Name: Inicjowanie różnicowania w unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórkach progenitorowych uszu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 17 s
Description: Poznaj metody różnicowania unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórek progenitorowych uszu (iMOP) w komórki ucha wewnętrznego. Technika ta umożliwia badanie regeneracji słuchu i rozwoju komórek rzęsowych oraz neuronów słuchowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca była częściowo wspierana przez Duncan and Nancy MacMillan Faculty Development Chair Endowment Fund (K.Y.K.), Busch Biomedical Research Grant (K.Y.K.) oraz Rutgers Faculty Development Grant (K.Y.K.).

1. Utrzymanie samoodnawiania się w komórkach IMOP
<ol>
	<li>Przygotować pożywki hodowlane iMOP: DMEM/F12, 1X suplement B27, 25 μg/ml karbenecyliny i 20 ng/ml bFGF. Przygotować 50 ml pożywki hodowlanej iMOP za pomocą sterylnych odczynników. Rozgrzej 49 ml DMEM/F12 w stożkowym 50 ml w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.
	<ol>
		<li>Rozmrozić 50X suplement B27 i wysterylizować 100 mg/ml podwielokrotności karbecyliny przez 5 minut w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Rozmrozić 100 μg/ml podwielokrotności bFGF w temperaturze pokojowej. Dodać 1 ml 50X B27, 10 μl 100 μg/ml bFGF i 12,5 μl 100 mg/ml karbenecyliny do DMEM/F12.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyć 3 ml pożywki w naczyniu do hodowli tkanek o średnicy 60 mm do hodowli komórek iMOP. Dodawaj świeże pożywki do kultur co drugi dzień, podwajając objętość pożywki. Upewnij się, że stężenie bFGF nie spadnie poniżej 5 ng/ml.
	<ol>
		<li>Hodowla komórek iMOP w temperaturze 37 °C z 5% CO2 . Przejście komórek po 5 - 7 dniach w hodowli, jak podano w poniższych krokach. Przenieść kulturę do stożka o pojemności 15 ml za pomocą końcówki do pipety o pojemności 10 ml.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonać 1 mM EDTA w HBSS, rozcieńczając 0,1 ml 0,5 M EDTA pH 8,0 w 50 ml HBSS. Wstępnie ogrzany 1 mM EDTA wykonany w HBSS w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Zbierać komórki przez sedymentację grawitacyjną lub odwirowanie przy 200 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. W celu sedymentacji grawitacyjnej umieścić stożkowy pojemnik o pojemności 15 ml zawierający kultury w inkubatorze o temperaturze 37 °C na 5–10 minut. Po tym czasie obserwuj, jak otosfery zbierają się na dnie stożkowego 15 ml. 
	UWAGA: Nadmierna siła odśrodkowa może spowodować uszkodzenie komórek.</li>
	<li>Ostrożnie odessać zużytą pożywkę za pomocą pipety aspirującej o pojemności 2 ml, nie naruszając osadu komórkowego. Dodać 0,5 ml wstępnie podgrzanego 1 mM ROZTWORU EDTA HBSS do osadu komórkowego. Za pomocą pipety P1000 delikatnie pipetować w górę i w dół 2-3 razy. Umieścić stożkowy w temperaturze 37 °C i inkubować przez <5 minut, aby ułatwić dysocjację na pojedyncze komórki.</li>
	<li>Delikatnie zamieszaj roztwór komórkowy, aby określić, czy otosfery są zdysocjowane. Jeśli żadne otosfery nie osadzają się na dnie stożka, komórki są dysocjowane. Czas inkubacji może się różnić. 
	UWAGA: Długotrwała inkubacja z EDTA spowoduje nadmierną śmierć komórki.</li>
	<li>Usunąć komórki z temperatury 37 °C, dodać 2 ml pożywki w celu zneutralizowania i rozcieńczenia EDTA. Zebrać komórki przez odwirowanie przy 200 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Odessać rozcieńczony EDTA za pomocą pipety aspirującej o pojemności 2 ml i dodać 5 ml 1X PBS w celu przepłukania komórek.</li>
	<li>Odwiruj komórki w dół przy 200 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i odessaj 1X PBS za pomocą pipety aspirującej 2 ml. Ponownie zawiesić komórki za pomocą pipety P1000 w 0,5 ml pożywki hodowlanej iMOP, delikatnie pipetując w górę i w dół 2-3 razy.</li>
	<li>Zlicz komórki za pomocą mikroprzepływowego licznika cząstek z odpowiednimi kasetami28. Zlewająca się płytka komórek iMOP będzie zawierała ~6 X106 komórek. Rozcieńczyć komórki w stosunku 1:100 w pożywce i dodać 75 ul roztworu komórkowego do kasety w celu liczenia. Płytka 1 x 106 komórek w naczyniu o średnicy 6 cm w pożywce hodowlanej iMOP (rozcieńczenie ~1:10). Przejazd iMOP co 5 - 7 dni. 
	UWAGA: Komórki, które tworzą duże otosfery lub przyczepiają się do dna naczynia do hodowli tkankowej, będą się różnicować. Komórki umrą również, jeśli kultury będą nadmiernie zlewające się.</li>
</ol>
2. Zamrażanie i rozmrażanie komórek IMOP
<ol>
	<li>Przygotować syntetyczne podłoże do zamrażania przez rozmrożenie i wyrównanie roztworu do temperatury 4 °C przed zamrożeniem komórek.</li>
	<li>Zbierz komórki z 6-centymetrowego naczynia z konfluentami komórek iMOP. Użyj pipety o pojemności 10 ml i przenieś komórki (~6 - 8 x 106 komórek) do stożkowego 15 ml.</li>
	<li>Zbierać komórki przez sedymentację grawitacyjną lub odwirowanie przy 200 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Jeśli otosfery są małe, komórki nie osiądą przez sedymentację grawitacyjną. Opcjonalnie: Policz komórki, korzystając z kroku 1.9, aby określić łączną liczbę komórek.</li>
	<li>Odessać zużyte podłoże za pomocą pipety aspirującej o pojemności 2 ml, pozostawiając luźne osady komórkowe.</li>
	<li>Dodać 0,25 ml syntetycznego podłoża do zamrażania, aby zawiesić komórki o gęstości ~5 x 105 do 3 x 106 komórek/ml. Delikatnie pipetować komórki za pomocą pipety P1000. Przenieść zawiesinę komórek do fiolek kriogenicznych za pomocą pipety P1000 z końcówką z filtrem o pojemności 1 ml.</li>
	<li>Umieścić fiolki w bezalkoholowym pojemniku do zamrażania i umieścić pojemnik do zamrażania w temperaturze -80 °C, aby zmniejszyć temperaturę o 1 °C na minutę, aż temperatura osiągnie -80 °C.</li>
	<li>W celu długotrwałego przechowywania komórek należy przenieść fiolki do fazy gazowej zbiornika magazynującego ciekły azot. Aby rozmrozić komórki do hodowli, należy zrównoważyć fiolkę kriogeniczną zawierającą zamrożone komórki w temperaturze -80 °C.</li>
	<li>Wstępnie ogrzej pożywkę hodowlaną iMOP w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Zamrożoną fiolkę należy szybko rozmrozić, obracając dno fiolki w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Dodać 1 ml wstępnie podgrzanej pożywki hodowlanej iMOP do rozmrożonych komórek, gdy zniknie ostatni kryształek lodu. Przenieść komórki do stożkowego podłoża o pojemności 15 ml i dodać dodatkowe 4 ml pożywki hodowlanej iMOP</li>
	<li>Obracać stożek o pojemności 15 ml przez 5 minut przy 200 x g i odessać zużyte podłoże. Zawiesić komórki w 2 ml pożywki hodowlanej iMOP i komórki płytki w naczyniu o średnicy 6 cm. Inkubować kultury w temperaturze 37 °C z 5% CO2 w celu ekspansji.</li>
</ol>
3. Różnicowanie komórek IMOP w nabłonek czuciowy
<ol>
	<li>Przygotować 50 ml pożywki do różnicowania nabłonka sensorycznego iMOP: DMEM/F12, 1X suplement B27, 25 μg/ml karbenecyliny. Przygotować 50 ml pożywki do różnicowania nabłonka czuciowego iMOP. Rozgrzej 49 ml DMEM/F12 w stożkowym 50 ml w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Rozmrozić 50 razy więcej suplementu B27 i 100 mg/ml porcji karbenecyliny przez 5 minut w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Dodać 1 ml 50X B27 i 12,5 μl 100 mg/ml karbenecyliny do DMEM/F12.</li>
	<li>Aby zebrać, zdysocjować, ponownie zawiesić i policzyć komórki, powtórz kroki 1.4-1.9</li>
	<li>Płytka 1 x 106 komórek w naczyniu o średnicy 6 cm w dniu -3 przy użyciu pożywki hodowlanej iMOP. W dniu 0 przenieść kultury za pomocą pipety o pojemności 10 ml do stożkowego 15 ml. Zebrać otosfery przez sedymentację grawitacyjną, jak podano w kroku 1.6. Odessać zużyte podłoże za pomocą pipety aspiracyjnej o pojemności 2 ml i pozostawić otosfery na dnie stożka.</li>
	<li>Delikatnie dodać 2 ml pożywki do różnicowania nabłonka czuciowego. Przenieść otosfery do naczynia o średnicy 6 cm za pomocą pipety o dużym otworze i pojemności 10 ml. 
	UWAGA: Mechaniczne ścinanie spowodowane ostrym pipetowaniem może spowodować dysocjację komórek od otosfer</li>.
	<li>Co drugi dzień dodawać 2 ml świeżej pożywki do różnicowania nabłonka sensorycznego do hodowli. W razie potrzeby komórki można pobrać przez sedymentację grawitacyjną i wymienić pożywki.</li>
