Name: Szybki spektrometr sub-GHz do analizy rozpraszania Brillouina (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 31 s
Description: Poznaj szybką spektrometrię Brillouina z kaskadowymi etalonami VIPA do nieinwazyjnej analizy biomechaniki tkanek. Ta metoda umożliwia bezpieczne badania in vivo przy niskiej mocy światła.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca była częściowo wspierana przez National Institutes of Health (P41-EB015903, R21EY023043, K25EB015885), National Science of Foundation (CBET-0853773) i Human Frontier Science Program (Young Investigator Grant).

Uwaga: Analiza widm Brillouina wymaga lasera z pojedynczym modem podłużnym (~10 mW w miejscu próbki). Do celów pozycjonowania należy użyć silnie osłabionej części wiązki tego lasera (&lt;0,1 mW).
1. Wstępna konfiguracja światłowodu i kamery EMCCD (Electron Multiplied Charge Coupled Device)
<ol>
	<li>Wyznaczyć około 1 600 mm wolnej przestrzeni do poziomowania spektrometru na stole optycznym.</li>
	<li>Zamontować kamerę EMCCD na końcu wolnej przestrzeni do poziomowania.
	<ol>
		<li>Użyć śrub imbusowych do przymocowania kamery do wsporników. Dokręcić wsporniki w uchwytach na pożądanej wysokości osi optycznej. Przymocować uchwyty do stołu optycznego za pomocą zacisków stołowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włączyć kamerę EMCCD. Należy uważać, aby uniknąć nasycenia kamery.
	<ol>
		<li>Zainstalować oprogramowanie kamery na komputerze laboratoryjnym i podłączyć kamerę do komputera.</li>
		<li>Wyłączyć wzmocnienie i ustawić krótki czas integracji (~0,01 sec). Rozpocząć akwizycję obrazów EMCCD. Obserwować obrazy z kamery na ekranie komputera.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontować kolimator światłowodowy około 1 600 mm przed kamerą.
	<ol>
		<li>Umieścić kolimator światłowodowy w adapterze kolimatora światłowodowego.</li>
		<li>Zamontować adapter na wsporniku. Dokręcić wspornik w uchwycie na przybliżonej wysokości osi optycznej (wysokość kamery). Przymocować uchwyt do stołu optycznego za pomocą zacisków stołowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wycentrować wiązkę wyjściową wzdłuż osi optycznej.
	<ol>
		<li>Użyć śruby imbusowej, aby połączyć standardową przysłonę ze wspornikiem. Dokręcić wspornik w uchwycie.</li>
		<li>Umieścić przysłonę przed kolimatorem światłowodowym (&lt;50 mm). Dostosować wysokość przysłony do wiązki. Przesuwać przysłonę wzdłuż pożądanej osi optycznej, która powinna być skierowana bezpośrednio w stronę kamery.</li>
		<li>Wstawić filtr gęstości optycznej bezpośrednio za wyjście lasera w przypadku nasycenia kamery. Użyć śrub regulacyjnych uchwytu kolimatora światłowodowego, aby wycentrować wiązkę wzdłuż osi optycznej. Po osiągnięciu tego celu wiązka będzie przechodzić przez przysłonę wzdłuż całej drogi optycznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontować dopasowaną parę soczewek achromatycznych (f=30 mm) przed kamerą.</li>
</ol>
2. Poziomy stolik spektrometru
<ol>
	<li>Zamontuj maskę poziomą.
	<ol>
		<li>Użyj śrub imbusowych, aby przymocować maskę poziomą do trzpienia. Wkręć trzpień do uchwytu trzpienia. Zamontuj uchwyt trzpienia na stole translacyjnym, umożliwiając poziome przesuwanie maski do i z drogi wiązki. (Rysunek 1)</li>
		<li>Użyj śrub z łbem, aby przykręcić stół translacyjny do stołu optycznego w taki sposób, aby obraz maski był ostry na kamerze CCD w odległości ogniskowej (f=30 mm) achromatycznej pary soczewek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj i ustaw soczewkę sferyczną S1 (f=200 mm) w odległości 600 mm przed maską poziomą.
	<ol>
		<li>Użyj śrub imbusowych, aby zamontować S1 na uchwycie trzpienia. Wkręć trzpień do uchwytu trzpienia.</li>
		<li>Zamontuj dwie przysłony zgodnie z opisem w punkcie 1.5.1. Przed umieszczeniem S1 na drodze wiązki, wstaw jedną przysłonę przed i jedną przysłonę za pożądaną pozycją S1 (600 mm przed maską poziomą). Dostosuj wysokość przysłon tak, aby wiązka swobodnie przechodziła przez obie z nich.</li>
		<li>Umieść S1 600 mm przed maską poziomą (Rysunek 1). Dostosuj wysokość i kąt S1, aż zarówno odbicie wsteczne od soczewki, jak i wiązka wyjściowa będą swobodnie przechodzić przez przysłony. Przykręć uchwyt trzpienia trzymający S1 do stołu optycznego za pomocą zacisków stołowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj VIPA2 w płaszczyźnie ogniskowej soczewki sferycznej (200 mm przed S1).
	<ol>
		<li>Zamontuj uchwyt VIPA na trzpieniu za pomocą śrub dołączonych do uchwytu. Wkręć trzpień do uchwytu trzpienia. Przykręć uchwyt trzpienia do poziomego stołu translacyjnego. (Rysunek 1)</li>
		<li>Ostrożnie umieść VIPA2 w uchwycie VIPA z wejściową szczeliną zorientowaną pionowo. (Rysunek 1)</li>
		<li>Dokładnie ustaw pozycję uchwytu VIPA tak, aby znajdował się dokładnie w płaszczyźnie ogniskowej S1. (Sprawdź to, śledząc przewężenie wiązki za pomocą białej karty).</li>
		<li>Użyj śrub z łbem, aby przykręcić stół translacyjny do stołu optycznego i wysuń VIPA2 z drogi wiązki, korzystając z zakresu ruchu stołu translacyjnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj i ustaw soczewkę sferyczną S2 (f=200 mm) w odległości 200 mm za VIPA i 200 mm przed maską poziomą. Postępuj zgodnie z procedurą opisaną w punktach 2.2.1-2.2.3. Zamiast mocować uchwyt trzpienia do stołu optycznego, zamontuj go na stole translacyjnym z kierunkiem ruchu zgodnym z osią optyczną. (Rysunek 1) Użyj śrub z łbem, aby przykręcić stół translacyjny do stołu optycznego.</li>
	<li>Użyj poziomego stołu translacyjnego (2.3.4), aby wsunąć wejście VIPA2 na drogę wiązki. Obserwuj pionowe linie na obrazie z kamery.
	<ol>
