Name: In Situ Charakterystyka uwodnionych białek w wodzie za pomocą SALVI i ToF-SIMS (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Poznaj metodę charakteryzacji adsorbowanych filmów białkowych w roztworach wodnych przy użyciu SALVI i ToF-SIMS. Technika umożliwia analizę in situ biomolekuł na granicy faz stała-ciecz.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni funduszowi LDRD Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) Chemical Imaging Initiative-Laboratory Directed Research and Development (CII-LDRD) and Materials Synthesis and Simulation across Scales (MS3) za wsparcie. Dostęp instrumentalny został zapewniony za pośrednictwem projektu naukowego o tematyce naukowej W. R. Wileya Environmental Molecular Sciences Laboratory (EMSL). EMSL jest krajowym obiektem naukowym sponsorowanym przez Biuro Badań Biologicznych i Środowiskowych (BER) w PNNL. Autorzy dziękują Panu Xiao Sui, Panu Yuanzhao Dingowi i Pani Juan Yao za korektę manuskryptu i udzielenie przydatnych informacji zwrotnych. PNNL jest obsługiwany przez Battelle dla DOE na podstawie umowy DE-AC05-76RL01830.

1. Czyszczenie i sterylizacja mikrokanału SALVI
<ol>
	<li>Sterylizacja mikrokanalików w SALVI
	<ol>
		<li>Pobrać 2 ml wodnego roztworu 70% etanolu do strzykawki, połączyć strzykawkę z końcówką wlotową SALVI i powoli wstrzyknąć 1 ml płynu w ciągu 10 minut. Wyjąć strzykawkę po zakończeniu wstrzyknięcia. Następnie podłącz wlot i wylot SALVI za pomocą złącza z polieteroeteroketonu (PEEK). Alternatywnie użyj pompy strzykawkowej, aby przeprowadzić tę samą procedurę. Na przykład ustaw prędkość przepływu na 100 μl/min.</li>
		<li>Utrzymuj mikrokanał SALVI wypełniony 70% roztworem etanolu w temperaturze pokojowej przez 4 godziny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadź wodę dejonizowaną (DI) do SALVI
	<ol>
		<li>Pobrać 2 ml wysterylizowanej wody demineralizowanej do strzykawki, połączyć strzykawkę z wlotem SALVI i powoli wstrzyknąć 1 ml płynu w ciągu 10 minut. Wyjąć strzykawkę i podłączyć wlot i wylot SALVI za pomocą złączki PEEK. Alternatywnie można użyć pompy strzykawkowej, jak wspomniano w kroku 1.1.1.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Unieruchomienie filmu białkowego w SALVI
<ol>
	<li>Unieruchomienie filmu białkowego w SALVI
	<ol>
		<li>Pobrać 2 ml roztworu fibronektyny (10 μg/ml w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanem, PBS) do strzykawki, połączyć strzykawkę z wlotem SALVI, powoli wstrzyknąć 1 ml płynu w ciągu 10 minut, wyjąć strzykawkę i połączyć wlot i wylot SALVI za pomocą złączki PEEK.</li>
		<li>Inkubować SALVI wypełniony roztworem fibronektyny w czystym naczyniu hodowlanym, trzymać naczynie w okapie w temperaturze pokojowej przez 12 godzin.</li>
		<li>Pobrać 2 ml wysterylizowanej wody demineralizowanej do strzykawki i połączyć strzykawkę z wlotem leku SALVI. Powoli wstrzyknąć 1 ml wody w ciągu 10 minut, wyjąć strzykawkę i podłączyć wlot i wylot SALVI. 
		Uwaga: Jeśli jest wyposażony w mikroskop świetlny, sprawdź SALVI pod mikroskopem, aby upewnić się, że membrana SiN jest nienaruszona przed analizą ToF-SIMS. Teraz urządzenie SALVI jest gotowe do analizy ToF-SIMS.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Zainstaluj SALVI w komorze ToF-SIMS Loadlock
Uwaga: Rękawice powinny być noszone przez cały czas podczas obsługi urządzenia SALVI i instalowania go na scenie ToF-SIMS, aby uniknąć potencjalnych zanieczyszczeń podczas analizy powierzchni.
<ol>
	<li>Zamontuj SALVI na scenie
	<ol>
		<li>Połóż stolik ToF-SIMS na płaskiej i czystej powierzchni. Umieść urządzenie SALVI na stoliku z płytką krzemową i membraną SiN skierowanymi do góry. Zamocuj SALVI za pomocą czterech metalowych clampelementy i wkręć metalowe elementy przytrzymujące róg urządzenia w metalową płytkę za pomocą czterech.</li>
		<li>Delikatnie zwiń rurkę PFTE podłączoną do kanału mikroprzepływowego. Użyj czterech metalowych elementów i czterech, aby przytrzymać sztywną część. Upewnij się, że urządzenie jest umieszczone na otwartej przestrzeni na stoliku SIMS, tak aby nie zakłócało pierwotnej wiązki jonów podczas analizy. Dodatkowe zdjęcia i ilustracje przedstawiające produkcję i instalację SALVI są dostępne w poprzednich publikacjach. 8,9,11</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj Puchar Faradaya na scenie
	<ol>
		<li>Zamocuj kubek Faradaya na scenie za pomocą.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Załaduj stolik do komory ToF-SIMS Loadlock
	<ol>
		<li>Otwórz zamek ładunkowy ToF-SIMS, przytrzymaj i ustaw stolik poziomo na platformie załadowczej, a następnie zamknij drzwi blokady ładunku.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Akwizycja danych ToF-SIMS
