Name: Szczepienie kulek w rozwijających się kończynach zarodka kurczaka w celu identyfikacji szlaków transdukcji sygnału wpływających na ekspresję genów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 48 s
Description: Poznaj metodę szczepienia kulek w kończyny zarodka kurczaka w celu badania wpływu czynników wzrostu na ekspresję genów i szlaki sygnałowe. Ta technika pozwala testować cząsteczki sygnałowe bezpośrednio w embriogenie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została częściowo sfinansowana przez University of Nottingham Early Career Award dla DS. RM jest finansowany przez Wyższy Komitet ds. Rozwoju Edukacji w Iraku.

Oświadczenie etyczne: Wszystkie te eksperymenty są zgodne z wytycznymi etycznymi Uniwersytetu w Nottingham dotyczącymi opieki nad zwierzętami i etyki.
1. Przygotowanie kulek heparyny do szczepienia
<ol>
	<li>Przed użyciem dokładnie umyj kulki heparyny w PBS. Uwaga: Koraliki mogą być przechowywane w temperaturze 4 °C jako gnojowica w PBS.
	<ol>
		<li>Wybrać kulki do szczepienia, wyjmując je z wyrostka pipetą o pojemności 20 μl do kropli PBS o pojemności 1 ml. Następnie za pomocą mikropipety ustawionej na 2 μl przenieś kulki do kropli PBS o objętości 20 μl na szalce Petriego o średnicy 3 cm. Wybierz koraliki na podstawie rozmiaru i za pomocą stereoskopowego mikroskopu preparacyjnego przenieś wybrane koraliki za pomocą końcówki do pipety P2; Idealne są te o średnicy około 100 μm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń PBS z koralików. Usuń większość płynu za pomocą pipety o pojemności 20 μl, a pozostałą ciecz za pomocą kapilar za pomocą precyzyjnych kleszczyków zegarmistrzowskich. Uwaga: Ważne jest, aby usunąć jak najwięcej, aby czynnik wzrostu nie został rozcieńczony po dodaniu do kulek.</li>
	<li>Odpipetować czynnik wzrostu bezpośrednio na kulki. W przypadku FGF18 dodać 0,5 μl rekombinowanego FGF18 rozpuszczonego w 0,5 mg/ml w 0,1% powierzchni ciała w PBS. Umieść kilka kropli wody wokół krawędzi naczynia, aby zapobiec parowaniu płynu.</li>
	<li>Inkubuj koraliki przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Usuń krople wody z naczynia za pomocą pipety Pasteura i umieść na lodzie gotowym do szczepienia.</li>
	<li>W razie potrzeby (w przypadku przezroczystych kulek) przed szczepieniem przenieś 4-5 kulek do 2% czerwieni fenolowej, aby pomóc je uwidocznić. Wypłukać w PBS przed przeniesieniem do zarodka.</li>
</ol>
2. Przygotowanie koralików AG 1-X2 do szczepienia
<ol>
	<li>Przed użyciem wyprowadzić kulki z 0,2 N kwasem mrówkowym.
	<ol>
		<li>Aby to zrobić, użyj szpatułki, aby przenieść kulki do probówki mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml. Dodać 1 ml 0,2 N kwasu mrówkowego i myć na platformie do wytrząsania przez 1 godzinę.</li>
		<li>Następnie usuń kwas mrówkowy za pomocą pipety p1000 i zastąp go 1 ml wody. Myj przez 1 godzinę i powtórz sześć razy, aby usunąć pozostały kwas mrówkowy.</li>
		<li>Usuń pozostały płyn za pomocą pipety p1000 i przechowuj kulki w temperaturze 4 °C. Uwaga: Na tym etapie nie jest konieczne usuwanie całej pozostałej wody.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Za pomocą małej szpatułki wyjąć z bulionu małą osadkę kulek o objętości około 5-10 μl na szalkę Petriego o średnicy 3 cm i dodać 1 ml DMSO (lub innego rozpuszczalnika, w którym lek jest rozpuszczony). Uwaga: Powinno to zapewnić kilkaset koralików, z których można wybrać te o odpowiednim rozmiarze.</li>
	<li>Następnie za pomocą pipety P2 ustawionej na 2 μl przenieś kulki o średnicy około 100 μm do kropli rozpuszczalnika o objętości 20 μl na innej szalce Petriego o średnicy 3 cm.</li>
	<li>Usunąć rozpuszczalnik za pomocą pipety o pojemności 20 μl, a wszelkie pozostałości rozpuszczalnika za pomocą pipety o pojemności 2 μl. Zastąp 20 μl leku, który ma być zastosowany. 
	UWAGA: Aby uzyskać spójność, rozpuścić lek w stężeniu 100 μM w DMSO (lub innym użytym rozpuszczalniku), podwielokrotność do 20 μl i przechowywać w temperaturze -80 °C, ponieważ niektóre inhibitory drobnocząsteczkowe są niestabilne i najlepiej jest unikać wielokrotnego zamrażania i rozmrażania. W razie potrzeby rozcieńczyć lek do pożądanego stężenia przed namoczeniem koralików. Dla każdego leku może być konieczne empiryczne określenie skutecznych stężeń.</li>
	<li>Inkubuj przez 1 godzinę. Chroń przed światłem, ponieważ wiele z tych cząsteczek jest wrażliwych na światło.</li>