		<li>Dokładnie ustaw S2 za pomocą stołu translacyjnego zamontowanego w punkcie 2.4, aż pionowe linie na obrazie z kamery staną się ostre.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dostrój widmo, korzystając z możliwości regulacji nachylenia poziomego uchwytu VIPA oraz stołu translacyjnego. Użyj translacji poziomej, aby dostroić pozycję wejścia wiązki do etalonu. Użyj nachylenia poziomego, aby dostroić kąt wejścia wiązki do etalonu.</li>
	<li>Zmierz dobroć (finesse) i przepustowość.
	<ol>
		<li>Wykonaj zdjęcie, naciskając F5 lub alternatywnie klikając „acquisition setup” w lewym górnym rogu i wybierając opcję „take image” w oprogramowaniu kamery.</li>
		<li>Kliknij prawym przyciskiem myszy na obraz i wybierz opcję „line plot”. Przeciągnij kursor poziomo przez obraz, aby wygenerować wykres liniowy. Zwolnij kursor, aby zobaczyć wygenerowany wykres.</li>
		<li>Użyj wykresu liniowego do zmierzenia dobroci. Podziel odległość między dwoma szczytami przez ich pełną szerokość połówki maksimum (FWHM). Dąż do wartości &gt;30.</li>
		<li>Określ przepustowość, mierząc moc miernikiem mocy bezpośrednio przed i za VIPA2. Dąż do wartości &gt;50%.</li>
		<li>Dostrój kąt wejścia wiązki do etalonu za pomocą regulacji uchwytu VIPA (2.6) i obserwuj kompromis między dobrocią a przepustowością.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeśli dobroć i przepustowość nie są satysfakcjonujące, wróć i ponownie precyzyjnie ustaw wyrównanie. Upewnij się, że VIPA2 znajduje się w płaszczyźnie ogniskowej S1. Powtórz kroki 2.3.3 - 2.7.</li>
</ol>
3. Pionowy stolik spektrometru
<ol>
	<li>Wysuń VIPA (VIPA2), ustawioną w części 2, poza wiązkę za pomocą stolika translacyjnego (2.3.4). Poziomy stolik spektrometru będzie teraz działał jako system obrazujący 1:1.</li>
	<li>Zamontuj maskę pionową.
	<ol>
		<li>Użyj śrub ustalających, aby przymocować maskę pionową do trzpienia. Wkręć trzpień w adapter kątowy do trzpieni. Wkręć drugi trzpień w adapter kątowy i umieść go w uchwycie trzpienia. Zamontuj uchwyt trzpienia na pionowym stoliku translacyjnym, umożliwiając pionowe przesuwanie maski do i z drogi wiązki. (Rysunek 1)</li>
		<li>Użyj śrub z łbem cylindrycznym, aby przykręcić pionowy stolik translacyjny do stołu optycznego w taki sposób, aby maska pionowa była ostro obrazowana na kamerze EMCCD 200 mm przed S1.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj i ustaw soczewkę cylindryczną C1 (f=200 mm) w odległości 600 mm przed maską pionową.
	<ol>
		<li>Przykręć uchwyt soczewki cylindrycznej do trzpienia. Wkręć trzpień w uchwyt trzpienia. Ostrożnie umieść C1 w uchwycie soczewki i dokręć śruby, aby ją ustabilizować.</li>
		<li>Zamontuj dwie przysłony zgodnie z opisem w punkcie 1.5.1. Przed umieszczeniem C1 na drodze wiązki, wstaw jedną przysłonę przed i jedną przysłonę za pożądaną pozycją S1 (600 mm przed maską pionową). Dostosuj wysokość przysłon tak, aby wiązka swobodnie przez nie przechodziła.</li>
		<li>Umieść C1 600 mm przed maską pionową (Rysunek 1). Ostrożnie dostosuj wysokość, nachylenie i pozycję boczną C1, aż zarówno odbicie wsteczne od soczewki, jak i wiązka wychodząca, zostaną wycentrowane na przysłonach. Przykręc uchwyt trzpienia trzymający C1 do stołu optycznego za pomocą zacisków stołowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj VIPA1 w płaszczyźnie ogniskowej soczewki cylindrycznej (200 mm przed C1).
	<ol>
		<li>Zamontuj uchwyt VIPA na trzpieniu, używając śruby dostarczonej z uchwytem. Wkręć trzpień w uchwyt trzpienia. Przykręć uchwyt trzpienia do pionowego stolika translacyjnego. (Rysunek 1)</li>
		<li>Ostrożnie umieść VIPA1 w uchwycie VIPA z poziomo zorientowaną szczeliną wejściową. (Rysunek 1)</li>
		<li>Dokładnie dostosuj pozycję uchwytu VIPA, aby umieścić VIPA1 dokładnie w płaszczyźnie ogniskowej C1. (Sprawdź to, śledząc przetalie wiązki za pomocą białej karty).</li>
		<li>Użyj śrub z łbem cylindrycznym, aby przykręcić pionowy stolik translacyjny do stołu optycznego i wysuń VIPA1 z wiązki, korzystając z zakresu ruchu stolika translacyjnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj i ustaw soczewkę cylindryczną C2 (f=200 mm) 200 mm za VIPA1 i 200 mm przed maską pionową, postępując zgodnie z procedurą opisaną w punktach 3.3.1-3.3.3. Zamiast mocować uchwyt trzpienia do stołu optycznego, zamontuj go na stoliku translacyjnym z osiami ruchu zorientowanymi wzdłuż osi optycznej. (Rysunek 1) Użyj śrub z łbem cylindrycznym, aby przykręcić stolik translacyjny do stołu optycznego.</li>
	<li>Użyj stolika translacyjnego (3.4.4), aby wsunąć wejście VIPA1 na drogę wiązki. Obserwuj poziome linie na obrazie z kamery.
	<ol>
		<li>Dokładnie ustaw C2 za pomocą stolika translacyjnego zamontowanego w punkcie 3.5, aż poziome linie na obrazie z kamery staną się ostre.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dostosuj widmo, korzystając z regulacji nachylenia pionowego uchwytu VIPA oraz stolika translacyjnego. Użyj translacji pionowej do dostrojenia pozycji wejścia wiązki do etalonu. Użyj nachylenia pionowego do dostrojenia kąta wejściowego wiązki do etalonu.</li>
	<li>Zmierz dobroć (finesse) i przepustowość.
	<ol>
		<li>Wykonaj kroki 2.7.1 - 2.7.2, aby wygenerować wykres liniowy w pionie przez obraz z ekranu kamery.</li>
		<li>Użyj wykresu liniowego do zmierzenia dobroci, dzieląc odległość między dwiema poziomymi liniami przez ich pełną szerokość połówki maksimum (FWHM). Dąż do wartości &gt; 40.</li>
		<li>Zmierz przepustowość, mierząc moc miernikiem mocy bezpośrednio przed i za VIPA1. Dąż do wartości &gt; 30%.</li>