<ol>
	<li>Włączyć pompę próżniową i upewnić się, że w komorze loadlock zostanie osiągnięte odpowiednie podciśnienie (np. rzędu 10-6 mbar lub Torr).</li>
	<li>Przenieś SALVI do komory głównej, gdy próżnia ustabilizuje się po około 30 minutach. 
	Uwaga: Podciśnienie powinno być niższe niż podciśnienie 5 x 10-6 mbar w komorze głównej podczas zbierania danych. W przeciwnym razie wyższe podciśnienie wskazuje na nieszczelność w systemie Salvi.</li>
	<li>Dostosuj pierwotną wiązkę jonów i analizator ToF-SIMS z rozdzielczością przestrzenną około 400 nm zgodnie z zaleceniami producenta. Prąd wiązki pierwotnej wynosi 1 200 pA, a czas cyklu wynosi 30 μs w trybie DC. 
	Uwaga: Ten proces jest w dużej mierze zgodny z zaleceniami producenta.</li>
	<li>Znajdź kanał mikroprzepływowy za pomocą mikroskopu optycznego. Użyj optycznego centrum obrazu jako odniesienia i wyrównaj je tak, aby było spójne z wtórnym środkiem obrazu jonów.</li>
	<li>Przed każdym pomiarem należy użyć wiązki 1 KeV O2+ (~40 nA) do skanowania w oknie SiN z obszarem 500 x 500μm2 przez ~15 sekund w celu usunięcia zanieczyszczeń powierzchniowych. Użyj również pistoletu do powodzi elektronowej, aby skompensować ładunek powierzchniowy podczas wszystkich pomiarów. Na tym etapie użyj automatycznej funkcji pistoletu powodziowego w trybie domyślnym.</li>
	<li>Wybierz tryb dodatni lub ujemny przed pobraniem danych. Użyj wiązki 25 keV Bi3+ jako głównej wiązki jonów we wszystkich pomiarach. 
	Uwaga: Kroki są podobne dla dodatnich i ujemnych przyrostów danych. Ze względu na interes przestrzeni tryb dodatni jest szczegółowo opisany tutaj.
	<ol>
		<li>Profilowanie głębokości
		<ol>
			<li>Zeskanuj wiązkę Bi3+ na okrągłym obszarze o średnicy ~2 μm z rozdzielczością 32 pikseli na 32 piksele.</li>
			<li>Aby zminimalizować czas potrzebny do przebicia membrany SiN, należy użyć wiązki Bi3+ o dużej szerokości impulsu (tj. 180 nsec, prąd wiązki ~1,0 pA w czasie cyklu 100 μs). Intensywność jonów wtórnych reprezentatywnych dla powierzchni cieczy wzrasta po osiągnięciu przebicia. Czas przebijania waha się od 300 s do 500 s, w zależności od partii membrany SiN. 
			Uwaga: Różnica ta wydaje się być związana z partią membran SiN nabytych zgodnie z naszym doświadczeniem. Jednak czas przebijania tak naprawdę nie ma wpływu na analizę danych.</li>
			<li>Po przebiciu membrany SiN utrzymuj ten sam prąd przez około 200 sekund, aby uzyskać wystarczające dane do rekonstrukcji obrazu 2D.</li>
			<li>Zmniejsz szerokość impulsu do 80 ns w celu zbierania danych w celu uzyskania widm z lepszą rozdzielczością masy. Kontynuuj tę akwizycję przez około 200 sekund. Dane widma pokazane na rysunku 1 pochodzą z tego obszaru.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Obrazowanie 2D i widma masowe
		<ol>
			<li>Zbieraj obrazowanie 2D i dane widm masowych w tym samym czasie podczas pomiaru danych profilowania głębokości. Instrument ToF-SIMS zapisuje wszystkie informacje o każdym miejscu podczas eksperymentu. Dane są wyświetlane w różnych oknach (FPanel - Spectra, FPanel - Profile i FPanel - Obrazy osobno) cyfrowego oprogramowania sterującego. Rozsądnie sprawdzaj dane w każdym panelu podczas pozyskiwania danych.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Analiza danych ToF-SIMS
Uwaga: Analiza danych jest początkowo wykonywana za pomocą instrumentalnego oprogramowania IonToF ToF-SIMS.
<ol>
	<li>Otwórz oprogramowanie analityczne SIMS (Measurement Explorer), a następnie kliknij odpowiednio przyciski "profiles", "widma" i "obraz", aby przetworzyć profil głębokości, widmo m/z i dane obrazu.</li>
	<li>Otwórz pliki danych z rozszerzeniem ".ita".</li>
	<li>Wybierz interesujące nas szczyty, wpisz nazwę gatunku w polu "jon" i oznacz je różnymi kolorami w widmach. Użyj kółka przewijania myszy, aby przeciągnąć wzdłuż osi x. Użyj Ctrl i kółka przewijania, aby dostosować wysokości i szerokości szczytów. Litera "L" przełącza między trybami liniowym i logarytmicznym wzdłuż osi y.</li>
	<li>Przeprowadź rekonstrukcję danych przed wzorcowaniem masy. W przeciwnym razie trudno jest wybrać odstępy między pikami na etapie wzorcowania masy.
	<ol>
		<li>Wybierz interesujące Cię dane profilowania głębokości i zrekonstruuj widma zgodnie z szeregami czasowymi profilu głębokości.</li>
