Name: Cewnikowanie serca u myszy w celu pomiaru zależności objętości ciśnienia: badanie efektu Bowditcha (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 38 s
Description: Poznaj metodę cewnikowania serca u myszy do pomiaru zależności objętości ciśnienia i badania efektu Bowditcha. Technika ta umożliwia precyzyjną ocenę kurczliwości mięśnia sercowego in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez granty NIH HL091986 (JPD) i HL094692 (MTZ).

UWAGA: Ten protokół dla zwierząt został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Stanowym Ohio. Procedura ta może być stosowana na każdej myszy, w której wewnętrzna średnica tętnicy szyjnej jest wystarczająco duża, aby wprowadzić cewnik. Używaj myszy o wadze powyżej 16 g (starsze niż ~2 miesiące).
1. Przygotowanie myszy do cewnikowania
<ol>
	<li>Zamknij wszystkie narzędzia i materiały chirurgiczne w woreczku do sterylizacji. Wysterylizuj torebkę w autoklawie. Utrzymuj sterylne pole przez cały czas trwania zabiegu i noś sterylne rękawice.</li>
	<li>Znieczulić myszy ketaminą (55 mg/kg) i ksylazyną (15 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym. 
	UWAGA: Cała procedura pomiaru zarówno ciśnienia/objętości przy różnych tętnach, jak i ESPRV zajmuje mniej niż 20 minut. Jeśli wymagany jest dodatkowy czas (np. więcej niż 30 minut), podawaj dodatkową 1/4 dawki znieczulenia co 30 minut.</li>
	<li>Usuń włosy w przedniej części szyi i klatki piersiowej za pomocą balsamu do depilacji (np. Nair) i przyklej kończyny myszy do piankowej platformy. Potwierdź stan głębokiego znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi.</li>
	<li>Włożyć sondę doodbytniczą, aby monitorować temperaturę ciała (37 ± 1 °C) i utrzymywać za pomocą termoregulowanej poduszki grzewczej (umieszczonej między serwetą chirurgiczną a platformą).</li>
	<li>Przygotuj długość szwu 4-0 (~10 cm). Szew pętelkowy wokół górnych siekaczy i taśma do platformy. Dzięki temu szyja będzie prosta.</li>
	<li>Wysterylizuj obszar chirurgiczny, trzykrotnie pobierając wymaz z Betadine i 75% alkoholu.</li>
</ol>
2. Cewnikowanie
<ol>
	<li>Przygotować cewnik, zanurzając końcówkę w soli fizjologicznej lub wodzie destylowanej (37 °C) przez co najmniej 30 minut przed użyciem (zgodnie z instrukcjami producenta), aby zaaklimatyzować membranę czujnika ciśnienia do wilgotnego środowiska biologicznego i zapobiec dryftowi sygnału ciśnienia i zapisom podciśnienia.</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie o długości 0,8 cm między dolną szczęką a mostkiem w przedniej części szyi. Cienkimi nożyczkami oddziel tkankę łączną skórno-mięśniową, aby odsłonić tchawicę znajdującą się pod mięśniem stemohyoideus.</li>
	<li>Oddziel tkankę tłuszczową i mięśniową po prawej stronie tchawicy za pomocą zakrzywionych kleszczy, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną. 
	UWAGA: Tętnica szyjna jest największą tętnicą w przedniej części szyi, zawiera jaskrawoczerwoną krew i jest pulna. Nie mylić z żyłą szyjną biegnącą równolegle do tętnicy szyjnej. Żyła szyjna jest ciemnoczerwona i nie ma pulpuli. Ponadto podczas izolacji tętnicy szyjnej użytkownik powinien mieć świadomość, że nie uszkadza nerwu pneummogstrowego.</li>
	<li>Usuń tłuszcz z prawej tętnicy szyjnej za pomocą zakrzywionych kleszczy. Jeśli istnieje rozgałęzienie naczynia, które utrudni tę technikę operacyjną, przeciąć je kauteryzacją Bovie, aby oddzielić tętnicę szyjną. Oddziel jak najwięcej tkanki pod tętnicą szyjną za pomocą zakrzywionych kleszczy.</li>
	<li>Wytnij dwie jedwabne nici o długości 5 cm 6-0. Przełóż każdą jedwabną nić pod prawą tętnicą szyjną.</li>
	<li>Umieść jedną nić w pobliżu części proksymalnej, a drugą w pobliżu dystalnej części tętnicy. Zrób ciasny węzeł na nitce w dalszej części i zrób luźny węzeł na nitce w części proksymalnej</li>.
	<li>Zablokuj przepływ krwi, zaciskając bliższą część tętnicy za pomocą małego zacisku naczyniowego hemostatu (umieść zacisk poniżej proksymalnego gwintu). Uszczelniony obszar tętnicy zostanie wypełniony krwią, co ułatwi wykonanie kroku 2.8.</li>
	<li>Nakłuć mały otwór w prawej tętnicy szyjnej między dwiema nitkami (ale bliżej dystalnej nici) igłą 26 G. Wprowadzić cewnik do tętnicy szyjnej. Lekko zaciśnij luźny węzeł w bliższej części tętnicy szyjnej na cewniku, aby utrzymać go na miejscu. 
	UWAGA: Preferowane jest nakłucie igłą w porównaniu z nacięciem nożyczkami. Tworząc najpierw ciasny węzeł w dystalnej części tętnicy, a następnie zaciskając część proksymalną, tętnica zostanie całkowicie wypełniona krwią. To sprawia, że bardzo łatwo jest przebić się przez naczynie krwionośne. Ponadto rozmiar igły (26 G) nakłuwa tętnicę otworem, który ładnie pasuje do wielkości cewnika. W przypadku stosowania metody nacięcia nożyczkami trudniej było kontrolować wielkość nacięcia. Jednak wybrana metoda powinna zależeć od tego, z którą chirurg czuje się bardziej komfortowo.</li>