		<li>Dostrój pionowy kąt wejściowy wiązki do etalonu za pomocą regulacji nachylenia pionowego uchwytu VIPA (3.7). Obserwuj kompromis między dobrocią a przepustowością.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeśli dobroć i przepustowość nie są satysfakcjonujące, wróć i ponownie dokonaj precyzyjnego ustawienia. Upewnij się, że VIPA1 znajduje się w płaszczyźnie ogniskowej C1. Powtórz kroki 3.4.3-3.8.</li>
</ol>
4. Połączenie dwóch etapów i końcowe wyrównanie
<ol>
	<li>Wsuń VIPA2. Zaobserwuj kropki rozmieszczone w poziomie i pionie. Kropki te stanowią sygnaturę widmową lasera jednoczęstotliwościowego. Reguluj pozycje translatorów VIPA, aż kropki zostaną ostro ustawione.</li>
	<li>Zmierz dobroć (finesse) i przepustowość spektrometru.
	<ol>
		<li>Wykonaj kroki 2.7.1.-2.7.2, aby wygenerować wykres liniowy przebiegający po przekątnej przez dwie kropki laserowe.</li>
		<li>Wykorzystaj wykres liniowy do pomiaru dobroci, dzieląc odległość po przekątnej między dwiema kropkami przez ich pełną szerokość połówkową (FWHM). Wartość docelowa to &gt;30.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zbuduj czarną skrzynkę, aby osłonić spektrometr.
	<ol>
		<li>Użyj szyn konstrukcyjnych do zbudowania szkieletu skrzynki, która powinna obejmować cały spektrometr, od kolimatora światłowodowego po kamerę CCD (63 in x 9 in x 15 in).</li>
		<li>Pokryj szkielet skrzynki tkaniną zaciemniającą (Blackout Fabric) i szczelnie zaklej rogi taśmą. Upewnij się, że maski i VIPA są łatwo dostępne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podłącz światłowód do standardowej sondy optycznej, takiej jak konfokalny mikroskop refleksyjny4. Standardowe sondy optyczne używane do zbierania światła wstecznie rozproszonego będą przenosić sygnał Brillouina.</li>
</ol>
5. Pomiar przesunięcia Brillouina
<ol>
	<li>Zamknij maski pionową i poziomą, aż sygnatura lasera zniknie. Odpowiednio przesuń stopnie translacyjne.</li>
	<li>Włącz wzmocnienie i zwiększ czas integracji kamery tak bardzo, jak to możliwe, aby nie nasycić kamery EMCCD.</li>
	<li>Obserwuj przesunięcie Brillouina próbki.
	<ol>
		<li>Umieść próbkę w ogniskowej mikroskopu konfokalnego (lub innej sondy optycznej). Rozdzielczość przestrzenna będzie zależeć od obiektywu zastosowanego w mikroskopie konfokalnym. Do cieczy użyj plastikowej szalki lub kuwety. Do pierwszego pomiaru użyj metanolu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aby zoptymalizować przepustowość spektrometru, otwieraj po jednej masce i skanuj rzędy spektrometru, przechylając VIPA i regulując jego stopień translacyjny. Znajdź rząd, w którym sygnał jest najsilniejszy. Ponownie zamknij maskę, aż sygnał lasera zniknie. Powtórz czynność z drugą maską i VIPA (opisanymi w punktach 2.6 i 3.7).</li>
	<li>Wykonaj pomiar próbki.
	<ol>
		<li>Zrób obraz widma zgodnie z krokiem 2.7.1.</li>
		<li>Uzyskaj pomiary kalibracyjne, wykonując obraz widma wody i szkła (lub innej próbki o znanym przesunięciu Brillouina). Zapisz obraz, klikając „file” w lewym górnym rogu i wybierając opcję „save as”. Zapisz obraz w formacie „.sif”, jeśli analiza danych jest przeprowadzana w oprogramowaniu kamery. Zapisz obraz w formacie „.tif”, jeśli analiza danych jest przeprowadzana w innym programie obliczeniowym.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Kalibracja i analiza widma Brillouina
<ol>
	<li>Wyznacz zakres wolny od nakładania się widm (FSR) oraz współczynnik konwersji pikseli EMCCD na częstotliwość optyczną (PR) w spektrometrze Brillouina.
	<ol>
		<li>Wczytaj dane w oprogramowaniu kamery lub innym programie obliczeniowym.</li>
		<li>Postępuj zgodnie z krokiem 2.7.2, aby wygenerować wykres liniowy w obrębie widma obrazu kalibracyjnego wody.</li>
		<li>Dopasuj krzywe Lorentza do dwóch piku widma, aby wyznaczyć pozycje piku w odniesieniu do pozycji piksela (PWater-S, PWater-AS). Alternatywnie odczytaj pozycje piku ręcznie, wybierając najwyższy punkt pików.</li>
		<li>Powtórz kroki 6.1.2-6.1.3 dla widma obrazu kalibracyjnego szkła.</li>
		<li>Alternatywnie do kroków 6.1.1-6.1.4, dodaj obie klatki EMCCD i dopasuj wszystkie cztery piki jednocześnie. (Rysunek 2)</li>
		<li>Oblicz PR korzystając z równania 1. Podstaw wartości PWater-AS i PGlass-AS wyznaczone w krokach 6.1.3 i 6.1.4. Znana wartość ΩGlass-AS wynosi 29,3 GHz. W tym przypadku, ponieważ zakres wolny od nakładania się widm wynosi tylko 20 GHz, pojawi się aliasing z przesunięciem częstotliwości o 9,3 GHz. Dla uproszczenia przyjmij 9,3 GHz dla ΩGlass-AS. Dla ΩWater-AS przyjmij 7,46 GHz. 
		<img alt="Równanie spektroskopii optycznej dla obliczenia przesunięcia fazowego w analizie materiałowej; przedstawiony wzór." class="jove_content" p="" src="/files/ftp_upload/53468/53468eq1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 1"></li>
		<li>Oblicz FSR korzystając z równania 2. Podstaw wartości PGlass-S, PGlass-AS oraz PR obliczone w kroku 6.16. Dla ΩGlass-AS. przyjmij 9,3 GHz. 
		<img alt="Równanie zakresu wolnego od nakładania się widm; \(FSR\) w metodzie analizy widma optycznego." class="jove_content" src="/files/ftp_upload/53468/53468eq2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 2"></li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Analiza widma Brillouina; schemat przedstawiający liczbę fotonów próbki kalibracyjnej; pomiar optyczny." class="jove_content" src="/files/ftp_upload/53468/53468fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rycina 2">
Rysunek 2. Kalibracja spektrometru. (A) Klatka z kamery EMCCD uzyskana z próbki kalibracyjnej. (B) Dopasowanie krzywej Lorentza (czerwona) do zmierzonych danych (niebieska). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53468/53468fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="2">
	<li>Wyznacz przesunięcie Brillouina próbki.
	<ol>