	<li>Zebrać otosfery w dniu 10, przenosząc je do stożkowego o pojemności 15 ml i pozwalając otosferom na osadzenie się, jak podano w kroku 1.6. Odessać zużyte podłoże za pomocą pipety aspirującej o pojemności 2 ml i pozostawić otosfery w spokoju.</li>
	<li>Utrwal otosfery poprzez inkubację w 4% formaldehydzie w 1X PBS przez 15 minut w temperaturze pokojowej. Usuń roztwór formaldehydu, przemyj otosfery buforem płuczącym (1X PBS zawierający 0,1% TritonX-100) przed inkubacją w buforze blokującym (1X PBS zawierający 10% normalnej surowicy koziej i 0,1% Triton X-100) przez 1 godzinę.
	<ol>
		<li>Zastąp bufor i inkubuj próbki w buforze blokującym rozcieńczonym przeciwciałem. Inkubować w temperaturze 4 °C. Przemyć próbki 1X PBS zawierającym 0,1% Triton X-100, poddać otosferę barwieniu immunologicznemu27. Przenieś otosfery do 1X PBS i umieść otosfery w pożywkach montażowych na szkiełku podstawowym za pomocą pipety P1000. Nałożyć szkiełko nakrywkowe na próbkę i pozostawić podłoże montażowe do wyschnięcia w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uzyskuj obrazy epifluorescencyjne za pomocą odwróconego mikroskopu wyposażonego w 16-bitową kamerę CCD i obiektyw zanurzeniowy z olejkiem 20X 0,75 lub 40X 1,3 NA. Zbieraj fluorescencję z różnych kanałów kolorystycznych za pomocą podanych długości fal (wzbudzenie i emisja): niebieski (377 ± 25 nm/447 ± 30 nm), zielony (475 ± 25 nm/540 ± 25 nm), czerwony (562 ± 20 nm/ i 625 ± 20 nm) oraz podczerwony (628 ± 20 nm/ i 692 ± 20 nm).</li>
</ol>
4. Testowanie Włączenie EdU
<ol>
	<li>W dniu -3 umieść 1 x 106 komórek iMOP w naczyniu o średnicy 6 cm. Trzy dni później, w dniu 0, zbierz, zdysocjuj, ponownie zawieś i policz komórki, powtarzając kroki 1,4-1,9.</li>
	<li>Płytka 2,5 x 105 komórek w pożywce hodowlanej iMOP i 5 x 105 komórek w pożywce różnicującej nabłonek czuciowy w różnych dołkach naczynia 6-dołkowego.</li>
	<li>Określ procent komórek w fazie S przez inkorporację EdU w dniu 3 za pomocą testu inkorporacji EdU
	<ol>
		<li>Dodać materiał EdU bezpośrednio do kultur iMOP, aby uzyskać końcowe stężenie 1 μM EdU w pożywkach hodowlanych.</li>
		<li>Inkubować EdU w kulturach iMOP przez 2 godziny i inkubować w temperaturze 37 °C z 5% CO2 . Zbieranie, dysocjacja i zbieranie komórek Powtórz kroki 1.4-1.9. Dodaj 4% formaldehydu w 1X PBS przez 15 minut w temperaturze pokojowej, aby utrwalić komórki. Zebrać komórki przez odwirowanie w stężeniu 200 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej. Usunąć roztwór formaldehydu i odpowiednio zutylizować.</li>
		<li>Oznaczyć jądra komórek za pomocą Hoechst i włączonego EdU zielonym barwnikiem fluorescencyjnym azydku zgodnie z protokołem producenta. 
		UWAGA: Wszystkie prania są wykonywane z 1X PBS, 3% BSA i 0,1% Tween 20. Umyj komórki dwukrotnie 1X PBS.</li>
		<li>Zamontuj komórki na szkiełku za pomocą odczynnika zapobiegającego blaknięciu i umieść 1,5 szklanki nakrywkowej na próbce. Uzyskaj obrazy fluorescencyjne znakowanych komórek za pomocą mikroskopii epifluorescencyjnej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Różnicowanie neuronów pochodzących z IMOP
<ol>
	<li>Przygotuj 50 ml pożywki różnicującej neurony: pożywki neuropodstawne, 1X suplement B27, 2 mM L-glutamina. Rozmrażaj butelkę z 50X B27 i 200 mM L-Glutaminą w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 5 minut. Dodaj 1 ml 50X B27 i 0,5 ml 200 mM L-Glutaminy do 48,5 ml pożywki Neurobase.</li>
	<li>Pokryj szkło nakrywkowe, umieszczając 12 mm okrągłe szkiełka nakrywkowe 1,5 szklanego na sterylnej płytce o długości 10 cm i dodaj 70% EtOH do płytki, aby wysterylizować i oczyścić szkiełka nakrywkowe.</li>
	<li>Delikatnie potrząśnij szkiełkami nakrywkowymi, aby upewnić się, że są pokryte etanolem. Pozostaw płytkę na 10 minut w temperaturze pokojowej. Opłucz szkiełka nakrywkowe 3 razy sterylnym 1X PBS, aby wypłukać pozostały etanol. Spłucz szkiełko nakrywkowe raz sterylnym H20, aby wypłukać pozostały 1X PBS.</li>
	<li>Odessać H20 za pomocą pipety zasysającej o pojemności 2 ml i pozostawić szkiełka nakrywkowe do wyschnięcia. Wystawić szkiełka nakrywkowe na działanie promieniowania UV w kapturze do hodowli tkankowych przez 15 minut. Szkiełka nakrywkowe należy przechowywać w sterylnym miejscu, jeśli nie zostaną natychmiast użyte.</li>
	<li>Umieścić jedno okrągłe szkiełko nakrywkowe o średnicy 12 mm w każdym dołku naczynia z 24 dołkami. Delikatnie potrząśnij talerzem, aby upewnić się, że szkiełka nakrywkowe leżą płasko na dnie studzienki.</li>
	<li>Rozmrozić 2 mg/ml roztworu podstawowego poli-D-lizyny w temperaturze pokojowej i rozcieńczyć do stężenia 10 μg/ml poli-D-lizyny w 1X PBS. Dodać 0,25 ml 10 ug/ml poli-D-lizyny do studzienek. Pozostawić płytkę w inkubatorze w temperaturze 37 °C na 1 godzinę.</li>
	<li>Umyj studzienki 3 razy sterylnym 1X PBS. Rozmrozić 10 mg/ml roztworu podstawowego lamininy w temperaturze pokojowej i rozcieńczyć do 10 μg/ml w 1X PBS. Dodać 0,25 ml roztworu roboczego 10 μg/ml lamininy do pojedynczego dołka w 24-dołkowym naczyniu. Inkubować płytkę w inkubatorze o temperaturze 37 °C. Odessać roztwór lamininy za pomocą pipety aspirującej o pojemności 2 ml.</li>
	<li>Przemyć szkiełko nakrywkowe 3 razy za pomocą 1X PBS, dodając 1 ml 1X PBS za pomocą pipety P1000 i usuwając 1X PBS przez zasysanie pipetą 2 ml. Pozostaw 1X PBS z ostatniego mycia w studzience, aż komórki będą gotowe do platerowania. Zainicjuj różnicowanie neuronów poprzez zbieranie, dysocjację i liczenie komórek w krokach 1.4-1.9.Płytka 1 x 106 komórek w 6 cm naczyniu w dniu -3.</li>
	<li>W dniu 0 zbierz, zdysocjuj i policz komórki, powtarzając 1,4-1,9. Zasiać 1 x 105 - 1,5 x 105 komórek iMOP w 0,5 ml wstępnie podgrzanej pożywki różnicującej neurony na studzienkę w naczyniu z 24 dołkami. Odsysaj i dodawaj do kultur wstępnie ogrzane pożywki różnicujące neurony co drugi dzień.</li>
	<li>Napraw neurony pochodzące z iMOP w 4% formaldehydzie przez 15 minut w RT w dniu 7. Usuń roztwór formaldehydu, przepłucz neurony pochodzące z iMOP buforem do płukania (1X PBS zawierający 0,1% TritonX-100) przed inkubacją w buforze blokującym (1X PBS zawierający 10% normalnej surowicy koziej i 0,1% Triton X-100) przez 1 godzinę.
	<ol>
		<li>Zastąp bufor i inkubuj próbki w buforze blokującym rozcieńczonym przeciwciałem. Inkubować w temperaturze 4 °C. Przemyć próbki 1X PBS zawierającym 0,1% komórek Triton X-100 do barwienia immunologicznego27. Umyj szkło nakrywkowe 1X PBS przed umieszczeniem na nośniku montażowym. Poczekaj, aż nośnik montażowy wyschnie w temperaturze 4 °C przed uzyskaniem obrazów epifluorescencji, jak podano w kroku 3.8.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Petit, C., Richardson, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linking+genes+underlying+deafness+to+hair-bundle+development+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Linking genes underlying deafness to hair-bundle development and function.</a> Nat Neurosci. 12 (6), 703-710 (2009).</li>
<li>Kujawa, S. G., Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adding+insult+to+injury%3A+cochlear+nerve+degeneration+after+%27temporary%27+noise-induced+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Adding insult to injury: cochlear nerve degeneration after 'temporary' noise-induced hearing loss.</a> J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).</li>
<li>Kujawa, S. G., Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acceleration+of+age-related+hearing+loss+by+early+noise+exposure%3A+evidence+of+a+misspent+youth%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acceleration of age-related hearing loss by early noise exposure: evidence of a misspent youth.</a> J Neurosci. 26 (7), 2115-2123 (2006).</li>
<li>Huth, M. E., Ricci, A. J., Cheng, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+aminoglycoside+ototoxicity+and+targets+of+hair+cell+protection%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of aminoglycoside ototoxicity and targets of hair cell protection.</a> Int J Otolaryngol. 2011, 937861-93 (2011).</li>