	<li>Rozpocznij rejestrowanie sygnałów ciśnienia, jak w kroku 3.</li>
	<li>Poluzuj zacisk hemostatu i kontynuuj wprowadzanie cewnika do przodu do lewej komory. Jeśli podczas przesuwania cewnika wystąpi pewien opór, delikatnie odciągnij go do tyłu i spróbuj ponownie przesunąć cewnik. Dla myszy o wadze ~18-25 g szacowana długość wprowadzanego cewnika wynosi 18 mm. 
	UWAGA: Sygnał ciśnienia tętniczego będzie się wahał od 70 do 120 mm Hg. Gdy cewnik znajdzie się w lewej komorze, kształt sygnału ciśnienia zmienia się, a ciśnienie będzie się wahać od 0 do 120 mm Hg (pokazane na rysunku 1). Czynność serca ustabilizuje się w ciągu 2-3 minut po wprowadzeniu cewnika.</li>
	<li>Stale monitoruj temperaturę ciała, poziom znieczulenia i częstość oddechów.</li>
</ol>
3. Akwizycja danych
<ol>
	<li>Użyj oprogramowania LabChartPro 7 (lub podobnego oprogramowania). Użyj opcji WorkFlow w module PV Loop LabChart. Korzystając z tego modułu, wybierz domyślne ustawienie Pętle ciśnienia i objętości.</li>
	<li>Ustaw trzy kanały: jeden kanał dla ciśnienia, jeden kanał dla głośności i jeden kanał dla tętna. Ustaw zakresy skali powyższych parametrów odpowiednio jako 0-150 mm Hg, 0-100 μl i 0-800 uderzeń/min.</li>
	<li>Naciśnij start, aby nagrywać.</li>
</ol>
4. Efekt Bowditcha
<ol>
	<li>Wykonaj 1 cm nacięcie w obszarze przedsionka równolegle do manubrium. Przetnij warstwę mięśni i odsłoń przestrzeń międzyżebrową za pomocą nożyczek.</li>
	<li>Za pomocą stymulatora impulsów kwadratowych ustaw następujące parametry: Napięcie 2 V, czas trwania 2 ms i włącz tryb powtarzania.</li>
	<li>Przytrzymaj elektrodę ujemną kleszczami i włóż ją przez czwartą przestrzeń międzyżebrową do wierzchołkowego obszaru serca. Przytrzymaj elektrodę dodatnią kleszczami i włóż ją przez drugą przestrzeń międzyżebrową do prawego obszaru przedsionka serca.</li>
	<li>Włącz stymulator i zmień częstotliwość, aby przyspieszyć pracę serca od 4 Hz (240 uderzeń/min) do 10 Hz (600 uderzeń/min). Przy każdym nowym tętnie stymuluj serce przez 1 minutę przed zebraniem danych.</li>
</ol>
5. Generowanie ESPVR i PRSW
<ol>
	<li>Przetnij nożyczkami skórę i tkankę mięśniową prostopadłą do manubry w okolicy brzucha. Otwórz enterocoelię i odsłoń wątrobę.</li>
	<li>Przeciągnij arcus costarum w kierunku głowy, używając metalowej trakcji.</li>
	<li>Delikatnie popchnij wątrobę w dół za pomocą bawełnianego wacika. Uważaj, aby nie naciskać zbyt mocno, aby wpłynąć na jamę klatki piersiowej. To zmieni pracę serca.</li>
	<li>Przetnij więzadło sierpowe wątroby nożyczkami, aby odsłonić żyłę główną nadwątrobową dolną (IVC).</li>
	<li>Użyj zakrzywionych kleszczy, aby szybko ścisnąć IVC przez 5 sekund, aby zablokować powrót krwi do prawego przedsionka. Ciśnienie i objętość lewej komory spadnie z powodu zmniejszonego dopływu do serca. Przy generowaniu tych wartości nie należy używać pętli poniżej 60 mm Hg. 60 mm Hg odnosi się do ciśnienia skurczowego. 
	UWAGA: Wartość tę ustalono na 60 mm Hg, ponieważ spowoduje to znaczny spadek ciśnienia perfuzji, co znacznie zmniejszy perfuzję wieńcową i wpłynie na kurczliwość.</li>
</ol>
6. Kalibracja objętości
<ol>
	<li>Heparynizować mysz 0,1 ml roztworu heparyny w proporcji 1:5 000 (rozcieńczonego solą fizjologiczną) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.</li>
	<li>Usuń cewnik z tętnicy szyjnej. Gdy cewnik zostanie wyciągnięty z tętnicy szyjnej, heparynizowana krew będzie wyciekać z otworu, w którym został wprowadzony cewnik</li>.
	<li>Pobrać tę krew do kalibracji objętości za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml. Napełnij każdą studzienkę w kuwecie kalibracyjnej.</li>
	<li>Usuń serce, aby poddać mysz eutanazji poprzez wykrwawienie.</li>
	<li>Umieść cewnik w każdej studzience i uzyskaj stałą wartość jednostki objętości względnej (RVU). Wygeneruj krzywą standardową, używając różnych standardowych objętości i wartości RVU z każdego dołka.</li>
	<li>Przekonwertuj zarejestrowany RVU na μl.</li>
</ol>
7. Przetwarzanie danych
<ol>
	<li>Aby zbadać efekt Bowditcha, wybierz ślady ciśnienia/objętości w stanie ustalonym z każdego tętna. Kliknij analizę bazową, aby uzyskać dane.</li>
	<li>W przypadku danych ESPVR i PRSW wybierz pierwsze ~15 śladów ciśnienia/objętości, kliknij analizę okluzji w oprogramowaniu, aby wygenerować nachylenia ESPVR (nachylenie ciśnienia wytwarzanego przez LV przy objętości końcoworozkurczowej) i PRSW (regresja liniowa pracy udarowej z objętością końcoworozkurczową).</li>
	<li>Zwróć uwagę na kształt pętli. Upewnij się, że pętla jest zamknięta bez kątowych punktów lub skrętów. Jest to oznaka nieprawidłowego umieszczenia cewnika lub nadmiernego hałasu. Okresowo sprawdzaj pętle podczas eksperymentu, aby upewnić się, że generowane są prawidłowe dane dotyczące ciśnienia i objętości.</li>
</ol>

