Name: Barwienie owadów do testów behawioralnych: zachowanie godowe znieczulonych Drosophila (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 13 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę barwienia Drosophila barwnikiem spożywczym do identyfikacji w eksperymentach behawioralnych. Technika ta pozwala oznaczać osobniki bez wpływu na zachowania godowe.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Alexowi Hitchenowi i Meg Booth za pomoc w próbach krycia. Prace te były wspierane przez grant NERC NE/H015604/1 dla TP.

1. Przygotowanie pokarmu dla much z barwnikiem spożywczym
<ol>
	<li>Weź standardową fiolkę z lekiem Drosophila z około 20 ml pokarmu na dnie (ryc. 1). Skorzystaj z poniższego przepisu na mieszanie żywności przy użyciu 1 l wrzącej wody: 10 g agaru, 85 g dekstrozy, 60 g mąki kukurydzianej, 40 g drożdży i mieszaj przez 5 minut gotowania na wolnym ogniu. Dodać 25 ml 10% nipagenu, gdy mieszanina ostygnie do temperatury 75 °C.</li>
	<li>Po ostygnięciu i zestaleniu się pokarmu dodać dwie krople (około 0,5 - 1 ml) niebieskiego barwnika spożywczego na wierzch karmy i rozprowadzić na całej powierzchni fiolki (Rysunek 1). Jeśli wolisz, użyj barwnika w innym kolorze.</li>
	<li>Pozostaw żywność na dwa dni w lodówce, aby barwnik został wchłonięty przez wierzchnią warstwę żywności; pozwoli to uniknąć nadmiernej wilgoci uszkadzającej muchy w okresie dojrzewania. Dodaj mały kawałek bibuły, jeśli nadmierna wilgoć nadal stanowi problem, aby usunąć dodatkową wilgoć, a następnie ją usuń.</li>
	<li>Przenieś muchy na pokarm pojedynczo lub w grupach. 
	Uwaga: Muchy ulegną zabarwieniu jelit w ciągu 1 dnia od umieszczenia na pokarmie. Alternatywnie, w pełni dojrzałe muchy na farbowanym pokarmie przed eksperymentem (nie zaobserwowano zwiększonej śmiertelności w okresie dojrzewania w wyniku ekspozycji na barwnik spożywczy).</li>
	<li>Sprawdź, czy farbowane muchy można łatwo odróżnić od much niefarbowanych. Jeśli nie można ich odróżnić, powtórz kroki 1.1 - 1.4, używając albo wyższego stężenia barwnika, albo innego barwnika.</li>
</ol>
2. Dwie próby krycia samców przy użyciu barwników spożywczych
<ol>
	<li>W celu uzyskania potomstwa należy ustawić wiele fiolek zawierających pary samic i samców much (odpowiednie są również małe grupy samców i samic, należy jednak uważać, aby uniknąć stłoczenia larw). Pozwól samicom złożyć jaja i przenieś muchy do nowych fiolek co 5-7 dni. Przechowywać fiolki w temperaturze odpowiedniej dla danego gatunku (22 °C dla D. pseudoobscura i D. subobscura oraz 25 °C dla D. melanogaster).</li>
	<li>Przed zebraniem eksperymentalnych muszek należy usunąć wszystkie muchy z fiolek do pobierania o określonej porze przed zebraniem samców i samic, aby upewnić się, że będą dziewicami (D. melanogaster – 6 godzin w 25 °C, D. pseudoobscura – 18 godzin w 22 °C i D. subobscura – 24 godziny w 22 °C). 
	Uwaga: Jeśli muchy nie są dziewicze, wpłynie to na ich zachowanie w próbach godowych15.
	<ol>
		<li>Przechowywać i dojrzewać samca pojedynczo w standardowych plastikowych fiolkach o wymiarach 75 x 20 mm (zawierających ~ 20 ml karmy). Pozwala to uniknąć negatywnego wpływu na zachowania godowe i sprawność samców obserwowanych u niektórych gatunków, gdy samce są trzymane w grupach16.</li>
		<li>Poddaj połowę samców pożądanemu leczeniu (w tym przypadku znieczulenieCO2). Użyj maty CO2 lub kranu, aby wystawić muchy na wymagany czas. Przechowuj połowę samców w każdym zabiegu na kolorowym pokarmie, aż dojdzie do krycia. To sprawi, że będą one wizualnie odróżnialne podczas prób godowych.</li>
		<li>Do przenoszenia much użyj aspiratora17. Oznaczyć każdą fiolkę, aby zidentyfikować zarówno leczenie, jak i stan koloru samca. Tutaj należy zastosować cztery zabiegi (znieczulenie, bezbarwne = G-NC, znieczulenie, kolorowe = G-C, bez znieczulenia, bezbarwne, NG-NC i bez znieczulenia, kolorowe, NG-C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przenieś nowo pojawiające się samice do fiolek ze świeżą żywnością, aby dojrzały jako grupy po 10 osób.</li>
	<li>Pozwól muchom dojrzeć do wieku godowego (D. melanogaster – 3 dni, D. pseudoobscura – 5 dni, D. subobscura – 7 dni18. Muchy należy przechowywać w temperaturze odpowiedniej dla badanego gatunku (np. 22 °C dla D. pseudoobscura i D. subobscura oraz 25 °C dla D. melanogaster).</li>
	<li>Przenieść samice do pojedynczych fiolek (zawierających ~ 20 ml pokarmu) na 1 dzień przed próbą krycia w celu aklimatyzacji do fiolki kryjącej. Oznaczyć te fiolki tak, aby można było je rozróżnić. Należy uważać, aby zaślepić eksperyment za pomocą neutralnego oznakowania (np. 1 - 150), aby nie było możliwe odgadnięcie tożsamości much w żadnej fiolce. 
	Uwaga: Osoba, która umieści muchy w każdej fiolce, będzie musiała znać tożsamość much umieszczonych w każdej fiolce, ponieważ zauważy, które leczenie było barwione. Jednak obserwator, który obserwuje krycie, nie powinien znać ich tożsamości. Aby to zrobić, potrzebnych będzie co najmniej dwóch eksperymentatorów, jeden do przygotowania i jeden do obserwacji.</li>
	<li>Próby godowe należy rozpocząć między godziną 10 a 12 rano lub w czasie, który zbiega się z zapaleniem się światła w cyklu światło/ciemność, na który narażone są muchy ("świt" dla much). Dodać dwa samce much do każdej fiolki godowej (zawierającej pojedynczą samicę muchy) za pomocą aspiratora. Upewnij się, że dwa samce pochodzą z różnych metod leczenia (znieczulenie lub kontrola) i że jeden z nich ma barwienie jelit, aby umożliwić odróżnienie ich od siebie, i zwróć uwagę, który samiec jest zabarwiony.</li>
	<li>Jeśli dojdzie do kopulacji, zapisz status samca, który łączy się w pary (ubarwiony lub nieubarwiony). Jeśli próby trwają 2 godziny, załóżmy, że samica nie będzie się kojarzyć. 
	Uwaga: 2 godziny są odpowiednie dla tych gatunków, ale inne Drosophila mogą potrzebować więcej lub mniej czasu.</li>
</ol>
3. Próby krycia pojedynczych samców
<ol>
	<li>W przypadku badań z udziałem pojedynczych mężczyzn należy powtórzyć Protokół 2 z dwiema zmianami:
	<ol>
		<li>W kroku 2.3 nie trzymaj samców na kolorowych pokarmach.</li>
		<li>W kroku 2.7 dodać tylko jednego samca do każdej fiolki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W kroku 2.8 zapisz czas dodania muchy do fiolki, czas rozpoczęcia krycia i czas zakończenia krycia. Na podstawie tych wartości oblicz powodzenie krycia, opóźnienie i czas trwania.</li>
</ol>
4. Analiza danych
<ol>
	<li>Użyj odpowiedniego pakietu statystyk do analizy. Jeśli dane są normalne i obejmują tylko dwa zabiegi, należy użyć testów t lub równoważnego uogólnionego modelu liniowego (GLM). W przypadku dwóch eksperymentów męskich użyj testów dwumianowych lub dwumianowego GLM, które są dostępne w dowolnym pakiecie podstawowych statystyk. 
	Uwaga: W przypadku danych przykładowych wszystkie analizy zostały przeprowadzone w wersji R 3.0.319.</li>
	<li>Sprawdź dane dotyczące opóźnienia krycia i czasu trwania krycia pod kątem normalności, wykreślając histogramy częstotliwości opóźnienia i czasu trwania dla każdego leczenia20 i używając testu normalności, takiego jak Shapiro-Wilk. Jeśli nie jest to normalne, przekształć go lub użyj nieparametrycznych równoważnych statystyk20. 
	Uwaga: Dla przykładu dane z eksperymentów z pojedynczym samcem transformacja logarytmiczna spełniała wymagania normalności i równych wariancji.</li>
	<li>Jeśli dane można znormalizować, użyj testów t, aby zbadać różnice między opóźnieniem i czasem trwania krycia w próbach krycia z pojedynczym samcem przy użyciu dwóch zabiegów21. Jeśli stosuje się wiele zabiegów, wypróbuj analizę wariancji (ANOVA)20. Jeśli danych nie można znormalizować, spróbuj przeprowadzić równoważne testy nieparametryczne21.</li>
	<li>Użyj testów dwumianowych, aby sprawdzić wpływ barwnika spożywczego lub znieczulenia CO2 na sukces kryty rywalizujących samców20. Jeśli stosuje się wiele zabiegów, tak jak ma to miejsce w przypadku przykładowych danych, należy użyć OML ze strukturą błędu dwumianowego21.</li>
	<li>W przypadku dwóch prób męskich w przykładowych danych należy użyć OML ze strukturami błędów dwumianowych. W jednym z GLM zbadano kolor jako zmienną odpowiedzi (kolorowy = 0 i niekolorowy = 1) z gatunkami, statusem gazu i traktowaniem gazu jako zmiennymi objaśniającymi. W jednym z GLM badano CO2 jako zmienną reakcyjną (zagazowany = 0 i niezagazowany = 1) z dopasowanym gatunkiem, kolorem i traktowaniem gazem. W każdym przypadku należy utworzyć model maksymalny i przeprowadzić uproszczenie modelu w oparciu o AIC20.</li>
</ol>

