwe było wygodne przeprowadzenie iniekcji. Po ożywieniu zarodka należy go przykryć, pomijając łożysko. Używając podgrzanego żelu ultradźwiękowego oraz precyzyjnej pęsety, delikatnie usuń wszelkie pęcherzyki powietrza z okolic zarodka i w trakcie całej procedury uzupełniaj poziom podgrzanego PBS w naczyniu.Należy monitorować poziom roztworu w strzykawkach z PBS i żelem oraz w razie potrzeby dodawać zapasowe strzykawki do zlewki grzejnej. Następnie zamocować szklaną igłę w dużej kulce plasteliny na brzegu naczynia do sekcji i zanurzyć końcówkę igły w PBS. Wybrać żyłę na powierzchni chorionu placka łożyskowego, znajdującą się w rozsądnej odległości od głównej gałęzi.Następnie użyć nożyczek, aby przyciąć końcówkę igły tak, by odpowiadała rozmiarowi naczynia, odcinając końcówkę pod lekkim kątem. Użyć krawędzi nożyczek sprężynowych, aby usunąć wszelkie poszarpane krawędzie szkła.Następnie, używając pompy strzykawkowej, powoli wstrzykuj roztwór mikropęcherzyków z prędkością 20 µL na minutę do szklanej igły, aż całe powietrze zostanie usunięte z końcówki igły, a mikropęcherzyki zaczną swobodnie wpływać do PBS. Zatrzymaj pompę i ustaw ją na objętość wstrzyknięcia wynoszącą 20 µL. Nie dopuść do przedostania się powietrza do igły iniekcyjnej, aby uniknąć wstrzyknięcia powietrza do układu naczyniowego zarodka.Ostrożnie wprowadź końcówkę szklanej igły do wybranej żyły w łożysku i upewnij się, że jest ona unieruchomiona. Odsunie głowicę stereomikroskopu i ustaw przetwornik ultradźwiękowy tak, aby zarodek znajdował się równomiernie pomiędzy ogniskowymi 6 i 10 milimetrów. Następnie uruchom obrazowanie i rozpocznij bolusową iniekcję mikropęcherzyków; po minucie, gdy wstrzyknięcie zostanie zakończone, uruchom stoper dla etapu akwizycji danych.Ten obraz ultrasonograficzny w trybie B przedstawia wyjęty na zewnątrz zarodek w stadium E 17.5 bezpośrednio przed wstrzyknięciem ukierunkowanych mikropęcherzyków. Ten nieliniowy obraz kontrastowy USG pokazuje zarodek przed wstrzyknięciem mikropęcherzyków, gdy widoczne są jedynie silnie odbijające powierzchnie, takie jak kości, przy minimalnym sygnale z tkanek miękkich. Wstrzyknięcie mikropęcherzyków wzmacnia kontrast w całym organizmie zwierzęcia, w tym w żyle głównej dolnej, sercu i mózgu.Wykres natężenia mikropęcherzyków w funkcji czasu w obrębie pojedynczego obszaru zainteresowania w mózgu embrionalnym pozwala na identyfikację różnych parametrów perfuzji, w tym maksymalnego wzmocnienia lub szybkości wypłukiwania (pe wash in rate) określonej przez nachylenie oraz czasu do osiągnięcia szczytu (TTP). Średnie stosunki mocy kontrastu dla mikropęcherzyków celowanych w endoglinę były znacząco wyższe niż te zebrane dla kontrolnych mikropęcherzyków niecelowanych. Ponadto stwierdzono, że wiązanie mikropęcherzyków celowanych w endoglinę było znacząco wyższe w embrionach ogly plus plus w porównaniu do embrionów ogly plus minus.Po opanowaniu metody, każdy embrion może zostać poddany iniekcji i obrazowaniu w ciągu 15 minut, pod warunkiem prawidłowego wykonania techniki.

contrast-imaging-in-mouse-embryos-using-high-frequency-ultrasound

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą wysokoczęstotliwościowego ultradźwięku

In utero operacje przeżycia u myszy umożliwiają molekularną manipulację ekspresją genów podczas rozwoju. W niniejszej pracy opisujemy wykorzystanie obrazowania ultradźwiękowego o wysokiej częstotliwości do prowadzenia iniekcji wektorów retrowirusowych do mózgu myszy w 9,5 dniu embrionalnym (E).