<ol><li>Janssen, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+contraction-relaxation+coupling%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Myocardial contraction-relaxation coupling.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 299, H1741-H1749 (2010).</li>
<li>Roman, M. J., Devereux, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+noninvasive+measures+of+contractility+in+dilated+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Echocardiography%22%5BJournal%5D)">Comparison of noninvasive measures of contractility in dilated cardiomyopathy.</a> Echocardiography. 8, 139-150 (1991).</li>
<li>Hamlin, R. L., del Rio, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((dP%2Fdt%28max%29--a+measure+of+%27baroinometry%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">dP/dt(max)--a measure of 'baroinometry.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 66, 63-65 (2012).</li>
<li>Feneley, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+preload+recruitable+stroke+work%2C+end-systolic+pressure-volume+and+dP%2Fdtmax-end-diastolic+volume+relations+as+indexes+of+left+ventricular+contractile+performance+in+patients+undergoing+routine+cardiac+catheterization%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of preload recruitable stroke work, end-systolic pressure-volume and dP/dtmax-end-diastolic volume relations as indexes of left ventricular contractile performance in patients undergoing routine cardiac catheterization.</a> J Am Coll Cardiol. 19, 1522-1530 (1992).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+influence+of+load+versus+inotropic+states+on+indexes+of+ventricular+contractility%3A+experimental+and+theoretical+analysis+based+on+pressure-volume+relationships%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Comparative influence of load versus inotropic states on indexes of ventricular contractility: experimental and theoretical analysis based on pressure-volume relationships.</a> Circulation. 76, 1422-1436 (1987).</li>
<li>Nemoto, S., DeFreitas, G., Mann, D. L., Carabello, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+changes+in+left+ventricular+contractility+on+indexes+of+contractility+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effects of changes in left ventricular contractility on indexes of contractility in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, H2504-H2510 (2002).</li>
<li>Ziolo, M. T., Kohr, M. J., Wang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric+oxide+signaling+and+the+regulation+of+myocardial+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Nitric oxide signaling and the regulation of myocardial function.</a> J Mol Cell Cardiol. 45, 625-632 (2008).</li>
<li>Barouch, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric+oxide+regulates+the+heart+by+spatial+confinement+of+nitric+oxide+synthase+isoforms%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Nitric oxide regulates the heart by spatial confinement of nitric oxide synthase isoforms.</a> Nature. 416, 337-339 (2002).</li>
<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+nitric+oxide+synthase+signaling+within+cardiac+myocytes+targets+phospholamban%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Neuronal nitric oxide synthase signaling within cardiac myocytes targets phospholamban.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 294, C1566-C1575 (2008).</li>
<li>Georgakopoulos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+murine+left+ventricular+pressure-volume+relations+by+miniaturized+conductance+micromanometry%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry.</a> Am J Physiol. 274, H1416-H1422 (1998).</li>
</ol>