<ol><li>Parker, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sperm+competition+and+its+consequences+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Sperm competition and its consequences in insects.</a> Biological Reviews. 45, 525-567 (1970).</li>
<li>Hosken, D. J., Stockley, P., Tregenza, T., Wedell, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monogamy+and+the+battle+of+the+sexes%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Monogamy and the battle of the sexes.</a> Annual Review of Entomology. 54, 361-378 (2009).</li>
<li>Chapman, T., Liddle, L., John, K., Wolfner, M., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Female+cost+of+mating+caused+by+males+accessory+gland+fluids%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Female cost of mating caused by males accessory gland fluids.</a> Nature. 373, 241-244 (1995).</li>
<li>Avent, T. D., Price, T. A. R., Wedell, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-based+female+preference+in+the+fruit+fly+Drosophila+pseudoobscura%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">Age-based female preference in the fruit fly Drosophila pseudoobscura.</a> Animal Behaviour. 75, 1413-1421 (2008).</li>
<li>Barron, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthetising+Drosophila.+for+behavioural+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Anaesthetising Drosophila. for behavioural studies.</a> Journal of Insect Physiology. 46, 439-442 (2000).</li>
<li>Moeers, A. O., Rundle, H. D., Whitlock, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+selection+and+bottlenecks+on+male+mating+success+in+peripheral+isolates%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Naturalist%22%5BJournal%5D)">The effects of selection and bottlenecks on male mating success in peripheral isolates.</a> The American Naturalist. 153, 437-444 (1999).</li>
<li>Ashburner, M., Thompson, J. N. The laboratory culture of Drosophila. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22The+Genetics+and+Biology+of+Drosophila%22">The Genetics and Biology of Drosophila</a>. Ashburner, M., Wright, T. R. F. 2a, Academic Press. London. 1-109 (1978).</li>
<li>Powell, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPowell%2C+J+%22Progress+and+Prospects+in+Evolutionary+Biology%3A+The+Drosophila+Model%22">Progress and Prospects in Evolutionary Biology: The Drosophila Model</a>. , Oxford University Press. Oxford. (1997).</li>
<li>Moore, A. J., Moore, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balancing+sexual+selection+through+opposing+mate+choice+and+male+competition%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Royal+Society+of+London%2C+series+B-Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Balancing sexual selection through opposing mate choice and male competition.</a> Proceedings of the Royal Society of London, series B-Biological Sciences. 266, 711-716 (1999).</li>
<li>Hollocher, H., Ting, C., Pollack, F., Wu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incipient+speciation+by+sexual+isolation+in+Drosophila+melanogaster.%3A+Variation+in+Mating+preference+and+Correlation+between+sexes%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution%22%5BJournal%5D)">Incipient speciation by sexual isolation in Drosophila melanogaster.: Variation in Mating preference and Correlation between sexes.</a> Evolution. 51, 1175-1181 (1997).</li>
<li>Perron, J. M., Huot, L., Corrivault, G. W., Chawla, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+carbon+dioxide+anaesthesia+on+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Effects of carbon dioxide anaesthesia on Drosophila melanogaster.</a> Journal of Insect Physiology. 18, 1869-1874 (1972).</li>
<li>Wu, C. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexual+isolation+in+Drosophila+melanogaster+%3A+A+possible+case+of+incipient+speciation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+academy+of+sciences%22%5BJournal%5D)">Sexual isolation in Drosophila melanogaster : A possible case of incipient speciation.</a> Proceedings of the National academy of sciences. 92, 2519-2523 (1995).</li>
<li>Melcher, C., Pankratz, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Candidate+gustatory+interneurons+modulating+feeding+behaviour+in+the+Drosophila+brain%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Candidate gustatory interneurons modulating feeding behaviour in the Drosophila brain.</a> PLoS Biology. 3, e305(2005).</li>
<li>Kalaw, V., Drapeau, M. D., Long, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+food+coloring+on+longevity+and+viability+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Dros.+Inf.+Serv%22%5BJournal%5D)">Effects of food coloring on longevity and viability of Drosophila melanogaster.</a> Dros. Inf. Serv. 85, 128-129 (2002).</li>
<li>Friberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+perception+of+female+mating+status%3A+its+effect+on+copulation+duration%2C+sperm+defence+and+female+fitness%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">Male perception of female mating status: its effect on copulation duration, sperm defence and female fitness.</a> Animal Behaviour. 72, 1259-1268 (2006).</li>
<li>Lizé, A., Price, T. A. R., Heys, C., Lewis, Z., Hurst, G. D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extreme+cost+of+rivalry+in+a+monandrous+species+male+%E2%88%92+male+interactions+result+in+failure+to+acquire+mates+and+reduced+longevity%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Royal+Society+of+London%2C+series+B-Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Extreme cost of rivalry in a monandrous species male − male interactions result in failure to acquire mates and reduced longevity.</a> Proceedings of the Royal Society of London, series B-Biological Sciences. 281, 20140631(2014).</li>
<li>Yeh, S. -D., Chan, C., Ranz, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+differences+in+sperm+competitive+ability+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessing differences in sperm competitive ability in Drosophila.</a> Journal of Visualized Experiments. (78), e50547(2013).</li>
<li>Holman, L., Freckleton, R. P., Snook, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+use+is+an+infertile+sperm%3F+A+comparative+study+of+sperm-heteromorphic+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution%22%5BJournal%5D)">What use is an infertile sperm? A comparative study of sperm-heteromorphic Drosophila.</a> Evolution. 62, 374-385 (2008).</li>
<li>R: A Language and Environment for Statistical Computing. , R Foundation for Statistical Computing. (2011).</li>
<li>Crawley, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCrawley%2C+MJ+%22Statistics%3A+An+introduction+using+R%22">Statistics: An introduction using R</a>. , Wiley-Blackwell. Oxford, UK. (2005).</li>
<li>Dytham, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDytham%2C+C+%22Choosing+and+Using+Statistics%3A+A+Biologist%27s+Guide%22">Choosing and Using Statistics: A Biologist's Guide</a>. , Wiley-Blackwell, Oxford, UK. (2010).</li>
<li>Kaiser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+anaesthesia+by+carbon+dioxide+on+hatching+time+and+weight+at+eclosion+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Drosophila+Information+Service%22%5BJournal%5D)">Influence of anaesthesia by carbon dioxide on hatching time and weight at eclosion in Drosophila melanogaster.</a> Drosophila Information Service. 76, 92-93 (1995).</li>
<li>Rera, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+longevity+and+tissue+homeostasis+by+the+Drosophila.+PGC-1+homolog%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Modulation of longevity and tissue homeostasis by the Drosophila. PGC-1 homolog.</a> Cell Metabolism. 14, 623-634 (2011).</li>
<li>Crumpacker, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+micronized+fluorescent+dusts+to+mark+adult+Drosophila+pseudoobscura%5BTitle%5D)+AND+%22American+Midland+Naturalist%22%5BJournal%5D)">The use of micronized fluorescent dusts to mark adult Drosophila pseudoobscura.</a> American Midland Naturalist. 91, 118-129 (1974).</li>
<li>Jallon, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+few+chemical+words+exchanged+by+Drosophila+during+courtship+and+mating%5BTitle%5D)+AND+%22Behaviour+genetics%22%5BJournal%5D)">A few chemical words exchanged by Drosophila during courtship and mating.</a> Behaviour genetics. 14, 441-478 (1984).</li>
<li>Liimatainen, J. O., Jallon, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+cuticular+hydrocarbons+and+their+effect+on+courtship+in+Drosophila+virilis+and+D.+lummei%5BTitle%5D)+AND+%22Behaviour+Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of cuticular hydrocarbons and their effect on courtship in Drosophila virilis and D. lummei.</a> Behaviour Genetics. 37, 713-725 (2007).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Dane te pokazują, że wpływ znieczulenia CO2 jest niespójny między gatunkami, przy czym dwa z trzech gatunków wykazują niewielki wpływ. Nasze wyniki sugerują, że znakowanie barwnikiem spożywczym miało mniejszy wpływ na sukces krytkowy samców niż znieczulenie CO2 w przypadku D. melanogaster. Eksperymenty te pokazują, że barwniki spożywcze mogą być łatwo i tanio używane do oznaczania much do testów godowych z udziałem wielu samców.
Spośród trzech badanych modelowych gatunków Drosophila tylko D. melanogaster wykazał wpływ znieczulenia CO2 na wydajność krycia w sytuacji konkurencyjnej. W przeciwieństwie do tego, żaden z gatunków nie wykazał wpływu zbierania na gaz w pojedynczych próbach godowych pod względem opóźnienia krycia, w przeciwieństwie do poprzednich wyników dla D. melanogaster5. Efektem konkurencji może być zatem uwypuklenie bardziej subtelnych efektów sprawności fizycznej znieczulenia CO2 , które są wykrywalne tylko w sytuacjach, w których występuje rywalizacja między mężczyznami. Narażenie na kontakt przy wczesnym zbiorze i na jeden dzień przed badaniem ma negatywny wpływ na zdolność samców D. melanogaster do krycia. Ekspozycja na dwa dni przed badaniem nie wykazała jednak żadnego efektu. Zarówno D. pseudoobscura, jak i D. subobscura nie wykazały żadnego wpływu ekspozycji na gaz w żadnym z badań. Jednym z wyjaśnień jest to, że D. melanogaster był podatny na wczesne narażenie na CO2 , ponieważ musi być zbierany wcześniej w życiu (0 - 6 godzin) niż inne gatunki, aby zapewnić dziewicze samce. Stąd samce D. melanogaster w tym wieku mogą być bardziej wrażliwe, ponieważ naskórek muchy nadal twardnieje, w porównaniu z innymi gatunkami, które miały więcej czasu na stwardnienie naskórka. Ogólnie rzecz biorąc, potwierdza to tezę, że efekty znieczulenia CO2 są specyficzne dla gatunku i badacze powinni odpowiednio przetestować efekt u swoich gatunków docelowych. Obecnie większość prac nad wpływem znieczulenia CO2 przeprowadzono na Drosophila melanogaster5,11,22 i dlatego może nie być odpowiednie do zastosowania do innych pokrewnych gatunków.
Alternatywną nieinwazyjną metodą różnicowania much jest barwnik spożywczy. Wyniki sugerują, że zabieg ten nie miał wpływu na wszystkie badane gatunki. Jednakże, chociaż jego użycie było udane w dostarczaniu taniego i łatwo widocznego markera do rozróżniania osobników, należy zauważyć, że barwnik był łatwiejszy do odróżnienia u D. pseudoobscura i D. subobscura niż u D. melanogaster. Poprzedni autorzy używali kilku kolorów (czerwonego, zielonego i niebieskiego)4,6. Stwierdziliśmy, że niebieskie zabarwienie jest najłatwiejsze do odróżnienia u wszystkich gatunków, w szczególności D. pseudoobscura i D. subobscura. Użycie kilku kolorów potencjalnie pozwoliłoby na bardziej złożone eksperymenty z wieloma indywidualnie oznaczonymi muchami. Jednak wstępne testy różnych barwników są niezbędne, ponieważ niektóre barwniki spożywcze nie barwią much, prawdopodobnie są trawione po spożyciu. Inne barwniki mogą mieć działanie toksyczne i zmniejszać przeżywalność much i należy ich unikać14). Alternatywne metody barwienia żywności przy użyciu droższych barwników zostały również wykorzystane do zbadania integralności jelit pod kątem D. melanogaster23. Mogą one stanowić alternatywną, choć droższą, metodę barwienia23.
Metoda barwienia jest tak szybka, jak przycinanie skrzydeł CO2 , ponieważ muchy mogą być przechowywane na farbowanej żywności ze zbioru. Pobieranie pokarmu było szybkie (~ 3 godziny), więc przechowywanie O/N na kolorowym pokarmie byłoby również wystarczające do znakowania much, jak to było stosowane w innych badaniach6. Jednak czas trwania koloryzacji jest stosunkowo krótki (~ 4 - 5 godzin) w porównaniu z przycinaniem skrzydeł (na stałe) lub fluorescencyjnym znakowaniem pyłem (10 - 12 dni)24. Ponieważ gatunki Drosophila różnią się wyglądem, różne barwniki będą mniej lub bardziej skuteczne dla różnych gatunków, a ponieważ niektóre szczepy (np. mutanty knock-out) mogą być podatne na zmiany w diecie, każde użycie barwnika wymaga wstępnego testu jego skuteczności, zwłaszcza jeśli długotrwałe narażenie na barwniki może być toksyczne14. W przeciwieństwie do badania Kalaw i wsp.14, nie stwierdziliśmy znaczącej śmiertelności po przechowywaniu przez wiele dni na kolorowych pokarmach dla D. melanogaster (3 dni), D. pseudoobscura (5 dni) lub D. subobscura (7 dni), prawdopodobnie ze względu na różnicę w użytym barwniku.
Kluczowym krokiem dla pomyślnego zastosowania techniki barwienia jest krok 1.5, sprawdzający, czy wybrany barwnik dobrze współpracuje z użytym gatunkiem i szczepem. Alternatywna technika polega na nałożeniu kolorowego pyłu na zewnętrzną stronę muchy przed użyciem w eksperymentach terenowych24. Metoda ta została wykorzystana do śledzenia osobników w terenie ze względu na czas znakowania i łatwość masowego znakowania much24. Chociaż nie przetestowaliśmy wyraźnie tej metody w próbach godowych, ważne byłoby zbadanie wszelkich wpływów, jakie pył może mieć na zmysły ważne w kojarzeniu, szczególnie u Drosophila25, 26. Jednak u gatunków, u których barwienie jelit nie jest możliwe, metody te mogą być odpowiednie.
Podsumowując, stwierdziliśmy, że u dwóch z trzech badanych gatunków (D. pseudoobscura i D. subobscura) nie stwierdzono wpływu ani znieczulenia CO2 , ani barwnika spożywczego na zdolność samców do krycia. W przypadku D. melanogaster wykryto negatywny wpływ znieczuleniaCO2 , ale barwienie żywności nie wpłynęło na sukces godowy tego gatunku. Ogólnie rzecz biorąc, metoda barwnikowa zapewnia prostą i tanią nieinwazyjną metodę identyfikacji poszczególnych Drosophila , która jest równoważna lub lepsza niż metody wymagające znieczuleniaCO2 . Jest prawdopodobne, że ta metoda będzie działać w przypadku wielu gatunków.