	<li>Przed szczepieniem przenieść 4-5 kulek pipetą p2 ustawioną na 2 μl do 20 μl 2% czerwieni fenolowej rozpuszczonej w wodzie. Wykonaj ten krok za pomocą stereoskopowego mikroskopu preparacyjnego, aby uwidocznić koraliki. Usuń pojedynczy koralik za pomocą drobnych kleszczyków zegarmistrzowskich lub drucianej pętli i spłucz w PBS przed przeniesieniem do zarodka. Nie pozostawiaj kulek w 2% czerwieni fenolowej na dłużej niż 15 minut przed użyciem, ponieważ może to spowodować utratę aktywności.</li>
</ol>
3. Przygotowanie igieł wolframowych
<ol>
	<li>Pokrój drobny drut wolframowy na odcinki 3-4 cm. Włóż jeden kawałek drutu do końca szklanej pipety Pasteura i rozpuść w palniku Bunsena, aby zamocować na miejscu. Przygotuj do 10 igieł, aby mieć pewność, że są zapasowe, jeśli zostaną uszkodzone podczas użytkowania.</li>
	<li>Umieść koniec drutu w płomieniu lampy lutowniczej i trzymaj go tam, aż wolfram zaświeci się na biało, a końcówka będzie ostra (około 2-3 min). Uwaga: Podczas użytkowania igłę można w razie potrzeby wyczyścić i ponownie naostrzyć w lampie lutowniczej. 
	UWAGA: Igły te mogą być również używane do robienia pętli do przenoszenia koralików. Delikatnie przyłóż igłę do ławki, a ugnie się, tworząc pętlę.</li>
</ol>
4. Przygotowanie zarodków do przeszczepów koralików
<ol>
	<li>Wysiaduj jaja końcem, aż osiągną pożądany etap (3-5 dni w przypadku większości manipulacji pąkami kończyn). Za pomocą kleszczy dotknij końca, aby rozbić skorupę, a następnie użyj kleszczy, aby usunąć skorupę i odsłonić zarodek. Upewnij się, że membrana skorupki jajka również została usunięta. 
	UWAGA: 1-2 ml PBS można dodać za pomocą pipety Pasteura, aby pomóc w tym, jeśli membrana przyklei się do żółtka. Delikatnie odpipetuj PBS na powierzchnię żółtka, chwyć błonę kleszkami, uważając, aby nie uszkodzić żółtka, i delikatnie odciągnij je od jajka.</li>
	<li>Usunąć do 5 ml białka z jaja za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml i igły 19 G. Weź tylko tyle, ile jest to konieczne, aby upewnić się, że zarodek nie styka się z taśmą używaną do uszczelniania komórki jajowej, ponieważ usunięcie większych objętości może zmniejszyć przeżywalność zarodka.</li>
	<li>Aby uwidocznić zarodek, dodaj 5-6 kropli tuszu Artists India do 15 ml PBS zawierającego 100 U penicyliny i 0,1 mg streptomycyny/ml. Wstrzyknąć 0,5-1 ml bezpośrednio pod zarodek za pomocą strzykawki 1 ml i igły 25 G.</li>
	<li>Dodać 2-3 ml PBS z 1% płodową surowicą cielęcą i 100 j. penicyliną i 0,1 mg streptomycyny/ml do komórki jajowej, aby upewnić się, że zarodek nie ulegnie odwodnieniu. Za pomocą zaostrzonych kleszczy zegarmistrzowskich usuń błonę witelinową i otwórz owodnię nad rozwijającymi się zawiązkami kończyn. Upewnij się, że zarodek nie wysycha i, jeśli to konieczne, dodaj więcej PBS / FCS. 
	UWAGA: Zawiązki kończyn można wyraźnie zobaczyć jako sparowane wyrostki na boku zarodka. Na tych etapach zarodek zmieni się tak, że prawa strona jest zwykle najwyższa. W rezultacie zwykle łatwiej jest przeszczepić koraliki do prawych kończyn i użyć lewych jako kontroli kontralateralnej.</li>
	<li>Użyj zaostrzonego drutu wolframowego, aby wykonać nacięcie w pąku kończyny, w którym zostanie wszczepiony koralik. Jeśli to możliwe, unikaj przecinania pąka kończyny, chociaż w młodszych stadiach jest to trudne. 
	UWAGA: W starszych zarodkach (HH stadium 22 i wyższe) możliwe jest wybranie określonych obszarów zawiązka kończyny do szczepienia, ale w młodszych stadiach jest to trudniejsze, ponieważ sam zawiązek kończyny jest mały. Ważne jest również, aby pamiętać, że pączek kończyny wyrośnie poza szczepiony koralik, więc szczególnie w młodszych stadiach koralik pozostanie w bliższej kończynie.</li>
	<li>Podnieś koralik z czynnika wzrostu lub leku za pomocą bardzo cienkich kleszczy zegarmistrzowskich lub pętli wykonanej z igły wolframowej. Jeśli kulka została namoczona w DMSO lub czerwieni fenolowej, przed nałożeniem na zarodek spłucz PBS. Przenieś koralik do zarodka za pomocą kleszczy / drucianej pętli. Następnie użyj zaostrzonego drutu wolframowego, aby włożyć koralik w nacięcie.</li>
	<li>Dodać 1-2 ml PBS/FCS do komórki jajowej, upewniając się, że zarodek jest nawodniony, ale unikaj stosowania bezpośrednio na sam zarodek, ponieważ może to uszkodzić zarodki i spowodować usunięcie kulki. Zamknij jajo taśmą i wróć do inkubatora.</li>
</ol>