Nie ma sprzecznych interesów finansowych.

Kluczowym krokiem dla tej techniki w celu uzyskania wiarygodnej miary kurczliwości jest prawidłowe umieszczenie cewnika w LV. Jeśli cewnik nie zostanie umieszczony prawidłowo, gdy LV kurczy się, ścianki mogą stykać się z cewnikiem, co skutkuje bardzo wysokimi, a nie fizjologicznymi wartościami ciśnienia powodującymi nieregularne kształty pętli PV. W razie potrzeby cewnik można obrócić, aby uzyskać prawidłowe umieszczenie. Kolejnym kluczowym krokiem w tej technice jest upewnienie się, że mysz otrzymała odpowiednie znieczu...

Celem serca jest pompowanie krwi w całym ciele, aby sprostać wymaganiom metabolicznym organizmu. Ponieważ wymagania te stale się zmieniają (np. podczas ćwiczeń), serce musi się przystosować (tj. zwiększyć pojemność minutową serca). Serce wymyśliło wiele ścieżek, aby dokonać tego wyczynu. Głównym sposobem, w jaki serce to osiąga, jest zwiększenie częstości akcji serca (tj. efekt Bowditcha)1. Oznacza to, że wraz ze wzrostem częstości akcji serca powoduje to wzrost kurczliwości i wzrost pojemności minutowej serca. W związku z tym czynność serca jest w ogromnym stopniu zależna od tętna. Niestety, choroby serca (np. zawał mięśnia sercowego, przerost itp.) skutkują słabą pracą serca, w której serce w konsekwencji nie będzie w stanie sprostać wymaganiom metabolicznym organizmu. Choroby serca są główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności w społeczeństwie zachodnim. Modele zwierzęce, które podsumowują wiele ludzkich kardiomiopatii, są wykorzystywane do badania mechanizmów molekularnych i testowania potencjalnych terapii. Aby dostrzec te mechanizmy i określić, czy terapia może być opłacalna, badacze muszą ocenić czynność serca in vivo.
Istnieje kilka sposobów oceny funkcji serca in vivo (np. echokardiografia, MRI, itp.), które rutynowo mierzą frakcję wyrzutową, skrócenie frakcji, pojemność minutową serca itp. Jednak te parametry są wysoce zależne od obciążenia następczego, obciążenia wstępnego i tętna, a także kurczliwości2. Pomiar kurczliwości jest niezbędny, aby zrozumieć wewnętrzne właściwości serca w jego naturalnym środowisku. Maksymalne (dP/dtmax) tempo rozwoju ciśnienia przybliża nas o krok do zrozumienia kurczliwości. Niestety, dP/dt zależy również od tętna i warunków obciążenia3. W związku z tym opracowano techniki pomiaru obciążenia (i częstości akcji serca, patrz poniżej) niezależnych wskaźników kurczliwości mięśnia sercowego (tj. zależności między objętością ciśnienia skurczowego na końcu (ESPVR) i pracy z udarem przed obciążeniem (PRSW))4-6. ESPVR opisuje maksymalne ciśnienie, które może wytworzyć komora przy dowolnej objętości lewej komory. Nachylenie ESPVR reprezentuje elastancję końcowoskurczową (Ees). PRSW to regresja liniowa pracy skokowej (obszar zamknięty przez pętlę PV) z objętością końcoworozkurczową. Procedury te są dokładniejszym i bardziej precyzyjnym pomiarem kurczliwości w porównaniu z parametrami hemodynamicznymi, takimi jak frakcja wyrzutowa, pojemność minutowa serca i objętość wyrzutowa. ESPVR i PRSW można uzyskać poprzez czasowe zablokowanie żyły głównej dolnej (IVC). Zablokowanie IVC można wykonać przy zamkniętej klatce piersiowej, aby uniknąć wpływu zmiany ciśnienia śródopłucnowego na czynność serca.
Zwiększenie częstości akcji serca również poprawia skurcze i relaksację1. Tak więc, porównując czynność serca między grupami eksperymentalnymi (np. ± dP/dt), tętno musi być podobne. Jednak podobne tętno zwykle nie występuje u każdego zwierzęcia z powodu różnych schorzeń (choroba, interwencja badawcza itp.). Należy zauważyć, że znieczulenie (iniekcyjne i wziewne) obniża częstość akcji serca. Ponieważ tętno jest głównym wyznacznikiem kurczliwości, znieczulenie znacząco wpłynie na kurczliwość. Z tego powodu opisujemy naszą procedurę. Dodatkowo cechą charakterystyczną wielu kardiomiopatii jest zmniejszona rezerwa skurczowa (tj. zmniejszony efekt Bowditcha). Dlatego czynność serca powinna być mierzona w różnym zakresie częstości akcji serca. Tutaj opisujemy, jak używać stymulatora (z zamkniętą klatką piersiową), aby osiągnąć te efekty.
Oprócz częstości akcji serca, tlenek azotu (NO) jest również ważnym modulatorem kurczliwości7. NO jest wytwarzany przez enzymy określane jako syntaza NO (NOS). My i inni wykazaliśmy, że myszy z nokautem neuronalnego NOS (NOS1-/-) mają stępiony skurcz miocytów i hemodynamikę serca in vivo 8,9. Ta mysz zostanie wykorzystana do zademonstrowania pomiaru kurczliwości lewej komory za pomocą procedury analizy ciśnienia/objętości lewej komory przeprowadzanej przy różnych częstościach akcji serca.