<li>Brigande, J. V., Heller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quo+vadis%2C+hair+cell+regeneration%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Quo vadis, hair cell regeneration?</a> Nat Neurosci. 12 (6), 679-685 (2009).</li>
<li>Groves, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+challenge+of+hair+cell+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med+%28Maywood%29%22%5BJournal%5D)">The challenge of hair cell regeneration.</a> Exp Biol Med (Maywood). 235 (4), 434-446 (2010).</li>
<li>Okano, T., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+therapy+for+the+inner+ear%3A+recent+advances+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Amplif%22%5BJournal%5D)">Stem cell therapy for the inner ear: recent advances and future directions.</a> Trends Amplif. 16 (1), 4-18 (2012).</li>
<li>Ronaghi, M., Nasr, M., Heller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concise+review%3A+Inner+ear+stem+cells--an+oxymoron%2C+but+why%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Concise review: Inner ear stem cells--an oxymoron, but why?</a> Stem Cells. 30 (1), 69-74 (2012).</li>
<li>Chen, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoration+of+auditory+evoked+responses+by+human+ES-cell-derived+otic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Restoration of auditory evoked responses by human ES-cell-derived otic progenitors.</a> Nature. 490 (7419), 278-282 (2012).</li>
<li>Koehler, K. R., Mikosz, A. M., Molosh, A. I., Patel, D., Hashino, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+inner+ear+sensory+epithelia+from+pluripotent+stem+cells+in+3D+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of inner ear sensory epithelia from pluripotent stem cells in 3D culture.</a> Nature. , (2013).</li>
<li>Oshima, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanosensitive+hair+cell-like+cells+from+embryonic+and+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Mechanosensitive hair cell-like cells from embryonic and induced pluripotent stem cells.</a> Cell. 141 (4), 704-716 (2010).</li>
<li>Diensthuber, M., Oshima, K., Heller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem%2Fprogenitor+cells+derived+from+the+cochlear+sensory+epithelium+give+rise+to+spheres+with+distinct+morphologies+and+features%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Stem/progenitor cells derived from the cochlear sensory epithelium give rise to spheres with distinct morphologies and features.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 10 (2), 173-190 (2009).</li>
<li>Doetzlhofer, A., White, P., Lee, Y. S., Groves, A., Segil, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospective+identification+and+purification+of+hair+cell+and+supporting+cell+progenitors+from+the+embryonic+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Prospective identification and purification of hair cell and supporting cell progenitors from the embryonic cochlea.</a> Brain Res. 1091 (1), 282-288 (2006).</li>
<li>Doetzlhofer, A., White, P. M., Johnson, J. E., Segil, N., Groves, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+growth+and+differentiation+of+mammalian+sensory+hair+cell+progenitors%3A+a+requirement+for+EGF+and+periotic+mesenchyme%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">In vitro growth and differentiation of mammalian sensory hair cell progenitors: a requirement for EGF and periotic mesenchyme.</a> Dev Biol. 272 (2), 432-447 (2004).</li>
<li>Martinez-Monedero, R., Yi, E., Oshima, K., Glowatzki, E., Edge, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+inner+ear+stem+cells+to+functional+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Differentiation of inner ear stem cells to functional sensory neurons.</a> Dev Neurobiol. 68 (5), 669-684 (2008).</li>
<li>Oshima, K., Senn, P., Heller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+sphere-forming+stem+cells+from+the+mouse+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Isolation of sphere-forming stem cells from the mouse inner ear.</a> Methods Mol Biol. 493, 141-162 (2009).</li>
<li>Nishimura, K., Nakagawa, T., Sakamoto, T., Ito, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fates+of+murine+pluripotent+stem+cell-derived+neural+progenitors+following+transplantation+into+mouse+cochleae%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplant%22%5BJournal%5D)">Fates of murine pluripotent stem cell-derived neural progenitors following transplantation into mouse cochleae.</a> Cell Transplant. 21 (4), 763-771 (2012).</li>
<li>Wu, D. K., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+of+inner+ear+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Perspect+Biol%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms of inner ear development.</a> Cold Spring Harb Perspect Biol. 4 (8), a008409(2012).</li>
<li>Jiang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lineage+analysis+of+the+late+otocyst+stage+mouse+inner+ear+by+transuterine+microinjection+of+a+retroviral+vector+encoding+alkaline+phosphatase+and+an+oligonucleotide+library%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Lineage analysis of the late otocyst stage mouse inner ear by transuterine microinjection of a retroviral vector encoding alkaline phosphatase and an oligonucleotide library.</a> PLoS One. 8 (7), e69314(2013).</li>
<li>Sapede, D., Dyballa, S., Pujades, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+lineage+analysis+reveals+three+different+progenitor+pools+for+neurosensory+elements+in+the+otic+vesicle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cell lineage analysis reveals three different progenitor pools for neurosensory elements in the otic vesicle.</a> J Neurosci. 32 (46), 16424-16434 (2012).</li>
<li>Satoh, T., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clonal+analysis+of+the+relationships+between+mechanosensory+cells+and+the+neurons+that+innervate+them+in+the+chicken+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Clonal analysis of the relationships between mechanosensory cells and the neurons that innervate them in the chicken ear.</a> Development. 132 (7), 1687-1697 (2005).</li>
<li>Raft, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cross-regulation+of+Ngn1+and+Math1+coordinates+the+production+of+neurons+and+sensory+hair+cells+during+inner+ear+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cross-regulation of Ngn1 and Math1 coordinates the production of neurons and sensory hair cells during inner ear development.</a> Development. 134 (24), 4405-4415 (2007).</li>
<li>Neves, J., Parada, C., Chamizo, M., Giraldez, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jagged+1+regulates+the+restriction+of+Sox2+expression+in+the+developing+chicken+inner+ear%3A+a+mechanism+for+sensory+organ+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Jagged 1 regulates the restriction of Sox2 expression in the developing chicken inner ear: a mechanism for sensory organ specification.</a> Development. 138 (4), 735-744 (2011).</li>
<li>Mak, A. C., Szeto, I. Y., Fritzsch, B., Cheah, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+and+overlapping+expression+pattern+of+SOX2+and+SOX9+in+inner+ear+development%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Expr+Patterns%22%5BJournal%5D)">Differential and overlapping expression pattern of SOX2 and SOX9 in inner ear development.</a> Gene Expr Patterns. 9 (6), 444-453 (2009).</li>
<li>Kiernan, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sox2+is+required+for+sensory+organ+development+in+the+mammalian+inner+ear%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Sox2 is required for sensory organ development in the mammalian inner ear.</a> Nature. 434 (7036), 1031-1035 (2005).</li>
<li>Puligilla, C., Dabdoub, A., Brenowitz, S. D., Kelley, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sox2+induces+neuronal+formation+in+the+developing+mammalian+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sox2 induces neuronal formation in the developing mammalian cochlea.</a> J Neurosci. 30 (2), 714-722 (2010).</li>