		<li>Kliknij przycisk rekonstrukcji. W oknie "Rozpocznij rekonstrukcję" wpisz interesujący Cię zakres skanowania. Kliknij "OK", aby zrekonstruować dane profilu głębokości.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj wzorcowanie masy. Naciśnij "F3", aby otworzyć okno "kalibracja masy". Wybierz piki do kalibracji na podstawie konkretnej próbki. 21 W tej pracy należy zastosować następujące piki: CH3+ (m/z 15), H3O+ (m/z 19), C2H5+ (m/z 29), H5O2+ (m/z 37), C3H7+ (m/z 43), H7O3+ (m/z 55), H9O4+ (m/z 71), H11O5+ (m/z 99) i H13O6+ (M/Z 109) dla trybu dodatniego. Dla trybu ujemnego należy użyć następujących pików: CH- (m/z 13), O- (m/z 16), OH- (m/z 17),C2H- (m/z 25), C3H- (m/z 37) i C4H- (m/z 49).
	<ol>
		<li>Wybierz szczyt, upewnij się, że strzałka w dół jest skierowana na szczyt w lewym dolnym rogu okna. Kliknij ten pik i wpisz nazwę piku w oknie "kalibracja masy", kliknij "Dodaj", a interesujący nas jon zostanie uwzględniony w kalibracji masy.</li>
		<li>Na koniec kliknij przycisk "Skalibruj ponownie". Sprawdź, czy obszary pików znajdują się we właściwych miejscach zgodnie z ich stosunkiem masy do ładunku. W menu "Widmo" wybierz i kliknij "Zastosuj kalibrację masy" do "Wszystkie widma" lub "Wybrane widma", w zależności od przeprowadzanej analizy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ponieważ do analizy próbki konieczna jest selekcja pików, należy określić charakterystyczne piki próbki zgodnie z literaturą lub innymi wcześniejszymi ustaleniami. Porównaj intensywność interesujących nas pików w widmach m/z. W razie potrzeby dodaj nowe szczyty lub usuń bezużyteczne szczyty z listy szczytów.
	<ol>
		<li>Dodaj szczyty. Kliknij szczyt, znajdź czerwone linie w lewym dolnym oknie. Przytrzymaj "Ctrl", przewiń mysz w poziomie, aby zdefiniować szerokość szczytu, co automatycznie dodaje szczyt do listy szczytów. Innym sposobem dodania piku jest wybranie piku w głównym oknie widma, a następnie kliknięcie przycisku "dodaj szczyt" nad oknem. Jeśli jest wiele szczytów do dodania, w menu "Widmo" wybierz "szukaj szczytów", sprawdź powiązane specyfikacje w nowo otwartym oknie, a następnie dodaj piki w razie potrzeby.</li>
		<li>Aby wyeksportować listę szczytów, w menu "Lista szczytów" wybierz "Zapisz..." listę szczytów w formacie "itmil". Użyj Ctrl i lewego przycisku, aby przeciągnąć wzdłuż spektrum. W oknie widm wybierz interesujący Cię pik i przeciągnij dwie linie przerywane w żądane miejsca.</li>
		<li>Aby zaimportować listę szczytów, w menu "Lista interwałów masowych" wybierz "Importuj...", zlokalizuj istniejący plik z listą szczytów o rozszerzeniu ". ITPL". Kliknij "Otwórz".</li>
		<li>Aby użyć listy szczytów "itmil", w menu "Lista interwałów masowych" kliknij "Otwórz...", znajdź plik, a następnie kliknij "Otwórz".</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stosowanie listy wartości szczytowych w celu dalszej analizy danych. W lewym dolnym rogu okna "Spectra" znajduje się okno o nazwie "Lista interwałów masowych". Zaimportowana lista szczytów jest wyświetlana tutaj.
	<ol>
		<li>Kliknij prawym przyciskiem myszy plik z listą pików, który ma być używany, zastosuj go do "aktywnego spektrum" lub "wszystkich widm".</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyświetlanie profilów danych. W oknie "Profil" użyj litery "M", aby dopasować do okna (pełny zakres) i litery "N", aby dopasować do osi y. Użyj Ctrl i kółka przewijania, aby dostosować szerokość profilu. Możesz też użyć znaków "/" i "*" na tablicy, aby zmienić zakres i wysokość osi y.</li>
	<li>Eksport danych do dalszego kreślenia za pomocą innego oprogramowania graficznego po wstępnej analizie.
	<ol>
		<li>Aby wyeksportować profil głębokości, w oknie "Profil" kliknij menu "Plik", następnie wybierz "Eksportuj", a następnie wybierz "Zapisz jako" plik ".txt".</li>
		<li>Aby wyeksportować plik widma m/z, w oknie "Spectra" kliknij menu "Plik", następnie wybierz "Eksportuj", a następnie wybierz "Zapisz jako" plik ".txt".</li>
		<li>Aby wyeksportować plik obrazu, w oknie "Obraz" wydrukuj zrzut ekranu i zapisz jako plik obrazu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Wykresy i prezentacja danych ToF-SIMS
Uwaga: Użyj narzędzia graficznego, aby wykreślić dane po przetworzeniu danych SIMS za pomocą oprogramowania instrumentalnego.
<ol>
	<li>Użyj narzędzia graficznego, aby zaimportować dane.</li>
	<li>Wykonaj wykres, używając m/z jako osi x i intensywności piku jako osi y, aby pokazać zrekonstruowane widmo. Przykład przedstawiono na rysunku 1.</li>
	<li>Utwórz wykres, używając czasu rozpylania jako osi x i intensywności szczytu jako osi y, aby pokazać zrekonstruowany profil głębokości szeregów czasowych. Przykład przedstawiono na rysunku 2.</li>
	<li>Połącz zrekonstruowane obrazy 2D o różnych m/z i utwórz matrycę, aby pokazać mapowanie jonów. Przykład przedstawiono na rysunku 2.</li>
</ol>