<table><tbody><tr><td>Xlyzine 100&nbsp; mg/ml</td><td>Ana Sed</td><td>4821</td><td></td></tr><tr><td>Katamin 50&nbsp; mg/ml</td><td>Ketalar</td><td>310006</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>APP Pharmaceuticals</td><td>6003922</td><td></td></tr><tr><td>4-0 nić jedwabna</td><td>Specjalizacje chirurgiczne</td><td>SP102</td><td></td></tr><tr><td>6-0 nić jedwabna</td><td>Specjalizacje chirurgiczne</td><td>MBKF270</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze krzywe</td><td>Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk naczyniowy</td><td>Fine Science Tools</td><td>18555-03</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Świat instrumenty precyzyjne</td><td>PZM-3</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik ciśnieniowy</td><td>Instrumenty Millar</td><td>SPR-839</td><td></td></tr><tr><td>System ciśnienia i objętości</td><td>Instrumenty Millar</td><td>MPVS-300</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab4/35</td><td>Instrumenty AD</td><td>N12128</td><td></td></tr><tr><td>LabchartPro 7</td><td>Przyrządy</td><td></td><td></td>AD</tr><tr><td>Regulator temperatury</td><td>CWE</td><td>TC-1000</td><td></td></tr><tr><td>Stymulator</td><td>Trawa</td><td>SD-5</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna rękawica</td><td>Micro-Touch</td><td>1305018821</td><td></td></tr><tr><td>Balsam do depilacji</td><td></td> Peeling chirurgiczny Nair <td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Weterynaryjne</td><td>NDC 6761815401</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol</td><td>Decon Laboratories</td><td>2801</td><td></td></tr><tr><td>Kauteryzacja Bovie</td><td>Bovie</td><td>AA29</td><td></td></tr><tr><td>1&nbsp; ml Strzykawka (26&nbsp; Igła G)</td><td>BD</td><td>8017299</td><td></td></tr></tbody></table>

cewnikowanie serca u myszy w celu pomiaru zależności objętości ciśnienia: badanie efektu bowditcha

