Name: Cięcie rdzenia osadowego i ekstrakcja wód porowych w warunkach beztlenowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 21 s
Description: Naucz się cięcia rdzeni osadowych i ekstrakcji wód porowych w warunkach beztlenowych. Ta metoda umożliwia badanie specjacji metali w geochemii środowiskowej jezior i mokradła.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Te badania były częściowo wspierane przez program RAPID Narodowej Fundacji Nauki (NSF-1048925, 1048919, and 1048914) dla Alison Keimowitz, Ming-Kuo Lee, Benedict Okeke i James Saunders.

1. Przygotowanie sprzętu
<ol>
	<li>Przygotowanie wkładek rdzeniowych
	<ol>
		<li>Oblicz grubość warstwy rdzenia, która zostanie uzyskana, używając opcji Objętość = πr2 x grubość; końcowa objętość musi wynosić <50 cm3. Przy średnicy rdzenia 10 cm można uzyskać plastry o grubości 2 cm. 
		UWAGA: Nie jest konieczne, aby objętość wynosiła pełne 50 ml, ale uzyskane objętości wody porowej będą proporcjonalnie mniejsze.</li>
		<li>Za pomocą wyrzynarki (lub podobnej) pokrój jedną wkładkę rdzeniową lub plastikową rurkę o identycznej średnicy na pierścienie o średnicy 2 cm (lub inną grubość, jeśli używasz rdzenia o innej średnicy). Zdobądź 3-5 pierścieni.</li>
		<li>Wyczyść wszystkie tworzywa sztuczne, które będą miały kontakt z osadem, w tym wkładki rdzeniowe, nasadki rdzeniowe, pierścienie, krajalnice do rdzeni, probówki wirówkowe, strzykawki i jednorazowe łyżki. (Namocz tworzywa sztuczne w 10% HCl przez 24 godziny, spłucz tworzywa sztuczne 3x w nanoczystej (22 MΩ) wodzie i pozostaw materiały do wyschnięcia na powietrzu, najlepiej w okapie z przepływem laminarnym, przed zapakowaniem.)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie podnośnika laboratoryjnego
	<ol>
		<li>Wytnij kawałek sklejki za pomocą wyrzynarki, aby pokryć rozmiar 6" x 6" górnej płyty podnośnika laboratoryjnego i wywierć otwór w środku tej sklejki za pomocą otwornicy do wiertła. 
		UWAGA: Ten otwór powinien być tylko nieznacznie większy niż średnica przedłużaczy z PVC; W przypadku zastosowanych tutaj rozmiarów otwór powinien wynosić 2 3/4".</li>
		<li>Wywierć cztery małe otwory w krawędziach tej sklejki, aby dopasować je do otworów w górnej płycie podnośnika laboratoryjnego za pomocą zwykłego wiertła na wiertarce ręcznej lub wiertarce. Przymocuj sklejkę do podnośnika laboratoryjnego za pomocą opasek zaciskowych. 
		UWAGA: W tej sklejce nie powinno być "drgań".</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywierć otwór w środku sklejki o wymiarach około 2 'x 1.5' nieco większy niż zewnętrzna średnica wkładek rdzeniowych za pomocą otwornicy. W przypadku wkładek rdzeniowych o średnicy 10 cm odpowiedni będzie otwór o średnicy 10,5-11,5 cm. To drewno jest rdzeniową płytą prowadzącą.</li>
	<li>Przygotowanie wytłaczarki rdzeniowej (tłoka)
	<ol>
		<li>Zaopatrz się w gumowy korek laboratoryjny, który ściśle przylega do wkładek rdzenia. Jeśli żaden z nich nie jest dostępny, ogol go na odpowiedni rozmiar za pomocą maszynki do golenia. Nie należy używać zbyt małego korka.</li>
		<li>Przykręć korek laboratoryjny do kołka lub trzonka miotły o długości około 1'-1.5' i średnicy 1". Zakryj na powierzchni korka wodoodporną taśmą izolacyjną. 
		UWAGA: Większa strona korka powinna być skierowana w stronę przeciwną do kołka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przetnij rurę PVC o długości około 1,5 cala na odcinki o długości ~ 6 cali. 
	UWAGA: Średnica wewnętrzna powinna być większa niż kołek w kroku 1.4.2, ale mniejsza niż korek w kroku 1.4.1. Protokół ten zakłada użycie standardowego 2-calowego PVC o rzeczywistej średnicy zewnętrznej 2,375". Te kawałki PVC są przedłużaczami rdzenia.</li>
	<li>Zmontuj wszystkie inne potrzebne urządzenia wymienione na Liście Materiałów. 
	UWAGA: Należy go zebrać w domowym laboratorium i przynieść do laboratorium terenowego.</li>
</ol>
2. Ustawianie Stanowiska Laboratorium Polowego
<ol>
	<li>Ustawianie torby na rękawiczki
	<ol>
		<li>Clamp płytę prowadzącą rdzeń do powierzchni roboczej (blat, powierzchnia laboratoryjna itp.). Upewnij się, że otwór na wkładkę rdzenia znajduje się nad powierzchnią roboczą, ale jest otwarty.</li>
		<li>Umieść jednorazową torbę na rękawice na płytce prowadzącej rdzeń i poprowadź rurkę od wejścia rurki w torbie na rękawice do regulatora zbiornika N2. Upewnij się, że zbiornik jest bezpiecznie zabezpieczony za pomocą clamp stołu butli.</li>
		<li>Przyklej rurkę do worka na rękawiczki, aby uszczelnić ten punkt wejścia, otaczając torbę wokół zewnętrznej części rurki taśmą izolacyjną. Upewnij się, że około 8 cali rurki wystaje do wnętrza torby rękawicowej. Wsuń rurkę clamp na rurkę wewnątrz torby na rękawiczki; Pozostaw ten zacisk otwarty.</li>
		<li>Wytnij literę "X" na dnie worka na rękawice nad otworem w płytce prowadzącej rdzeń za pomocą noża do pudełek lub prostej brzytwy. To x powinno być mniejsze niż średnica wkładki rdzeniowej.</li>
		<li>Załaduj do torby na rękawiczki przedmioty znajdujące się w Tabeli 1.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja rdzenia
	<ol>
		<li>Umieść podnośnik laboratoryjny na podłodze pod obszarem roboczym, do którego przymocowana jest torba na rękawice. Umieść rdzeń w nacięciu "X" na dnie worka rękawicowego w kroku 2.1.4, trzymając go w pozycji pionowej. 
