Name: Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Poznaj ulepszoną metodę szybkiej intubacji tchawicy u myszy do podawania bleomycyny bez specjalistycznego sprzętu. Technika ta umożliwia badania uszkodzeń płuc i fibrogenezy z minimalnym uszkodzeniem tkanek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Brianowi Johnsonowi z Histologii i Obrazowania Uniwersytetu Waszyngtońskiego za pomoc w barwieniu i analizie trichromów. Prace te były wspierane przez granty NIH HL098067 i HL089455.

Instytucjonalne Komitety ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania (IACUC) na Uniwersytecie Waszyngtońskim i Centrum Medycznym Cedars-Sinai zatwierdziły prace na zwierzętach niezbędne do przeprowadzenia tych badań.
1. Przygotowanie
<ol>
	<li>Sterylizuj zarówno kleszcze z końcami, jak i depresor w autoklawie.</li>
	<li>Korzystając z komory bezpieczeństwa biologicznego, przygotuj zapas roboczy BLM w PBS z liofilizowanego proszku. Sonikuj roztwór przez 10 minut przy 35 kHz, aby zapewnić równomierne mieszanie. 
	Uwaga: Zalecana jest całkowita objętość od 30 do 45 μl, aby zapobiec wahaniom pipetowania w dolnym zakresie i uduszeniu się większymi objętościami.</li>
	<li>Przygotuj czyste miejsce pracy, które obejmuje około 1m2 na sam zabieg, a także wyznaczone miejsca na klatki zarówno przed, jak i po zabiegu.</li>
	<li>Przymocuj podstawę tablicy zabiegowej do ławki bezpośrednio przed badaczem, układając 2 lub 3 paski taśmy laboratoryjnej w poprzek podstawy i znajdującej się pod nią ławki. Zobacz rysunek 1, aby uzyskać więcej specyfikacji dotyczących tworzenia płytki.</li>
	<li>Zawiąż pojedynczą długość nici do szwów w rozmiarze 4,0 między dwiema pozycjonującymi tablicy zabiegowej.</li>
	<li>Stwórz prowizoryczny spirometr, wyjmując i wyrzucając tłok z trzech strzykawek o pojemności 1 ml i umieszczając 60 μl PBS w górnej części każdej beczki, aby utworzyć hermetyczne zamknięcie. Przymocować piastę cewnika luźno do jednej ze strzykawek i umieścić ją po jednej stronie płytki.</li>
	<li>Zassać 300 μl powietrza do strzykawki o pojemności 1 ml i umieścić ją z jednej strony płytki.</li>
	<li>Wytnij dodatkowy kawałek taśmy o długości około 6 cali i odłóż na bok. Zostanie to wykorzystane do przymocowania zwierzęcia do deski w kroku 2.4.</li>
	<li>Skonfiguruj komorę izofulanową. Podłączyć O2, izofluran i podciśnienie do odpowiednich portów zarówno w komorze ekspozycyjnej, jak i w próżni odstępu. Alternatywnie, podać środek znieczulający w komorze bezpieczeństwa biologicznego zgodnej z izofluranem.</li>
</ol>
2. Intubacja
<ol>
	<li>Znieczulij mysz izofluranem w komorze, aż straci przytomność, a oddech zwolni do odpowiedniego tempa. Typowa ekspozycja obejmuje 4% izofluranu i 2%O2 przez 3 do 4 minut, a idealnym wynikiem jest 2 do 2,5 minuty sedacji. Odpowiada to częstości oddechów wynoszącej 1 oddech co 2 sekundy.</li>
	<li>Czekając na sedację, odessać od 30 do 45 μl BLM do pipety i odłożyć na bok.</li>
	<li>Gdy będzie gotowa, zawieś uspokojoną mysz za górne siekacze na gwincie przymocowanym do pozycjonujących platformy zabiegowej. Upewnij się, że grzbiet zwierzęcia leży płasko na powierzchni platformy.</li>
	<li>Uważając, aby nie ograniczać wentylacji, umieść luźno kawałek taśmy w poprzek dolnej (ogonowej) części klatki piersiowej, tuż nad przeponą. Umiejscowienie powinno być na tyle ciasne, aby utrzymać prawidłowe ułożenie podczas zabiegu, ale nie na tyle ciasne, aby ograniczało oddychanie.</li>
	<li>Włącz oświetlacz na intensywność od 80% do 100% i ustaw gęsią szyję tak, aby znajdowała się od 1 do 2 cm od powierzchni skóry, w pobliżu splotu słonecznego. Okresowo sprawdzaj końcówkę gęsiej szyi pod kątem ciepła, aby upewnić się, że nie zrani myszy.</li>