<ol><li>Tompa, K., Bokor, M., Verebelyi, T., Tompa, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water+rotation+barriers+on+protein+molecular+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Phys%22%5BJournal%5D)">Water rotation barriers on protein molecular surfaces.</a> Chem. Phys. 448, 15-25 (2015).</li>
<li>Maruyama, Y., Harano, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Does+water+drive+protein+folding%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Phys.+Lett%22%5BJournal%5D)">Does water drive protein folding?</a> Chem. Phys. Lett. 581, 85-90 (2013).</li>
<li>Chaplin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opinion+-+Do+we+underestimate+the+importance+of+water+in+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Opinion - Do we underestimate the importance of water in cell biology.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7 (11), 861-866 (2006).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+hydration+dynamics+around+a+protein+surface%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Mapping hydration dynamics around a protein surface.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (47), 18461-18466 (2007).</li>
<li>Xia, N., May, C. J., McArthur, S. L., Castner, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-of-flight+secondary+ion+mass+spectrometry+analysis+of+conformational+changes+in+adsorbed+protein+films%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Time-of-flight secondary ion mass spectrometry analysis of conformational changes in adsorbed protein films.</a> Langmuir. 18 (10), 4090-4097 (2002).</li>
<li>Gray, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interaction+of+proteins+with+solid+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">The interaction of proteins with solid surfaces.</a> Curr. Opin. Struct. Biol. 14 (1), 110-115 (2004).</li>
<li>Wagner, M. S., Horbett, T. A., Castner, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+structure+of+binary+and+ternary+adsorbed+protein+films+using+electron+spectroscopy+for+chemical+analysis%2C+time-of-flight+secondary+ion+mass+spectrometry%2C+and+radiolabeling%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Characterization of the structure of binary and ternary adsorbed protein films using electron spectroscopy for chemical analysis, time-of-flight secondary ion mass spectrometry, and radiolabeling.</a> Langmuir. 19 (5), 1708-1715 (2003).</li>
<li>Yang, L., Yu, X. -Y., Zhu, Z., Iedema, M. J., Cowin, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+liquid+surfaces+under+vacuum+using+SEM+and+and+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Probing liquid surfaces under vacuum using SEM and and ToF-SIMS.</a> Lab Chip. 11 (15), 2481-2484 (2011).</li>
<li>Yang, L., Yu, X. -Y., Zhu, Z. H., Thevuthasan, T., Cowin, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+a+hybrid+microfluidic+platform+compatible+for+in+situ+imaging+by+vacuum-based+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vac.+Sci.+Technol.+A%22%5BJournal%5D)">Making a hybrid microfluidic platform compatible for in situ imaging by vacuum-based techniques.</a> J. Vac. Sci. Technol. A. 29 (6), 061101(2011).</li>
<li>Yu, X. -Y., Yang, L., Zhu, Z. H., Cowin, J. P., Iedema, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+aqueous+surfaces+by+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22LC+GC+N.+Am%22%5BJournal%5D)">Probing aqueous surfaces by ToF-SIMS.</a> LC GC N. Am. (Oct), 34-38 (2011).</li>
<li>Yu, X. -Y., Yang, L., Cowin, J., Iedema, M., Zhu, Z. Systems and methods for analyzing liquids under vacuum. US patent. , 8,555,710 B2 (2013).</li>
<li>Yu, X. -Y., Liu, B., Yang, L., Zhu, Z., Marshall, M. J. Microfluidic electrochemical device and process for chemical imaging and electrochemical analysis at the electrode-liquid interface in situ. US patent. , 20,140,038,224 A1 (2014).</li>
<li>Yang, L., Zhu, Z., Yu, X. -Y., Thevuthasan, S., Cowin, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+of+a+microfluidic+device+for+in+situ+ToF-SIMS+analysis+of+selected+organic+molecules+at+aqueous+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Methods%22%5BJournal%5D)">Performance of a microfluidic device for in situ ToF-SIMS analysis of selected organic molecules at aqueous surfaces.</a> Anal. Methods. 5 (10), 2515-2522 (2013).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+SEM+and+ToF-SIMS+analysis+of+IgG+conjugated+gold+nanoparticles+at+aqueous+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Surf.+Interface+Anal%22%5BJournal%5D)">In situ SEM and ToF-SIMS analysis of IgG conjugated gold nanoparticles at aqueous surfaces.</a> Surf. Interface Anal. 46 (4), 224-228 (2014).</li>
<li>Hua, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+molecular+imaging+of+hydrated+biofilm+in+a+microfluidic+reactor+by+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">In situ molecular imaging of hydrated biofilm in a microfluidic reactor by ToF-SIMS.</a> Analyst. 139 (7), 1609-1613 (2014).</li>
<li>Hua, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-dimensional+and+three-dimensional+dynamic+imaging+of+live+biofilms+in+a+microchannel+by+time-of-flight+secondary+ion+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Biomicrofluidics%22%5BJournal%5D)">Two-dimensional and three-dimensional dynamic imaging of live biofilms in a microchannel by time-of-flight secondary ion mass spectrometry.</a> Biomicrofluidics. 9 (3), 031101(2015).</li>
<li>Liu, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+chemical+probing+of+the+electrode-electrolyte+interface+by+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">In situ chemical probing of the electrode-electrolyte interface by ToF-SIMS.</a> Lab Chip. 14 (5), 855-859 (2014).</li>
<li>Pankov, R., Yamada, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibronectin+at+a+glance%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Fibronectin at a glance.</a> J. Cell Sci. 115 (20), 3861-3863 (2002).</li>
<li>Pierschbacher, M. D., Hayman, E. G., Ruoslahti, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Location+of+the+cell-attachment+site+in+fibronectin+with+monoclonal+antibodies+and+proteolytic+fragments+of+the+molecule%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Location of the cell-attachment site in fibronectin with monoclonal antibodies and proteolytic fragments of the molecule.</a> Cell. 26 (2), 259-267 (1981).</li>
<li>Engvall, E., Ruoslahti, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binding+of+soluble+form+of+fibroblast+surface+protein%2C+fibronectin%2C+to+collagen%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Binding of soluble form of fibroblast surface protein, fibronectin, to collagen.</a> Int. J. Cancer. 20 (1), 1-5 (1977).</li>
<li>Green, F. M., Gilmore, I. S., Seah, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TOF-SIMS%3A+Accurate+mass+scale+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Soc.+Mass+Spectrom%22%5BJournal%5D)">TOF-SIMS: Accurate mass scale calibration.</a> J. Am. Soc. Mass Spectrom. 17 (4), 514-523 (2006).</li>
<li>Yu, X. -Y., Liu, B., Yang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+liquids+using+microfluidic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid.+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Imaging liquids using microfluidic cells.</a> Microfluid. Nanofluid. 15 (6), 725-744 (2013).</li>
<li>Shi, H., Lercher, J. A., Yu, X. -Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sailing+into+uncharted+waters%3A+recent+advances+in+the+in+situ+monitoring+of+catalytic+processes+in+aqueous+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Catal.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Sailing into uncharted waters: recent advances in the in situ monitoring of catalytic processes in aqueous environments.</a> Catal. Sci. Technol. 5 (6), 3035-3060 (2015).</li>
<li>Deleu, M., Crowet, J. M., Nasir, M. N., Lins, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complementary+biophysical+tools+to+investigate+lipid+specificity+in+the+interaction+between+bioactive+molecules+and+the+plasma+membrane%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta-Biomembr%22%5BJournal%5D)">Complementary biophysical tools to investigate lipid specificity in the interaction between bioactive molecules and the plasma membrane: A review.</a> Biochim. Biophys. Acta-Biomembr. 1838 (12), 3171-3190 (2014).</li>
<li>Kraft, M. L., Klitzing, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+lipids+with+secondary+ion+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta+Mol.+Cell+Biol.+Lipids%22%5BJournal%5D)">Imaging lipids with secondary ion mass spectrometry.</a> Biochim. Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids. 1841 (8), 1108-1119 (2014).</li>
<li>Gilmore, I. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SIMS+of+organics-Advances+in+2D+and+3D+imaging+and+future+outlook%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vac.+Sci.+Technol.+A%22%5BJournal%5D)">SIMS of organics-Advances in 2D and 3D imaging and future outlook.</a> J. Vac. Sci. Technol. A. 31 (5), 050819(2013).</li>
<li>Muramoto, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ToF-SIMS+Analysis+of+Adsorbed+Proteins%3A+Principal+Component+Analysis+of+the+Primary+Ion+Species+Effect+on+the+Protein+Fragmentation+Patterns%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+C%22%5BJournal%5D)">ToF-SIMS Analysis of Adsorbed Proteins: Principal Component Analysis of the Primary Ion Species Effect on the Protein Fragmentation Patterns.</a> J. Phys. Chem. C. 115 (49), 24247-24255 (2011).</li>
<li>Brüning, C., Hellweg, S., Dambach, S., Lipinsky, D., Arlinghaus, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+the+interpretation+of+ToF-SIMS+measurements+on+adsorbed+proteins+using+PCA%5BTitle%5D)+AND+%22Surf.+Interface+Anal%22%5BJournal%5D)">Improving the interpretation of ToF-SIMS measurements on adsorbed proteins using PCA.</a> Surf. Interface Anal. 38 (4), 191-193 (2006).</li>
<li>Gustavsson, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+modifications+of+silicon+nitride+for+cellular+biosensor+applications%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mater.+Sci.-Mater.+Med%22%5BJournal%5D)">Surface modifications of silicon nitride for cellular biosensor applications.</a> J. Mater. Sci.-Mater. Med. 19 (4), 1839-1850 (2008).</li>
<li>Deng, J., Ren, T. C., Zhu, J. Y., Mao, Z. W., Gao, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adsorption+of+plasma+proteins+and+fibronectin+on+poly%28hydroxylethyl+methacrylate%29+brushes+of+different+thickness+and+their+relationship+with+adhesion+and+migration+of+vascular+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Regen+Biomater%22%5BJournal%5D)">Adsorption of plasma proteins and fibronectin on poly(hydroxylethyl methacrylate) brushes of different thickness and their relationship with adhesion and migration of vascular smooth muscle cells.</a> Regen Biomater. , 17-25 (2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