		UWAGA: Około 4-6 cali rdzenia powinno wystawać ponad płytę stabilizacyjną rdzenia.</li>
		<li>Przytrzymaj rdzeń stabilnie, aby umożliwić badaczowi 2 wykonanie kroków od 2.2.3 do 2.2.6.</li>
		<li>Przyklej rdzeń do plastikowej torby na rękawiczki wokół "X", używając dużej ilości dobrej taśmy uszczelniającej izolacyjnej.</li>
		<li>Włóż uchwyt wytłaczarki rdzeniowej do przekładki PVC o średnicy 2 cali i długości ~ 6 cali, a następnie złączki o długości ~ 3 cali, a następnie kolejnej przekładki. Kontynuuj ten wzór, aż PVC całkowicie zakryje uchwyt; Może wystawać na niewielką odległość poza koniec uchwytu. Umieść ekstruder rdzeniowy (z przekładkami i złączkami PVC) pod spodem rdzenia.</li>
		<li>Podeprzyj wytłaczarkę rdzeniową za pomocą podnośnika laboratoryjnego, aby wytłaczarka mogła podeprzeć rdzeń. W tym momencie utrzymuj podnośnik jak najniżej i w miarę możliwości używaj podkładek dystansowych rdzenia.</li>
		<li>Użyj noża do pudełek, aby ostrożnie przeciąć wokół dolnej nasadki rdzenia. To cięcie powinno skutkować pozostawieniem pierścienia nasadki rdzenia na zewnątrz wkładki rdzenia i płaską okrągłą częścią nasadki rdzenia przylegającą do materiałów rdzenia.</li>
		<li>Włóż ręce do torby na rękawiczki (badacz 1). Trzymaj rdzeń stabilnie, aby nie przesuwał się dalej ponad płytę stabilizującą rdzenia, podczas gdy badacz 2 zacznie powoli obracać podnośnik laboratoryjny, aby podnieść rdzeń. Wytłaczarka rdzeniowa powinna wejść do wkładki rdzenia i zacząć wypychać osad w górę jak push pop.</li>
		<li>W razie potrzeby lekko porusz ekstruderem rdzeniowym na boki, aby włożyć go do wkładki rdzenia (badacz 2). Przygotuj się na lekki trzask, gdy wejdzie.</li>
		<li>Kontynuuj podnoszenie rdzenia, aż górna część rdzenia znajdzie się na lub w pobliżu górnej części wkładki rdzenia (badacze 1 i 2). Należy pamiętać, że podczas tej procedury nasadka rdzenia powinna pozostać na górze rdzenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamykanie worka na rękawiczki
	<ol>
		<li>Dokładnie sprawdź, czy wszystkie niezbędne materiały znajdują się w torbie na rękawiczki; włącz przenośny miernik tlenu.</li>
		<li>Otwórz wszystkie probówki wirówkowe, butelki z wodą i inne przedmioty zawierające uwięzione powietrze. Jeśli rdzeń ma przestrzeń nad stojącą wodą, otwórz górną nasadkę, aby oczyścić tę przestrzeń nad głową.</li>
		<li>Włącz regulator tak, aby przepływ azotu przez rurkę do worka na rękawiczki był umiarkowany. Generalnie odpowiednie jest ciśnienie ~15 psi na ostatnim etapie regulatora przy otwartych wszystkich zaworach. 
		UWAGA: Powinien być wystarczająco szybki, aby poczuć silny wiatr na skórze, ale nie tak silny, aby rozproszył zapasy rękawiczek.</li>
		<li>Skieruj azot do wszystkich obszarów worka rękawicowego i wypchnij azot przez główny otwór najlepiej jak potrafisz. Wyłącz azot.</li>
		<li>Trzykrotnie przeoczyść worek rękawicowy, powtarzając trzykrotnie kroki od 2.3.6 do 2.3.9. 
		UWAGA: Jedna osoba może to osiągnąć, ale może to być łatwiejsze dla dwóch osób, dzięki czemu jedna może trzymać ręce w rękawicach, które są częścią torby na rękawiczki.</li>
		<li>Uszczelnij główny otwór torby na rękawice, owijając go kilkakrotnie 1-2 linkami bungee. Włączyć azot do podobnego przepływu jak w ppkt 2.3.3. Umieść dłonie badacza 1 we wbudowanych rękawicach w torbie z rękawiczkami.</li>
		<li>Przenieś rurkę z azotem z jednego obszaru worka do drugiego, aby napełnić worek rękawicowy azotem. Skieruj probówkę w wszelkie szczeliny, takie jak otwarta probówka wirówkowa, nad wodą w butelce ze spryskiwaczem itp.</li>
		<li>Wyłącz azot, zamykając rurkę clamp. Zauważ, że można to zrobić bez wyjmowania rąk badacza 1 z torby na rękawice.</li>
		<li>Otwórz przód torby z rękawiczkami i używając ciała badacza 1, wypchnij z niej jak najwięcej gazu. 
		UWAGA: W tym momencie torba powinna być płaska wokół znajdujących się w niej zapasów.</li>
		<li>Napełnij torbę rękawicową do wygodnego ciśnienia i wyłącz azot za pomocą rurki clamp. Może być konieczne wykonanie kilku prób i błędów, aby znaleźć wygodny nacisk, ponieważ jest zbyt pełny i trudno jest poruszać rękami, a jednocześnie zbyt pusty i trudno jest widzieć i manipulować przedmiotami. Otwórz rurkę azotową clamp na krótkie okresy, aby napełnić worek, jeśli wydaje się, że ma powolny wyciek lub z jakiegokolwiek powodu staje się bardziej pusty. Otwórz przód torby, aby wypuścić niewielkie ilości azotu, jeśli stanie się nieprzyjemnie pełny.</li>
		<li>Sprawdź poziom tlenu rozpuszczonego w przenośnym tlenomierzu. Powinien wynosić poniżej 1%.</li>
		<li>Włóż rękawice z worka na rękawiczki do rękawiczek jednorazowych. Poprawią one zręczność. Zmieniaj je, gdy się zabrudzą lub rozerwą; Wyrzucić do pojemnika na odpady w worku.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Podział rdzenia na sekcje
UWAGA: ta część procedury jest znacznie łatwiejsza do wykonania przez dwóch badaczy.
<ol>
	<li>Usunąć stojącą wodę za pomocą strzykawki. Przefiltruj tę wodę strzykawką i umieść ją w probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml.</li>
	<li>Usuwanie sekcji podstawowej
	<ol>