<ol><li>Davey, M. G., Tickle, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+chicken+as+a+model+for+embryonic+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cytogenetic+Genome+Research%22%5BJournal%5D)">The chicken as a model for embryonic development.</a> Cytogenetic Genome Research. 117, 231-239 (2007).</li>
<li>Le Douarin, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Nogent+Institute--50+years+of+embryology%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Nogent Institute--50 years of embryology.</a> International Journal of Developmental Biology. 49, 85-103 (2005).</li>
<li>Le Douarin, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+avian+embryo+as+a+model+to+study+the+development+of+the+neural+crest%3A+a+long+and+still+ongoing+story%5BTitle%5D)+AND+%22Mechanisms+of+Development%22%5BJournal%5D)">The avian embryo as a model to study the development of the neural crest: a long and still ongoing story.</a> Mechanisms of Development. 121, 1089-1102 (2004).</li>
<li>Bell, E., Brickell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Replication-competent+retroviral+vectors+for+expressing+genes+in+avian+cells+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Replication-competent retroviral vectors for expressing genes in avian cells in vitro and in vivo.</a> Molecular Biotechnology. 7, 289-298 (1997).</li>
<li>Abu-Elmagd, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wnt%2FLef1+signaling+acts+via+Pitx2+to+regulate+somite+myogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Wnt/Lef1 signaling acts via Pitx2 to regulate somite myogenesis.</a> Developmental Biology. 337, 211-219 (2010).</li>
<li>Munsterberg, A. E., Lassar, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinatorial+signals+from+the+neural+tube%2C+floor+plate+and+notochord+induce+myogenic+bHLH+gene+expression+in+the+somite%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Combinatorial signals from the neural tube, floor plate and notochord induce myogenic bHLH gene expression in the somite.</a> Development. 121, 651-660 (1995).</li>
<li>McGrew, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+production+of+germline+transgenic+chickens+using+lentiviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Reports%22%5BJournal%5D)">Efficient production of germline transgenic chickens using lentiviral vectors.</a> EMBO Reports. 5, 728-733 (2004).</li>
<li>Valasek, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+and+molecular+investigations+into+the+development+of+the+pectoral+girdle%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Cellular and molecular investigations into the development of the pectoral girdle.</a> Developmental Biology. 357, 108-116 (2011).</li>
<li>Tickle, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+contribution+of+chicken+embryology+to+the+understanding+of+vertebrate+limb+development%5BTitle%5D)+AND+%22Mechanisms+of+Development%22%5BJournal%5D)">The contribution of chicken embryology to the understanding of vertebrate limb development.</a> Mechanisms of Development. 121, 1019-1029 (2004).</li>
<li>Riddle, R. D., Johnson, R. L., Laufer, E., Tabin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonic+hedgehog+mediates+the+polarizing+activity+of+the+ZPA%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Sonic hedgehog mediates the polarizing activity of the ZPA.</a> Cell. 75, 1401-1416 (1993).</li>
<li>Tickle, C., Alberts, B., Wolpert, L., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+application+of+retinoic+acid+to+the+limb+bond+mimics+the+action+of+the+polarizing+region%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Local application of retinoic acid to the limb bond mimics the action of the polarizing region.</a> Nature. 296, 564-566 (1982).</li>
<li>Rosello-Diez, A., Torres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulative+patterning+in+limb+bud+transplants+is+induced+by+distalizing+activity+of+apical+ectodermal+ridge+signals+on+host+limb+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Regulative patterning in limb bud transplants is induced by distalizing activity of apical ectodermal ridge signals on host limb cells.</a> Developmental Dynamics. 240, 1203-1211 (2011).</li>
<li>Anakwe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wnt+signalling+regulates+myogenic+differentiation+in+the+developing+avian+wing%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Wnt signalling regulates myogenic differentiation in the developing avian wing.</a> Development. 130, 3503-3514 (2003).</li>
<li>Amthor, H., Christ, B., Weil, M., Patel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+timing+differentiation+during+limb+muscle+development%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">The importance of timing differentiation during limb muscle development.</a> Current Biology. 8, 642-652 (1998).</li>
<li>Brand-Saberi, B., Muller, T. S., Wilting, J., Christ, B., Birchmeier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scatter+factor%2Fhepatocyte+growth+factor+%28SF%2FHGF%29+induces+emigration+of+myogenic+cells+at+interlimb+level+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Scatter factor/hepatocyte growth factor (SF/HGF) induces emigration of myogenic cells at interlimb level in vivo.</a> Developmental Biology. 179, 303-308 (1996).</li>
<li>Mok, G. F., Cardenas, R., Anderton, H., Campbell, K. H. S., Sweetman, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+FGF18+and+retinoic+acid+regulate+differentiation+of+chick+embryo+limb+myoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Interactions between FGF18 and retinoic acid regulate differentiation of chick embryo limb myoblasts.</a> Developmental Biology. 396, 214-223 (2014).</li>
<li>Abou-Elhamd, A., Cooper, O., Münsterberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Klhl31+is+associated+with+skeletal+myogenesis+and+its+expression+is+regulated+by+myogenic+signals+and+Myf-5%5BTitle%5D)+AND+%22Mechanisms+of+Development%22%5BJournal%5D)">Klhl31 is associated with skeletal myogenesis and its expression is regulated by myogenic signals and Myf-5.</a> Mechanisms of Development. , 126-852 (2009).</li>
<li>Schmidt, M., Tanaka, M., Munsterberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+%28beta%29-catenin+in+the+developing+chick+myotome+is+regulated+by+myogenic+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Expression of (beta)-catenin in the developing chick myotome is regulated by myogenic signals.</a> Development. 127, 4105-4113 (2000).</li>
<li>Stavridis, M. P., Lunn, J. S., Collins, B. J., Storey, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+discrete+period+of+FGF-induced+Erk1%2F2+signalling+is+required+for+vertebrate+neural+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A discrete period of FGF-induced Erk1/2 signalling is required for vertebrate neural specification.</a> Development. 134, 2889-2894 (2007).</li>
<li>Martinez-Morales, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FGF+and+retinoic+acid+activity+gradients+control+the+timing+of+neural+crest+cell+emigration+in+the+trunk%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">FGF and retinoic acid activity gradients control the timing of neural crest cell emigration in the trunk.</a> Journal of Cell Biology. 194, 489-503 (2011).</li>
<li>Olivera-Martinez, I., Storey, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wnt+signals+provide+a+timing+mechanism+for+the+FGF-retinoid+differentiation+switch+during+vertebrate+body+axis+extension%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Wnt signals provide a timing mechanism for the FGF-retinoid differentiation switch during vertebrate body axis extension.</a> Development. 134, 2125-2135 (2007).</li>
<li>Logan, M., Simon, H. G., Tabin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+regulation+of+T-box+and+homeobox+transcription+factors+suggests+roles+in+controlling+chick+limb-type+identity%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Differential regulation of T-box and homeobox transcription factors suggests roles in controlling chick limb-type identity.</a> Development. 125, 2825-2835 (1998).</li>
<li>Borycki, A. G., Mendham, L., Emerson, C. P. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+somite+patterning+by+Sonic+hedgehog+and+its+downstream+signal+response+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Control of somite patterning by Sonic hedgehog and its downstream signal response genes.</a> Development. 125, 777-790 (1998).</li>
<li>Sweetman, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FGF-4+signaling+is+involved+in+mir-206+expression+in+developing+somites+of+chicken+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">FGF-4 signaling is involved in mir-206 expression in developing somites of chicken embryos.</a> Developmental Dynamics. 235, 2185-2191 (2006).</li>
<li>Chapman, S. C., Collignon, J., Schoenwolf, G. C., Lumsden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+method+for+chick+whole-embryo+culture+using+a+filter+paper+carrier%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Improved method for chick whole-embryo culture using a filter paper carrier.</a> Developmental Dynamics. 220, 284-289 (2001).</li>
<li>Sweetman, D., Wagstaff, L., Cooper, O., Weijer, C., Münsterberg, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+migration+of+paraxial+and+lateral+plate+mesoderm+cells+emerging+from+the+late+primitive+streak+is+controlled+by+different+Wnt+signals%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The migration of paraxial and lateral plate mesoderm cells emerging from the late primitive streak is controlled by different Wnt signals.</a> BMC Developmental Biology. 8, 63(2008).</li>
<li>Scott, B. B., Lois, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+tissue-specific+transgenic+birds+with+lentiviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Generation of tissue-specific transgenic birds with lentiviral vectors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the U.S.A. 102, 16443-16447 (2005).</li>
<li>Seidl, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+quail+as+a+model+for+research+in+the+avian+nervous+system%3A+a+comparative+study+of+the+auditory+brainstem%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Transgenic quail as a model for research in the avian nervous system: a comparative study of the auditory brainstem.</a> Journal of Comparative Neurology. 521, 5-23 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Zastosowanie przeszczepów perełkowych stosowanych bezpośrednio do rozwijających się tkanek in ovo jest potężnym narzędziem do analizy roli sygnalizacji czynnika wzrostu podczas rozwoju, dając niezrównaną kontrolę nad etapem rozwoju, na którym są one stosowane, i czasem trwania ekspozycji.
Wybór kulki dla każdego rodzaju cząsteczki jest ważny. Małe cząsteczki hydrofobowe, takie jak opisane tutaj inhibitory i kwas retinowy, zwykle dobrze wiążą się z derywatyzowanymi kulkami AG 1-X2, chociaż koni...