		<li>Postępuj zgodnie z krokiem 2.7.2, aby wygenerować skan liniowy widma próbki.</li>
		<li>Dopasuj dwa piki widma za pomocą krzywych Lorentza, aby wyznaczyć położenia pików w odniesieniu do pozycji pikseli. Alternatywnie, odczytaj położenia pików ręcznie, wskazując najwyższy punkt pików.</li>
		<li>Użyj równań 4 i 5 oraz wcześniej obliczonych wartości FSR i PR, aby obliczyć przesunięcie Brillouina próbki. 
		<img alt="Równania rezonansu optycznego, Ωx-S i Ωx-AS, schemat przedstawiający obliczenia częstotliwości w spektroskopii." class="jove_content" p="" src="/files/ftp_upload/53468/53468eq3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Równanie 3"></li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Brillouin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diffusion+de+la+lumiere+et+des+rayonnes+X+par+un+corps+transparent+homogene%3B+influence+del%27agitation+thermique%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Phys.+%28Paris%29+%22%5BJournal%5D)">Diffusion de la lumiere et des rayonnes X par un corps transparent homogene; influence del'agitation thermique.</a> Ann. Phys. (Paris) . 17, 88-122 (1922).</li>
<li>Scarcelli, G., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multistage+VIPA+etalons+for+high-extinction+parallel+Brillouin+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Exp%22%5BJournal%5D)">Multistage VIPA etalons for high-extinction parallel Brillouin spectroscopy.</a> Opt. Exp. 19 (11), 10913-10922 (2011).</li>
<li>Scarcelli, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confocal+Brillouin+microscopy+for+three-dimensional+mechanical+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Phot%22%5BJournal%5D)">Confocal Brillouin microscopy for three-dimensional mechanical imaging.</a> Nat. Phot. 2 (1), 39-43 (2008).</li>
<li>Nichols, A. J., Evans, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-rate+Scanning+Confocal+Microscopy+and+Microendoscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Video-rate Scanning Confocal Microscopy and Microendoscopy.</a> J. Vis. Exp. (56), e3252(2011).</li>
<li>Steelman, Z., Meng, Z., Traverso, A. J., Yakovlev, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brillouin+spectroscopy+as+a+new+method+of+screening+for+increased+CSF+total+protein+during+bacterial+meningitis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biophoton%22%5BJournal%5D)">Brillouin spectroscopy as a new method of screening for increased CSF total protein during bacterial meningitis.</a> J. Biophoton. 8 (5), 1-7 (2014).</li>
<li>Koski, K. J., Yarger, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brillouin+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Brillouin imaging.</a> Appl. Phys. Lett. 87 (6), 061903(2005).</li>
<li>Faris, G. W., Jusinski, L. E., Hickman, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+stimulated+Brillouin+gain+spectroscopy+in+glasses+and+crystals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Opt.+Soc.+Am.+B%22%5BJournal%5D)">High-resolution stimulated Brillouin gain spectroscopy in glasses and crystals.</a> J. Opt. Soc. Am. B. 10 (4), 587-599 (1993).</li>
<li>Scarcelli, G., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+Brillouin+optical+microscopy+of+the+human+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo Brillouin optical microscopy of the human eye.</a> Opt. Exp. 20 (8), 9197-9202 (2012).</li>
<li>Scarcelli, G., Besner, S., Pineda, R., Kalout, P., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Biomechanical+Mapping+of+Normal+and+Keratoconus+Corneas%5BTitle%5D)+AND+%22Jama+Ophtalmol%22%5BJournal%5D)">In Vivo Biomechanical Mapping of Normal and Keratoconus Corneas.</a> Jama Ophtalmol. , (2015).</li>
<li>Scarcelli, G., Kim, P., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((+In+Vivo+Measurement+of+Age-Related+Stiffening+in+the+Crystalline+Lens+by+Brillouin+Optical+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)"> In Vivo Measurement of Age-Related Stiffening in the Crystalline Lens by Brillouin Optical Microscopy.</a> Biophys. J. 101 (6), 1539-1545 (2011).</li>
<li>Antonacci, G., Foreman, M. R., Paterson, C., Török, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+broadening+in+Brillouin+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Spectral broadening in Brillouin imaging.</a> Appl. Phys. Lett. 103 (22), 221105(2013).</li>
<li>Meng, Z., Traverso, A. J., Yakovlev, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Background+clean-up+in+Brillouin+microspectroscopy+of+scattering+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Opt.+Exp%22%5BJournal%5D)">Background clean-up in Brillouin microspectroscopy of scattering medium.</a> Opt. Exp. 22 (5), 5410-5415 (2014).</li>
<li>Reiss, S., Burau, G., Stachs, O., Guthoff, R., Stolz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatially+resolved+Brillouin+spectroscopy+to+determine+the+rheological+properties+of+the+eye+lens%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed.+Opt.+Exp%22%5BJournal%5D)">Spatially resolved Brillouin spectroscopy to determine the rheological properties of the eye lens.</a> Biomed. Opt. Exp. 2 (8), 2144-2159 (2011).</li>
<li>Scarcelli, G., Kling, S., Quijano, E., Pineda, R., Marcos, S., Yun, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brillouin+microscopy+of+collagen+crosslinking%3A+noncontact+depth-dependent+analysis+of+corneal+elastic+modulus%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Ophthalmol.+Vis.+Sci%22%5BJournal%5D)">Brillouin microscopy of collagen crosslinking: noncontact depth-dependent analysis of corneal elastic modulus.</a> Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (2), 1418-1425 (2013).</li>
</ol>