		<li>Umieść pierścień do cięcia rdzenia powyżej górnej części wkładki rdzenia. Podnieś rdzeń do góry (sekcja 3.3), aż górna część osadu znajdzie się na szczycie pierścienia.</li>
		<li>Włóż krajalnicę rdzeniową między górną część wkładki rdzeniowej a pierścień. Sekcja osadu znajduje się teraz na szczycie krajalnicy rdzeniowej.</li>
		<li>Przenieś osad do probówki o pojemności 50 ml za pomocą jednorazowych łyżek. Zakręć szczelnie rurkę, gdy jest pełna.</li>
		<li>Opłucz krajalnicę rdzeniową i pierścień do cięcia rdzenia wodą nanoczystą; spryskaj brudne odpady do pojemnika na odpady wewnątrz worka na rękawiczki. Jednorazowe łyżki można również wypłukać lub wyrzucić, w zależności od potrzebnej liczby. Osusz krajalnicę i pierścień do cięcia rdzenia ręcznikami papierowymi.</li>
		<li>Powtarzaj krok 3.2, aż nie pozostanie już żaden materiał rdzenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podnoszenie rdzenia
	<ol>
		<li>W całym 3.2 konieczne jest podniesienie rdzenia. Rób to małymi krokami za pomocą podnośnika laboratoryjnego. Wykonaj następujące trzy kroki, gdy podnośnik laboratoryjny jest całkowicie wysunięty.</li>
		<li>Przytrzymaj rdzeń na miejscu w torbie na rękawiczki (badacz 1).</li>
		<li>Obniż podnośnik laboratoryjny do najniższego ustawienia, gdy jest całkowicie ściśnięty (badacz 2). Upewnij się, że rdzeń jest utrzymywany na miejscu, ręce badacza 1 znajdują się w torbie na rękawice, a ręce badacza 2 są podparte od spodu.</li>
		<li>Wypełnij przestrzeń między dolnym końcem wytłaczarki rdzeniowej a podnośnikiem za pomocą przekładek i złączek z PVC. Upewnij się, że rdzeń jest bezpiecznie podparty przez przedłużacz rdzenia przed puszczeniem górnej części rdzenia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Wydobywanie porów
<ol>
	<li>Otwórz worek na rękawiczki i wyjmij stojak z probówkami wirówkowymi.</li>
	<li>W razie potrzeby wyczyść torbę na rękawice, usuwając brud, płyny lub kondensację, wycierając wnętrze ręcznikami papierowymi, wodą itp. Pusty pojemnik na odpady.</li>
	<li>Ponownie luźno zamknij torbę na rękawiczki za pomocą linków bungee.</li>
	<li>Zważyć probówki wirówkowe, które teraz zawierają pokrojony osad (w razie potrzeby).</li>
	<li>Owiń górne części probówek wirówkowych taśmą izolacyjną, aby uszczelnić połączenie nasadka/probówka.</li>
	<li>Zrównoważyć probówki do odwirowania, ważąc je po zaklejeniu taśmą. Dodaj lub usuń taśmę izolacyjną, aby uzyskać obciążniki z dokładnością do 0,5 g. 
	UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, rurki od góry rdzenia będą lżejsze niż te od dołu.</li>
	<li>Umieścić probówki w wirówce i odwirować z maksymalnym przyspieszeniem (zalecane 1 100 x g) przez 20 min. 
	UWAGA: Wyższe szybkości wirowania pozwolą na większą separację wód porowych.</li>
	<li>Usuń taśmę izolacyjną z probówek wirówkowych, odklejając je lub krojąc brzytwą przed włożeniem probówek z powrotem do worka na rękawice. Po odwirowaniu należy odłożyć probówki wirówkowe do stojaka i wrzucić z powrotem do worka na rękawice.</li>
	<li>Dodaj kolejny zestaw probówek wirówkowych, strzykawek i filtrów strzykawkowych do worka na rękawiczki. Te nowe rurki będą przechowywać wody porowe i mogą być wstępnie oznakowane.</li>
	<li>Ponownie wyczyść worek na rękawice, jak w kroku 2.3.5. Jeśli worek rękawicowy został otwarty tylko na chwilę w celu wyjęcia rurek i nie został wyczyszczony, dopuszczalne będzie jego wyczyszczenie tylko dwa razy. Jeśli używany jest monitor tlenu, należy upewnić się, że atmosfera w worku rękawicowym wynosi <1%O2. Nie zapomnij otworzyć nowo dodanych probówek wirówkowych i je oczyścić.</li>
	<li>Włóż ręce do rękawic w torbie na rękawiczki; tak jak poprzednio, przykryj je rękawiczkami jednorazowymi.</li>
	<li>Otwórz jedną rurkę. Usunąć wody porowe znad osadu za pomocą strzykawki, a następnie przymocować filtr strzykawkowy do końcówki strzykawki. Jeśli wody porowe i osady są dobrze oddzielone, wody porowate można wlewać bezpośrednio do strzykawki z wyjętą lufą i filtrem strzykawkowym na końcówce.</li>
	<li>Przepchnąć wodę przez filtr strzykawkowy do odpowiedniej probówki wirówkowej. 
	UWAGA: Potrzebna będzie pewna siła; Może być wymagany więcej niż jeden filtr strzykawkowy na próbkę.</li>
	<li>Załóż nakrętki na probówkę wirówki zawierającą osad i probówkę zawierającą wody porowe.</li>
	<li>Powtórzyć kroki od 4.13 do 4.15 dla każdej próbki.</li>
	<li>Otwórz worek rękawicowy i wyjmij próbki. Zarówno rurki z osadem, jak i wodą porową można ponownie zważyć.</li>
	<li>W razie potrzeby natychmiast przeanalizuj wody porowe. Analizy mogą obejmować (ale nie ograniczają się do) chromatografii jonowej dla głównych jonów11, ferrozyny dla specjacji żelaza12, specjacji arsenu metodą woltamperometrii13 i specjacji siarczkowej14.</li>
	<li>Zamrozić wody porowe i osady w suchym zbiorniku (około -80 °C) w celu zachowania specjacji do późniejszych analiz, jeśli jest to właściwe dla planowanych analiz. Właściwe może być również przechowywanie próbek w chłodnym miejscu w hermetycznych pojemnikach lub w aluminiowych workach oczyszczonych azotem.</li>
	<li>W razie potrzeby ponownie użyć torby rękawicowej na drugi rdzeń (począwszy od 2.2.2). Po dwóch rdzeniach zwykle należy wymienić torbę na rękawice.</li>
</ol>