SALVI to interfejs mikroprzepływowy, który umożliwia dynamiczną analizę powierzchni cieczy i granicy faz ciecz-ciało stałe za pomocą przyrządów opartych na próżni, takich jak ToF-SIMS i skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM). Ze względu na zastosowanie małych apertur do naświetlania cieczy bezpośrednio w próżni, SALVI nadaje się do wielu precyzyjnie skoncentrowanych technik spektroskopii i obrazowania bez żadnych modyfikacji; 22 Przenośność i wszechstronność mikrofluidyki sprawiają, że jest to prawdziwa mult...

Nawodnienie jest kluczowe dla struktury,1 konformacji,2i aktywności biologicznej3 białek. Białka bez otaczających je cząsteczek wody nie miałyby żywotnej aktywności biologicznej. W szczególności cząsteczki wody oddziałują z powierzchnią i wewnętrzną strukturą białek, a różne stany uwodnienia białek sprawiają, że takie interakcje są różne. 4 Interakcja białek z powierzchniami stałymi jest podstawowym zjawiskiem, które ma implikacje w nanotechnologii, biomateriałach i procesach inżynierii tkankowej. Badania od dawna wskazują, że zmiany konformacyjne mogą wystąpić, gdy białko napotyka powierzchnię. ToF-SIMS został przewidziany jako technika, która ma potencjał do badania granicy faz białko-ciało stałe. 5-7 Ważne jest, aby zrozumieć hydratację białek na powierzchniach ciał stałych, co potencjalnie zapewnia fundamentalne zrozumienie mechanizmu ich struktury, budowy i aktywności biologicznej.
Jednak główne techniki analizy powierzchni są w większości oparte na próżni i bezpośrednie zastosowania do badań cieczy lotnych są trudne ze względu na szybkie parowanie lotnej cieczy w środowisku próżniowym. Opracowaliśmy kompatybilny z próżnią interfejs mikroprzepływowy, System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface (SALVI), aby umożliwić bezpośrednie obserwacje powierzchni cieczy i oddziaływań ciecz-ciało stałe przy użyciu spektrometrii mas jonów wtórnych w czasie przelotu (ToF-SIMS). 8-11 Unikalne aspekty obejmują: 1) okno detekcji to otwór o średnicy 2-3 μm, umożliwiający bezpośrednie obrazowanie powierzchni cieczy, 2) napięcie powierzchniowe służy do utrzymywania cieczy w otworze oraz 3) SALVI jest przenośny między wieloma platformami analitycznymi. Pytania z dnia 11,12
SALVI składa się z membrany z azotku krzemu (SiN) jako obszaru detekcji i mikrokanału wykonanego z polidimetylosiloksanu (PDMS). Jest wytwarzany w czystym pomieszczeniu, a produkcja i kluczowe czynniki projektowe zostały szczegółowo opisane w poprzednich dokumentach i patentach. 8-12 Zastosowania ToF-SIMS jako narzędzia analitycznego zademonstrowano przy użyciu różnych roztworów wodnych i złożonych mieszanin cieczy, z których niektóre zawierały nanocząstki. 13-17 W szczególności płynny ToF-SIMS SALVI umożliwia dynamiczne sondowanie granicy faz ciecz-ciało stałe żywych układów biologicznych (tj. biofilmów), pojedynczych komórek i granicy faz ciało stałe-elektrolit, otwierając nowe możliwości badań fazy skondensowanej in situ, w tym cieczy, przy użyciu ToF-SIMS. Jednak obecna konstrukcja nie pozwala jeszcze na interakcje gaz-ciecz. To jest kierunek rozwoju na przyszłość. SALVI został po raz pierwszy wykorzystany do zbadania uwodnionego filmu białkowego w tej pracy.
Fibronektyna to powszechnie stosowany dimer białkowy, składający się z dwóch prawie identycznych monomerów połączonych parą wiązań dwusiarczkowych,18 który jest dobrze znany ze swojej zdolności do wiązania komórek. 19,20 Wybrano go jako system modelowy, aby zilustrować, że uwodniony film białkowy może być dynamicznie badany przy użyciu płynnego podejścia SALVI ToF-SIMS. Roztwór białkowy wprowadzono do mikrokanału. Po inkubacji przez 12 godzin, na tylnej stronie błony SiN utworzył się uwodniony film białkowy. Woda dejonizowana (DI) była używana do wypłukania kanału po wprowadzeniu białka. Informacje zebrano z uwodnionych cząsteczek białka fibronektyny w mikrokanaliku SALVI przy użyciu dynamicznego ToF-SIMS. Woda DI była również badana jako kontrola w celu porównania z wynikami uzyskanymi z uwodnionej cienkiej warstwy fibronektyny. Zaobserwowano wyraźne różnice między uwodnionym filmem białkowym a wodą demineralizowaną. Prace te pokazują, że adsorpcję białek na powierzchni w środowisku ciekłym można badać przy użyciu nowatorskiego podejścia SALVI i ciekłego ToF-SIMS. Protokół wideo ma na celu dostarczenie wskazówek technicznych dla osób, które są zainteresowane wykorzystaniem tego nowego narzędzia analitycznego do różnych zastosowań SALVI z ToF-SIMS i zredukowanie niepotrzebnych błędów w obsłudze cieczy, a także akwizycji i analizie danych ToF-SIMS.