<li>Kwan, K. Y., Shen, J., Corey, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C-MYC+transcriptionally+amplifies+SOX2+target+genes+to+regulate+self-renewal+in+multipotent+otic+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">C-MYC transcriptionally amplifies SOX2 target genes to regulate self-renewal in multipotent otic progenitor cells.</a> Stem Cell Reports. 4 (1), 47-60 (2015).</li>
<li>Dittami, G. M., Sethi, M., Rabbitt, R. D., Ayliffe, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+mammalian+cell+counts%2C+cell+size+and+cell+health+using+the+Moxi+Z+mini+automated+cell+counter%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Determination of mammalian cell counts, cell size and cell health using the Moxi Z mini automated cell counter.</a> J Vis Exp. (64), (2012).</li>
<li>Levenstein, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+fibroblast+growth+factor+support+of+human+embryonic+stem+cell+self-renewal%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Basic fibroblast growth factor support of human embryonic stem cell self-renewal.</a> Stem Cells. 24 (3), 568-574 (2006).</li>
<li>Furue, M. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heparin+promotes+the+growth+of+human+embryonic+stem+cells+in+a+defined+serum-free+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Heparin promotes the growth of human embryonic stem cells in a defined serum-free medium.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (36), 13409-13414 (2008).</li>
<li>Lotz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+levels+of+FGF2+maintain+undifferentiated+stem+cell+cultures+with+biweekly+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Sustained levels of FGF2 maintain undifferentiated stem cell cultures with biweekly feeding.</a> PLoS One. 8 (2), e56289(2013).</li>
<li>Brewer, G. J., Torricelli, J. R., Evege, E. K., Price, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+survival+of+hippocampal+neurons+in+B27-supplemented+Neurobasal%2C+a+new+serum-free+medium+combination%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">Optimized survival of hippocampal neurons in B27-supplemented Neurobasal, a new serum-free medium combination.</a> J Neurosci Res. 35 (5), 567-576 (1993).</li>
<li>Watanabe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+ROCK+inhibitor+permits+survival+of+dissociated+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells.</a> Nat Biotechnol. 25 (6), 681-686 (2007).</li>
<li>Ruben, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+inner+ear+of+the+mouse%3A+a+radioautographic+study+of+terminal+mitoses%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Development of the inner ear of the mouse: a radioautographic study of terminal mitoses.</a> Acta Otolaryngol. , Suppl 220. 1-44 (1967).</li>
<li>Matei, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smaller+inner+ear+sensory+epithelia+in+Neurog+1+null+mice+are+related+to+earlier+hair+cell+cycle+exit%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Smaller inner ear sensory epithelia in Neurog 1 null mice are related to earlier hair cell cycle exit.</a> Dev Dyn. 234 (3), 633-650 (2005).</li>
<li>Lee, Y. S., Liu, F., Segil, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+morphogenetic+wave+of+p27Kip1+transcription+directs+cell+cycle+exit+during+organ+of+Corti+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A morphogenetic wave of p27Kip1 transcription directs cell cycle exit during organ of Corti development.</a> Development. 133 (15), 2817-2826 (2006).</li>
<li>Chen, P., Segil, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((p27%28Kip1%29+links+cell+proliferation+to+morphogenesis+in+the+developing+organ+of+Corti%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">p27(Kip1) links cell proliferation to morphogenesis in the developing organ of Corti.</a> Development. 126 (8), 1581-1590 (1999).</li>
<li>Hasson, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unconventional+myosins+in+inner-ear+sensory+epithelia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Unconventional myosins in inner-ear sensory epithelia.</a> J Cell Biol. 137 (6), 1287-1307 (1997).</li>
<li>Barclay, M., Ryan, A. F., Housley, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Type+I+vs+type+II+spiral+ganglion+neurons+exhibit+differential+survival+and+neuritogenesis+during+cochlear+development%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Dev%22%5BJournal%5D)">Type I vs type II spiral ganglion neurons exhibit differential survival and neuritogenesis during cochlear development.</a> Neural Dev. 6, 33(2011).</li>
<li>Bermingham, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Math1%3A+an+essential+gene+for+the+generation+of+inner+ear+hair+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Math1: an essential gene for the generation of inner ear hair cells.</a> Science. 284 (5421), 1837-1841 (1999).</li>
<li>Izumikawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auditory+hair+cell+replacement+and+hearing+improvement+by+Atoh1+gene+therapy+in+deaf+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Auditory hair cell replacement and hearing improvement by Atoh1 gene therapy in deaf mammals.</a> Nat Med. 11 (3), 271-276 (2005).</li>
<li>Kim, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NeuroD-null+mice+are+deaf+due+to+a+severe+loss+of+the+inner+ear+sensory+neurons+during+development%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">NeuroD-null mice are deaf due to a severe loss of the inner ear sensory neurons during development.</a> Development. 128 (3), 417-426 (2001).</li>
<li>Liu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+role+of+BETA2%2FNeuroD1+in+development+of+the+vestibular+and+auditory+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Essential role of BETA2/NeuroD1 in development of the vestibular and auditory systems.</a> Genes Dev. 14 (22), 2839-2854 (2000).</li>
<li>Ma, Q., Anderson, D. J., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenin+1+null+mutant+ears+develop+fewer%2C+morphologically+normal+hair+cells+in+smaller+sensory+epithelia+devoid+of+innervation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Neurogenin 1 null mutant ears develop fewer, morphologically normal hair cells in smaller sensory epithelia devoid of innervation.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 1 (2), 129-143 (2000).</li>
<li>Pang, Z. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+human+neuronal+cells+by+defined+transcription+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Induction of human neuronal cells by defined transcription factors.</a> Nature. 476 (7359), 220-223 (2011).</li>
<li>Vierbuchen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+conversion+of+fibroblasts+to+functional+neurons+by+defined+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Direct conversion of fibroblasts to functional neurons by defined factors.</a> Nature. 463 (7284), 1035-1041 (2010).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+single-step+induction+of+functional+neurons+from+human+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Rapid single-step induction of functional neurons from human pluripotent stem cells.</a> Neuron. 78 (5), 785-798 (2013).</li>
<li>Blanchard, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+conversion+of+fibroblasts+into+peripheral+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Selective conversion of fibroblasts into peripheral sensory neurons.</a> Nat Neurosci. 18 (1), 25-35 (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Monitorowanie kultur IMOP
Opisano protokół utrzymania samoodnawiania się i promowania różnicowania nowej linii komórkowej iMOP oraz uwzględniono dodatkowe formaty posiewu (Tabela 1). Zwrócono uwagę na kilka krytycznych kroków, które pomagają w rutynowej ekspansji i różnicowaniu komórek iMOP. Podobnie jak hodowle pluripotencjalnych komórek macierzystych, komórki iMOP teoretycznie mają nieokreśloną długość życia. Aby zapewnić prawidłowe utrzymanie linii komórkow...