<ol><li>Chapman, P. M., Wang, F., Germano, J. D., Batley, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pore+water+testing+and+analysis%3A+the+good%2C+the+bad%2C+and+the+ugly%5BTitle%5D)+AND+%22Mar+Poll+Bull%22%5BJournal%5D)">Pore water testing and analysis: the good, the bad, and the ugly.</a> Mar Poll Bull. 44, 359-366 (2002).</li>
<li>Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pore+water+sampling+with+sediment+peepers%5BTitle%5D)+AND+%22TrAC%22%5BJournal%5D)">Pore water sampling with sediment peepers.</a> TrAC. 14, 250-256 (1995).</li>
<li>Steinmann, P., Shotyk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+composition%2C+pH%2C+and+redox+state+of+sulfur+and+iron+in+complete+vertical+porewater+profiles+from+two+Sphagnum+peat+bogs%2C+Jura+Mountains%2C+Switzerland%5BTitle%5D)+AND+%22Geochim+Cosmochim+Acta%22%5BJournal%5D)">Chemical composition, pH, and redox state of sulfur and iron in complete vertical porewater profiles from two Sphagnum peat bogs, Jura Mountains, Switzerland.</a> Geochim Cosmochim Acta. 61, 1143-1163 (1997).</li>
<li>Bufflap, S. E., Allen, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sediment+pore+water+collection+methods+for+trace+metal+analysis%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Wat+Res%22%5BJournal%5D)">Sediment pore water collection methods for trace metal analysis: A review.</a> Wat Res. 29, 165-177 (1995).</li>
<li>Glew, J., Smol, J., Last, W. Chapter 5, Sediment Core Collection and Extrusion. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGlew%2C+J+%22Developments+in+Paleoenvironmental+Research%22">Developments in Paleoenvironmental Research</a>. Last, W., Smol, J. , Tracking Environmental Change Using Lake Sediments; 1. Springer. Netherlands. 73-105 (2001).</li>
<li>Jahnke, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple%2C+reliable%2C+and+inexpensive+pore-water+sampler%5BTitle%5D)+AND+%22L%26O%22%5BJournal%5D)">A simple, reliable, and inexpensive pore-water sampler.</a> L&O. 33, 483-487 (1988).</li>
<li>Bufflap, S. E., Allen, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+pore+water+sampling+techniques+for+trace+metals%5BTitle%5D)+AND+%22Wat+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of pore water sampling techniques for trace metals.</a> Wat Res. 29, 2051-2054 (1995).</li>
<li>Zheng, Y., Anderson, R. F., van Geen, A., Kuwabara, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Authigenic+molybdenum+formation+in+marine+sediments%3A+a+link+to+pore+water+sulfide+in+the+Santa+Barbara+Basin%5BTitle%5D)+AND+%22Geochim+Cosmochim+Acta%22%5BJournal%5D)">Authigenic molybdenum formation in marine sediments: a link to pore water sulfide in the Santa Barbara Basin.</a> Geochim Cosmochim Acta. 64, 4165-4178 (2000).</li>
<li>Keimowitz, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arsenic+redistribution+between+sediments+and+water+near+a+highly+contaminated+source%5BTitle%5D)+AND+%22Env+Sci+%26+Tech%22%5BJournal%5D)">Arsenic redistribution between sediments and water near a highly contaminated source.</a> Env Sci & Tech. 39, 8606-8613 (2005).</li>
<li>Natter, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Level+and+Degradation+of+Deepwater+Horizon+Spilled+Oil+in+Coastal+Marsh+Sediments+and+Pore-Water%5BTitle%5D)+AND+%22Env+Sci+%26+Tech%22%5BJournal%5D)">Level and Degradation of Deepwater Horizon Spilled Oil in Coastal Marsh Sediments and Pore-Water.</a> Env Sci & Tech. 46, 5744-5755 (2012).</li>
<li>Jackson, P. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJackson%2C+PE+%22Ion+chromatography%22">Ion chromatography</a>. , Journal of Chromatography Library; 46. Elsevier. (1990).</li>
<li>Stookey, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ferrozine+-+A+New+Spectrophotometric+Reagent+For+Iron%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Ferrozine - A New Spectrophotometric Reagent For Iron.</a> Anal. Chem. 42, 779-781 (1970).</li>
<li>He, Y., Zheng, Y., Ramnaraine, M., Locke, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+pulse+cathodic+stripping+voltammetric+speciation+of+trace+level+inorganic+arsenic+compounds+in+natural+water+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chim.+Acta%22%5BJournal%5D)">Differential pulse cathodic stripping voltammetric speciation of trace level inorganic arsenic compounds in natural water samples.</a> Anal. Chim. Acta. 511, 55-61 (2004).</li>
<li>Cline, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrophotometric+Determination+of+Hydrogen+Sulfide+in+Natural+Waters%5BTitle%5D)+AND+%22L%26O%22%5BJournal%5D)">Spectrophotometric Determination of Hydrogen Sulfide in Natural Waters.</a> L&O. 14, 454-458 (1969).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana tutaj technika jest elastyczna, którą można dostosować do szerokiego zakresu lokalizacji, rozmiarów rdzenia, grubości sekcji rdzenia itp. System ten składa się z trzech podstawowych elementów.
Po pierwsze, należy przygotować system wytłaczania rdzenia o odpowiednich wymiarach do analizy rdzenia. Instrukcje tutaj są podane przy założeniu rdzenia około 30"; znacznie dłuższe rdzenie mogą wymagać większej liczby przedłużaczy z PVC i złączek PVC do pełnego wytłaczania. Dokładnie za...