	<li>Stojąc za platformą, użyj sterylnych, kleszczy, aby zlokalizować język. Uważając, aby ominąć dolne siekacze, delikatnie chwyć i wyciągnij język z jamy ustnej.</li>
	<li>Drugą ręką włóż depresor i użyj go, aby spłaszczyć język o dno jamy ustnej. Zwolnij kleszcze, ale pozostaw depresor na miejscu na następne dwa kroki.</li>
	<li>Ustaw światło tak, aby tchawica była widoczna, prowadząc gęsią szyję proksymalnie od poziomu splotu słonecznego, aż osiągnie poziom oskrzeli pnia głównego. 
	Uwaga: Tchawicę można łatwo odróżnić po działaniu oddychania, które powoduje wahania intensywności emitowanego światła. Po prawidłowym ustawieniu struktura ta będzie widoczna w płaszczyźnie osiowej jako centralnie umieszczony sworzeń światła z minimalnym światłem otoczenia w samej jamie ustnej.</li>
	<li>Ustawić strzykawkę pod kątem tak, aby podążała za naturalną ścieżką tchawicy i opuścić końcówkę cewnika 22-G z dołączoną strzykawką zawierającą kroplę prosto do światła. Bańka PBS zacznie się unosić i opadać z każdym oddechem po udanym umieszczeniu. 
	Uwaga: To działanie może być opóźnione o kilka sekund w wyniku głębokiego sedacji.</li>
	<li>Nałóż cewnik na dodatkowe 5 mm. Usuń depresor języka.</li>
	<li>Przesunąć strzykawkę do przeciwnej ręki i chwytając piastę, delikatnie wyjąć strzykawkę.</li>
	<li>Umieść od 30 do 45 μl BLM w środku wnętrza piasty cewnika, podłącz drugą strzykawkę i dozuj 300 μl powietrza do piasty.</li>
	<li>Wymienić drugą strzykawkę na pierwszą zawierającą pęcherzyk PBS. Bańka będzie nadal się unosić i opadać, jeśli zabieg został wykonany pomyślnie.</li>
</ol>
3. Opieka pozabiegowa
<ol>
	<li>Usuń cewnik i taśmę, a następnie umieść zwierzę w suchym, ciepłym miejscu, aż odzyska przytomność - zwykle w ciągu kilku minut.</li>
</ol>

<ol><li>Hyde, D. M., Hamid, Q., Irvin, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy%2C+pathology%2C+and+physiology+of+the+tracheobronchial+tree%3A+emphasis+on+the+distal+airways%5BTitle%5D)+AND+%22J+Allergy+Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">Anatomy, pathology, and physiology of the tracheobronchial tree: emphasis on the distal airways.</a> J Allergy Clin Immunol. 124, S72-S77 (2009).</li>
<li>Rosenthal, N., Brown, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+ascending%3A+perspectives+for+human-disease+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The mouse ascending: perspectives for human-disease models.</a> Nat Cell Biol. 9, 993-999 (2007).</li>
<li>Peters, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+as+a+model+for+human+biology%3A+a+resource+guide+for+complex+trait+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">The mouse as a model for human biology: a resource guide for complex trait analysis.</a> Nat Rev Genet. 8, 58-69 (2007).</li>
<li>Baron, R. M., Choi, A. J., Owen, C. A., Choi, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+manipulated+mouse+models+of+lung+disease%3A+potential+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Genetically manipulated mouse models of lung disease: potential and pitfalls.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 485-497 (2012).</li>
<li>Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22BMJ+Clin+Evid%22%5BJournal%5D)">Acute respiratory distress syndrome.</a> BMJ Clin Evid. 2010, (2010).</li>
<li>Saguil, A., Fargo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+respiratory+distress+syndrome%3A+diagnosis+and+management%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Fam+Physician%22%5BJournal%5D)">Acute respiratory distress syndrome: diagnosis and management.</a> Am Fam Physician. 85, 352-358 (2012).</li>