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Stworzono modele zwierzęce, które naśladują ludzkie zaburzenia kardiologiczne, aby przetestować potencjalne strategie terapeutyczne. Kluczowym elementem oceny tych strategii jest zbadanie ich wpływu na czynność serca. Istnieje kilka technik pomiaru mechaniki serca in vivo (np. echokardiografia, relacje ciśnienie/objętość itp.). W porównaniu z echokardiografią, analiza ciśnienia/objętości lewej komory (LV) w czasie rzeczywistym za pomocą cewnikowania jest bardziej precyzyjna i wnikliwa w ocenie funkcji lewej komory. Dodatkowo, analiza ciśnienia/objętości lewej kompresji daje możliwość natychmiastowego rejestrowania zmian podczas manipulacji kurczliwością (np. stymulacja β-adrenergiczna) i patologicznych zniekształceń (np. uszkodzenie niedokrwienne/reperfuzyjne). Oprócz maksymalnej (+dP/dt) i minimalnej (-dP/dt) szybkości zmiany ciśnienia w LV, można uzyskać dokładną ocenę funkcji lewej komory za pomocą kilku wskaźników niezależnych od obciążenia (np. zależność objętości ciśnienia skurczowego na końcu i praca skokowa przy obciążeniu wstępnym). Częstość akcji serca ma znaczący wpływ na kurczliwość lewej komory serca, tak że wzrost częstości akcji serca jest głównym mechanizmem zwiększania pojemności minutowej serca (tj. Efekt Bowditcha). Tak więc, porównując hemodynamikę między grupami eksperymentalnymi, konieczne jest posiadanie podobnego tętna. Ponadto cechą charakterystyczną wielu modeli kardiomiopatii jest zmniejszenie rezerwy skurczowej (tj. zmniejszony efekt Bowditcha). W związku z tym ważne informacje można uzyskać, określając wpływ zwiększenia częstości akcji serca na kurczliwość. Nasze i inne dane wykazały, że neuronalna syntaza tlenku azotu (NOS1) ma zmniejszoną kurczliwość. W tym miejscu opisujemy procedurę pomiaru ciśnienia/objętości lewej komory wraz ze wzrostem tętna przy użyciu modelu myszy nokautującej NOS1.

Prawidłowe wprowadzenie cewnika do lewej komory jest istotnym krokiem w celu uzyskania odpowiednich wartości ciśnienia i objętości. Na Rysunku 1, z wykorzystaniem programu LabChart Pro 7, przedstawiono zmianę kształtu i wartości fali ciśnienia w momencie przemieszczania się cewnika z tętnicy do komory.
Po prawidłowym wprowadzeniu cewnika do lewej komory, uzyskane wartości ciśnienia (P) i objętości (V) zostaną wykorzystane do wygenerowania pętli PV (przedstawionych na R...

Ten artykuł opisuje pomiar funkcji lewej komory myszy za pomocą analizy ciśnienia/objętości przy różnych częstościach akcji serca.

Cewnikowanie serca u myszy w celu pomiaru zależności objętości ciśnienia: badanie efektu Bowditcha

