4 grudnia 2015
Mikroreologia śledząca cząstki bada lepkosprężystość materiałów. W tym przypadku technika ta jest wykorzystywana do określania lepkosprężystości, podatności pełzania i efektywnych ról sieciowania różnych składników matrycy biofilmu bakteryjnego. Matryca składa się z substancji polimerowych wydzielanych przez bakterie, a jej składniki decydują o budowie biofilmu i właściwościach mechanicznych.
Ogólnym celem tej metodologii jest pokazanie, w jaki sposób można zmierzyć rzeczywiste właściwości logiczne w mikrodomenach heterogenicznych komórek przepływowych i statycznych biofilmów. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące ologii w dziedzinie biofilmu, takie jak to, w jaki sposób określone składniki, różne gatunki lub związki wpływają na neurologię biofilmu i testują jego reakcję na siłę fizyczną, taką jak shere. Jest to technika nieniszcząca o wysokiej rozdzielczości przestrzennej, która może być przeprowadzana przy użyciu sprzętu standardowego dla laboratoriów biologicznych.
Po przygotowaniu nocnych kultur bakteryjnych i zapasów oraz pożywki do ustawienia komórek przepływowych, zgodnie z protokołem tekstowym, podwielokrotne mikrosfery fluorescencyjne w sterylnej wodzie do probówek mikrowirówek w celu usunięcia azydku sodu, wirować probówki przez pięć minut w sterylnym środowisku, takim jak okap przepływowy, usunąć supernat i użyć jednego mililitra pożywki wzrostowej do ponownego zawieszenia mikrosfer. Następnie dodaj mikrosfery do reszty pożywki wzrostowej w celu hodowli komórek przepływowych. Skonfigurować hodowlę komórek przepływowych zgodnie z protokołem tekstowym dla statycznej konfiguracji hodowli biofilmów hodowanych w komorach mikrostudziennych, rozcieńczyć kultury nocne 100 razy w mikroprobówkach wirówkowych, dodając 10 mikrolitrów kultury przez noc do jednego mililitra wzrostu.
Podłoże zawierające mikrosfery. Następnie użyj rozcieńczonych kultur do wypełnienia komór mikrostudzienki i inkubuj w temperaturze 37 stopni Celsjusza w warunkach statycznych. W trzecim i piątym dniu należy wyłączyć przepływ z pompy perystaltycznej i przenieść zestaw komory przepływowej do pomieszczenia mikroskopowego.
Następnie zaciśnij rurkę w pobliżu wejścia i wyjścia komór komory komory przepływowej, aby zapobiec dryfowaniu. Umieść komórkę przepływową na stoliku mikroskopu pionowego i za pomocą 40-krotnego obiektywu olejowego i mikroskopii fluorescencyjnej zarejestruj ruch mikrosfery osadzonej w biofilmie w różnych miejscach, takich jak mikrokolonie i płaskie, niezróżnicowane warstwy zarówno do badań czasowych, jak i przestrzennych. W przypadku zdarzeń odbywających się w krótkim czasie nagrywaj krótsze filmy z większą liczbą klatek na sekundę, aby uzyskać większą dynamikę W przypadku dłuższych wydarzeń nagrywaj dłuższe filmy z mniejszą liczbą klatek na sekundę.
Aby uzyskać wolniejszą dynamikę, zapisz filmy w odpowiednim formacie, który może być odczytany przez obraz Fidżi J, takim jak CZI lub Tiff. Sprawdź, czy nie występuje dryf. Przewijając gotowy film i potwierdzając, że cząstki nie poruszają się jednocześnie w tym samym kierunku, ale ten ruch jest losowy.
Usuń komórkę przepływową ze stolika mikroskopu i uruchom ponownie pompę perystaltyczną, aby kontynuować hodowlę biofilmu. Aby uzyskać trajektorie śledzenia cząstek nagranych filmów, otwórz Fidżi i załaduj plik W menu wtyczek wybierz śledzenie i trackmate. Sprawdź lub dostosuj parametry rozdzielczości i liczby klatek na sekundę w początkowych ustawieniach kalibracji, tak aby były zgodne z parametrami wideo Aby wykryć cząstki, wybierz detektor LOG i wprowadź średnicę cząstek oraz wartość progową.
Na przykład 1000. Sprawdź przycisk podglądu i przewiń wideo, aby sprawdzić, czy fioletowe kółka podążają za cząsteczkami w całym filmie. Zwiększ wartość progową.