Giuliano Scarcelli i Seok H. Yun posiadają patenty związane z technologią spektroskopii Brillouin.

Kluczową cechą konstrukcyjną tej konfiguracji spektrometru jest to, że dwa stopnie mogą być ustawione niezależnie. Gdy etalon VIPA jest wysuwany ze ścieżki optycznej, pozostałe soczewki stopnia spektrometru tworzą system obrazowania 1:1, dzięki czemu wzór widmowy z każdego stopnia jest obrazowany w kamerze CCD. Dlatego łatwo jest wrócić do jednego z etapów, aby poprawić jego wydajność bez wpływu na wyrównanie drugiego etapu. Zestaw etapów translacyjnych i stopni swobody zaproponowany w protokole jest zgodny z tą filozofi...

Rozpraszanie Brillouina, po raz pierwszy opisane przez Leona Brillouina1 w 1922 roku, jest nieelastycznym rozpraszaniem światła na termicznych modach akustycznych w ciałach stałych oraz na termicznych fluktuacjach gęstości w cieczach lub gazach. Przesunięcie widmowe rozproszonego światła, zazwyczaj w zakresie poniżej GHz, dostarcza informacji o oddziaływaniu między światłem padającym a fononami akustycznymi w próbce. W rezultacie może ono dostarczyć cennych informacji na temat właściwości wiskoelastycznych badanego materiału.
W swojej spontanicznej wersji rozpraszanie Brillouina charakteryzuje się zazwyczaj przekrojami rzędu rozpraszania Ramanowskiego, co skutkuje bardzo słabym sygnałem. Ponadto przesunięcia częstotliwości Brillouina są o rzędy wielkości mniejsze niż przesunięcia Ramanowskie. W konsekwencji światło rozproszone sprężyście (wynik rozpraszania Rayleigha lub Mie), światło rozproszone oraz odbicia wsteczne od próbki mogą łatwo zagłuszyć sygnaturę widmową Brillouina. Dlatego spektrometr Brillouina musi zapewniać nie tylko rozdzielczość widmową poniżej 1 GHz, ale także wysoki kontrast widmowy lub stopień tłumienia.
W tradycyjnych spektrometrach Brillouina wymagania te są spełniane przez monochromatory z rastrem skanującym, metody dudnienia optycznego oraz, najpopularniej, wieloprzepustowe skanujące interferometry Fabry-Perota2. Metody te mierzą każdy składnik widma sekwencyjnie. Takie podejście sprawia, że czas akwizycji pojedynczego widma Brillouina wynosi od kilku minut do kilku godzin, w zależności od instrumentu i próbki. Dwuetapowy spektrometr VIPA, zbudowany zgodnie z niniejszym protokołem, umożliwia zebranie wszystkich składników widma w czasie krótszym niż sekunda, zapewniając jednocześnie wystarczającą ekstynkcję (&gt;60 dB), aby skutecznie stłumić inne sygnały pasożytnicze2.
Integracja etalonów VIPA jest kluczowym elementem tego spektrometru. VIPA to etalon stały z trzema różnymi obszarami powłok: na powierzchni przedniej wąski pas powłoki antyrefleksyjnej umożliwia wniknięcie światła do VIPA, podczas gdy reszta powierzchni posiada powłokę wysokoodblaskową (HR); na powierzchni tylnej powłoka częściowo odbijająca pozwala na transmisję niewielkiej części (~5%) światła. Po skupieniu na wąskim wlocie lekko nachylonego VIPA, wiązka światła zostaje rozdzielona na podskładniki o stałej różnicy faz wewnątrz VIPA2. Interferencja między tymi podskładnikami pozwala osiągnąć pożądaną wysoką dyspersję spektralną. Sekwencyjne ustawienie dwóch VIPA w konfiguracji osi poprzecznych wprowadza dyspersję spektralną w kierunkach ortogonalnych3. Dyspersja spektralna w kierunkach ortogonalnych przestrzennie oddziela piki Brillouina od niepożądanego przesyłu (crosstalk), co umożliwia wyodrębnienie samego sygnału Brillouina. Rysunek 1 przedstawia schemat dwustopniowego spektrometru VIPA. Strzałki poniżej elementów optycznych wskazują stopnie swobody, w których powinny być zorientowane stopnie translacyjne.
<img alt="Schemat układu optycznego dla spektroskopii; obejmuje VIPA i kamerę CCD do analizy widmowej." class="jove_content" p="" src="/files/ftp_upload/53468/53468fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Układ aparatury. Włókno optyczne doprowadza rozproszenie Brillouina do spektrometru. Soczewka cylindryczna C1 (f=200 mm) skupia światło na wlocie do pierwszej VIPA (VIPA1). Druga soczewka cylindryczna C2 (f=200 mm) przekształca kątową dyspersję widmową w separację przestrzenną w płaszczyźnie ogniskowej C2. W tej płaszczyźnie zastosowano maskę pionową w celu wybrania pożądanej części widma. Następuje analogiczna konfiguracja, nachylona pod kątem 90 stopni. Wiązka przechodzi przez soczewkę sferyczną S1 (f=200 mm) i jest skupiana w szczelinie wejściowej drugiej VIPA (VIPA2). Soczewka sferyczna S2 (f=200 mm) tworzy dwuwymiarowy, rozdzielony widmowo wzór w swojej płaszczyźnie ogniskowej, w której umieszczona jest kolejna maska, tym razem pozioma. Obraz maski poziomej jest rzutowany na kamerę EMCCD za pomocą achromatycznej pary soczewek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53468/53468fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Student studiów licencjackich z pewnym przygotowaniem w zakresie optyki i podstawowym doświadczeniem w pozycjonowaniu elementów powinien być w stanie zbudować i obsłużyć ten dwustopniowy spektrometr. Niedawno wykazano, że spektrometr ten jest kompatybilny z różnymi standardowymi sondami optycznymi3,4,5 (np. mikroskopem konfokalnym, endoskopem,t czym jest okularem szczelinowym). W tym przypadku spektrometr jest podłączony do mikroskopu konfokalnego. Światło laserowe zostaje wprowadzone do standardowego badawczego mikroskopu odwróconego po zintegrowaniu dzielnika wiązki 90:10. Światło rozproszone wstecz z próbki jest sprzęgane z włóknem jednomodowym, co nadaje mikroskopowi charakter konfokalny.