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pomiar kurczliwości serca in vivo przy różnych częstotliwościach pracy serca. Jest to realizowane poprzez wstępne przygotowanie myszy do cewnikowania, a następnie wprowadzenie cewnika do lewej komory poprzez tętnicę szyjną.Następnie do serca myszy podłącza się stymulator, w którym ustawia się różne częstotliwości pracy serca, a następnie rejestruje się dane. Na koniec z miejsca wprowadzenia cewnika pobiera się krew i kalibruje objętość. Ostatecznie do zbadania efektu BO wykorzystuje się analizę pętli ciśnienie-objętość.Główną zaletą tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak echokardiografia, jest to, że pomiar ciśnienia, objętości oraz rozmiaru lewej komory jest bardziej precyzyjny i dokładny w odniesieniu do skurczu, co czyni ją bardziej wnikliwą metodą pomiaru funkcji serca. Po przygotowaniu myszy do kaniulacji zgodnie z protokołem tekstowym, w przednim obszarze szyi, wykonaj za pomocą precyzyjnych nożyczek podłużne nacięcie o długości 0,8 centymetra pomiędzy dolną szczęką a mostkiem. Rozdziel skórę i tkankę łączną mięśniową, aby odsłonić tchawicę znajdującą się pod mięśniem mostkowo-obojczykowym.Następnie za pomocą zakrzywionej pęsety wzdłuż prawej strony tchawicy odsunąć tkankę tłuszczową i mięśniową, aby odsłonić prawą tętnicę szyjną. Następnie usunąć tłuszcz z tętnicy szyjnej. Jeśli na naczyniu znajdują się odgałęzienia, należy je przeciąć kauteryzatorem Bovie i wyizolować tętnicę szyjną.Za pomocą zakrzywionej pęsety odsunąć jak największą ilość tkanki spod tętnicy szyjnej. Następnie odciąć dwie nici jedwabne o długości 5 cm i grubości 6-0, a każdą z nich przeprowadzić pod tętnicą szyjną. Jedną nić umieścić w pobliżu części proksymalnej, a drugą w pobliżu części dystalnej tętnicy.Zwiąż ciasły węzeł na nici w części dystalnej, a następnie zawiąż luźny węzeł na nici w części proksymalnej. Używając małego zacisku naczyniowego, zablokuj przepływ krwi, zaciskając proksymalną część tętnicy. Odcięty obszar tętnicy wypełni się krwią.Następnie za pomocą igły o rozmiarze 26 G wykonaj niewielkie nakłucie w prawej tętnicy szyjnej pomiędzy dwiema nićmi i wprowadź cewnik do tętnicy szyjnej. Lekko zaciśnij luźny węzeł w proksymalnej części tętnicy szyjnej na cewniku, aby go ustabilizować. Zgodnie z wytycznymi zawartymi w protokole tekstowym, rozpocznij rejestrację sygnałów ciśnienia.Następnie poluzuj zacisk hemostatyczny i kontynuuj wprowadzanie cewnika do przodu, do lewej komory. Jeśli poczujesz opór, delikatnie wycofaj cewnik i spróbuj ponownie go przesunąć. Cewnik zostanie wprowadzony na głębokość około 18 mm u myszy o masie od 18 do 25 g.Należy stale monitorować temperaturę ciała, poziom znieczulenia oraz częstość oddechów. Aby zmierzyć efekt hemodynamiczny, za pomocą nożyczek wykonać nacięcie o długości jednego centymetra w obszarze przedsercia, równolegle do manubrium. Przeciąć warstwę mięśni i odsłonić przestrzeń międzyżebrową.Używając symulatora impulsów prostokątnych, ustaw następujące parametry: napięcie 2 V, czas trwania 2 ms oraz włącz tryb powtarzania. Chwyć pęsetą elektrodę ujemną i wprowadź ją przez czwartą przestrzeń międzyżebrową do obszaru wierzchołka serca. Chwytając pęsetą elektrodę dodatnią, wprowadź ją przez drugą przestrzeń międzyżebrową do obszaru prawego przedsionka serca.Włącz stymulator i zmień częstotliwość, aby stymulować serce z częstotliwością od 4 Hz do 10 Hz. Przy każdym nowym tętnie, przed rozpoczęciem zbierania danych, stymuluj serce; za pomocą nożyczek przetnij skórę i tkankę mięśniową prostopadle do manubrium w obszarze brzusznym. Otwórz entero CLIA i odsłoń wątrobę za pomocą trakcji metalowej.Przesuń rzutkę (acus caster) w stronę głowy. Następnie, używając patyczka higienicznego, delikatnie odsuń wątrobę w dół, uważając, aby nie naruszyć klatki piersiowej, co mogłoby wpłynąć na pracę serca. Za pomocą nożyczek przetnij więzadło obrzeżne wątroby, aby odsłonić nadwątrobaczną część żyły głównej dolnej (IVC), posługując się zakrzywioną pęsetą.Szybko uciśnij IVC przez pięć sekund, aby zablokować powrót krwi do prawego przedsionka; ciśnienie i objętość lewej komory spadną z powodu zmniejszonego napływu krwi do serca art. Aby skalibrować objętość za pomocą wstrzykiwania dootrzewnowego, podaj myszy 0,1 milliliters roztworu heparyny w stężeniu 1 do 5 000. Usuń cewnik z tętnicy szyjnej.Heparynowana krew zacznie wyciekać z otworu, w którym wprowadzono cewnik. Za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml należy zebrać tę krew do kalibracji objętości. Należy napełnić każde wgłębienie w kuwecie kalibracyjnej.Po uśmierceniu myszy zgodnie z protokołem tekstowym, odpowiednio ustaw cewnik i uzyskaj stabilną wartość jednostki objętości względnej (RVU). Wykorzystaj różne objętości standardowe i wartości RVU z każdej studni w celu wygenerowania krzywej wzorcowej. Jak pokazano na tej rycinie, kształt i wartość fali ciśnienia zmieniają się w miarę przesuwania się wprowadzonego cewnika z tętnicy do komory.Po prawidłowym wprowadzeniu cewnika do lewej komory, uzyskane wartości ciśnienia p i objętości V służą do generowania pętli PV, jak pokazano tutaj; wykorzystując wartości ciśnienia można badać mechanizmy zmieniające kurczliwość. W tym przykładzie zwiększenie częstości akcji serca z 300 do 600 uderzeń na minutę spowodowało wzrost ciśnienia w LV z 80 do 100 mmHg, podczas gdy rozkurczowe i skurczowe objętości LV uległy zmniejszeniu. Na tej rysunku przedstawiono zależność maksymalnej i minimalnej szybkości narastania ciśnienia dP/dt w myszach WT oraz z nokautem OS1; myszy OS1 wykazują obniżoną maksymalną i minimalną szybkość narastania ciśnienia w porównaniu z myszami typu dzikiego.W związku z tym znokautowanie NOS1 prowadzi do zmniejszenia efektu boat. Wreszcie, jak widać tutaj, analizowana jest kurczliwość niezależna od obciążenia przy użyciu obliczonych wartości dla N systolic ELASTINS oraz PRSW u myszy WT i myszy z nokautem NOS1. Dane te sugerują, że myszy z nokautem NOS1 wykazują zmniejszoną kurczliwość w porównaniu z myszami WT.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać solidną wiedzę na temat tego, jak dokonywać dokładnych pomiarów kurczliwości serca in vivo, a tym samym oceniać funkcję serca przy różnych częstotliwościach rytmu serca.

