16 lutego 2016
Ta metoda opisuje użycie Kwantowej Mikrotomografii Komputerowej (MicroCT) do oceny morfologii, funkcji, perfuzji, metabolizmu i żywotności serca za pomocą jodowego środka kontrastowego u myszy z eksperymentalnie wywołanym niedokrwieniem mięśnia sercowego. Technika ta może być stosowana do nieniszczącego, wysokoprzepustowego, podłużnego obrazowania in vivo różnych zwierzęcych modeli chorób ludzkiego serca.
Ogólnym celem tej procedury jest zademonstrowanie zastosowania szybkiej mikrotomografii komputerowej w obrazowaniu wewnętrznego bramkowania krążeniowo-oddechowego w celu oceny globalnych i regionalnych funkcji mięśnia sercowego w modelu niedokrwienia serca u myszy. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w patofizjologii serca, takie jak: jaki jest wpływ na patologię lub leczenie malfy na globalną i regionalną czynność mięśnia sercowego? Główną zaletą tej techniki jest to, że zapewnia szybką, podłużną, nieinwazyjną ocenę najważniejszych parametrów serca, która jest łatwo wykonywana przez osoby niebędące ekspertami.
Implikacje tej techniki rozciągają się w kierunku terapii chorób sercowo-naczyniowych. As może być używany jako narzędzie przedkliniczne do uzyskiwania zaawansowanego wglądu w rozwój chorób serca. Procedurę zademonstruje Nicole van Vliet, technik, a także Elza van Deel, która jest post-doc i Yanto Ridwan, inny technik z naszego laboratorium.
Zacznij od wykonania małego nacięcia w skórze 12-tygodniowej myszy między drugim a trzecim żebrem. Następnie za pomocą małych haczyków odciągnij na bok mięśnie klatki piersiowej, aby odsłonić mięśnie międzyżebrowe. Następnie użyj zakrzywionych nożyczek sprężynowych z dwoma milimetrowymi ostrzami, aby ostrożnie przeciąć trzeci mięsień międzyżebrowy, nie uszkadzając płuc.
Następnie za pomocą kleszczy rozerwij osierdzie i użyj kawałka mokrej gazy, aby odepchnąć płuca. Przenieś haki do wewnętrznej strony klatki piersiowej tak, aby widoczna była duża część wolnej ściany lewej komory i część lewego przedsionka. Następnie za pomocą przedsionka do zlokalizowania lewej tętnicy wieńcowej włóż jedwabny szew chirurgiczny z siedmioma zerami pod lewą tętnicę wieńcową i zawiąż szew dwa milimetry poniżej krawędzi lewego przedsionka, aby ustandaryzować rozmiar zawału.
Po wizualnym potwierdzeniu powodzenia indukcji zawału poprzez zblednięcie wolnej ściany lewej komory, ostrożnie ponownie napompuj płuco i szczelnie zamknij klatkę piersiową jedwabnym szwem chirurgicznym z sześcioma zerami. Oczyść ranę solą fizjologiczną i użyj więcej jedwabnych szwów, aby zamknąć skórę, a następnie nałóż spray do ran, aby stymulować gojenie i zapobiec infekcji. Następnie umieść mysz w klatce na poduszce grzewczej, aż w pełni się zregeneruje.
Trzy do czterech godzin po zabiegu włącz skaner mikrotomografii komputerowej, otwórz oprogramowanie sterujące mikrotomografem komputerowym i rozgrzej lampę rentgenowską. Następnie potraktuj gumowy korek fiolki pojemnika z jodowym środkiem kontrastowym 70% alkoholem i użyj strzykawki o niskiej martwej przestrzeni, aby pobrać od pięciu do 10 mikrolitrów środka na gram masy ciała zwierzęcia. Po oczyszczeniu pęcherzyków powietrza przetrzyj ogon znieczulonej myszy 70% alkoholem i rozszerz ciepło żyły ogonowe.
Wstrzyknąć środek kontrastowy do bocznej żyły ogonowej. Gdy w oprogramowaniu sterującym pojawi się przycisk trybu na żywo, lampa rentgenowska jest gotowa. Włóż małą pokrywę otworu i legowisko dla małych zwierząt.
Kliknij przycisk nowej bazy danych w oknie bazy danych i wprowadź nazwę nowej bazy danych. Gdy pojawi się okno dialogowe, kliknij przycisk przeglądania i przejdź do dysku, na którym zostanie zapisana baza danych. Następnie kliknij OK i obserwuj nową bazę danych w oknie bazy danych.
Aby ustawić warunki skanowania, wybierz odpowiednie parametry. Teraz umieść wstrzykniętą, znieczuloną mysz na łóżku dla zwierząt w skanerze i przesuń drzwi instrumentu w prawo, aby włączyć blokadę bezpieczeństwa. Kliknij przycisk trybu na żywo, aby wyświetlić obiekt w czasie rzeczywistym i obserwować okno przechwytywania X oraz zwierzę.