<table><tbody><tr><td>ToF-SIMS</td><td>IONTOF</td><td>TOF. Rozdzielczość SIMS 5</td><td>: >10 000 m/&Delta; m dla rozdzielczości masowej; >4 000 m/&Delta; m dla wysokiej rozdzielczości przestrzennej&nbsp;</td></tr><tr><td>System do analizy na styku cieczy i próżni (SALVI)</td><td>Pacific Northwest National</td><td>Laboratory N/A</td><td>SALVI to unikalne, samodzielne, przenośne narzędzie analityczne, które po raz pierwszy umożliwia instrumentom naukowym opartym na próżni, takim jak spektrometria mas jonów wtórnych czasu przelotu (ToF-SIMS), analizowanie powierzchni cieczy w ich naturalnym stanie na poziomie molekularnym.</td></tr><tr><td>PEEK Union</td><td>Valco</td><td>ZU1TPK</td><td>do podłączenia wlotu i wylotu SALVI</td></tr><tr><td>5-osiowy stolik na próbkę</td><td>IONTOF</td><td>N/A</td><td>Stage jest wykonany samodzielnie do montażu SALVI w ToF-SIMS</td></tr><tr><td>Barnstead Nanopure Water Purification System</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>D11921</td><td>ROpure LP Moduł filtracji odwróconej osmozy (D2716)</td></tr><tr><td>Strzykawka</td><td>BD</td><td>309659</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>Pipeta</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>21-377-821</td><td>Zakres: 100 do 1 000 ml</td></tr><tr><td>Końcówka do pipety</td><td>Neptune</td><td>2112.96.BS</td><td>1 000 &micro; l</td></tr><tr><td>Probówka wirówkowa</td><td>Corning</td><td>430791</td><td>15 ml</td></tr><tr><td>Fibronektyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1141</td><td>1 mg/ml</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>S25310A</td><td>95% denaturowany</td></tr><tr><td>Gibco PBS</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010-023</td><td>pH 7,4</td></tr></tbody></table>

in situ charakterystyka uwodnionych białek w wodzie za pomocą salvi i tof-sims

In Situ Characterization of Hydrated Proteins in Water by SALVI and ToF-SIMS

Ta praca demonstruje charakterystykę in situ biomolekuł białkowych w roztworze wodnym przy użyciu Systemu do Analizy na Granicy Faz Cieczy Próżni (SALVI) i spektrometrii mas jonów wtórnych (ToF-SIMS) w czasie przelotu. Film białkowy fibronektyny został unieruchomiony na membranie z azotku krzemu (SiN), która tworzy obszar wykrywania Salvi. Podczas analizy ToF-SIMS przeprowadzono trzy tryby analizy, w tym spektrometrię mas o wysokiej rozdzielczości przestrzennej, obrazowanie dwuwymiarowe (2D) i profilowanie głębokości. Widma masowe uzyskano zarówno w trybie dodatnim, jak i ujemnym. Woda dejonizowana była również analizowana jako próbka referencyjna. Nasze wyniki pokazują, że film fibronektyny w wodzie ma wyraźniejsze i silniejsze piki klastrów wodnych w porównaniu z samą wodą. Charakterystyczne piki fragmentów aminokwasów można również zaobserwować w widmach uwodnionego białka ToF-SIMS. Wyniki te pokazują, że adsorpcja cząsteczek białek na powierzchni może być po raz pierwszy badana dynamicznie przy użyciu SALVI i ToF-SIMS w środowisku ciekłym.

Przedstawiono kilka reprezentatywnych wyników, aby zademonstrować zalety proponowanego protokołu. Dzięki zastosowaniu interfejsu mikroprzepływowego SALVI, pierwotna wiązka jonów (Bi3+) może bezpośrednio bombardować uwodnioną warstwę fibronektyny w wodzie DI. W ten sposób można skutecznie uzyskać chemiczne mapowanie molekularne powierzchni cieczy.
Rysunek 1a oraz 1b przedsta...

Ta praca przedstawia protokół postępowania z cieczą i wprowadzania próbki do mikrokanału do analizy in situ spektrometrii mas jonów wtórnych biomolekuł białkowych w roztworze wodnym w czasie przelotu.