cardiac-catheterization-mice-to-measure-pressure-volume-relationship

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Kateteryzacji serca u myszy w celu zmierzenia relacji ciśnienie-objętość: Badanie efektu Bowditcha

8-kanałowy system CODA do wysokoprzepustowego nieinwazyjnego pomiaru ciśnienia tętniczego pozwala na jednoczesny pomiar ciśnienia krwi u maksymalnie 8 myszy lub szczurów. Ten system z mankietem ogonowym wykorzystuje metodę Volume Pressure Recording (VPR) do pomiaru ciśnienia krwi poprzez wyznaczanie objętości krwi w ogonie.

Pomiar ciśnienia tętniczego u myszy z wykorzystaniem rejestracji objętościowo-ciśnieniowej metodą mankietu ogonowego

Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy.  Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.

Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy

Niewydolność serca jest główną przyczyną hospitalizacji i główną przyczyną śmiertelności. Model trwałego podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy stosuje się do badania przebudowy komór i dysfunkcji serca po zawale mięśnia sercowego. Przedstawiono technikę inwazyjnych pomiarów hemodynamicznych u myszy.

Trwałe podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej u myszy: model przebudowy po zawale mięśnia sercowego i niewydolności serca

Analiza pętli ciśnienia i objętości serca jest najbardziej wszechstronnym sposobem pomiaru funkcji serca w nienaruszonym sercu. Opisujemy technikę wykonywania i analizy pętli objętościowych ciśnienia w sercu przy użyciu cewników konduktancyjnych.

Analiza pętli ciśnienie-objętość serca za pomocą cewników konduktancyjnych u myszy

Ten rękopis opisuje szczegółowy protokół zbierania danych o ciśnieniu i objętości z myszy.

Pomiar pętli głośności ciśnienia w myszy

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzenia inwazyjnej oceny hemodynamicznej prawej komory i tętnicy płucnej u myszy przy użyciu metody chirurgicznej na otwartej klatce piersiowej.

Inwazyjna ocena hemodynamiczna układu prawej komory i tętniczego nadciśnienia płucnego wywołanego niedotlenieniem u myszy

Prezentowany tutaj jest protokół oceny dwukomorowej funkcji serca u myszy poprzez generowanie pętli ciśnienie-objętość (PV) z prawej i lewej komory u tego samego zwierzęcia za pomocą zamkniętego cewnikowania klatki piersiowej. Nacisk kładziony jest na techniczny aspekt chirurgii i pozyskiwania danych.

Dwukomorowa ocena czynności serca i pętli ciśnienie-objętość za pomocą cewnikowania w zamkniętej klatce piersiowej u myszy

Tutaj opisujemy analizę pętli ciśnienia i objętości serca pod wpływem rosnących dawek dożylnie podawanego izoproterenolu w celu określenia wewnętrznej funkcji serca i rezerwy β-adrenergicznej u myszy. Do pomiarów pętli ciśnienie-objętość stosujemy zmodyfikowane podejście z otwartą klatką piersiową, w którym uwzględniamy wentylację z dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym.

Odpowiedź serca na stymulację β-adrenergiczną określona na podstawie analizy pętli ciśnienie-objętość

Obecny protokół opisuje uzyskanie zależności ciśnienie-objętość poprzez stymulację przezprzełykową, co służy jako cenne narzędzie do oceny funkcji rozkurczowej w mysich modelach niewydolności serca.

Kontrolowana stymulacja procedura oceny funkcji rozkurczowych zależnych od częstości akcji serca w modelach mysiej niewydolności serca

Ten protokół opisuje metodę pomiaru ciśnienia i objętości lewej komory za pomocą techniki przewodności ciśnienie-objętość. Metoda ta umożliwia ciągłe monitorowanie w czasie rzeczywistym wpływu leków na serce.

Wykrywanie w czasie rzeczywistym wpływu kwasu ferulowego na lewą komorę szczura za pomocą cewnika konduktometrycznego ciśnienie-objętość

Poznaj metodę cewnikowania serca u myszy do pomiaru zależności objętości ciśnienia i badania efektu Bowditcha. Technika ta umożliwia precyzyjną ocenę kurczliwości mięśnia sercowego in vivo.

Cewnikowanie serca u myszy w celu pomiaru zależności objętości ciśnienia: badanie efektu Bowditcha

Przeglądaj więcej filmów