<li>Wilson, M. S., Wynn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+fibrosis%3A+pathogenesis%2C+etiology+and+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Mucosal+Immunol%22%5BJournal%5D)">Pulmonary fibrosis: pathogenesis, etiology and regulation.</a> Mucosal Immunol. 2, 103-121 (2009).</li>
<li>Wuyts, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathogenesis+of+pulmonary+fibrosis%3A+a+moving+target%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">The pathogenesis of pulmonary fibrosis: a moving target.</a> Eur Respir J. 41, 1207-1218 (2013).</li>
<li>Mouratis, M. A., Aidinis, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+pulmonary+fibrosis+with+bleomycin%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Pulm+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling pulmonary fibrosis with bleomycin.</a> Curr Opin Pulm Med. 17, 355-361 (2011).</li>
<li>Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bleomycin+animal+model%3A+a+useful+tool+to+investigate+treatment+options+for+idiopathic+pulmonary+fibrosis%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis?</a> Int J Biochem Cell Biol. 40, 362-382 (2008).</li>
<li>Myllärniemi, M., Kaarteenaho, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+treatment+of+idiopathic+pulmonary+fibrosis+-+preclinical+and+clinical+studies+of+pirfenidone%2C+nintedanib%2C+and+N-acetylcysteine%5BTitle%5D)+AND+%22European+Clinical+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">Pharmacological treatment of idiopathic pulmonary fibrosis - preclinical and clinical studies of pirfenidone, nintedanib, and N-acetylcysteine.</a> European Clinical Respiratory Journal. 2, (2015).</li>
<li>Reinert, T., Baldotto, C. S. dR., Nunes, F. A. P., Scheliga, A. A. dS. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bleomycin-Induced+Lung+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Bleomycin-Induced Lung Injury.</a> Journal of Cancer Research. 2013, 1-9 (2013).</li>
<li>Lakatos, H. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oropharyngeal+aspiration+of+a+silica+suspension+produces+a+superior+model+of+silicosis+in+the+mouse+when+compared+to+intratracheal+instillation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation.</a> Exp Lung Res. 32, 181-199 (2006).</li>
<li>Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+tracheal+instillation+of+solutes+into+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
<li>Osier, M., Oberdorster, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+inhalation+vs+intratracheal+instillation%3A+differences+in+particle+effects%5BTitle%5D)+AND+%22Fundam+Appl+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Intratracheal inhalation vs intratracheal instillation: differences in particle effects.</a> Fundam Appl Toxicol. 40, 220-227 (1997).</li>
<li>Driscoll, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+instillation+as+an+exposure+technique+for+the+evaluation+of+respiratory+tract+toxicity%3A+Uses+and+Limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Sci%22%5BJournal%5D)">Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: Uses and Limitations.</a> Toxicol Sci. 55, 24-35 (2000).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol (1985). 106, 984-987 (1985).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Lab Anim. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> J Vis Exp. , e50601(2013).</li>
<li>Starcher, B., WIlliams, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+intratracheal+instillation+of+endotoxin+into+the+lungs+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A method for intratracheal instillation of endotoxin into the lungs of mice.</a> Lab Anim. 23, 234-240 (1989).</li>