Mikroiniekcja do przedniego mózgu myszy in utero w dniu E9.5 pod kontrolą ultradźwięków

Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.

Echokardiografia płodowa myszy

Ten film demonstruje procedurę wstrzykiwania mikropęcherzykowych środków kontrastowych do izolowanego zarodka myszy w późnym stadium ciąży. Obrazowanie ultrasonograficzne oparte na mikropęcherzykowym środku kontrastowym pomaga uwidocznić i scharakteryzować środowisko naczyniowe zarodka.

Wstrzykiwanie mikropęcherzyków do izolowanych zarodków myszy: technika dostarczania mikropęcherzykowych środków kontrastowych do naczyń krwionośnych żywych zarodków myszy

W tym filmie demonstrujemy ultrasonografię o wysokiej częstotliwości do obrazowania miejsc implantacji zarodków u ciężarnej mysiej modelki. Ta technika obrazowania z powodzeniem wykrywa zdolną do życia ciążę i charakteryzuje miejsca implantacji zarodka we wczesnej ciąży mysiej.

Charakterystyka wczesnej ciąży oparta na ultrasonografii wysokiej częstotliwości: technika badania implantacji zarodka i progresji ciąży w ciężarnym modelu mysim

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Myszy są powszechnie używane do badania biologii ciąży. W przypadku takich badań wymagane jest jednak przerwanie ciąży, co wyklucza badania podłużne i wymaga wykorzystania dużej liczby zwierząt. Dlatego opisujemy nieinwazyjną technikę ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do wczesnego wykrywania i monitorowania zdarzeń poimplantacyjnych u ciężarnej myszy.

Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Tutaj opisujemy technikę ultradźwięków o wysokiej częstotliwości do analizy in vivo płodów u myszy. Metoda ta pozwala na obserwację płodów i analizę parametrów łożyska, a także przepływu krwi przez matkę i płód przez cały okres ciąży.

Ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo

Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości mogą pomóc usprawnić eksperymenty wymagające myszy w ciąży w czasie, określając stan ciąży, wiek ciążowy i straty ciąży. Przedstawiono tutaj protokół ilustrujący metody oceny ciąż myszy, a także potencjalne pułapki (artefakty obrazu), które mogą naśladować ciążę.

Czy moja mysz jest w ciąży? Ocena ultrasonograficzna o wysokiej częstotliwości

Ten protokół opisuje trzy metody pozyskiwania i wykorzystywania zarodków kurczaków w wieku od 5 do 8 dni oraz ich błony kosmówkowo-omoczniowej (CAM) jako modelu in vivo do badania obrazowania ultrasonograficznego z kontrastem i dostarczania leków za pośrednictwem mikropęcherzyków.

Przygotowanie zarodków ex ovo kurczaków i naczyń błony moczowo-omoczniowej jako modelu in vivo do obrazowania ultrasonograficznego ze wzmocnieniem kontrastowym i badań nad dostarczaniem leków za pośrednictwem mikropęcherzyków

Przedstawiamy szczegółowy protokół hodowli i obrazowania embrionów myszy, który umożliwia obrazowanie 3D + czasowe komórek progenitorowych serca. Ten zestaw narzędzi wideo omawia kluczowe umiejętności wymagane do skutecznego obrazowania na żywo, które w przeciwnym razie byłyby trudne do zdobycia z publikacji tekstowych.

Obrazowanie na żywo wczesnych progenitorów serca w zarodku myszy

Poznaj technikę obrazowania kontrastowego w zarodkach myszy za pomocą mikropęcherzyków i ultradźwięków o wysokiej częstotliwości. Metoda umożliwia badanie parametrów perfuzji i wiązania mikropęcherzyków w układzie naczyniowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Przeglądaj więcej filmów