Ptasie embriony odwielu lat dostarczają potężnego narzędzia do badania rozwoju1. Jedną z ich najbardziej przydatnych cech jest to, że są stosunkowo łatwe do manipulowania. Rozwój zewnętrzny umożliwia otwarcie komórki jajowej w celu uzyskania dostępu do zarodka i wykonanie różnych mikromanipulacji, w tym przykładów, takich jak klasyczny system chimery przepiórka-pisklę do badania losu komórki2,3, wstrzykiwanie retrowirusów w celu nadekspresji w określonych tkankach podczas rozwoju4,5 oraz hodowla eksplantatów w celu identyfikacji rozwojowych źródeł sygnalizacji6. Niedawne chimery wygenerowane między nieznakowanymi gospodarzami z przeszczepami z transgenicznej linii kurczaków wykazujących ekspresję GFP wykazały, że połączenie klasycznego szczepienia i modyfikacji genetycznej może dostarczyć ważnych informacji na temat rozwoju7,8.
Łatwość, z jaką można manipulować ptasim embrionem, sprawiła, że jest to doskonały model do badania rozwoju kończyn9. Zastosowanie specyficznych czynników wzrostu do rozwoju kończyn in vivo odegrało zasadniczą rolę w identyfikacji czynników, które zmieniają wzorzec kończyn10,11 i nadal dostarcza informacji na temat tego procesu12. Podejście to zostało również wykorzystane do zbadania czynników regulujących rozwój mięśni i odkryło rolę wielu sygnałów, takich jak Wnts13, BMP14 i HGF15.
Ostatnio ta technika została wykorzystana do zbadania sygnałów kontrolujących ekspresję genów miogennych w pąku kończyny i pokazała, że interakcje między FGF18 a kwasem retinowym mogą kontrolować czas ekspresji MyoD16. Zastosowanie kombinacji czynników wzrostu i małych cząsteczek, które można załadować na kulki, a następnie wszczepić bezpośrednio do określonych tkanek na określonych etapach rozwoju, daje możliwość interwencji w prawie każdym czasie i regionie podczas rozwoju. Wykorzystano to do zbadania wielu procesów, w tym wzorców somitowych17,18, specyfikacji neuronalnej19, migracji grzebienia neuronalnego20 i wydłużenia osi21.
Tutaj opisujemy metodę szczepienia koralików nasączonych czynnikami wzrostu lub inhibitorami w rozwijających się kończynach kurczaka. Wykorzystano to do określenia wpływu tych sygnałów na miogenezę poprzez analizę ekspresji genów specyficznych dla mięśni z hybrydyzacją in situ. Opisujemy przeszczepy za pomocą kulek nasączonych heparyną, które są używane do czynników wzrostu, lub kulek AG 1-X2 do małych cząsteczek hydrofobowych, takich jak kwas retinowy lub małocząsteczkowe inhibitory określonych szlaków sygnałowych. Dostępne są jednak również inne koraliki, które zostały użyte do dostarczenia zarówno FGF22, jak i Shh23.