A correction was made to the Authors section in: <a href="http://www.jove.com/video/53692">Initiating Differentiation in Immortalized Multipotent Otic Progenitor Cells</a>.
One of the authors' names was corrected from:
Jadali Azadeh
to:
Azadeh Jadali

A correction was made to the Authors section in: <a href="http://www.jove.com/video/53692">Initiating Differentiation in Immortalized Multipotent Otic Progenitor Cells</a>.

Erratum: Initiating Differentiation in Immortalized Multipotent Otic Progenitor Cells

Narządy ucha wewnętrznego, ślimak, łagiewka, woreczek i trzy kanały półkoliste, pośredniczą w zdolności słyszenia i utrzymywania równowagi. W ślimaku komórki rzęsate przekształcają dźwięki w sygnały elektryczne, które są przekazywane do neuronów zwojowych spirali (SGN). SGN uruchamiają potencjały czynnościowe w celu propagacji sygnałów nerwowych przez obwód słuchowy. Mutacje genetyczne, leki ototoksyczne i narażenie na głośne dźwięki przyczyniają się do śmierci komórek rzęsatych i SGN, co prowadzi do utraty słuchu1-4. Raz utracone komórki nie są zastępowane. Zastosowanie iPSC i ESC do generowania powstających komórek rzęsatych (SGN) jest bardzo obiecujące w terapiach wymiany komórek ucha wewnętrznego5-8. Ogromny postęp wykazał, że pluripotencjalne komórki macierzyste i progenitorzy pochodzący z ucha wewnętrznego mogą różnicować się w komórki rzęsate i SGN na różnych etapach dojrzałości. Zarodkowe komórki macierzyste ssaków (ESC) i indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste (iPSC) mogą być wykorzystywane do generowania funkcjonalnych komórek rzęsatych i SGN9-11. Wykazano również, że komórki macierzyste i komórki progenitorowe pochodzące z ucha wewnętrznego ssaków tworzą komórki rzęsate i neurony o właściwościach ich komórkowych odpowiedników in vivo 12-16. 
Użycie iPSC lub pochodzących z ESC komórek progenitorowych do zastąpienia utraconych komórek rzęsatych i SGN wymaga efektywnego różnicowania. Niewłaściwe różnicowanie lub ciągła proliferacja wszczepionych komórek progenitorowych pochodzących z łodygi w uchu wewnętrznym może pogorszyć funkcję ucha wewnętrznego i stwarzać ryzyko rakotwórcze, takie jak powstawanie potworniaków w uchu wewnętrznym17. Istnieje wyraźna potrzeba opracowania warunków hodowli i zrozumienia różnicowania komórek progenitorowych. Jedną ze strategii rozwoju tych metod jest podsumowanie decyzji dotyczących losu komórek podjętych przez neurosensoryczne komórki progenitorowe podczas rozwoju ucha wewnętrznego. Protokoły, które zapobiegają proliferacji i kierują komórki progenitorowe do komórek rzęsatych lub SGN, pomogą poprawić bezpieczeństwo i skuteczność terapii zastępczych. 
Podczas rozwoju, ucho wewnętrzne zaczyna się od pogrubienia powierzchni ektodermy w ograniczonym obszarze między rombomerami 5 i 6, aby stać się platkodem otycznym. Gdy plakod uszny wrasta w miseczkę uszną, zbiór komórek w przedniej części miseczki usznej powoduje powstanie domeny neuronalno-sensorycznej (NSD), która zawiera prekursory komórek rzęsatych i neuronów ucha wewnętrznego18. Badania mapowania losu u myszy, kurczaków i danio pręgowanego, u których rozwija się ucho wewnętrzne, sugerują istnienie wielu populacji neurosensorycznych komórek progenitorowych, które dają początek czuciowym komórkom rzęsatym, otaczającym komórkom podporowym i neuronom otycznym19-22. Czynnik transkrypcyjny grupy o wysokiej mobilności, Sox2, został zaangażowany w specyfikację komórek czuciowych i wykorzystany jako marker dla komórek progenitorowych ucha wewnętrznego23,24. Mutacje hipomorficzne, które obniżają poziom ekspresji Sox2 w uchu wewnętrznym, powodują utratę komórek rzęsatych, komórek podporowych i SGN w ślimaku25,26. 
Aby badać komórki progenitorowe otyczne poddawane decyzjom o losie komórki, wcześniej ustalono linię komórkową z ograniczonym losem, uwiecznioną multipotencjalną linię komórek progenitorowych ślimaka z ekspresją Sox2. Komórki iMOP pierwotnie pochodziły z embrionalnego ślimaka E12.5-13.5 i były zakażone retrowirusem c-Myc27. Komórki iMOP mogą stale namnażać się jako komórki tworzące kolonie, znane jako otosfery i mają zdolność różnicowania się w komórki rzęsate, komórki podporowe i SGN27. Zrozumienie zdolności komórek iMOP do różnicowania się w odrębne linie genetyczne pozwala na zastosowanie tych odkryć do efektywnego generowania komórek rzęsatych pochodzących z iPSC lub ESC oraz SGN. Skuteczne protokoły różnicowania otworzą nowe możliwości terapii zastępczej w chorobach ucha wewnętrznego, które są oporne na konwencjonalne metody leczenia. Kluczową kwestią w generowaniu komórek otycznych za pomocą hodowli komórkowej in vitro jest posiadanie markerów różnicowania, które pomagają określić, czy komórki ulegają różnicowaniu. Cdkn1b (p27 KIP) był szeroko stosowany jako wczesny marker różnicowania w rozwijającym się uchu wewnętrznym, jednak ekspresja Cdkn1b w komórkach iMOP i jego korelacja z różnicowaniem nie zostały zbadane. W pracy opisano aktualne warunki hodowli oraz sposób, w jaki ekspresja Cdkn1b koreluje z innymi markerami różnicowania iMOP.