Badacze często chcą badać stan redoks i geomikrobiologię systemu osadowo-wodnego. W tym celu idealnie wykorzystuje się dane zarówno z osadów, jak i wód porowych, ponieważ wody porowe są często wrażliwymi monitorami systemu i są częstym, choć nie jedynym źródłem, ekologicznego narażenia na wrażliwe na redoks metale ciężkie1, takie jak arsen i uran. Dane dotyczące wody porowej można uzyskać in situ za pomocą filtrów równowagi dyfuzyjnej, znanych również jako "podglądacze", zainstalowanych w osadzie2. Podglądacze są najczęściej stosowane w miejscach, w których teren jest znany przed rozpoczęciem prac terenowych i gdzie można odbyć wiele wizyt w terenie przez dłuższy czas, np. Shotyk3. W związku z tym wiele kontekstów nie zezwala na korzystanie z podglądaczy, takich jak miejsca dostępne tylko przez krótki czas lub miejsca, w których pobiera się wiele próbek eksploracyjnych w celu określenia, gdzie należy przeprowadzić dalsze badania4. Ponadto obserwatorzy nie pobierają próbek osadu jednocześnie z pobieraniem próbek wody.
Gdy pożądane jest pobieranie próbek osadu i wody razem, lub w miejscach, gdzie instalacja podglądacza nie jest możliwa, najczęstszą metodą uzyskania osadu i wody jest rdzeniowanie osadów. Uzyskanie niezmieszanego rdzenia jest kluczowym wstępem do procedury opisanej w tej pracy5. Po uzyskaniu rdzenia wody porowe można uzyskać przez wyciskanie6 lub wirowanie; Oba mają zalety i wady. Wirowanie jest ogólnie uważane za najbardziej niezawodną metodę ekstrakcji wód porowych z rdzeni osadów,7 chociaż należy zachować ostrożność, aby zapobiec utlenianiu osadów lub wód porowych.
W tej metodzie opisujemy wytłaczanie rdzeni i wirowanie w celu wydobycia wody porowej przy minimalnym utlenianiu. Autorzy zastosowali opisaną tu metodę w różnych kontekstach, w tym w morzu8, zanieczyszczonym jeziorze9 i terenach podmokłych10. Przedstawione reprezentatywne dane pokazują, że warunki redukcyjne mogą być zachowane. Z wyjątkiem wirówki, użyte materiały są niedrogie, a metoda ta może być stosowana do szerokiej gamy badań geochemicznych i geomikrobiologicznych.