<table><tbody><tr><td>Koraliki akrylowe heparyny</td><td>Sigma</td><td>H5263</td><td>Stosowane koraliki akrylowo-heparynowe zostały wycofane z produkcji. Dostępny jest jednak produkt zastępczy, kulki agarozy Heparyny, nr kat. H6508. Są przezroczyste, więc trudniej jest z nimi pracować, ale można je barwić czerwienią fenolową w taki sam sposób, jak koraliki AG 1-X2,</td></tr> <tr><td>koraliki AG 1-X2</td><td>Bio-Rad</td><td>140-1231</td><td></td></tr><tr><td>Affi Gel niebieskie koraliki</td><td>Bio-Rad</td><td>153-7301; 153-7302</td><td>Koraliki te były używane z szeregiem czynników wzrostu, w tym Shh i FGF, i mogą być używane do zastąpienia kulek heparyny</td></tr><tr><td>FGF18</td><td>Peprotech</td><td>100-28</td><td>Zawiesić w PBS z 0/1% BSA, przygotować jednorazowe porcje 0,5-1ul i przechowywać w temperaturze -80&deg;C. Partie i dostawcy mogą się różnić, dlatego należy testować różne stężenia w celu określenia skutecznej dawki.</td></tr><tr><td>U0126</td><td>Sygnalizacja komórkowa</td><td>9903</td><td>Wytwarzać do 20 mM zapasów w DMSO i przechowywać w jednorazowych porcjach w temperaturze -80 stopni Celsjusza. Chronić przed światłem.</td></tr><tr><td>BMS-493</td><td>Tocris Biosciences</td><td>3509</td><td>Zawiesić w DMSO i przechowywać w jednorazowych porcjach w temperaturze -80&deg;C. Chronić przed światłem.</td></tr><tr><td>atrament</td><td>indyjski Windsor i Newton</td><td>5012572003384 (30 ml)</td><td>Chociaż dostępne są alternatywy dla tego produktu, należy zachować ostrożność, ponieważ niektóre atramenty są toksyczne dla zarodków</td></tr><tr><td>Drut wolframowy, średnica 0,1 mm 99,95%</td><td>Alfa Aesar</td><td>10404</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina / streptomycyna</td><td>Sigma</td><td>P0781</td><td>Rozcieńczyć 100X w PBS / tusz i PBS / FCS</td></tr></tbody></table>

szczepienie kulek w rozwijających się kończynach zarodka kurczaka w celu identyfikacji szlaków transdukcji sygnału wpływających na ekspresję genów

Grafting of Beads into Developing Chicken Embryo Limbs to Identify Signal Transduction Pathways Affecting Gene Expression

Za pomocą zarodków kurzych można bezpośrednio przetestować wpływ czynników wzrostu lub specyficznych inhibitorów szlaków sygnałowych na ekspresję genów i aktywację szlaków transdukcji sygnału. Technika ta pozwala na dostarczanie cząsteczek sygnałowych w ściśle określonych stadiach rozwojowych przez określony czas. Następnie można pobrać zarodki i zbadać ekspresję genów, na przykład poprzez hybrydyzację in situ lub aktywację szlaków transdukcji sygnału obserwowaną za pomocą barwienia immunologicznego.
W tym filmie kulki heparyny nasączone FGF18 lub AG 1-X2 nasączone U0126, inhibitorem MEK, są wszczepiane do pąka kończyny in ovo. Pokazuje to, że FGF18 indukuje ekspresję fosforylacji MyoD i ERK, a zarówno endogenna, jak i indukowana przez FGF18 ekspresja MyoD jest hamowana przez U0126. Kulki nasączone antagonistą kwasu retinowego mogą nasilać przedwczesną indukcję MyoD przez FGF18.
To podejście może być stosowane z szeroką gamą różnych czynników wzrostu i inhibitorów i jest łatwo dostosowane do innych tkanek w rozwijającym się zarodku.

W stadium HH 21 MyoD nie jest ekspresowany w rozwijających się mioblastach kończyn, choć barwienie można zaobserwować w myotomie rozwijających się somytów (Rycina 1A). Rycina 1B przedstawia hybrydyzację in situ dla MyoD 6 h po przeszczepieniu kuleczki z FGF18. Ekspresja MyoD zostaje indukowana w mioblastach znajdujących się blisko kuleczki, podczas gdy w kończynie przeciwległej ekspresja nie występuje. Współprzeszczepienie kuleczki nasączonej U0126, specyficznego inhibitora MEK,...

Poprzez szczepienie koralików nasączonych czynnikami wzrostu lub specyficznymi inhibitorami szlaków sygnałowych do rozwijających się zarodków, możliwe jest bezpośrednie testowanie ich efektów in vivo. W tym protokole kulki są szczepione w zawiązku kończyny w celu określenia wpływu tych cząsteczek na ekspresję genów i transdukcję sygnału.