<table><tbody><tr><td>CoolCell LX Bezalkoholowe pojemniki do zamrażania komórek</td> Fiolki kriogeniczne <td>BioCision</td><td>BCS-405</td><td></td></tr><tr><td>(2 ml)&nbsp;</td><td></td> Szkiełko nakrywkowe <td>Corning</td> 430654 <td></td></tr><tr><td>o grubości 1,5 (okrągłe 12 mm)</td><td>Nauki o mikroskopii elektronowej</td><td>72230-01</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F12</td><td>Life Technologies</td><td>11320-082</td><td></td></tr><tr><td>Neurobasal Medium</td><td>Life Technologies</td><td>21103</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) pH 7.4</td><td>Life Technologies</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Hank's Zrównoważony roztwór soli (HBSS)</td><td>Life Technologies</td><td>14025-092</td><td></td></tr><tr><td>Suplement B27 (50X) Serum Free</td><td>Life Technologies</td><td>17504-044</td><td>Przechowywany jako 1 ml porcji</td></tr><tr><td>L-glutaminy (200 mM)&nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>25030-081</td><td>Przechowywany jako 5 ml porcji</td></tr><tr><td>Natural Mouse Laminin</td><td>Life Technologies</td><td>23017-015</td><td>Przechowywany jako 1 mg/ml podwielokrotności</td></tr><tr><td>Click-iT EdU Alexa Fluor 488&nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>C10337</td><td></td></tr><tr><td>Synth-A-Freeze Medium do krioprezerwacji</td><td>Life Technologies</td><td>A12542-01</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Antifade Mountant</td><td>Life Technologies</td><td>47743-736</td><td>Przechowywany jako 10 mg / ml 100 &mikro; l alikwoty</td></tr><tr><td>Moxi Z Mini Automatyczny licznik komórek</td><td>Orflo&nbsp;</td><td>MXZ001</td><td></td></tr><tr><td>Kaseta Moxi Z Typ S Orflo</td><td>&nbsp;</td><td>MXC002</td><td></td></tr><tr><td>Rekombinowany mysi czynnik wzrostu fibroblastów, zasadowy (bFGF)</td><td>Peprotech</td><td>450-33</td><td>Zawieszony w 0,1% BSA w H20 i przechowywany jako 20 mg/ml podwielokrotności</td></tr><tr><td>Poli-D-lizyna</td><td>Sigma</td><td>P7886</td><td>Ponownie zawieszony w 1X PBS i przechowywany jako 10 mg / ml 100 &mikro; l podwielokrotności</td></tr><tr><td>Karbenicylina, sól disodowa</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP2648-1</td><td>Zawieszony w 10 mM Hepes pH 7,4 i przechowywany jako 100 mg/ml Podwielokrotności</td></tr><tr><td>5 ml pipeta pakowana pojedynczo w miękkiej oprawie (200/opakowanie)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>1367811D</td><td></td></tr><tr><td>10 ml pipeta pakowana pojedynczo w miękkiej oprawie (200/opakowanie)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>1367811E</td><td></td></tr><tr><td>Płytka 24-dołkowa Biolite poddana działaniu kultur tkankowych</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>130188</td><td></td></tr><tr><td>Płytka 6-dołkowa Biolite poddana działaniu kultur tkankowych</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>130184&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Naczynie do hodowli tkankowej 6 cm</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>130181&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>EMD Millipore Millex Sterylna strzykawka Filtr PVDF Wielkość porów: 0,22 i mu; m</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>SLGV033RS</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do pipet filtrujących TipOne 0,1 - 10 &mu; l wydłużona końcówka filtra</td><td>USA Scientific</td><td>1120-3810</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki pipet filtra TipOne 1 - 20 &mu; l końcówka filtra</td><td>USA Scientific</td><td>1120-1810</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do pipet filtra TipOne 1 - 200 &mu; l&nbsp; końcówka filtra</td><td>USA Scientific</td><td>1120-8810</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do pipet filtracyjnych TipOne 101 - 1000 &mu; l końcówka filtra</td><td>USA Scientific</td><td>1126-7810</td><td></td></tr><tr><td>15 ml probówki stożkowe sterylne 20 worków po 25 probówek (500 probówek)</td> <td>USA Scientific</td><td>1475-0511</td><td></td></tr><tr><td>Probówki stożkowe 50 ml sterylne 20 worków po 25 probówek (500 probówek)</td><td>USA Scientific</td><td>1500-1211</td><td></td></tr></tbody></table>

inicjowanie różnicowania w unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórkach progenitorowych uszu

Initiating Differentiation in Immortalized Multipotent Otic Progenitor Cells

Wykorzystanie ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) lub embrionalnych komórek macierzystych (ESC) do terapii zastępowania komórek jest bardzo obiecujące. Szereg ograniczeń, w tym niska wydajność i niejednorodne populacje zróżnicowanych komórek, utrudnia postęp terapii komórkami macierzystymi. Stworzono ograniczoną losem, unieśmiertelnioną, multipotencjalną linię progenitorową uszu (iMOP), aby ułatwić skuteczne różnicowanie dużej liczby funkcjonalnych komórek rzęsatych i spiralnych neuronów zwojowych (SGN) do terapii wymiany komórek ucha wewnętrznego. Wychodząc od zdysocjowanych hodowli pojedynczych komórek iMOP, opisano protokoły promujące wyjście z cyklu komórkowego i różnicowanie poprzez wycofanie podstawowego czynnika wzrostu fibroblastów (bFGF). Znaczny spadek komórek proliferujących po wycofaniu bFGF potwierdzono za pomocą testu proliferacji komórek EdU. Równocześnie ze spadkiem proliferacji, pomyślne różnicowanie skutkowało ekspresją markerów molekularnych i zmianami morfologicznymi. Barwienie immunologiczne Cdkn1b (p27KIP) i Cdh1 (E-kadheryna) w otosferach pochodzących z iMOP zastosowano jako wskaźnik różnicowania w nabłonek czuciowy ucha wewnętrznego, podczas gdy barwienie immunologiczne Cdkn1b i Tubb3 (neuronal β-tubulina) zastosowano do identyfikacji neuronów pochodzących z iMOP. Wykorzystanie komórek iMOP stanowi ważne narzędzie do zrozumienia decyzji dotyczących losu komórek podejmowanych przez progenitory neurosensoryczne ucha wewnętrznego i pomoże w opracowaniu protokołów generowania dużej liczby komórek rzęsatych pochodzących z iPSC lub ESC oraz SGN. Metody te przyspieszą wysiłki na rzecz generowania komórek otycznych do terapii zastępczych.

Wycofanie bFGF zmniejsza proliferację w komórkach IMOP
Aby zmniejszyć zdolność proliferacyjną komórek iMOP i zainicjować ich różnicowanie, z hodowli usunięto bFGF. W celu potwierdzenia, że odstawienie czynnika wzrostu zmniejsza proliferację, jako test proliferacyjny zastosowano wbudowywanie EdU. Porównano odsetek komórek, które wbudowały EdU z otosfer hodowanych w pożywce do hodowli iMOP (zawierającej bFGF) oraz...

Obecne protokoły utrzymania nieśmiertelnych, multipotencjalnych komórek progenitorowych (iMOP) i różnicowania otycznego są otyczne. Zwrócono uwagę na warunki hodowli i markery molekularne, które wskazują na różnicowanie w nabłonek czuciowy i neurony zwojowe spirali (SGN).

Inicjowanie różnicowania w unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórkach progenitorowych uszu

Use of human induced pluripotent stem cells (iPSC) or embryonic stem cells (ESC) for cell replacement therapies holds great promise. Several limitations ...