Naciskając przyciski sterowania osią Z stage w przód iw tył, przesuwaj legowisko dla zwierząt, aż klatka piersiowa myszy znajdzie się w polu view. Następnie użyj strzałek w lewo i w prawo elementu sterującego łóżkiem dla zwierząt, aby umieścić zwierzę wewnątrz niebieskiej obwiedni. Wybierz 90 z listy rozwijanej sterowania obrotem w oknie oprogramowania sterującego i kliknij przycisk ustawiania, aby obrócić suwnicę, upewniając się, że zwierzę pozostaje w niebieskiej obwiedni okna przechwytywania X.
W oknie przechwytywania X kliknij lewym przyciskiem myszy, aby zmienić rozmiar interesującego Cię obszaru krążeniowo-oddechowego. Przeciąganie krawędzi w taki sposób, aby ślady krążeniowo-oddechowe były wyraźnie widoczne w widoku synchronizacji. Naciśnij pozycję wyjściową i zmień rozmiar obszaru zainteresowania dla układu krążeniowo-oddechowego.
Upewnij się, że obszar zainteresowania obejmuje przeponę i wierzchołkową część serca we wszystkich pozycjach portalu. Następnie obróć suwnicę o 90 stopni, aby upewnić się, że ślady krążeniowo-oddechowe są nadal wyraźnie widoczne. Gdy zwierzę znajdzie się na miejscu, kliknij przycisk tomografii komputerowej, aby zainicjować akwizycję.
Pojawi się komunikat potwierdzający tomografię komputerową. Kliknij przycisk Tak. Czerwony wskaźnik zasilania promieniowaniem rentgenowskim włączy instrument i rozpocznie się skanowanie.
Pod koniec skanowania obserwuj widoki transosiowe, czołowe i strzałkowe rekonstrukcji w oprogramowaniu przeglądarki 2D. Na koniec wyjmij zwierzę ze skanera i monitoruj je, aż w pełni wyzdrowieje. Tutaj pokazano reprezentatywne przekroje poprzeczne krótkoosiowe, końcowo-rozkurczowe i końcowoskurczowe puli krwi serca myszy z zawałem mięśnia sercowego.
Na tych obrazach krótkoosiowe, końcoworozkurczowe i końcowoskurczowe przekroje serca myszy bez zawału mięśnia sercowego wykazują doskonałe zarysowanie lewej komory z niewielkim szumem tła. Zwróć uwagę, jak obszary rozrzedzenia kontrastu, odpowiadające zawałowi mięśnia sercowego, były dobrze zaznaczone na krótkoosiowych obrazach serca myszy poddanego podwiązaniu lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej. Ale nie w pozorowanym zwierzęciu.
Zgodnie z 17-segmentowym modelem American Heart Association lewą komorę można podzielić na części podstawne, środkowe i wierzchołkowe krótkoosiowe. Na tych reprezentatywnych, obwodowych wykresach biegunowych różna obfitość jest wyraźnie widoczna w środkowym przednim, środkowym dolno-bocznym, środkowym przednio-bocznym, wierzchołkowym przednim i wierzchołkowym bocznym segmencie myszy po zawale mięśnia sercowego w porównaniu ze zwierzęciem pozorowanym. Po opanowaniu indukcja zawału mięśnia sercowego może zostać zakończona w ciągu 45 minut, podczas gdy późniejsze obrazowanie mikrotomografią komputerową wymaga czterech godzin.
Podejmując się tej procedury, należy pamiętać, że sprawność funkcjonalna serca zależy od rodzaju i stopnia znieczulenia. W związku z tym, aby pomiary były dokładne, tętno powinno być utrzymywane na jak najbardziej fizjologicznym poziomie podczas pozyskiwania obrazu. Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom w dziedzinie farmakologii do badania strategii interwencyjnych u myszy i analizowania wpływu strategii leczenia na poziomie na postęp choroby.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć operację zawału mięśnia sercowego i wiedzieć, jak korzystać z szybkiego systemu mikrotomografii komputerowej w połączeniu ze środkiem kontrastowym na bazie jodu. Nie zapominaj, że praca z izofluranem może być niebezpieczna i że podczas wykonywania tej procedury należy zawsze zachować środki ostrożności, takie jak dobra wentylacja.
Ta metoda opisuje zastosowanie Tomografii Mikro-Komputerowej Kwantowej (MicroCT) do oceny morfologii, funkcji, perfuzji, metabolizmu i żywotności serca z użyciem jodowanego środka kontrastowego u myszy z doświadczalnie wywołaną niedokrwieniem mięśnia sercowego. Technika ta zapewnia szybką, przewlekłą, nieinwazyjną ocenę krytycznych parametrów serca.
This method enables rapid, longitudinal, non-invasive assessment of cardiac structure and function in preclinical models, supporting early target validation and mechanistic de-risking in cardiovascular drug discovery. By providing quantitative 3D anatomical and functional data, it enhances predictive confidence in lead identification and preclinical progression decisions. The technique reduces reliance on terminal endpoints and supports scalable, reproducible workflows for cross-functional R&D teams.
The method integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, enabling iterative assessment of cardiac safety and efficacy signals.