Jeśli w pustym miejscu pojawi się fioletowe kółko, zmniejsz wartość progową. Jeśli zostanie wykryta niewystarczająca liczba cząstek, kliknij przycisk Dalej, aby zakończyć wykrywanie cząstek. Jeśli początkowe wykrycie cząstek było zadowalające i nie ma potrzeby dodawania lub usuwania cząstek, kliknij przycisk Dalej Dla następnych trzech okien, progowania początkowego, wybierz widok i wybierz filtr bez regulacji.
Następnie na pasku opcji w oknie wybierz metodę śledzenia wybierz prosty tracker LAP. Ponieważ cząstki rzadko przemieszczają się nieostro w biofilmie i można je łatwo śledzić, użyj sugerowanych lub niskich wartości maksymalnej odległości łączenia i zamykania szczeliny i kliknij. Następny. Sprawdź, czy śledzenie cząstek jest zadowalające, przewijając wideo, aby zobaczyć, czy cząstki podążają za śladami narysowanymi przez moduł śledzenia i czy nie ma żadnych niepożądanych lub brakujących ścieżek.
Dostępne są różne filtry, które wykluczają cząstki na podstawie ich indywidualnych wyników śledzenia. Jeśli nie jest to wymagane, przejdź do ostatniego okna, wybierz akcję z menu rozwijanego, wybierz eksport ścieżek do pliku XML i kliknij wykonaj. Wybierz folder i zapisz utwory w Matlabie.
Przygotuj się do zaimportowania plików XML z trajektoriami cząstek, wybierając ścieżkę zestawu plików i dodaj folder skryptów dostępny w pakiecie Fiji w celu przeprowadzenia analizy trajektorii cząstek. Zacznij od pobrania analizatora MSD. Wyodrębnij folder at msd analyzer i upuść go w folderze należącym do ścieżki MATLAB.
Uruchom program MATLAB i zainicjuj analizator, wpisując następujące elementy, gdzie mikrometry i sekundy są fizycznymi jednostkami przestrzeni i czasu w filmie. Następnie zaimportuj trajektorie cząstek, wpisując następujące miejsce, w którym klip Z usuwa wymiar Z. W przypadku wideo i skali 2D T skaluje jednostki w wymiarze czasu od klatek do sekund i dodaje ścieżki, aby wykreślić trajektorie cząstek.
Wprowadź następujące informacje, oblicz średnie przemieszczenie kwadratowe lub MSDS cząstek, korzystając z poleceń pokazanych tutaj. Aby wykreślić MSDS każdej cząstki, użyj rysunku i wykresu kropkowego MA msd. Następnie połącz trajektorie cząstek z innych filmów z tej samej kategorii.
Importując trajektorie za pomocą polecenia importuj trajektorię, a następnie wykreślając i obliczając MSD, jak właśnie pokazano, w celu wykreślenia średniej zespołowej lub średniej krzywych ogólnych. Wpisz następujące polecenie. Następnie zmień osie Y i X ze skali liniowej na logarytmiczną
.Aby usunąć obszary krzywej z długimi czasami opóźnienia lub wznoszące się stromo z powodu błędu dynamicznego, użyj narzędzia pędzel, aby zaznaczyć koniec krzywej. A w menu narzędzi wybierz szczotkowanie. Usuń unbred po zainstalowaniu easy FITT i ponownym uruchomieniu MATLAB za pomocą łatwego menu w oknie rysunku.
Zgodnie z protokołem tekstowym, dopasuj krzywe MSD do prawa potęgowego, wybierając pokaż moc dopasowania A razy X do N, gdzie N jest szacowanym wykładnikiem dyfuzyjnym alfa. Następnie, aby obliczyć MSDS nowych cząstek w innych lokalizacjach lub czasie, wpisz wyczyszczenie, aby odrzucić bieżące trajektorie cząstek i MSDS. Po obliczeniu różnych krzywych MSD dla cząstek w różnych lokalizacjach różnych szczepów biofilmu i w różnych punktach czasowych, skopiuj i wklej krzywe na jeden wykres.
Dla porównania wybierz krzywą i przejdź do narzędzi, aby wyświetlić statystyki danych, takie jak zakres mediany. MSD ściegu jest proporcjonalne do podatności na pełzanie JFT materiału, w którym ścieg jest osadzony, zgodnie z relacją pokazaną w tym wzorze, gdzie J równa się podatności pełzania. D równa się średnicy cząstek, KB równa się średnicy wioślarza.