W ciągu ostatnich kilku dekad wzrosło zainteresowanie tym, jak dobór płciowy i rywalizacja między samcami wpływają na ewolucję1,2. Eksperymenty nad zachowaniami godowymi odegrały ważną rolę w rozwoju i testowaniu teorii doboru płciowego3,4. W szczególności badania z wykorzystaniem gatunków z rodzaju Drosophila w znacznym stopniu przyczyniły się do zrozumienia doboru płciowego i zachowań. Ważne jest jednak zbadanie, czy powszechnie stosowane techniki mogą sztucznie zniekształcać wyniki standardowych eksperymentów kryjowych5,6.
Znieczulenie jest często używane do obsługi i identyfikacji w eksperymentach7. Na przykład muchy są powszechnie zbierane przed kryciem lub sortowane według genotypów lub eksperymentalnych zabiegów z użyciem znieczulenia dwutlenkiem węgla (CO2 ). W eksperymentach, w których konieczne jest rozróżnienie dwóch lub więcej osobników, powszechną praktyką jest znieczulanie muszek i odcinanie części skrzydła w celu zidentyfikowania każdej osoby lub grupy leczonej5,8. Ważne jest jednak, aby zrozumieć, w jaki sposób leczenie CO2 wpłynie na zachowanie. Wpływ znieczulenia CO2 badano u Drosophilamelanogaster, w którym samce narażone na CO2 potrzebowały znacznie więcej czasu na kopulację i ogólnie miały niższy sukces krytkowy niż samce nieznieczulone lub samce znieczulone przy użyciu ekspozycji na zimno5. Efekt ten zaobserwowano zarówno po zastosowaniu znieczulenia w dniu eksperymentu, jak i po tym, jak muchom dano jeden dzień na wyzdrowienie. Jednak badanie to było ograniczone tylko do badań, w których jednemu mężczyźnie przedstawiono każdą samicę5. Bardziej realistycznym scenariuszem jest spotkanie samicy z wieloma samcami9,10, co pozwala na rywalizację między samcami, co może pozwolić na wykrycie bardziej subtelnych strat męskiej sprawności z powodu znieczulenia. Stwierdzono również, że stosowanie znieczulenia CO2 zmniejsza płodność i długowieczność dorosłych D. melanogaster, gdy są one narażone wkrótce po eklozji, co jest powszechne w przypadku zbierania dziewiczych much11.
Alternatywą dla znieczulenia CO2 jest znakowanie much poprzez karmienie ich jedzeniem zabarwionym barwnikiem4,6,10,12,13. Barwnik ten dostaje się do jelit muchy i jest widoczny przez brzuch, co pozwala odróżnić kolorowe muchy od much bezbarwnych lub od much oznaczonych innym kolorem. Metody różnią się pod względem sposobu ich zastosowania: dodawanie bezpośrednio do żywności12, za pomocą barwionej dodatkowej pasty drożdżowej6 lub poprzez wystawienie na działanie nowego barwionego substratu spożywczego13. Wydaje się, że te techniki znakowania nie mają wpływu na wydajność krycia4,6. Jednak w artykule bezpośrednio badającym wpływ tego samego barwnika spożywczego na dorosłe osobniki D. melanogaster stwierdzono silne skrócenie długości życia14. Wcześniejsze prace koncentrowały się prawie wyłącznie na D. melanogaster, zarówno w odniesieniu do skutków znieczulenia CO2 5,11, jak i metod barwienia żywności14. Obecnie niewiele jest informacji na temat tego, jak znieczulenie CO2 lub stosowanie barwienia jelit wpływa na zachowania godowe innych Drosophila.
Poniższe badanie ocenia wpływ znieczulenia CO2 na zachowania godowe trzech gatunków Drosophila (D. melanogaster, D. pseudoobscura i D. subobscura). Wpływ zbierania much na CO2 badano zarówno w próbach krycia pojedynczego, jak i dwóch samców. Stwierdzono również, że wpływ CO2 różni się u D. melanogaster5i dlatego przetestowano różne okresy latencji między ekspozycją na CO2 a kryciem. Alternatywna metoda znakowania do znieczulenia i obcinania skrzydeł: oceniane jest również użycie barwników spożywczych do barwienia much.