In Situ Charakterystyka uwodnionych białek w wodzie za pomocą SALVI i ToF-SIMS

This work demonstrates in situ characterization of protein biomolecules in the aqueous solution using the System for Analysis at the Liquid Vacuum ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest charakterystyka warstw białek zaadsorbowanych w roztworach wodnych z wykorzystaniem Systemu do Analizy na Granicy Ciecz-Próżnia (System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface) oraz spektrometrii mas jonów wtórnych w czasie przelotu (time-of-flight secondary ion mass spectrometry). Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące biomolekuł i biointerfejsu, na przykład w kwestii charakterystyki białek zaadsorbowanych na powierzchni ciała stałego.Główną zaletą tej techniki jest możliwość rozpoczynania badań nad biomolekułami in situ w środowisku ciekłym, a także w połączeniu z mapowaniem molekularnym. Chociaż metoda ta pozwala na analizę biomolekuł na granicy faz ciało stałe-ciecz, może być ona również stosowana w innych systemach, w tym do badania pojedynczych komórek nowotworowych, oddziaływań leków oraz przylegania biofilmów. Do strzykawki o pojemności 5 mL nabierz 2 mL 70% roztworu etanolu.Podłącz strzykawkę do wlotu urządzenia SALVI i powoli wstrzyknij jeden mililitr cieczy w ciągu 10 minut. Po zakończeniu wstrzykiwania usuń strzykawkę i połącz wlot oraz wylot SALVI za pomocą złączki z polieteroeteroketonu. Pozostaw mikrokanał SALVI wypełniony 70% roztworem etanolu w temperaturze pokojowej na cztery godziny.Następnie należy napełnić drugą strzykawkę sterylną wodą dejonizowaną. Podłączyć ją do wlotu urządzenia SALVI i powoli wstrzykiwać wodę dejonizowaną do urządzenia przez okres 10 minut. Usunąć strzykawkę i ponownie połączyć ze sobą wlot i wylot urządzenia.Aby unieruchomić warstwę białkową, należy najpierw pobrać dwa mililitry roztworu fibronektyny do strzykawki. Podłączyć strzykawkę do wlotu urządzenia SALVI i powoli wstrzyknąć jeden mililitr cieczy w ciągu 10 minut. Następnie należy usunąć strzykawkę i ponownie połączyć wlot i wylot.Inkubować układ w czystej szalce hodowlanej w temperaturze pokojowej przez 12 godzin. Po inkubacji powoli wstrzyknąć jeden mililitr sterylnej wody dejonizowanej w ciągu 10 minut, a następnie ponownie połączyć wlot z wylotem. Na początku położyć platformę ToF-SIMS na płaskiej, czystej powierzchni.Umieść urządzenie SALVI na stoliku tak, aby płytka krzemowa i membrana z azotku krzemu były skierowane do góry. Przymocuj urządzenie SALVI do stolika za pomocą czterech metalowych elementów mocujących, a następnie przykręć metalowe elementy trzymające narożniki urządzenia do metalowej płyty za pomocą czterech śrub. Następnie ostrożnie zwiń rurkę z PFTE podłączoną do kanału mikroprzepływowego.Użyj czterech metalowych elementów i czterech śrub, aby przymocować sztywną część. Upewnij się, że urządzenie jest umieszczone w wolnej przestrzeni na stoliku, tak aby nie przeszkadzało wiązce jonów pierwotnych podczas analizy. Następnie zamontuj kubek Faradaya na stoliku za pomocą śruby.Następnie otwórz drzwi śluzy ToF-SIMS i ustaw uchwyt poziomo na platformie załadowczej, a następnie zamknij drzwi. Włącz pompę próżniową i odczekaj, aż ciśnienie w komorze śluzy spadnie do około 10⁻⁶ mbar. Po około 30 minutach, gdy próżnia zostanie ustabilizowana, przesuń urządzenie SALVI do komory głównej.Dostrój główną wiązkę jonową oraz analizator ToF-SIMS, aby uzyskać rozdzielczość przestrzenną wynoszącą około 400 nanometrów, postępując zgodnie z protokołem zalecanym przez producenta. Następnie zlokalizuj kanał mikrofluidyczny za pomocą mikroskopu optycznego. Wykorzystaj środek obrazu optycznego jako punkt odniesienia i wyrównaj go tak, aby był zgodny ze środkiem obrazu jonów wtórnych.Wizualna demonstracja tego kroku jest kluczowa, ponieważ jest on trudny do opanowania ze względu na większą grubość próbki w porównaniu do standardowych próbek stałych, co utrudnia dostosowanie ustawień w celu uzyskania optymalnej ostrości kanału. Przed każdym pomiarem należy użyć wiązki tlenu o energii 1 keV do skanowania okna z azotku krzemu przez około 15 sekund w celu usunięcia zanieczyszczeń powierzchniowych. Ponadto, podczas wszystkich pomiarów należy stosować działo elektronowe (electron flood gun) w celu kompensacji ładowania powierzchniowego.Następnie, przed rozpoczęciem akwizycji danych, wybierz tryb dodatni lub ujemny. We wszystkich pomiarach jako główną wiązkę jonową stosuj 25 keV Bi³⁺. W przypadku profilowania głębokościowego przeskanuj główną wiązkę jonową w obszarze okrągłym o średnicy około 2 µm z rozdzielczością 32 x 32 pikseli.Aby zminimalizować czas potrzebny na przebicie membrany z azotku krzemu, należy zastosować pierwotną wiązkę jonową o długim czasie trwania impulsu. Po przebiciu membrany z azotku krzemu należy utrzymać ten sam prąd przez około 200 sekund, aby uzyskać wystarczającą ilość danych do dwuwymiarowych rekonstrukcji obrazu. W celu gromadzenia danych należy zmniejszyć czas trwania impulsu do 80 nanosekund, aby uzyskać widma o lepszej rozdzielczości masowej.Kontynuuj tę akwizycję przez kolejne około 200 sekund. Dzięki zastosowaniu mikroprzepływowego interfejsu SALVI główna wiązka jonów może bezpośrednio bombardować uwodnioną warstwę fibronektyny. Dane ze spektrometrii mas ToF-SIMS wskazują na obecność szeregu klastrów wody oraz fragmentów aminokwasów.Stanowi to bezpośredni dowód na właściwości cząsteczek wody otaczających i znajdujących się wewnątrz hydratyzowanych cząsteczek białek. Tutaj można zobaczyć serie czasowe profilu głębokości hydratyzowanej błony fibronektyny oraz wody dejonizowanej. Intensywności wybranych jonów drugorzędowych są pomijalne przed przebiciem membrany z azotku krzemu.Po przebiciu membrany z azotku krzemu natężenie jonów wtórnych znacznie wzrasta. Proces z krótką szerokością impulsu jest wykorzystywany w celu uzyskania danych o lepszej rozdzielczości masowej dla rekonstrukcji obrazów i widm. Obrazy 2-D z uwodnionej warstwy fibronektyny i wody dejonizowanej przedstawiają liczbę zliczeń wybranych jonów wtórnych z próbki.Im jaśniejszy obraz, tym wyższa liczba zliczeń jonów wtórnych. Te intuicyjne obrazy umożliwiają wyraźne porównanie wybranych jonów wtórnych pomiędzy różnymi próbkami, co jest pomocne w analizie danych. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że mikroreaktor musi być szczelny przed instalacją w komorze próżniowej.Technika ta utorowała drogę badaczom w dziedzinie biologii i biointerfejsów do eksploracji adsorpcji białek, przylegania biofilmów, monowarstw samoorganizujących się na powierzchniach oraz wielu innych zjawisk. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat badania różnych próbek ciekłych przy użyciu SALVI oraz ciekłego ToF-SIMS.

in-situ-characterization-hydrated-proteins-water-salvi-tof

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Celem niniejszego eksperymentu jest określenie i kontrolowanie wielkości, kształtu oraz stabilności samoorganizujących się amfifili dyskotycznych w wodzie. W przypadku wodnych polimerów supramolekularnych osiągnięcie takiego poziomu kontroli jest bardzo trudne. Zastosowano strategię wykorzystującą zarówno oddziaływania odpychające, jak i przyciągające. Techniki eksperymentalne użyte do charakterystyki tego układu mają szerokie zastosowanie.