Stała wielka litera T równa się temperaturze, a mała litera T równa się czasowi. W tych eksperymentach badano właściwości lepkosprężyste różnych regionów biofilmu dzikich szczepów zmutowanych typu P arosa i delta PE A, w tym pustek, płaszczyzn i mikrokolonii. MSD cząstek w pustce zostało użyte jako kontrola i było porównywalne do MSD cząstek w czystym środowisku.
W przeciwieństwie do tego, cząstki uwięzione w biofilmie wibrowały w ustalonych pozycjach, a wartości MSD wahały się od typowych materiałów lepkosprężystych A do silnie elastycznych żeli w biofilmach utworzonych przez typ dziki i delta Pelego szczepy MSD cząstek. W ciągu dnia trzy mikrokolonie były niezależne od czasu do czasu, przy czym nogi od 0,1 sekundy do 10 sekund wskazują, że mikrokolonie były elastyczne. Mediana zgodności pełzania obliczona na podstawie odpowiednich układów charakterystyki cząstek wynosiła odpowiednio 4,3 razy 10 dla ujemnych dwóch paskali i 3,6 razy 10 dla ujemnych dwóch paskali dla ujemnej.
Do piątego dnia podatność mikrokolonii mikrokolonii w szczepie typu dzikiego wzrosła do 2,5 razy 10 do ujemnej, paskali do ujemnej, co wskazuje na zmniejszenie skutecznego sieciowania w macierzy Biofilmy utworzone przez zmutowany szczep delta P-S-L-B-C-D były mniej zróżnicowane i opóźnione w rozwoju z grubymi płaszczyznami, które rozwinęły mikrokolonie po trzecim dniu. Z wartości MSD wynika, że biofilmy były znacznie mniej skutecznie usieciowane niż szczepy Pelego typu dzikiego i delta. Wystarczające statystyki są pobierane z mikrodomeny, gdy analiza większej liczby filmów nie dodaje żadnych nowych informacji do krzywej MSD.
Ważne jest, aby prowadzić mikrobiologię przy użyciu szerokiej gamy cząstek, które różnią się chemią powierzchni i rozmiarami. Do procedury mogą zostać dodane dodatkowe eksperymenty w celu zbadania stanu zdrowia. Siły fizyczne, takie jak obróbka przezroczysta lub chemiczna, wpływają na radiofilm biologiczny Mikrobiologia wyodrębnia informacje strukturalne, które nie są łatwe do uzyskania innymi metodami w skali mikrometrycznej.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak śledzić cząsteczki, analizować ich matryce i uzyskiwać dyfuzyjne wykładniki biofilmów. Nie zapominaj, że praca z patogenem bakteryjnym może być niebezpieczna. Wszystkie odpady muszą być autoklaw i odpowiednio zutylizowane.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejszy artykuł omawia zastosowanie mikrorheologii opartej na śledzeniu cząstek do badania właściwości wiskoelastycznych biofilmów bakteryjnych. Zastosowana metodologia umożliwia pomiar wiskoelastyczności, podatności pełzania oraz określenie roli składników macierzy w strukturze biofilmu.
Zrozumienie właściwości mechanicznych biofilmów bakteryjnych jest kluczowe dla minimalizacji ryzyka w strategiach przeciwdrobnoustrojowych i antybiofilmowych na etapie wczesnego odkrywania. Mikrorheologia oparta na śledzeniu cząstek dostarcza ilościowych, rozdzielczych przestrzennie pomiarów lepko-sprężystych, które umożliwiają analizę mechanistyczną wkładu zewnątrzkomórkowych substancji polimerowych w integralność biofilmu. Pozwala to na zwiększenie pewności predykcyjnej w walidacji celu poprzez powiązanie składu macierzy z funkcjonalnymi fenotypami biofilmu w warunkach fizjologicznie istotnych.
Metoda ta wpisuje się w kontinuum procesu odkrywania leków, od walidacji hipotezy dotyczącej celu molekularnego po optymalizację wiodących związków, w szczególności w przypadku programów ukierunkowanych na zakażenia związane z biofilmem, w których stabilność mechaniczna jest kluczowym czynnikiem wirulencji.