Szczepienie kulek w rozwijających się kończynach zarodka kurczaka w celu identyfikacji szlaków transdukcji sygnału wpływających na ekspresję genów

Using chicken embryos it is possible to test directly the effects of either growth factors or specific inhibitors of signaling pathways on gene expression ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pokazanie, jak określić wpływ czynników wzrostu i inhibitorów na ekspresję genów w rozwijających się kończynach zarodka kurczaka. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu biologii rozwoju, takie jak sposób, w jaki cząsteczki sygnałowe wpływają na wzrost i różnicowanie komórek in vivo. Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia ona metodę testowania tych czynników bezpośrednio w zarodku.Chociaż metoda ta może dostarczyć wglądu w rozwój kończyn, może być ona również zastosowana do innych układów, takich jak tkanka nerwowa, somity lub gastrulacja. Procedurę zaprezentuje Rebeea Mohammed, doktorantka z mojego laboratorium. Na początek przenieś jeden mililitr kuleczek z oryginalnego roztworu zapasowego do nowej probówki.Pozostaw kuleczki do osadzenia, następnie usuń ciecz i zastąp ją jednym mililitrem PBS. Powtórz ten krok pięciokrotnie, a wypłukane kuleczki przechowuj w temperaturze czterech stopni Celsjusza w postaci zawiesiny w PBS. Wybierz kuleczki do szczepienia, pobierając je z wypłukanego roztworu zapasowego za pomocą pipety 20 mikrolitrów i umieść je w jednym mililitrze PBS.Używając stereomikroskopu, należy wybrać kuleczki o średnicy około 100 mikronów. Przenieść wybrane kuleczki w 2 mikrolitrach cieczy do nowej szalki Petriego zawierającej 20 mililitrów kropli PBS Next, a następnie usunąć PBS z kuleczek. Najpierw wykonać to za pomocą pipety 20 mikrolitrowej, a następnie usunąć pozostałą ciecz metodą kapilarną, używając precyzyjnej pęsety zegarmistrzowskiej.Ważne jest, aby usunąć jak najwięcej cieczy, aby czynnik wzrostu nie uległ rozcieńczeniu podczas dodawania go do kulek. Należy nanieść czynnik wzrostu bezpośrednio na kulki za pomocą pipety. W przypadku FGF18 należy dodać 0.5 µL rekombinowanego FGF18, zrekonstytuowanego w stężeniu 0.5 mg/mL w PBS z 0.1% BSA.Następnie nanieś kilka kropel wody wokół krawędzi szalki, aby zapobiec odparowaniu cieczy. Po przygotowaniu inkubuj kuleczki przez jedną godzinę w temperaturze pokojowej. Po inkubacji usuń krople wody z szalki za pomocą pipety Pasteura i umieść szalkę na lodzie.Przeprowadź pochodnązację kulek, przenosząc je najpierw za pomocą szpatułki do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 ml. Następnie dodaj 1 ml 0,2 N kwasu mrówkowego i inkubuj kulki w kwasie na platformie wytrząsowej przez jedną godzinę. Następnie poczekaj, aż kulki opadną, usuń kwas mrówkowy i zastąp go 1 ml wody.Przemywaj kuleczki przez jedną godzinę na platformie wytrząsowej i powtórz płukanie sześć razy, aby usunąć resztki kwasu mrówkowego. Po ostatnim płukaniu odlej pozostały płyn i przechowuj kuleczki w temperaturze 4°C. Za pomocą szpatułki pobierz z zapasu niewielką porcję kuleczek o objętości około 5–10 µL i umieść je w szalce Petriego o pojemności 30 ml.Następnie dodaj 1 mL DMSO. Potem, używając pipety P2 ustawionej na 2 µL, przenieś kuleczki o średnicy około 100 µm do 20 µL kropli rozpuszczalnika w innej szalce Petriego o pojemności 30 mL. Usuń większość rozpuszczalnika pipetą 20 µL, a pozostały rozpuszczalnik pipetą 2 µL.Następnie przykryj kuleczki 20 µL stosowanego leku rozpuszczonego w DMSO. Inkubuj kuleczki w roztworze leku przez jedną godzinę. Chron kuleczki przed światłem, ponieważ wiele cząsteczek leków jest światłoczułych.Aby ułatwić wizualizację kulek, przenieś cztery do pięciu kulek w 2 µL cieczy do 20 µL dwuprocentowego czerwonego fenolu rozpuszczonego w wodzie. Wyjmij pojedynczą kulkę za pomocą precyzyjnej pęsety zegarmistrzowskiej i opłucz ją w PBS. Nie pozostawiaj kulek w roztworze czerwonego fenolu dłużej niż przez 15 minut przed ich opłukaniem, ponieważ może to spowodować utratę aktywności.Potnij cienki drut wolframowy na odcinki o długości od trzech do czterech centymetrów. Następnie wprowadź jeden odcinek drutu do końca szklanej pipety Pasteura i przetop go w palniku Bunsena, aby przymocować go w odpowiedniej pozycji. Przygotuj do 10 takich igieł, aby zapewnić zapas na wypadek ich uszkodzenia. Następnie umieść koniec drutu w płomieniu palnika acetylenowego i trzymaj go tam do momentu, aż wolfram rozżarzy się na biało, a końcówka stanie się ostra.Zajmuje to około dwóch do