Ogólnym celem tej procedury jest różnicowanie unieśmiertelnionych, multipotencjalnych komórek progenitorowych uszu wewnętrznego w typy komórek ucha wewnętrznego. Ta metoda może nam pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące regeneracji słuchu, takie jak to, w jaki sposób komórki progenitorowe mogą stać się komórkami rzęsatymi ślimaka lub neuronami słuchowymi. Co ważne, technika ta zapewnia system komórkowy in vitro, który może być stosowany równolegle z systemami modelowymi ssaków in vivo.Dzisiejszą procedurę zademonstrują Azadeh Jadali, adiunkt w moim laboratorium, a także Zhichao Song i Alejandra Laureano, dwie doktorantki w laboratorium. Po przygotowaniu pożywki hodowlanej zgodnie z opisem w protokole tekstowym, użyj trzech mililitrów tego płynu, aby pokryć jeden razy dziesięć do szóstego unieśmiertelnionego multipotencjalnego progenitora lub komórek IMOP w 60-milimetrowym naczyniu do hodowli tkankowej. Inkubuj komórki przez pięć do siedmiu dni w temperaturze 37 stopni Celsjusza z pięcioprocentową zawartością dwutlenku węgla.Co drugi dzień podwójaj objętość płynu w kulturze, dodając świeżą pożywkę. Aby przejść komórki, najpierw przenieś je z naczynia hodowlanego do stożkowej probówki o pojemności 15 mililitrów. A następnie umieść probówkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza na pięć do dziesięciu minut.W tym czasie spodziewaj się, że otosfery tworzące kolonie zgromadzą się na dnie stożka poprzez sedymentację grawitacyjną. Następnie odessaj supernatant, uważając, aby nie naruszyć palety. Ponownie zawiesić otosfery, dodając 0,5 mililitra wcześniej przygotowanego, wstępnie podgrzanego, jednomilimolowego zbilansowanego roztworu soli wzmocnionego EDTA lub HBSS, a następnie pipetując w górę iw dół dwa do trzech razy.Aby ułatwić dysocjację otosfer na pojedyncze komórki, umieść stożek w inkubatorze w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Okresowo obracaj roztwór, a gdy nie zaobserwujesz otosfer jako osadu na dnie probówki, przenieś go do temperatury pokojowej. Kontynuuj dodawanie dwóch mililitrów pożywki hodowlanej do komórek, aby zneutralizować EDTA.I odwiruj je w temperaturze pokojowej przez pięć minut w temperaturze 200 g. Następnie odessać rozcieńczony roztwór EDTA i umyć komórki w pięciu mililitrach 1x PBS. Po rozkręceniu komórek przy użyciu tych samych ustawień, zassaj 1x PBS.Następnie dodaj 0,5 mililitra pożywki hodowlanej do stożka. I ponownie zawieś paletę komórek. Do liczenia rozcieńczyć komórki IMOP od jednego do stu w pożywce hodowlanej.Następnie dodaj 75 mikrolitrów tego roztworu do kasety umieszczonej w mikroprzepływowym liczniku cząstek i określ liczbę komórek. Następnie umieść jedną komórkę IMOP razy dziesięć do szóstej w 60-milimetrowym naczyniu do hodowli tkankowej, jak opisano wcześniej, i powtarzaj tę procedurę pasażowania co pięć do siedmiu dni. Trzy dni po posiewie użyj sedymentacji grawitacyjnej, aby zebrać otosfery, jak pokazano wcześniej.Przystąp do odsysania supernatantu. I delikatnie ponownie zawieś komórki w dwóch mililitrach pożywki do różnicowania nabłonka czuciowego. Następnie użyj dziesięciomililitrowej pipety o dużych porach, aby przenieść otosfery do nowego naczynia o średnicy 60 milimetrów.Różnicuj otosfery przez dziesięć dni. Dodawanie dwóch mililitrów świeżej pożywki różnicującej do kultury co drugi dzień. Następnie ponownie zbierz otosfery poprzez sedymentację grawitacyjną.I odessać zużyte podłoże. Następnie utrwal otosfery w czteroprocentowym paraformaldehydzie w 1x PBS przez 15 minut w temperaturze pokojowej. Następnie usuń roztwór formaldehydu i umyj komórki w 1x PBS zawierającym 0,1 procent Triton x100.Kontynuuj, blokując otosfery w 1x PBS uzupełnionym dziesięcioprocentową surowicą kozią i 0,1% Tritonem x100. Po upływie jednej godziny zastąpić bufor blokujący buforem zawierającym odpowiednie rozcieńczenie przeciwciała Cdkn1b lub CDH1. Następnie inkubuj komórki w przeciwciałie pierwszorzędowym przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza.A następnego dnia kontynuuj barwienie immunologiczne przy użyciu znakowanych fluorescencyjnie przeciwciał drugorzędowych, falloidyny i Hoechsta, jak opisano w innym miejscu. Aby przygotować się do obrazowania, umieść podłoże montażowe na szklanym szkiełku. A następnie wprowadź poplamione otosfery do podłoża.Następnie połóż szkiełko nakrywkowe na próbce. Po pozostawieniu podłoża montażowego do wyschnięcia przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza, umieść szkiełko na stoliku mikroskopu odwróconego wyposażonego w 16-bitową kamerę CCD. Korzystając z obiektywu powietrznego 20x 0,75, uzyskaj obrazy epifluorescencji, zbierając dane z kanałów niebieskiego, zielonego, czerwonego i podczerwieni.Najpierw wyczyść okrągłe szkiełka nakrywkowe, umieszczając je w sterylnej 100-milimetrowej płytce i zanurzając w 70-procentowym etanolu. Delikatnie porusz szkiełka nakrywkowe, aby upewnić się, że są przykryte i pozostaw naczynie w temperaturze pokojowej na dziesięć minut. Następnie spłucz szkiełka nakrywkowe trzy razy w sterylnym 1x PBS, a następnie raz sterylną wodą.Następnie pozostaw szkiełka do wyschnięcia, wystawiając je na działanie światła UV w kapturze do hodowli tkankowych przez 15 minut. W celu natychmiastowego użycia umieścić jedno sterylne szkiełko nakrywkowe w każdym dołku płytki 24-dołkowej. I delikatnie potrząśnij płytką, aby upewnić się, że wszystkie szkiełka nakrywkowe leżą płasko.Następnie pokryj szkiełka nakrywkowe, dodając 0,25 mililitra 1x PBS zawierającego 10 mikrogamów na mililitr poli D lizyny do każdej studzienki. Po inkubacji płytki przez godzinę w temperaturze 37 stopni Celsjusza, usuń roztwór poli D lizyny i umyj studzienki trzy razy sterylnym 1x PBS. Po zassaniu płynu z ostatniego płukania wprowadź 0,25 mililitra 1x PBS zawierającego 10 mikrogramów na mililitr Lamininy do każdej z 24 studzienek.Po inkubacji płytki przez noc w temperaturze 37 stopni Celsjusza, odessać roztwór Laminin, a następnie umyć każdą studzienkę jednym mililitrem 1x PBS trzy razy, ale pozostawić PBS z ostatniego płukania w studzienkach, aż komórki będą gotowe do poszczepienia. Aby rozpocząć różnicowanie neuronów, policz komórki ze zdysocjowanych otosfer, jak opisano wcześniej. A następnie ponownie zawiesić je we wstępnie rozgrzanym pożywce różnicowania neuronów.Kontynuuj wysiewając od jednego do jednego punktu, pięć razy dziesięć do piątej komórki IMOP do każdego dołka płytki zawierającej powlekane szkiełka nakrywkowe. Inkubuj płytkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza, z pięcioprocentową zawartością dwutlenku węgla. Wymiana pożywki różnicowania neuronalnego co drugi dzień.Po siedmiu dniach odessać pożywkę i przymocować komórki, które powinny być przymocowane do szkiełek nakrywkowych, dodając cztery procent formaldehydu do każdej studzienki. I pozostawić je na 15 minut w temperaturze pokojowej. Następnie usuń formaldehyd i umyj komórki raz w 1x PBS zawierającym 0,1 procent Triton x100.Następnie wyjmij bufor do mycia. I dodaj bufor blokujący składający się z 1x PBS zawierającego dziesięć procent normalnej koziej surowicy i 0,1 procent Triton x100 do każdej studzienki. Pozostaw komórki na godzinę w temperaturze pokojowej.A następnie usunąć płyn i zastąpić go buforem blokującym zawierającym odpowiednie rozcieńczenie przeciwciała Cdkn1b lub Tubb3. Po całonocnej inkubacji w temperaturze czterech stopni Celsjusza przemyj komórki raz 1x PBS zawierającym jeden procent Triton x100. A następnie przystąp do barwienia immunologicznego, jak opisano wcześniej.Po zakończeniu barwienia wykonaj końcowe mycie, dodając 1x PBS do studzienek. Aby przygotować je do analizy, należy usunąć szkiełka nakrywkowe, do których przymocowane są barwione komórki, z płytki 24-dołkowej. I umieść je na podłożu montażowym na szklanym szkiełku.Po pozostawieniu podłoża montażowego do wyschnięcia przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza, uzyskaj obrazy epifluorescencji, jak opisano wcześniej. Otosfery hodowane przez dziesięć dni w pożywce różnicującej nabłonek wykazują zwiększoną ekspresję Cdkn1b, inhibitora kinazy zależnej od cyklu i markera różnicowania ucha wewnętrznego, w porównaniu z komórkami niezróżnicowanymi. W tym przypadku barwienie Hoechsta wykazało jądra komórkowe.Komórki te wykazują również zmiany morfologiczne we włóknach aktynowych i regionach adhezji komórka-komórka charakterystycznych dla nabłonka. Wskazuje na to pojawienie się falloidyny i znakowania Cdh1 na obrzeżach komórki. Otosfery mogą być również kierowane do tworzenia neuronów.Ten jasny obraz pola pokazuje, że po siedmiu dniach w pożywce różnicowania neuronów, komórki IMOP wykazują neuryty. Barwienie immunologiczne tych komórek markerem neuronalnym Tubb3 potwierdza ich różnicowanie. A także solidnie wyrażają Cdkn1b.Sugeruje to, że podwójny sygnał Tubb3, Cdkn1b może być używany jako wskaźnik różnicowania neuronów w komórkach IMOP. Komórki zróżnicowane i niezróżnicowane fluorescencyjną Cdkn1b zostały również znormalizowane poprzez określenie jego stosunku do sygnału Hoechsta, dostarczając wyników ilościowych. Histogramy tych danych są pokazane tutaj.Na tych wykresach przedstawiono procenty niezróżnicowanych i zróżnicowanych komórek IMOP powyżej z góry określonego progu znormalizowanego Cdkn1b. Obie zróżnicowane populacje wykazują znaczny wzrost odsetka komórek wykazujących ekspresję Cdkn1b w porównaniu z niezróżnicowanymi kontrolami, co potwierdza różnicowanie sugerowane przez immunofluorescencję. Po opanowaniu, rutynową hodowlę i różnicowanie komórek IMOP można przeprowadzić w ciągu 30 minut, jeśli zostanie przeprowadzone prawidłowo.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak zainicjować różnicowanie komórek IMOP. Dziękuję za obejrzenie tego filmu. I powodzenia w eksperymentach.