<table><tbody><tr><td>Rurka plastikowa</td><td>Fisher Scientific</td><td>TWT-200-061G</td><td>Inne rurki mogą być odpowiednie, jednak muszą zmieścić się w końcówce do pipety o pojemności 1 ml.</td></tr><tr><td>Drobna siatka</td><td>Odpowiednia jest każda pasmanteryjna</td><td></td> <td>siatka kurtynowa</td></tr> 1 <tr><td>ml</td><td>VWR</td><td>83007-376</td><td>Odpowiednie będą różne marki końcówek do pipet</td></tr><tr><td>Fiolki plastikowe</td><td>Sarstedt</td><td>58.49</td><td>Można również użyć większych fiolek lub butelek.</td></tr><tr><td>Kulki bawełniane</td><td>Lewis Medical Solutions</td><td>28170</td><td>Rozmiar bawełny będzie się różnić w zależności od wielkości użytych fiolek</td></tr><tr><td>Niebieski barwnik spożywczy</td><td>Thesugarcraftcompany-Inne</td><td></td> <td>kolory barwników i marki mogą mieć różne wyniki.</td></tr><tr><td>CO2 Zbiornik</td><td>BOC</td><td>BOC 40VK</td><td></td></tr><tr><td>Markery Sharpie</td><td>Steadtler</td><td>Lumocolor 313 S</td><td>Można stosować różne kolory, ale Lumocolor S daje doskonałe połączenie trwałości i delikatności</td></tr><tr><td>Stoper</td><td>Salter</td><td>SL3920</td><td>Każdy stoper z dobrym wyświetlaczem cyfrowym byłby w porządku</td></tr></tbody></table>