trzech minut. Dodaj pięć do sześciu kropel artystycznego tuszu indyjskiego do 15 mililitrów PBS zawierającego 100 jednostek penicyliny i 0,1 miligrama streptomycyny na mililitr. Aby przygotować embriony kurczaka, inkubuj jaja tępym końcem do góry, aż osiągną etap pożądany dla większości manipulacji w pączku kończyny, co zazwyczaj zajmuje od trzech do pięciu dni.Po osiągnięciu pożądanego punktu czasowego, należy użyć pęsety stępionej, aby ostrożnie uderzyć w tępy koniec jaja i rozbić skorupkę. Następnie za pomocą pęsety należy usunąć skorupkę i odsłonić embrion. Należy upewnić się, że błona komórkowa jaja również została usunięta.Aby zwizualizować zarodek, należy wstrzyknąć pod niego za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml i igły o rozmiarze 21 G roztwór PBS uzupełniony o kilka kropel artystycznego tuszu indyjskiego. Następnie można usunąć pęcherzyk żółtkowy pokrywający zarodek, używając precyzyjnej pęsety. W celu zapobieżenia odwodnieniu zarodka, do jaja należy dodać od 2 do 3 ml uzupełnionego roztworu PBS zawierającego 1% płodowej surowicy cielęcej, 100 j/ml penicyliny oraz 0,1 mg/ml streptomycyny.Używając zaostrzonych pęset zegarmistrzowskich, otwórz owadnię nad rozwijającymi się pąkami kończyn. Na tych etapach embrion zazwyczaj obraca się tak, że jego prawa strona znajduje się na górze. Aby zapobiec wysychaniu embrionu, w razie potrzeby dodawaj więcej uzupełnionego roztworu PBS.Błonę otaczającą embrion można otworzyć za pomocą cienkiej igły wolframowej, aby odsłonić rozwijającą się kończynę. Następnie należy użyć zaostrzonego drutu wolframowego, aby wykonać nacięcie w pączku kończyny, w którym zostanie zaimplantowany koralik. W miarę możliwości należy unikać całkowitego przecięcia pączka kończyny.Chociaż na wcześniejszych etapach jest to trudne. Za pomocą bardzo precyzyjnej pęsety zegarmistrzowskiej należy pobrać kuleczkę pokrytą czynnikiem wzrostu lub lekiem. Jeśli kuleczka była namoczona w DMSO lub czerwieni fenolowej, należy upewnić się, że została wypłukana w PBS przed aplikacją do embrionu.Przenieś koralik do zarodka za pomocą pincety, a następnie użyj zaostrzonego drutu wolframowego, aby wprowadzić koralik w miejsce nacięcia. Dodaj od jednego do dwóch dodatkowych mililitrów uzupełnionego roztworu PBS do jaja, aby zapewnić nawilżenie zarodka. Unikaj aplikowania roztworu bezpośrednio na zarodek, ponieważ może to doprowadzić do jego uszkodzenia i wysunięcia się koralika.Następnie, używając strzykawki o pojemności dziesięciu mililitrów wyposażonej w igłę o rozmiarze 19 G, należy usunąć tylko taką ilość albuminy, aby mieć pewność, że embrion nie będzie stykał się z taśmą używaną do uszczelnienia jaja. Aby uniknąć uszkodzenia żółtka, igłę należy przesuwać wzdłuż wewnętrznej ścianki skorupki. Na koniec jajo należy uszczelnić taśmą i umieścić z powrotem w inkubatorze.Aby potwierdzić, że FGF18 jest w stanie działać poprzez MEK w celu fosforylacji ERK, zarodki pobrano jedną godzinę po wszczepieniu kulek i poddano ich immunobarwieniu w celu wykrycia ufosforylowanego ERK, który jest widoczny wokół wszczepionej kulki na obrazie po prawej stronie. W stadium HH 21 MyoD nie jest eksprymowany w rozwijających się mioblastach kończyn. Barwienie można jednak zaobserwować w miotomie rozwijających się somitów.Sześć godzin po przeszczepieniu koralika z FGF18 można zaobserwować indukcję MyoD w mioblastach znajdujących się w pobliżu koralika. Jednocześnie w kończynie przeciwległej nie występuje żadna ekspresja. Ekspresję tę można zahamować poprzez jednoczesny przeszczep koralika pokrytego inhibitorem MEK, takim jak U0126.Podobnie, przeszczepienie koralika z U0126 w stadium HH 21 redukuje endogenną ekspresję MyoD po 24 godzinach, w porównaniu z nieleczoną kończyną przeciwległą. W pąkach kończyn, w stadium HH 19, FGF18 nie indukuje MyoD. Jednakże, współprzeszczepienie koralików nasączonych FGF18 i antagonistą kwasu retinowego może przełamać ten efekt, co prowadzi do wykrycia ektopowej ekspresji MyoD.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, można ją przeprowadzić w ciągu trzech do czterech minut. Opracowanie tej metody pozwoliło badaczom z dziedziny biologii rozwoju badać sygnalizację czynników wzrostu w rozwoju zarodkowym. Podczas stosowania tej techniki należy pamiętać, aby nie dopuścić do wyschnięcia zarodka.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak wszczepiać koraliki do rozwijających się embrionów, aby określić, w jaki sposób sygnalizacja czynników wzrostu wpływa na rozwój.