<table><tbody><tr><td colspan="4">OPTICS</td></tr><tr><td>VIPA (wirtualna matryca fazowa obrazu)</td><td>LIGH MACHINERY</td><td></td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>Pakiet trzech 423 stopni liniowych z mikrometrami SM-25</td><td>NEWPORT</td><td>423-MIC&nbsp;</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Etap translacji łożyska krzyżowego SS, 0,5 cala, 8-32, 1/4-20</td><td>NEWPORT</td><td>9066-X</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>mikrometr noniusza, 13&nbsp; mm Skok, 9 lb Ładowność, 50.8 TPI</td><td>NEWPORT</td><td>SM-13</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>szczelina o regulowanej szerokości</td><td>NEWPORT</td><td>SV-0.5</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>Kompaktowy stolik liniowy na jaskółczy ogon, 0.20 in. Z Podróż, 1,57x1,57x1,38&nbsp; w.</td><td>NEWPORT</td><td>DS40-Z</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>szczelinowe płyty podstawy, 25 lub 40&nbsp; mm do 65&nbsp; mm stolik, 1,1 cala Zakres</td><td>NEWPORT</td><td>B-2B</td><td>Ilość: 2</td></tr> <tr><td>i Oslash; Słupek optyczny 1/2", śruba dociskowa 8-32, kran 1/4"-20, L = 2", 5 sztuk</td><td>THORLABS</td><td>TR2-P5</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>&Oslash; Uchwyty na słupki 1/2", skrzydełkowe z blokadą sześciokątną, L = 2", 5 sztuk</td><td>THORLABS</td><td>PH2-P5</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>&Oslash; Uchwyty na słupki 1/2", śruba skrzydełkowa z blokadą sześciokątną, L = 3", 5 sztuk</td><td>THORLABS</td><td>PH3-P5</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Imperial Mocowanie obiektywu do optyki 2", 8-32 Tap</td><td>THORLABS</td><td>LMR2</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>f=200.0 mm, &Oslash; 2" Achromatyczny dublet, ARC: 400-700 nm</td><td>THORLABS</td><td>AC254-200-A</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>Montaż kinematyczny do 1,3" (33&nbsp; mm) Wysoka prostokątna optyka, praworęczna</td><td>THORLABS</td><td>KM100C</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>stałe cylindryczne mocowanie obiektywu, maksymalna wysokość optyki: 1,60 "(40,6 mm)</td><td>THORLABS</td><td>CH1A</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>f=200,00 mm, H=30,00 mm, L=32,0 mm, N-BK7 Plano-Wypukła soczewka cylindryczna, powłoka antyrefleksyjna: 350-700 nm</td><td>THORLABS</td><td>L1653L1-A</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>Zacisk słupka pod kątem prostym, stały 90&deg; Adapter</td><td>THORLABS</td><td>RA90</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Adapter z zewnętrznymi gwintami C-Mount i wewnętrznymi gwintami SM1</td><td>THORLABS</td><td>SM1A9</td><td>Ilość: 1</td></tr> adapter <tr><td>podstawy cokołu z ćwiekami, gwint 1/4"-20</td><td>THORLABS</td><td>PB4</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>Dystans, 2 "x 3", grubość 1.000"</td><td>THORLABS</td><td>Ba2S7</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td>543 nm, f=15.01 mm, NA=0.17 FC/APC Fiber Kolimacja Pkg.</td><td>THORLABS</td><td>F260APC-A</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>adapter z gwintem SM1 do &Oslash; 11&nbsp; mm kolimatory</td><td>THORLABS</td><td>Ad11F</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Mocowanie soczewki translacyjnej do &Oslash; Optyka 1", 1 pierścień ustalający w zestawie</td><td>THORLABS</td><td>LM1XY</td><td>Ilość: 1</td></tr> <tr><td>krosowy jednomodowy, 450 - 600 nm, FC / APC, 2 m długości</td><td>THORLABS</td><td>P3-460B-FC-2</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>1: 1 dopasowany Achr. Para, f1=30 mm, f2=30 mm, BBAR 400-700 nm</td><td>THORLABS</td><td>MAP103030-A</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>tubus obiektywu SM1 i hellip; długość do regulacji zależy od CCD, mamy 3,5&nbsp; cale</td><td>THORLABS</td><td>SM1LXX</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Adaptery bazowe do &Oslash; Uchwyty na słupki 1/2" i &Oslash; Słupki 1"</td><td>THORLABS</td><td>BE1</td><td>Ilość: 8</td></tr><tr><td>widelców zaciskowych dla&nbsp; &Oslash; Uchwyty na słupki 1/2" i &Oslash; Słupki 1</td>" <td>THORLABS</td><td>CF125</td><td>Ilość: 8</td></tr><tr><td>HW-KIT5 - 4-40 z walcowym i zestawu montażowego do mini-serii&nbsp;</td><td>THORLABS</td><td>HW-KIT5</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>D20S - Standardowa tęczówka i Oslash; Maksymalna przysłona 20,0 mm&nbsp;</td><td>THORLABS</td><td>D20S</td><td>Ilość: 2</td></tr><tr><td colspan="4"><mocny>DO OBUDOWY</mocny></td></tr><tr><td>25 mm Szyna konstrukcyjna, L = 21"</td><td>THORLABS</td><td>XE25L21</td><td>Ilość: 6</td></tr><tr><td>1" Kostka konstrukcyjna z trzema otworami pogłębionymi 1/4" (M6)</td><td>THORLABS</td><td>RM1G</td><td>Ilość: 8</td></tr><tr><td>Kątownik kątowy do szyn 25 mm</td><td>THORLABS</td><td>XE25A90</td><td>Ilość: 12</td></tr><tr><td>Szyna konstrukcyjna 25 mm, L = 15"</td><td>THORLABS</td><td>XE25L15</td><td>Ilość: 4&nbsp;</td></tr><tr><td>Szyna konstrukcyjna 25 mm, L = 9"</td><td>THORLABS</td><td>XE25L09</td><td>Ilość: 8</td></tr><tr><td>taśma maskująca o wysokiej wydajności, 2" x 60 jardów. (50 mm x 55 m) Rolka</td><td>THORLABS</td><td>T743-2.0</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>niskoprofilowa nakrętka teowa, 1/4"-20 otworu gwintowanego, ilość: 10</td><td>THORLABS</td><td>XE25T3</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>1/4"-20 niskoprofilowych kanałowych (100/pudełko)</td><td>THORLABS</td><td>SH25LP38</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>60" (szer.) x 3 jardy. (L) x 0,005" (T) (1,5 m x 2,7 m x 0,12 mm) Tkanina zaciemniająca</td><td>THORLABS</td><td>BK5</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td colspan="4"><silny>KAMERA, LASER i MIKROSKOP</silna></td></tr><tr><td>EMCCD kamera</td><td>ANDOR</td><td>iXon Ultra 897</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>400 mW jednomodowy zielony laser</td><td>LASER QUANTUM</td><td>torus 532</td><td>Ilość: 1</td></tr><tr><td>Mikroskop systemu odwróconego badawczego&nbsp;</td><td>OLYMPUS</td><td>IX71</td><td>Ilość: 1</td></tr></tbody></table>