<li>Daubeuf, F., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performing+bronchoalveolar+lavage+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Performing bronchoalveolar lavage in the mouse.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 2, 167-175 (2012).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severe+lung+fibrosis+requires+an+invasive+fibroblast+phenotype+regulated+by+hyaluronan+and+CD44%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Severe lung fibrosis requires an invasive fibroblast phenotype regulated by hyaluronan and CD44.</a> J Exp Med. 208, 1459-1471 (2011).</li>
<li>Grazioli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CYR61+%28CCN1%29+overexpression+induces+lung+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">CYR61 (CCN1) overexpression induces lung injury in mice.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 308, L759-L765 (2015).</li>
<li>Redente, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+necrosis+factor-alpha+accelerates+the+resolution+of+established+pulmonary+fibrosis+in+mice+by+targeting+profibrotic+lung+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Cell+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Tumor necrosis factor-alpha accelerates the resolution of established pulmonary fibrosis in mice by targeting profibrotic lung macrophages.</a> Am J Respir Cell Mol Biol. 50, 825-837 (2014).</li>
<li>Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intubation-mediated+intratracheal+%28IMIT%29+instillation%3A+a+noninvasive%2C+lung-specific+delivery+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system.</a> J Vis Exp. , e52261(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W przypadkach, gdy aerozolizacja jest niepraktyczna ze względu na ograniczoną dostępność odczynników, bezpieczeństwo lub koszty, bezpośrednie podawanie tchawicy jest lepszą metodą dostarczania środków egzogennych do płuc. 16 W tym celu szeroko stosuje się wkraplanie transtchawicze; Jednak, podobnie jak w przypadku każdej interwencji chirurgicznej, niesie ona ze sobą również możliwość wystąpienia powikłań spowodowanych samym zabiegiem, a niekoniecznie wkraplanym środkiem. 13 Z tych p...

Pomimo pewnych różnic anatomicznych i fizjologicznych,1 modele mysie nadal są nieocenione w modelowaniu ludzkiej biologii i patogenezy chorób. 2 Z hodowlanego punktu widzenia myszy są łatwe w obsłudze, mają krótki czas rozrodu, przyspieszoną długość życia i są stosunkowo niedrogie w utrzymaniu. Wraz z rozwojem różnorodnych szczepów i strategii genetycznych (np. warunkowe nokaut, myszy reporterowe, metody śledzenia linii itp.), a także szerokiej gamy dostępnych odczynników (np. przeciwciał, rekombinowanych białek, inhibitorów itp.), myszy stały się niezbędnym modelowym organizmem kręgowców do odkrywania ludzkiej homeostazy i procesów chorobowych. 3
Myszy były szczególnie cenne do badania chorób płuc, w tym ostrego uszkodzenia płuc (ALI) i zwłóknienia płuc. 4 ALI u ludzi może być spowodowany urazem, urazem lub posocznicą i charakteryzuje się przeciekiem nabłonka i śródbłonka (tj. obrzękiem), stanem zapalnym i rodzącym się zwłóknieniem. U wielu pacjentów ALI rozwija się do ciężkiej postaci, zespołu ostrej niewydolności oddechowej (ARDS), który często prowadzi do zwłóknienia i śmierci z powodu niewydolności oddechowej. 5,6 Zwłóknienie płuc jest postępującą, śmiertelną patologią charakteryzującą się nadmiernym odkładaniem się macierzy zewnątrzkomórkowej, w szczególności kolagenu typu I, prowadzącym do upośledzenia czynności płuc. 7,8 Podawanie bleomycyny (BLM) jest najpowszechniej stosowanym i najlepiej scharakteryzowanym modelem indukowania ALI i zwłóknienia u zwierząt doświadczalnych. 9 Chociaż zwłóknienie płuc wywołane BLM u gryzoni nie oddaje w pełni fenotypów ludzkiego zwłóknienia,10 badania na myszach z tym modelem doprowadziły do odkrycia wielu ważnych czynników wpływających na początek i postęp choroby. 11