initiating-differentiation-immortalized-multipotent-otic-progenitor

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Opisujemy protokół oparty na małych cząsteczkach służący do różnicowania mysich embrionalnych komórek macierzystych w komórki prekursorowe oligodendrocytów (OPC). Protokół ten pozwala na wysokowydajne generowanie komórek OPC Olig2+NG2+ w ciągu 30 dni różnicowania. Opisujemy również metodę generowania „spiking” OPC, które są zdolne do generowania potencjałów czynnościowych.

Różnicowanie embrionalnych komórek macierzystych w prekursory oligodendrocytów

Pierwotne, wielopotencjalne komórki progenitorowe pochodzące z ludzkiego płodowego mózgu proliferują in vitro, zachowując zdolność do różnicowania się w neurony i astrocyty. Niniejsza praca wykazuje, że progenitorom neuralnym można indukować różnicowanie poprzez kolejne stadia linii oligodendrocytarnej za pomocą kondycjonowania wybranymi czynnikami wzrostu.

System hodowli oligodendrocytów pochodnych z komórek progenitorowych ludzkiego płodu

Ten film pokazuje różnicowanie ludzkich embrionalnych komórek macierzystych, czyli hESC, bezpośrednio w neuronalne komórki progenitorowe bez użycia komórek zasilających lub jakichkolwiek etapów pośrednich. Selektywne hamowanie szlaków sygnałowych białka morfogenetycznego kości lub BMP i transformacji czynnika wzrostu-beta lub TGF-β prowadzi do różnicowania hESC w nerwowe komórki progenitorowe lub NPC.

Różnicowanie ludzkich embrionalnych komórek macierzystych w progenitory nerwowe

Ten film pokazuje proces generowania komórek prekursorowych oligodendrocytów (OPC) z ludzkich embrionalnych komórek macierzystych, a następnie dojrzewania OPC do oligodendrocytów. Ten proces generowania oligodendrocytów otwiera wiele możliwości poprawy badań i leczenia chorób neurodegeneracyjnych, w tym choroby Alzheimera.

Różnicowanie ludzkich embrionalnych komórek macierzystych w oligodendrocyty

Ten film demonstruje ustanowienie kokultury ludzkich neuronów indukowanych (iN) i indukowanych komórek prekursorowych oligodendrocytów (iOPC). iN są mieszane z iOPC w kokulturze, a następnie inkubowane, aby wspierać dojrzewanie zarówno iN do neuronów, jak i iOPC do oligodendrocytów. Neurony tworzą połączenia synaptyczne z innymi neuronami i oligodendrocytami, podczas gdy oligodendrocyty rozwijają osłonki mielinowe wokół aksonów neuronów.

Metoda wspólnej hodowli do modelowania interakcji neuron-oligodendrocyty

Ten film pokazuje różnicowanie się unieśmiertelnionych komórek progenitorowych im. multipotencjalnych komórek otycznych (iMOP) w komórki nabłonka czuciowego. Przedstawia etapy związane z hodowlą komórek iMOP, tworzeniem otosfer, indukowaniem różnicowania oraz wizualizacją składników komórkowych i markerów różnicowania za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej w celu potwierdzenia pomyślnego różnicowania komórek.

Różnicowanie komórek progenitorowych oty w komórki nabłonka czuciowego, a następnie barwienie immunologiczne

Wideo pokazuje różnicowanie się unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórek progenitorowych (iMOPs) w spiralne neurony zwojowe (SGN) i immunofluorescencyjne potwierdzenie różnicowania. iMOPy są siane na szkiełkach nakrywkowych pokrytych substratem hodowlanym w pożywce różnicującej neurony w celu różnicowania w SGN. Zróżnicowane komórki są znakowane przeciwciałami specyficznymi dla markerów różnicowania neuronów i analizowane pod mikroskopem w celu potwierdzenia różnicowania.

Różnicowanie unieśmiertelnionych multipotencjalnych progenitorów otycznych w neurony zwojowe spiralne i ocena różnicowania

W ostatnich latach tworzenie komórek rozrodczych przy użyciu metod hodowli in vitro zostało zademonstrowane przy użyciu kilku różnych typów somatycznych komórek macierzystych. W tym artykule wizualnie przedstawimy różnicowanie nowonarodzonych komórek macierzystych pochodzących od myszy do wczesnych komórek podobnych do oocytów.

Różnicowanie komórek macierzystych pochodzących ze skóry nowonarodzonych myszy w komórki rozrodcze podobne do komórek rozrodczych in vitro

Protokół przedstawia przeprogramowanie komórek jednojądrzastych krwi obwodowej w celu wywołania nerwowych komórek macierzystych przez infekcję wirusem Sendai, różnicowanie iNSC w neurony dopaminergiczne, przeszczepianie prekursorów DA do jednostronnie uszkodzonych modeli mysich choroby Parkinsona oraz ocenę bezpieczeństwa i skuteczności prekursorów DA pochodzących z iNSC w leczeniu PD.

Generowanie indukowanych nerwowych komórek macierzystych z obwodowych komórek jednojądrzastych i różnicowanie w kierunku prekursorów neuronów dopaminergicznych do badań transplantacyjnych

Interakcje neuron-glej w neurodegeneracji nie są dobrze poznane z powodu nieodpowiednich narzędzi i metod. W tym miejscu opisujemy zoptymalizowane protokoły uzyskiwania indukowanych neuronów, komórek prekursorowych oligodendrocytów i oligodendrocytów z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych oraz podajemy przykłady wartości tych metod w zrozumieniu wkładu specyficznego typu komórki w chorobie Alzheimera.

Generowanie ludzkich neuronów i oligodendrocytów z pluripotencjalnych komórek macierzystych do modelowania interakcji neuron-oligodendrocyty

Ten protokół przedstawia różnicowanie ludzkich osteoklastów od indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) i opisuje metody charakterystyki osteoklastów i prekursorów osteoklastów.

Różnicowanie i charakterystyka osteoklastów z ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych

Poznaj metody różnicowania unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórek progenitorowych uszu (iMOP) w komórki ucha wewnętrznego. Technika ta umożliwia badanie regeneracji słuchu i rozwoju komórek rzęsowych oraz neuronów słuchowych.

Inicjowanie różnicowania w unieśmiertelnionych multipotencjalnych komórkach progenitorowych uszu

Przeglądaj więcej filmów