barwienie owadów do testów behawioralnych: zachowanie godowe znieczulonych drosophila

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Eksperymenty godowe z użyciem Drosophila znacznie przyczyniły się do zrozumienia doboru płciowego i zachowania. Eksperymenty często wymagają prostych, łatwych i tanich metod rozróżniania osób w badaniu. Standardową techniką w tym celu jest znieczulenie CO2 , a następnie etykietowanie lub obcinanie skrzydeł każdej muchy. Jest to jednak inwazyjne i wykazano, że wpływa na zachowanie. Inne techniki wykorzystywały ubarwienie do identyfikacji much. W artykule przedstawiono prostą i nieinwazyjną metodę znakowania Drosophila, która pozwala na ich indywidualną identyfikację w ramach eksperymentów, przy użyciu barwników spożywczych. Ta metoda jest stosowana w próbach, w których dwa samce rywalizują o kojarzenie się z samicą. Barwienie pozwoliło na szybką i łatwą identyfikację. Istniała jednak pewna różnica w sile wybarwienia u trzech badanych gatunków. Przedstawiono dane pokazujące, że barwnik ma mniejszy wpływ na zachowania godowe niż CO2 u Drosophila melanogaster. Wykazano, że wpływ znieczulenia CO2 zależy od gatunku Drosophila, przy czym D. pseudoobscura i D. subobscura nie wykazują wpływu, podczas gdy samce D. melanogaster miały mniejszy sukces godowy. Przedstawiona metoda barwienia ma zastosowanie w szerokim zakresie projektów eksperymentalnych.