szybki spektrometr sub-ghz do analizy rozpraszania brillouina

High Speed Sub-GHz Spectrometer for Brillouin Scattering Analysis

Celem tego protokołu jest zbudowanie równoległego optycznego spektrometru Brillouina o wysokiej rozdzielczości i wymiernym wymieraniu. Spektroskopia Brillouina to bezkontaktowa metoda pomiarowa, którą można wykorzystać do uzyskania bezpośrednich odczytów właściwości materiałów lepkosprężystych. Jest to przydatne narzędzie w charakterystyce materiałów, monitorowaniu konstrukcji i wykrywaniu środowiska. W przeszłości spektroskopia Brillouina zwykle wykorzystywała skanowanie etalonów Fabry'ego-Perota do przeprowadzania analizy spektralnej. Proces ten wymaga dużej mocy oświetlenia i długiego czasu akwizycji, co sprawia, że technika ta nie nadaje się do zastosowań biomedycznych. Niedawno wprowadzony na rynek nowatorski spektrometr pozwala przezwyciężyć to wyzwanie dzięki zastosowaniu dwóch VIPA w konfiguracji międzyosiowej. Ta innowacja umożliwia analizę spektralną o rozdzielczości subgigahercowej (GHz) z czasem akwizycji poniżej sekundy i mocą oświetlenia w granicach bezpieczeństwa tkanki biologicznej. Wiele nowych zastosowań, które umożliwiło to ulepszenie, jest obecnie analizowanych w badaniach biologicznych i zastosowaniach klinicznych.

Rysunek 3 przedstawia reprezentatywne widma Brillouina oraz ich dopasowania dla różnych materiałów. Oba VIPA mają grubość 5 mm, co skutkuje FSR wynoszącym około 20 GHz. Czas całkowania dla tych pomiarów wynosił 100 msec. Wykonano i uśredniono 100 pomiarów. Przed pozyskaniem widm wykonano jeden pomiar kalibracyjny.
<img alt="Wykresy widm Brillouina pokazujące rozproszenie Stokesa i anty-Stokesa dla metanolu, etanolu i polistyrenu." src="/fi...

Tutaj prezentujemy protokół do budowy szybkiego spektrometru Brillouina. Kaskadowe wirtualnie obrazowane etalony z matrycą fazową (VIPA) osiągają prędkość pomiaru ponad 1000 razy większą niż tradycyjne skaningowe spektrometry Fabry'ego-Perota. To ulepszenie zapewnia środki do analizy tkanek i biomateriałów metodą Brillouin przy niskich poziomach mocy in vivo.

Szybki spektrometr sub-GHz do analizy rozpraszania Brillouina

The goal of this protocol is to build a parallel high-extinction and high-resolution optical Brillouin spectrometer. Brillouin spectroscopy is a ...