grafting-beads-into-developing-chicken-embryo-limbs-to-identify

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Różnorodne czynniki wzrostu i białka oddziałują na siebie, indukując komórki do przyjmowania różnych przeznaczeń komórkowych podczas rozwoju. W niniejszej pracy demonstrujemy zastosowanie preparacji in ovo w celu zbadania możliwych oddziaływań między różnymi białkami w rozwoju, poprzez umieszczanie kulek w embrionach kurzych w stadium E2.5.

Umieszczanie kulek powlekanych czynnikami wzrostu w zarodkach kurczat we wczesnym stadium rozwoju

Indukcja neuralna jest pierwszym etapem formowania się mózgu. Jest to mechanizm, dzięki któremu węzeł Hensen’a (organizator) instruuje sąsiednie tkanki do przyjęcia losu neuralnego, tzn. do przekształcenia się w układ nerwowy. Niniejszy film prezentuje test indukcji neuralnej w embrionie kurczaka.

Analiza indukcji neuralnej w embrionie kurczaka

Błona chorioallantoiczna (CAM) zarodka kurczaka stanowi unikalne, naturalnie immunodeficyjne środowisko hodowlane do badania angiogenezy i tumorigenzy. Niniejszy artykuł wideo prezentuje poszczególne etapy hodowli kurczaka ex ovo, aplikację substancji potencjalnie angiogennych oraz skuteczną inokulację komórek i tkanek nowotworowych na powierzchni CAM.

Hodowla kurcząt ex ovo oraz test CAM ex ovo: jak to naprawdę działa

W niniejszym artykule opisano technikę transplantacji tkanek, która została opracowana w celu zbadania właściwości sygnalizacyjnych i wzorowania powierzchniowego ektodermy głownej podczas rozwoju kraniofacjalnego.

Ocena właściwości sygnalizacyjnych nabłonków ektodermalnych podczas rozwoju kraniofacjalnego

Źródło: Delalande, J., et.al. Podwójne znakowanie komórek grzebienia nerwowego i naczyń krwionośnych w zarodkach kurczaków za pomocą szczepienia cewy nerwowejpiskląt GFP i wstrzyknięcia barwnika karbocyjaninowego DiI. J. Vis. Exp. (2015)Ten film pokazuje przeszczepienie cewy nerwowej dawcy znakowanej GFP z dopasowanego etapu transgenicznego zarodka kurczaka do zarodka biorcy na poziomie somitów od jednego do siedmiu, a następnie znakowanie naczyniowe przy użyciu lipofilowego barwnika...

Wizualizacja sieci nerwowych i naczyniowych w zarodku kurczaka

Oglądanie i dostęp do zarodka kurczaka podczas rozwoju może być wyzwaniem. Opracowaliśmy metodę ex ovo, która jest prosta, opłacalna i może być łatwo stosowana w klasie lub w środowisku badawczym. Metoda ta zapewnia dostęp do zarodka w późnych stadiach rozwoju zarodkowego (HH 40).

Zoptymalizowana hodowla ex-ovo zarodków piskląt do zaawansowanych etapów rozwoju

Tutaj informujemy o podwójnym znakowaniu komórek grzebienia nerwowego i naczyń krwionośnych za pomocą wewnątrzgatunkowego szczepienia rurki nerwowejGFP w połączeniu z wewnątrznaczyniowym wstrzyknięciem DiI. Ta eksperymentalna technika pozwala nam jednocześnie wizualizować i badać rozwój układu nerwowego (jelitowego) wywodzącego się z NCC i układu naczyniowego podczas organogenezy.

Podwójne znakowanie komórek grzebienia nerwowego i naczyń krwionośnych w zarodkach kurczaków za pomocą szczepienia cewy nerwowejpiskląt GFP i wstrzyknięcia barwnika karbocyjaniny DiI

Danio pręgowany jest doskonałym modelem do badań genetycznych i rozwojowych. Implantacja kulek jest cenną techniką manipulacji tkankami, którą można wykorzystać do badania mechanizmów rozwojowych poprzez wprowadzanie zmian w lokalnych środowiskach komórkowych. Protokół ten opisuje, w jaki sposób przeprowadzić implantację mikrogranulek w zarodku danio pręgowanego.

Implantacja mikrogranulek w zarodku danio pręgowanego

Opisane są protokoły wykorzystujące nieprzepuszczalne bariery do blokowania zdarzeń indukcyjnych między tkankami głównej osi ciała a bokiem zarodka pisklęcia, wymagane do tworzenia kończyn. Koraliki nasączone potencjalnymi sygnałami indukcyjnymi są wykorzystywane do przezwyciężenia efektu umieszczania bariery, a analiza ekspresji genów to potwierdza.

Zastosowanie nieprzepuszczalnych barier w połączeniu z kulkami nasączonymi czynnikiem kandydującym do badania sygnałów indukcyjnych w pisklątku

Rekombinowane kończyny to potężny model eksperymentalny, który pozwala badać proces różnicowania komórek i generowania wzorców pod wpływem sygnałów embrionalnych. Protokół ten przedstawia szczegółową metodę generowania rekombinowanych kończyn z komórkami mezodermalnymi kończyn kurczaka, które można dostosować do innych typów komórek uzyskanych z różnych organizmów.

Test rekombinowanych kończyn kurczaka w celu zrozumienia morfogenezy, wzorca i wczesnych etapów różnicowania komórek

Test nasiąkniętych kulek polega na ukierunkowanym dostarczeniu odczynnika testowego w dowolnym momencie rozwoju w celu zbadania regulacji różnicowania i morfogenezy komórek. Przedstawiono szczegółowy protokół, mający zastosowanie do każdego doświadczalnego modelu zwierzęcego, dotyczący przygotowania trzech różnych rodzajów namoczonych koralików i wszczepienia ich w komórkę międzypalcową zarodka kurczaka.

Analiza różnicowania komórek, morfogenezy i wzorcowania podczas embriogenezy kurczaka przy użyciu testu z namoczonymi kulkami

Poznaj metodę szczepienia kulek w kończyny zarodka kurczaka w celu badania wpływu czynników wzrostu na ekspresję genów i szlaki sygnałowe. Ta technika pozwala testować cząsteczki sygnałowe bezpośrednio w embriogenie.

Szczepienie kulek w rozwijających się kończynach zarodka kurczaka w celu identyfikacji szlaków transdukcji sygnału wpływających na ekspresję genów (Wideo) | JoVE Journal

Szczepienie kulek w rozwijających się kończynach zarodka kurczaka w celu identyfikacji szlaków transdukcji sygnału wpływających na ekspresję genów

Przeglądaj więcej filmów