<table><tbody><tr><td>Jednorazowe torby na rękawiceSigma-Aldrich</td><td></td> <td>Z106089-1EA</td><td>Zwykle wystarcza jeden na dwa rdzenie do przetworzenia.</td></tr><tr><td>Zbiornik N2</td><td>Praxair</td><td></td><td>Często firmy dostarczające gaz mogą dostarczyć je bezpośrednio do laboratorium terenowego.</td></tr><tr><td>Regulator azotu gazowego</td><td>VWR</td><td>55850-478</td><td>Lub podobny</td></tr> Kilka <tr><td>stóp rurki pasującej do regulatora</td><td>VWR</td><td>89403-862</td><td>Lub podobny</td></tr><tr><td>Sprzęt zabezpieczający zbiornik</td><td>VWR</td><td>60142-006</td><td></td></tr><tr><td>Regulowany zacisk rurki</td><td>VWR</td><td>62849-112</td><td></td></tr><tr><td>Wodoodporna, dobrze uszczelniająca taśma izolacyjna</td><td>Scotch</td><td>Super 33+</td><td>Szeroko Dostępne</td></tr><tr><td>2-4 krótkie linki</td><td></td><td></td> bungee <td>Powszechnie dostępne</td></tr><tr><td>Butelki z natryskową wodą nanoczystą</td><td>VWR</td><td>16650-082</td><td>Każda podobna butelka jest w porządku; Zapakuj dodatkowy zapas wody nanoczystej, aby je napełnić.</td></tr><tr><td>Duży zapas ręczników papierowych i chusteczek Kimwipes</td><td></td><td></td><td>Powszechnie dostępne</td></tr><tr><td>probówki wirówkowe o pojemności 50 ml</td><td>VWR</td><td>21008-951</td><td>Oczyszczone kwasem zgodnie z opisem w protokole. Wymagana jest co najmniej 2 sekcje rdzenia.</td></tr><tr><td>Kilka trwałych w markerach.</td><td></td><td></td><td>Powszechnie dostępne</td></tr><tr><td>Kilka prostych żyletek i noży do pudełek.</td><td></td><td></td><td>Powszechnie dostępna</td></tr><tr><td>wirówka</td><td>Beckman-Coulter</td><td>Allegra X-22</td><td>Szybszy wirnik pozwala na większą separację.</td></tr><tr><td>Rotor do probówek 50 ml</td><td>Beckman-Coulter</td><td>SX-4250</td><td></td></tr><tr><td>Plastikowe strzykawki 50 ml bez czarnej gumowej końcówki na cylindrze</td><td>VWR</td><td>66064-764&nbsp;</td><td>Oczyszczony kwasem zgodnie z opisem w protokole. Wymagana jest co najmniej 1/sekcja rdzenia plus 1 dla wody leżącej.</td></tr><tr><td>Filtry strzykawkowe kompatybilne z roztworami wodnymi.</td><td>VWR</td><td>28143-310&nbsp;</td><td>Albo 0,45 &mu; m lub 0,20&nbsp; &mu; Można użyć m rozmiarów porów. Zaplanuj pięć filtrów na każdą przetworzoną sekcję rdzenia.</td></tr><tr><td>Łyżki plastikowe (jednorazowe).</td><td></td><td></td><td>Powszechnie dostępne; Oczyszczony kwasem zgodnie z opisem w protokole.</td></tr><tr><td>Kilka pudełek jednorazowych rękawiczek.</td><td></td><td></td><td>Powszechnie dostępne</td></tr><tr><td>duże plastikowe zlewki lub inne pojemniki na odpady do umieszczenia w torbie na rękawiczki.</td><td>VWR</td><td>13890-148</td><td></td></tr><tr><td>Waga laboratoryjna</td><td>VWR</td><td>10205-008</td><td>Dostępna waga będzie w porządku; wysoka precyzja nie jest wymagana</td></tr><tr><td>Transporter suchy, wstępnie napełniony ciekłym azotem</td><td>VWR</td><td>82005-416</td><td>Wymagany tylko wtedy, gdy próbki są zwracane do laboratorium macierzystego w celu przeprowadzenia delikatnych analiz.</td></tr><tr><td>Notatniki laboratoryjne Wodoodporny</td><td></td><td></td><td>może być przydatny</td></tr><tr><td>Wkładki do rdzenia</td><td>Znak wodny</td><td>77280</td><td>Dostępne u dostawców leśnych</td></tr><tr><td>Czapki rdzeni</td><td>Ben Meadows</td><td>218105</td><td></td></tr><tr><td>Krajalnice do rdzeni</td><td>McMaster Carr</td><td>8707K111</td><td>Pokrój to na 9 3 x 3 kwadraty</td></tr><tr><td>Przekładki PCV</td><td>McMaster Carr</td><td>48925K96</td><td>Pokrój to na krótkie odcinki</td></tr><tr><td>Złączki PVC</td><td>McMaster Carr</td><td>4880K76</td><td>Około 12 potrzebnych</td></tr><tr><td>kołków</td><td></td><td></td><td>Szeroko dostępny</td></tr><tr><td>Korek laboratoryjny</td><td>VWR</td><td>59580-400</td><td>Sprawdź, czy rozmiar jest prawidłowy, aby ściśle przylegał do wkładek rdzenia</td></tr><tr><td>Sklejka na płytę prowadzącą rdzeń i górną część podnośnika</td><td></td><td></td> laboratoryjnego <td>Powszechnie dostępny</td></tr><tr><td>Podnośnik laboratoryjny</td><td>VWR</td><td>89260-826</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski</td><td></td><td></td><td>Szeroko dostępne</td></tr><tr><td>Przenośny monitor tlenu</td><td>Przyrządy RKI</td><td>OX-07</td><td></td></tr></tbody></table>