Dwie próby kojarzenia samców – Wpływ anestezji CO2 na zachowanie kopulacyjne
Najlepszy model wyjaśniający zmienność efektu znieczulenia CO2 uwzględniał gatunki jako czynnik (przy czym D. pseudoobscura i D. subobscura zostały połączone, ponieważ nie wykazano między nimi różnic). W przypadku D. pseudoobscura i D. subobscura nie odnotowano istotnego wpływu znieczulenia CO2 na sukces kopulacyjny w dwóch próbach z samcami (Z1,589 = 0.087, P = 0.931). W przypadku D. melanogaster samce poddane znieczuleniu CO2 wykazały istotnie niższy sukces kopulacyjny (Z1,589 = 2.467, P = 0.014). Stwierdzono również istotną interakcję między gatunkiem a zabiegiem (χ21,589 = 6.83, P = 0.009), przy czym silniejszy efekt zaobserwowano, gdy D. melanogaster poddano działaniu gazu podczas odłowu lub 1 dzień przed próbami (Tabela 1). Jednakże samce D. melanogaster poddane działaniu CO2 na dwa dni przed próbą eksperymentalną nie wykazały wpływu CO2.
Dwie próby kopulacji samców – Wpływ zabarwienia jelit na zachowanie kopulacyjne
Uproszczenie modelu nie wykazało istotnego wpływu barwnika spożywczego dla żadnego z trzech gatunków (P &gt; 0,1). Uwzględnienie w analizie rodzaju zabiegu lub statusu gazowego również nie przyniosło istotnych wyników (P &gt; 0,1). Proporcje udanych kopulacji dla much zabarwionych w poszczególnych grupach zabiegowych przedstawiono w Tabeli 2. Różnicę w zabarwieniu much utrzymywanych na pożywce z barwnikiem i bez niego można zobaczyć na Rysunku 1. Intensywność zabarwienia pokarmowego w jelitach była większa u D. pseudoobscura i D. subobscura niż u D. melanogaster.
Pojedyncze próby kojarzenia – wpływ zastosowania anestezji CO2 na zachowanie kopulacyjne
Nie stwierdzono różnic w czasie utajenia kopulacji u żadnego z trzech gatunków w przypadku zastosowania anestezji CO2 podczas odłowu świeżo przepoczwarzonych osobników dorosłych. W przypadku D. subobscura odnotowano wpływ na czas trwania kopulacji, gdy owady były poddane działaniu CO2 na dwa dni przed próbami kopulacyjnymi (Ryciny 2 i 3; Tabela 2).
<img alt="Eksperyment genetyczny na Drosophila; dwie probówki z larwami, dorosłe muszki owocowe wykazujące wariacje fenotypowe." src="/files/ftp_upload/52645/52645fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Fotografia przedstawiająca fiolki z kolorową i niekolorową pożywką dla muszek (A) oraz intensywność zabarwienia jelit u samców D. subobscura (B).
<img alt="Wykres słupkowy porównujący dane czasowe dla gatunków Drosophila z słupkami błędów; analiza statystyczna." src="/files/ftp_upload/52645/52645fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Średnie i 95% przedziały ufności dla czasu opóźnienia kopulacji dla trzech badanych gatunków w próbach z pojedynczymi samcami, gdy samce były znieczulone (jasne słupki) lub nie były znieczulone (ciemne słupki), będąc zbieranymi jako dziewice przed dojrzałością płciową.
<img alt="Wykres słupkowy porównujący czas w sekundach dla gatunków Drosophila; zawiera słupki błędów wskazujące zmienność." src="/files/ftp_upload/52645/52645fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Średnie wartości oraz 95% przedziały ufności dla czasu trwania kopulacji w przypadku trzech badanych gatunków w próbach z pojedynczymi samcami, gdy samce były znieczulone (jasne słupki) lub nie były znieczulone (ciemne słupki), przy zbieraniu osobników dziewiczych przed osiągnięciem dojrzałości płciowej.
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Leczenie</td>
			<td>Gatunki</td>
			<td>Liczba prób</td>
			<td>Liczba much zafarbowanych, które kopulowały</td>
			<td>wartość p</td>
			<td>Liczba much poddanych działaniu gazu, które kopulowały</td>
			<td>wartość p</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="3">Kolekcja dotycząca tlenku węgla (CO)2</td>
			<td>D. mel</td>
			<td>73</td>
			<td>36</td>
			<td>1</td>
			<td>27</td>
			<td>0.0344</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D. pseu.</td>
			<td>79</td>
			<td>41</td>
			<td>0.8221</td>
			<td>44</td>
			<td>0.3682</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D. sub</td>
			<td>71</td>
			<td>40</td>
			<td>0.3425</td>
			<td>33</td>
			<td>0.6353</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="3">Narażony na CO2 18 godzin wcześniej</td>
			<td>D. mel</td>
			<td>57</td>
			<td>28</td>
			<td>1</td>
			<td>19</td>
			<td>0.0163</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D. pse</td>
			<td>65</td>
			<td>32</td>
			<td>1</td>
			<td>31</td>
			<td>0.8043</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D. sub</td>
			<td>68</td>
			<td>38</td>
			<td>0.3961</td>
			<td>35</td>
			<td>0.9036</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="3">Narażone na działanie CO2 2 dni.</td>
			<td>D. mel</td>
			<td>56</td>
			<td>19</td>
			<td>0.0222</td>
			<td>32</td>
			<td>0.3497</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D. pse</td>
			<td>70</td>
			<td>32</td>
			<td>0.5504</td>
			<td>33</td>
			<td>0.7202</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D. sub</td>
			<td>56</td>
			<td>29</td>
			<td>0.8939</td>
			<td>26</td>
			<td>0.6889</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1. Wyniki dwóch eksperymentów z wyborem samca dla wszystkich badanych gatunków i wariantów doświadczalnych.
<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody >
		<tr >
			<td >Gatunek</td>
			<td >Cecha</td>
			<td >stopnie swobody</td>
			<td >wartość t</td>
			<td >wartość p</td>
		</tr >
		<tr >
			<td rowspan="2">D. melanogaster</td>
			<td >Latencja</td>
			<td >58</td>
			<td >1.379</td>
			<td >0.174</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >Czas trwania</td>
			<td >58</td>
			<td >1.243</td>
			<td >0.221</td>
		</tr >
		<tr >
			<td rowspan="2">D. pseudoobscura</td>
			<td >Latencja</td>
			<td >109</td>
			<td >0.419</td>
			<td >0.676</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >Czas trwania</td>
			<td >109</td>
			<td >0.436</td>
			<td >0.664</td>
		</tr >
		<tr >
			<td rowspan="2">D. subobscura</td>
			<td >Latencja</td>
			<td >83</td>
			<td >0.098</td>
			<td >0.922</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >Czas trwania</td>
			<td >83</td>
			<td >1.767</td>
			<td >0.081</td>
		</tr >
	</tbody >
</table>
Tabela 2. Wyniki eksperymentów z pojedynczymi kopulacjami badających wpływ gromadzenia na znieczulenie CO2 na latencję i czas trwania kopulacji. Testy przeprowadzono na trzech gatunkach Drosophila (D. melanogaster, D. pseudoobscura oraz D. subobscura).