Kontrola rozmiaru, kształtu i stabilności polimerów supramolekularnych w wodzie

Ponad połowa białek to małe białka (masa cząsteczkowa &lt;200 kDa), które stanowią wyzwanie zarówno dla obrazowania mikroskopem elektronowym, jak i dla trójwymiarowych rekonstrukcji. Zoptymalizowane barwienie negatywowe to solidny i wysokoprzepustowy protokół umożliwiający uzyskanie obrazów o wysokim kontraście i stosunkowo wysokiej rozdzielczości (~1 nm) małych asymetrycznych białek lub kompleksów w różnych warunkach fizjologicznych.

Zoptymalizowane barwienie ujemne: wysokoprzepustowy protokół do badania małej i asymetrycznej struktury białka za pomocą mikroskopii elektronowej

Miękkie lądowanie masowo wybranych jonów na powierzchniach jest skutecznym podejściem do wysoce kontrolowanego przygotowania nowych materiałów. W połączeniu z analizą za pomocą spektrometrii mas jonów wtórnych in situ (SIMS) i spektroskopii absorpcyjnej odbicia w podczerwieni (IRRAS), miękkie lądowanie zapewnia bezprecedensowy wgląd w interakcje dobrze zdefiniowanych gatunków z powierzchniami.

In Situ Spektroskopia SIMS i IR dobrze zdefiniowanych powierzchni przygotowanych przez miękkie lądowanie jonów o wybranej masie

Kluczowe etapy funkcjonowania białka, w szczególności zmiany konformacyjne szkieletu i reakcje transferu protonów, często odbywają się w skali od mikrosekund do milisekund. Te dynamiczne procesy można badać za pomocą spektroskopii w podczerwieni z transformacją Fouriera ze skanowaniem czasowo-rozdzielczym, w szczególności w przypadku białek, których funkcja jest wyzwalana przez światło.

Transfer protonów i dynamika konformacji białek w białkach światłoczułych za pomocą spektroskopii w podczerwieni z transformacją Fouriera ze skanowaniem czasowym i transformacją Fouriera

Równowaga sedymentacji (SE) może być wykorzystana do badania interakcji białko-białko w środowisku fizjologicznym. Niniejszy artykuł opisuje zastosowanie tej techniki do określenia wpływu pH na stabilność homo-pentameru utworzonego przez małe białko hydrofobowe (SH) kodowane przez ludzkiego syncytialnego wirusa oddechowego (hRSV).

Równowaga sedymentacji małego białka błonowego tworzącego oligomer: wpływ protonacji histydyny na stabilność pentamieryczną

Tutaj prezentujemy szczegółowe protokoły dla spektrometrii mas z wymianą amidu i deuteru w stanie stałym (ssHDX-MS) oraz spektrometrii mas znakowania fotolitycznego w stanie stałym (ssPL-MS) dla białek w stałych proszkach. Metody te dostarczają informacji o wysokiej rozdzielczości na temat konformacji i oddziaływań białek w amorficznym stanie stałym, które mogą być przydatne w projektowaniu preparatów.

Podejścia spektrometrii mas do badania struktury i interakcji białek w liofilizowanych proszkach

Ten artykuł przedstawia metodę hodowli biofilmu do spektrometrii mas jonów wtórnych in situ w czasie przelotu do mapowania chemicznego w stanie uwodnionym, możliwa dzięki reaktorowi mikroprzepływowemu, System do analizy na granicy faz ciekłej próżni. Jako model wykorzystano Shewanella oneidensis MR-1 z białkiem zielonej fluorescencji.

In Situ Charakterystyka biofilmów Shewanella oneidensis MR1 za pomocą SALVI i ToF-SIMS

Przedstawiamy procedurę obrazowania w czasie rzeczywistym i analizy składu pierwiastkowego cząstek bemitu w wodzie dejonizowanej za pomocą płynnej skaningowej mikroskopii elektronowej in situ.

In Situ Charakterystyka cząstek bemitu w wodzie przy użyciu ciekłego SEM

Tutaj prezentujemy protokół do badania struktury i dynamiki wody międzyfazowej w skali atomowej, pod kątem obrazowania w rozdzielczości submolekularnej, manipulacji molekularnej i spektroskopii wibracyjnej pojedynczych wiązań.

Badanie struktury i dynamiki wody międzyfazowej za pomocą skaningowej mikroskopii tunelowej i spektroskopii

Ten protokół opisuje bezkalibracyjne podejście do ilościowego określania homo-oligomeryzacji białek in vitro na podstawie spektroskopii fluktuacji fluorescencji przy użyciu komercyjnej mikroskopii skaningowej światła. Wyświetlane są prawidłowe ustawienia akwizycji i metody analizy.

Kwantyfikacja homooligomeryzacji białek in vitro bez kalibracji przy użyciu komercyjnego oprzyrządowania i bezpłatnego oprogramowania do analizy jasności typu open source

Spektroskopia wstecznego rozpraszania neutronów oferuje nieniszczący i wolny od znaczników dostęp do dynamiki ps-ns białek i wody do ich hydratacji. Przebieg pracy przedstawiono w dwóch badaniach nad białkami amyloidowymi: nad czasowo-rozdzielczą dynamiką lizozymu podczas agregacji oraz nad dynamiką wody hydratacyjnej tau po tworzeniu włókien.

Spektroskopia neutronów o wysokiej rozdzielczości do badania dynamiki pikosekund-nanosekund białek i wody hydratacyjnej

Poznaj metodę charakteryzacji adsorbowanych filmów białkowych w roztworach wodnych przy użyciu SALVI i ToF-SIMS. Technika umożliwia analizę in situ biomolekuł na granicy faz stała-ciecz.

In Situ Charakterystyka uwodnionych białek w wodzie za pomocą SALVI i ToF-SIMS

Przeglądaj więcej filmów