cięcie rdzenia osadowego i ekstrakcja wód porowych w warunkach beztlenowych

Sediment Core Sectioning and Extraction of Pore Waters under Anoxic Conditions

Pokazujemy metodę dzielenia rdzeni osadów i wydobywania wód porowych przy jednoczesnym zachowaniu warunków beztlenowych. Zbudowany jest prosty, niedrogi system, który można przetransportować do tymczasowej przestrzeni roboczej w pobliżu miejsca pobierania próbek w terenie, aby ułatwić szybką analizę. Rdzenie są wytłaczane do przenośnego worka rękawicowego, gdzie są dzielone na części, a każdy odcinek o grubości 1-3 cm (w zależności od średnicy rdzenia) jest zamykany w probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml. Wody porowe są oddzielane przez odwirowanie na zewnątrz worka rękawicowego, a następnie zawracane do worka rękawicowego w celu oddzielenia od osadu. Te wyekstrahowane próbki wody porowej można natychmiast przeanalizować. Natychmiastowe analizy gatunków wrażliwych na redoks, takich jak specjacja siarczkowa, specjacja żelaza i specjacja arsenu, wskazują, że utlenianie wód porowych jest minimalne; niektóre próbki wykazują około 100% zredukowanych gatunków, np. 100% Fe(II) bez wykrywalnego Fe(III). Zarówno próbki osadu, jak i wody porowej mogą być przechowywane w celu zachowania związków chemicznych do dalszej analizy po powrocie do laboratorium.

Rodzaj uzyskanych wyników zależy od przeprowadzonych analiz oraz od środowiska geochemicznego, z którego pobrano rdzeń. Tlen rozpuszczony można zmierzyć w ekstrahowanych wodach porowych, jednak w wielu środowiskach jego stężenie poniżej pierwszych kilku cm rdzenia będzie wynosić zero. Analizy, które zazwyczaj dostarczają bardziej istotnych informacji, obejmują specjację żelaza (Fe II/Fe III)12, specjację arsenu (As III/As V)13 oraz zawartość siarczków14. O...

Przedstawiono protokół podziału rdzeni osadów i wydobywania wód porowych w warunkach beztlenowych, aby umożliwić analizę wrażliwych na redoks gatunków zarówno w ciałach stałych, jak i płynach.

Cięcie rdzenia osadowego i ekstrakcja wód porowych w warunkach beztlenowych

We demonstrate a method for sectioning sediment cores and extracting pore waters while maintaining oxygen-free conditions. A simple, inexpensive system is ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest sekcjonowanie rdzeni osadów i ekstrakcja wód porowych z tych rdzeni przy jednoczesnym zachowaniu pierwotnego stanu utlenienia. Metoda ta umożliwia badaczom z zakresu geochemii analizę specjacji metali w wodach porowych i osadach z obszarów wrażliwych na procesy redoks, takich jak jeziora i tereny podmokłe. Głównymi zaletami tej techniki są jej elastyczność i możliwość adaptacji, przenośność terenowa, niski koszt oraz brak zaburzeń w strukturze warstw osadów.Procedurę zaprezentuje Rahul Sinha, student studiów licencjackich z mojego laboratorium. Rozpocznij przygotowanie laboratorium polowego od ustawienia worka rękawiczkowego. Najpierw przymocuj płytę prowadzącą rdzeń do powierzchni roboczej za pomocą zacisków.Ustaw otwór na wkładkę rdzeniową tak, aby wystawał przed blat, zapewniając jego drożność. Następnie przymocuj butlę z azotem za pomocą zacisku warsztatowego. Potem nałóż worek rękawicowy na płytkę i poprowadź rurki między workiem a regulatorem gazu.Wsuń około ośmiu cali rurki do wnętrza worka. Następnie uszczelnij połączenie rurki z workiem za pomocą taśmy izolacyjnej, a wewnątrz worka nasuń zacisk na rurkę, pozostawiając go otwartym. Na

sediment-core-sectioning-extraction-pore-waters-under-anoxic

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Ten film przedstawia technikę pobierania próbki gruntu do analizy właściwości hydraulicznych. Obszar pobierania próbek jest oczyszczany, a górna skorupa jest opróżniana. Pierścień do pobierania próbek jest następnie umieszczany w glebie w celu pobrania próbki. Pierścień z próbką jest następnie czyszczony, znakowany, pakowany i przenoszony w nienaruszonym stanie do analizy.