Ogólnym celem tego spektrometru jest pomiar sygnatur rozpraszania Brillouina w tkankach i biomateriałach. Widma rozpraszania Brillouina dostarczają bezkontaktowych i nieinwazyjnych informacji o właściwościach materiałów, takich jak podłużny moduł sprężystości. Metoda ta może pomóc w uzyskaniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu biomechaniki tkanek. Na przykład w przypadku tkanki rogówki możemy zmierzyć jej wytrzymałość w celu diagnostyki i leczenia keratokona.Główną zaletą tej techniki jest możliwość przeprowadzenia analizy spektralnej przy niskiej mocy światła, co czyni ją bezpieczną do zastosowań in vivo, umożliwiając obrazowanie biologiczne. Rozpocznij od ustawienia kamery i światłowodu na stole optycznym. W tym układzie kamera EMCCD jest zamontowana na jednym końcu toru optycznego. Kamera powinna rejestrować obrazy i wyświetlać je na monitorze.Około 1600 milimetrów przed kamerą. Należy umieścić kolimator światłowodowy na wysokości kamery. Podłącz kolimator do lasera jednomodowego podłużnie.Należy użyć mocy lasera poniżej 0,1 milliwattów i sprawdzić osiowanie, przesuwając przysłonę wzdłuż pożądanej osi optycznej. Niniejszy schemat przedstawia ogólny widok konfiguracji na ty

high-speed-sub-ghz-spectrometer-for-brillouin-scattering-analysis

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Manuskrypt opisuje metodę quasi-rezonansowej spektroskopii fluorescencyjnej wspomaganej fononem, która obejmuje zarówno spektroskopię o ograniczonej rozdzielczości laserowej, jak i spektroskopię fotoluminescencji (PL). Metoda ta wykorzystuje fonony optyczne do zapewnienia widm o ograniczonej szerokości linii struktur półprzewodnikowych podobnych do atomów w domenie energetycznej. Metodę tę można również łatwo zrealizować za pomocą pojedynczej konfiguracji spektrometru spektroskopii optycznej.

Spektroskopia fluorescencyjna quasi-rezonansowa wspomagana fononami o wysokiej rozdzielczości

Przedstawiamy protokół zastosowania spektroskopii rozpraszania światła Brillouina do oczyszczonych elastyną i trypsyną włókien kolagenowych typu I macierzy zewnątrzkomórkowej w celu wydobycia ich pełnych właściwości elastycznych.

Przygotowanie włókien białkowych macierzy zewnątrzkomórkowej do spektroskopii Brillouina

Opisujemy konstrukcję spektrometru CW-SBS do szybkiego rozpraszania Brillouiny stymulowanego falami ciągłymi. Spektrometr wykorzystuje lasery diodowe o pojedynczej częstotliwości i atomowy filtr wycinający do pozyskiwania widm transmisyjnych mętnych/niemętnych próbek o wysokiej rozdzielczości spektralnej przy prędkościach do 100 razy większych niż w przypadku istniejących spektrometrów CW-SBS. To ulepszenie umożliwia szybką analizę materiału Brillouina.<br...

Szybki spektrometr rozpraszania Brillouina stymulowany falami ciągłymi do analizy materiałów

Ten protokół opisuje analizę mrugającego, wzmocnionego powierzchniowo rozpraszania Ramana spowodowanego losowym chodzeniem pojedynczej cząsteczki po powierzchni srebra przy użyciu praw potęgowych.

Obserwacja i analiza mrugającego powierzchniowego rozpraszania Ramana wzmocnionego

Przedstawiamy protokół do pozyskiwania obrazów chemicznych za pomocą mikroskopii SRS (ang. broadband stimulated Raman scattering). Opierając się na mikroskopie SRS, który działa z różnicową detekcją wielokanałową typu lock-in, protokół opisuje przygotowanie próbki, regulację aparatury SRS i chemometrię w celu rozplątania różnych składników chemicznie niejednorodnych próbek.

Multipleksowe obrazowanie chemiczne oparte na szerokopasmowej mikroskopii rozpraszania Ramana stymulowanego

Niniejszy artykuł opisuje protokół mechanicznej charakterystyki żywych sferoidów w macierzy 3D za pomocą mikrospektroskopii Brillouina. Ta całkowicie optyczna metoda umożliwia wizualizację sferoidów o rozdzielczości mikroskalowej oraz ilościowych właściwościach mechanicznych. To podejście ma znaczenie dla fenotypowania mechanicznego; na przykład określanie stanów patologicznych kulistych nowotworów w mikrośrodowisku 3D.

Mechaniczne mapowanie sferoidów za pomocą spektroskopii Brillouina

Niniejszym przedstawiamy przewodnik krok po kroku, prezentujący przeznaczenie, zasadę działania oraz reprezentatywne wyniki uzyskiwane za pomocą nowatorskiego spektrometru siły grawitacyjnej.

Demonstracja zastosowań nowatorskiego spektrometru sił grawitacyjnych do rozciągania i pomiaru białek włóknistych

Opis tworzenia polimerowej mikrosieci przy użyciu techniki fotopolimeryzacji na chipie. Opisano również wysokoprzepustową charakterystykę powierzchni z wykorzystaniem mikroskopii sił atomowych, pomiarów kąta zwilżania wodą, rentgenowskiej spektroskopii fotoelektronowej, spektrometrii mas jonów wtórnych czasu przelotu oraz testu adhezji komórek.

Polimerowe mikromacierze do wysokoprzepustowego odkrywania biomateriałów

Opisano protokół analizy śledzenia nanocząstek (NTA) i wysokoprzepustowej cytometrii przepływowej do oceny nanocząstek dostarczających geny polimerowe. NTA wykorzystuje się do scharakteryzowania rozkładu wielkości cząstek nanocząstek i rozkładu plazmidu na cząstkę. Wysokoprzepustowa cytometria przepływowa umożliwia ilościową ocenę skuteczności transfekcji dla biblioteki biomateriałów dostarczających geny.

Ocena nanocząstek dostarczających geny polimerowe za pomocą analizy śledzenia nanocząstek i wysokoprzepustowej cytometrii przepływowej

Biokompatybilne nanoczujniki zol-żel reagujące na pH mogą być wbudowane w elektrowirowane rusztowania z poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA). Wyprodukowane rusztowania samoraportujące mogą być wykorzystywane do monitorowania warunków mikrośrodowiskowych in situ podczas hodowli komórek na rusztowaniu. Jest to korzystne, ponieważ konstrukt komórkowy 3D może być monitorowany w czasie rzeczywistym bez zakłócania eksperymentu.

Rusztowania samoraportujące do trójwymiarowej hodowli komórkowej

Poznaj szybką spektrometrię Brillouina z kaskadowymi etalonami VIPA do nieinwazyjnej analizy biomechaniki tkanek. Ta metoda umożliwia bezpieczne badania in vivo przy niskiej mocy światła.

Szybki spektrometr sub-GHz do analizy rozpraszania Brillouina

Przeglądaj więcej filmów