Ten protokół opisuje prosty, ekonomiczny sposób indywidualnej identyfikacji Drosophila lub innych owadów. Dane demonstracyjne badające sukces godowy trzech gatunków Drosophila pokazują, że metoda ta jest porównywalna lub lepsza niż zastosowanie znieczulenia CO2 .

Barwienie owadów do testów behawioralnych: zachowanie godowe znieczulonych Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zapewnienie widocznego rozróżnienia między owadami w sposób nieinwazyjny, aby umożliwić ich identyfikację w eksperymentach behawioralnych. Osiąga się to poprzez wstępne zabarwienie powierzchni standardowej pożywki dla drosophila w fiolce za pomocą kilku kropli barwnika spożywczego. Następnie do fiolki dodaje się muchy na trzy godziny, po których drosophila powinny wykazywać intensywne zabarwienie odwłoka.Można przeprowadzić eksperymenty kojarzenia, na przykład w celu zaobserwowania, czy samice uważają samce zabarwione na określony kolor za bardziej atrakcyjne. W ostateczności technika barwienia ta stanowi szybki, prosty i nieinwazyjny sposób znakowania owadów w celu łatwej identyfikacji eksperymentalnej. Główną zaletą stosowania tej techniki w porównaniu z istniejącymi metodami, takimi jak usuwanie części skrzydła muchy, jest to, że jest ona szybsza, mniej inwazyjna i z mniejszym prawdopodobieństwem wpłynie na późniejsze zachowanie.Metoda ta może być przydatna w szerokim zakresie eksperymentów, w których istotna jest identyfikacja poszczególnych osobników lub klas muszek. Jest ona również na tyle prosta, że może być wykorzystana w prostych doświadczeniach w szkołach lub na uczelniach. Technikę tę zaprezentują Rudy Verse Bo i Chloe Hayes, oboje doktoranci na Uniwersytecie w Liverpoolu. Po przygotowaniu i zestaleniu pożywki, należy dodać od 0,5 do 1 ml niebieskiego barwnika spożywczego na powierzchnię pożywki, a następnie rozprowadzić barwnik po całej powierzchni fiolki.Następnie przechowywać pożywkę w temperaturze 4 °C przez dwa dni, aby barwnik został wchłonięty przez wierzchnią warstwę pożywki. Następnie przenieść muchy na pożywkę zgodnie z wymogami eksperymentu. W ciągu jednego dnia muchy zabarwione można łatwo odróżnić od much niezabarwionych, co pozwala na przeprowadzenie prób kojarzenia z muchami zabarwionymi.Za pomocą aspiratora przenieś poszczególne dziewicze samce do standardowych plastikowych probówek o wymiarach 75 by 20 milimetrów zawierających 20 mililitrów pożywki. W przypadku przeprowadzania prób kopulacyjnych z dwoma samcami, umieść połowę samców z każdej grupy badawczej w probówkach z kolorową pożywką. Następnie przenieś nowo wyklute samice do probówek ze świeżą pożywką w grupach po 10 osobników.Następnie należy pozwolić obu płciom dojrzeć do wieku rozrodczego w temperaturze odpowiedniej dla danego gatunku. Gdy drosophila będą gotowe, poddaj samce eksperymentalne wybranej procedurze. Na przykład, pozostałe muchy należy poddać anestezji dwutlenkiem węgla, a probówki opisać w celu zidentyfikowania rodzaju zabiegu oraz statusu kolorystycznego much w dniu poprzedzającym badanie.Przenieś samice do oddzielnych fiolek zawierających 20 mililitrów pożywki, aby aklimatyzować muchy do fiolek kopulacyjnych, a następnie oznacz fiolki neutralnymi etykietami w celu przeprowadzenia badania metodą ślepej próby. Następnie dodaj jedną lub dwie samce do każdej fiolki kopulacyjnej zawierającej jedną samicę, zgodnie z potrzebami.Rozpocznij próbę kojarzenia w momencie zapalenia się świateł w inkubatorze dla dwóch prób kojarzenia samców. Upewnij się, że każdy samiec pochodzi z innej grupy badawczej i że jedna mucha wykazuje zabarwienie odwłoka. Odnotuj grupę badawczą i kolorystykę każdego samca muchy.Jeśli kopulacja nastąpi w ciągu dwóch godzin, odnotuj status dice samca, który kopuluje, w przypadku prób kopulacji z pojedynczym samcem. Zapisz czas rozpoczęcia i zakończenia kopulacji. Następnie oblicz dane dotyczące czasu utajenia sukcesu kopulacyjnego oraz czasu trwania kopulacji dla danej próby.Najlepszy model wyjaśniający zmienność efektu anestezji dwutlenkiem węgla uwzględnia gatunki jako czynnik. Na przykład, w tych reprezentatywnych eksperymentach anestezja dwutlenkiem węgla nie wywarła istotnego wpływu na sukces kopulacyjny drosophila.Muchy Pseudo obscure i drosophila sub obscure uczestniczyły w dwóch próbach z samcami drosophila melanogaster; jednakże zaobserwowano znacznie niższy sukces kopulacyjny u samców poddanych znieczuleniu dwutlenkiem węgla, przy czym efekt ten był jeszcze silniejszy, gdy drosophila melanogaster były narażone na gaz podczas zbierania lub na jeden dzień przed próbami. Nie odnotowano istotnych różnic w kopulacji u much barwionych pokarmem dla żadnego z trzech gatunków, podobnie jak w przypadku uwzględnienia zabiegu w analizie lub statusu kopulacyjnego owadów w pojedynczych próbach kopulacyjnych. Brak różnic w kopulacji.W przypadku każdego z trzech gatunków zaobserwowano opóźnienie, gdy do zbierania świeżo wyklutych osobników dorosłych stosowano znieczulenie dwutlenkiem węgla. Wpływ na czas trwania kopulacji wykazano wyłącznie u much drosophila sub obscure, gdy zostały one poddane działaniu dwutlenku węgla na dwa dni przed próbami kopulacyjnymi. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś mieć dobre wyobrażenie o tym, jak wykorzystać barwienie jelit jako nieinwazyjną technikę znakowania much podczas przeprowadzania eksperymentów.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest sprawdzenie wpływu badanego barwnika na analizowany gatunek. Niektóre barwniki mogą być toksyczne, a niektóre kolory mogą bezpośrednio wpływać na sukcesywność kopulacji. Na przykład w niektórych gatunkach czerwony barwnik spożywczy może być preferowany.W niniejszym przypadku zastosowano tę technikę barwienia w celu rozróżnienia much w konkurencyjnych próbach kojarzenia. Może ona być jednak wykorzystana również w szeregu innych eksperymentów wymagających indywidualnej identyfikacji osobników, takich jak testy oceniające agresję, obronę terytorialną, preferencje pokarmowe lub zachowania społeczne.