Pobieranie próbek rdzenia glebowego w celu analizy właściwości zatrzymywania wody

Eutrofizacja jezior jest problemem jakości wody na całym świecie, co sprawia, że potrzeba identyfikacji i kontroli źródeł składników odżywczych jest krytyczna. Laboratoryjne określenie szybkości uwalniania fosforu z rdzeni osadów jest cennym podejściem do określania roli wewnętrznego obciążenia fosforem i kierowania decyzjami zarządczymi.

Wyznaczony laboratoryjnie strumień fosforu z osadów jeziornych jako miara wewnętrznego obciążenia fosforem

Prezentujemy metodologię obrazowania wielu faz płynu w warunkach zbiornikowych za pomocą mikrotomografii rentgenowskiej. Przedstawiamy kilka reprezentatywnych wyników uwięzienia kapilarnego w próbce skały węglanowej.

Obrazowanie w skali porów stanu zbiornika wielu faz płynu za pomocą mikrotomografii rentgenowskiej

Tutaj prezentujemy małe inkubacje rdzenia do pomiaru wymiany gazu osad-woda i substancji rozpuszczonej. Umożliwią one wiarygodne pomiary wymiany osad-woda, które ocenią rolę osadów we wpływie na procesy biologiczne i biogeochemiczne w ekosystemach wodnych.

Bentosowa wymianaO2, N2 i rozpuszczonych składników odżywczych przy użyciu inkubacji z małym rdzeniem

Przedstawiono metodę ekstruzji za pomocą kalibrowanego pręta gwintowanego, która pozwala na podpróbkowanie rdzeni osadów wodnych w skali mm. Pobieranie próbek w skali milimetrowej jest konieczne, aby w pełni scharakteryzować stratygrafię ostatnich zdarzeń w zapisach osadów.

Metoda wytłaczania rdzenia osadowego z rozdzielczością milimetrową przy użyciu skalibrowanego pręta gwintowanego

To badanie przedstawia metodę wykopaliskową do badania podpowierzchniowej hydrologicznej, geochemicznej i mikrobiologicznej heterogeniczności lizymetru glebowego. Lizymetr symuluje sztuczne zbocze wzgórza, które początkowo było w jednorodnym stanie i zostało poddane działaniu około 5000 mm wody w ciągu ośmiu cykli nawadniania w okresie 18 miesięcy.

Wykopy lizymetryczne gleby do sprzężonych badań hydrologicznych, geochemicznych i mikrobiologicznych

Długoterminowe badania są niezbędne do zrozumienia procesu ewolucji i mechanizmów adaptacji. Ogólnie rzecz biorąc, badania te wymagają zobowiązań wykraczających poza okres życia badaczy. W tym miejscu opisano potężną metodę, która radykalnie przyspiesza najnowocześniejsze gromadzenie danych w celu generowania danych podłużnych w systemach naturalnych.

Wskrzeszenie uśpionej rozwielitki magna: protokół i zastosowania

Ten protokół jest prezentowany w celu scharakteryzowania złożonych warunków zwilżania nieprzezroczystego porowatego medium (skały zbiornika węglowodorowego) za pomocą trójwymiarowych obrazów uzyskanych za pomocą mikrotomografii rentgenowskiej w warunkach podpowierzchniowych.

Obrazowanie w skali porów i charakterystyka zwilżalności skał złożowych węglowodorów w warunkach podpowierzchniowych za pomocą mikrotomografii rentgenowskiej

Ta metoda szacuje tempo denitryfikacji osadów w rdzeniach osadów za pomocą techniki inhibicji acetylenu i pomiarów mikrosensorem nagromadzonegoN2O. W protokole opisano procedury pobierania rdzeni, kalibracji czujników, przeprowadzania inhibicji acetylenu, pomiaru akumulacjiN2Oi obliczania szybkości denitryfikacji.

Szacowanie szybkości denitryfikacji osadów za pomocą rdzeni i mikroczujnikówN2O

Ten protokół służy do izolowania ziaren kwarcu według wielkości w celu datowania luminescencyjnego osadów. Opisano fizyczne oczyszczanie i trawienie chemiczne poprzez sekwencyjne moczenie wH2O2, HCl, HF i HCl ponownie w celu wyizolowania ziaren kwarcu. Czystość kwarcu określa się ilościowo za pomocą oceny mikroskopowej, spektroskopii Ramana i współczynnika zubożenia IR.

Izolacja ziaren kwarcu do optycznie stymulowanej luminescencji (OSL) Datowanie osadów czwartorzędowych do badań paleośrodowiskowych

Profiler mikrodializy jest opisany do pobierania próbek rozpuszczonych substancji rozpuszczonych w wodzie porowej na styku tlenowo-beztlenowym gleba-woda in situ z minimalnymi zakłóceniami. Urządzenie to jest przeznaczone do wychwytywania gwałtownych zmian w profilach stężeń i głębokości wywołanych zakłóceniami na granicy faz gleba-woda i poza nią.

Pobieranie próbek rozpuszczonej substancji rozpuszczonej na tlenowo-beztlenowym granicy faz gleba-woda przy użyciu profilerów mikrodializ

Naucz się cięcia rdzeni osadowych i ekstrakcji wód porowych w warunkach beztlenowych. Ta metoda umożliwia badanie specjacji metali w geochemii środowiskowej jezior i mokradła.

Cięcie rdzenia osadowego i ekstrakcja wód porowych w warunkach beztlenowych

Przeglądaj więcej filmów