dyeing-insects-for-behavioral-assays-mating-behavior-anesthetized

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Barwienie owadów na potrzeby badań behawioralnych: zachowanie rozrodcze znieczulonych Drosophila

Drosophila melanogaster to genetycznie i behawioralnie podatny system modelowy, który od ponad wieku jest wykorzystywany do zrozumienia molekularnych i komórkowych podstaw wielu ważnych procesów biologicznych 1. Drosophila została szeroko wykorzystana w celu uzyskania wglądu w genetyczne podstawy zachowania much.

Metody oceny zachowania Drosophila

W tym artykule wideo opisujemy zautomatyzowany test do pomiaru wpływu głodu lub sytości na zależne od węchu zachowanie związane z poszukiwaniem pokarmu u dorosłej muszki owocowej Drosophila melanogaster.

Test pojedynczej muchy na zachowania żerowe u Drosophila

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określenia unikania osób zestresowanych. Ten paradygmat jest potężny, ale przyjazny dla użytkownika i może być wykorzystany do oceny wpływu genów i środowiska na jeden rodzaj interakcji społecznych u Drosophila melanogaster.

Prosty test do ilościowego oznaczania unikania społecznego u Drosophila melanogaster

Podczas walk muszek owocowych, obserwowane wzorce zachowań, dynamika walki oraz związane z nią uczenie się i pamięć są pod wpływem warunków eksperymentalnych. Przedstawiony tutaj protokół opisuje nowatorską procedurę, która całkowicie eliminuje obchodzenie się z muchami podczas eksperymentów. Poprawia to dynamikę walki i pozwala na tworzenie silnych efektów "przegranych".

Nowe podejście, które eliminuje postępowanie w celu badania agresji i efektu "przegranego" u Drosophila melanogaster

Ten protokół opisuje skalowalną technikę indywidualnego testowania pielęgnacji u Drosophila, która dostarcza solidnych, ilościowych danych do pomiaru zachowań związanych z uwodzeniem. Metoda opiera się na porównaniu różnicy w akumulacji barwnika na ciałach zwierząt niepielęgnowanych i pielęgnowanych w określonym czasie.

Kwantyfikacja zachowań pielęgnacyjnych Drosophila

Ten artykuł opisuje test behawioralny, który wykorzystuje popęd godowy samców u Drosophila melanogaster do badania motywacji. Korzystając z tej metody, naukowcy mogą wykorzystać zaawansowane techniki neurogenetyczne much, aby odkryć mechanizmy genetyczne, molekularne i komórkowe, które leżą u podstaw tej motywacji.

Pomiar i zmiana popędu godowego u samca Drosophila melanogaster

Pokazujemy test do analizy środowiskowych i genetycznych wskazówek, które wpływają na zachowania godowe muszki owocowej Drosophila melanogaster.

Metoda badania wpływu sygnałów środowiskowych na zachowania godowe u Drosophila melanogaster

Ten protokół opisuje, jak stworzyć prostą komorę obserwacyjną zachowania dorosłego Drosophila i jak robić zdjęcia/filmy w wysokiej rozdzielczości morfologii lub zachowania różnych typów muszek owocowych w komorze obserwacyjnej za pomocą stosunkowo prostych i niedrogich metod.

Regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych Drosophila

Zaburzenie ze spektrum autyzmu (ASD) wiąże się z zaburzeniami zachowań społecznych i komunikacyjnych oraz pojawieniem się powtarzających się zachowań. W celu zbadania wzajemnych relacji między genami ASD a deficytami behawioralnymi w modelu Drosophila, w tym artykule opisano pięć paradygmatów behawioralnych do oceny odstępów społecznych, agresji, zalotów, pielęgnacji i zachowań habituacyjnych.

Paradygmaty oceny behawioralnej w modelu zaburzenia ze spektrum autyzmu Drosophila

Protokół przedstawia wysokoprzepustową, opłacalną metodę oceny neurotoksyczności u muszki owocowej poprzez kwantyfikację dysfunkcji lokomotorycznej jako alternatywę dla tradycyjnych modeli ssaków. Ma na celu ocenę neurotoksycznego wpływu związków farmaceutycznych, czynników środowiskowych lub modyfikacji genetycznych przy użyciu czułego, powtarzalnego i etycznie korzystnego modelu.

Analiza behawioralna dysfunkcji narządu ruchu u Drosophila melanogaster jako odczyt neurotoksyczności

Ten protokół zapewnia ramy do oceny zmian zachowania wywołanych stresem u Drosophila melanogaster. Łączenie uzupełniających się testów umożliwia ilościową ocenę aktywności, eksploracji i podejmowania decyzji dla poszczególnych much. Podejście to jest elastyczne i może być dostosowane do szerokiej gamy badań dotyczących biologii stresu, metabolizmu i funkcji neurobehawioralnych.

Multimodalowe fenotypowanie behawioralne stanów przypominających depresję indukowanych stresem u Drosophila melanogaster

Poznaj nieinwazyjną metodę barwienia Drosophila barwnikiem spożywczym do identyfikacji w eksperymentach behawioralnych. Technika ta pozwala oznaczać osobniki bez wpływu na zachowania godowe.

Barwienie owadów do testów behawioralnych: zachowanie godowe znieczulonych Drosophila

Przeglądaj więcej filmów