Chociaż dokładne mechanizmy stojące za fibrogenezą wywołaną przez BLM są nieznane, uważa się, że uraz inicjujący wynika z zależnych od kontaktu pęknięć nici DNA w komórkach nabłonka wyściełających drogi oddechowe i pęcherzyki płucne, a w szczególności pneumocytów typu 1. 12 Potrzeba bezpośredniego kontaktu między BLM a nabłonkiem płucnym podkreśla znaczenie solidnej drogi porodu, a obawy te dotyczą również szerokiego zakresu leczenia ukierunkowanego na dystalne drogi oddechowe, w tym rekombinowane białka, przeciwciała, siRNA, wirusy, bakterie, cząstki stałe i inne. Aspiracja ustno-gardłowa (OPA) jest szeroko stosowana w tym celu13, ale główną wadą OPA jest to, że pewna część dostarczonego czynnika może zostać połknięta do przewodu pokarmowego, co prowadzi do niedokładności podawanej dawki. Innym szeroko stosowanym podejściem jest wkraplanie transchawicze, które polega na tracheostomii w silnym znieczuleniu w celu odsłonięcia tchawicy i wkroplenia środka bezpośrednio do dróg oddechowych. 14 Jednakże taki zabieg może być nie tylko niepożądany ze względu na jego inwazyjność, ale także czasochłonny, wymagający sporego przeszkolenia i powodujący poważne uszkodzenie dróg oddechowych. 15,16 Opracowano kilka protokołów, które obejmują bezpośrednie podawanie środków do tchawicy bez konieczności interwencji chirurgicznej,16,17,18,19,20 ale metody te wiążą się z wydłużonym czasem rekonwalescencji spowodowanym silnymi środkami znieczulającymi, użyciem drogiego sprzętu (tj. otoskopu/laryngoskopu, dostępnych na rynku tablic zabiegowych, przewodów światłowodowych itp.), nadmiarem manipulacji w jamie ustnej, i niepewność co do dawkowania.
Ten artykuł opisuje stosunkowo łatwą metodę podawania poprzez intubację, która pozwala badaczowi szybko, tanio i niezawodnie wprowadzić odczynnik do płuca myszy przy ograniczonym ryzyku szczątkowego uszkodzenia otaczających tkanek.

<table><tbody><tr><td>Bleomycyna do wstrzykiwań, 30 jednostek/fiolkę</td><td>APP Pharmaceuticals, LLC</td><td>103720</td><td>Aby uzyskać najlepsze wyniki, BLM powinien być zawieszony w PBS, podany i przechowywany jako jednorazowe liofilizowane podwielokrotności</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td><td></td><td></td>z końcem</tr><tr><td>Depresor języka (tj. wygięta elektroda ostrza Valleylab, 2,4 ")&nbsp;</td><td>Covidien</td><td>E1551G</td><td>Przed użyciem wykonaj zgięcie pod kątem 45 stopni 1,5 cm&nbsp; od końcówki ostrza. Odpowiedni depresor można również stworzyć z dowolnego metalowego narzędzia o podobnych wymiarach.</td></tr><tr><td>Cewnik Exel Safelet 22G X 1"</td><td>Exel International</td><td>26746</td><td></td></tr><tr><td>1 ml jednorazowa strzykawka tuberkulinowa z końcówką wsuwaną (200/sp, 1600/ca)</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>0,2 ml Końcówki do pipet i filtrów</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiber-Lite Illuminator. Model 181-1: Model 180 współpracujący ze standardowym podwójnym oświetlaczem na gęsiej szyi</td><td>Dolan Jenner Industries, Inc.</td><td>181-1</td><td>Nie zaleca się stosowania oświetlaczy LED o niższej mocy, ponieważ nie oświetlają one wystarczająco tchawicy.</td></tr><tr>Tablica <td></td><td></td><td>intubacyjna</td><td>Patrz rysunek 1.</td></tr><tr><td>Kolorowa taśma etykietowa: 0,5&nbsp; w. Szeroki</td><td>Fisherbrand</td><td>15-901-15A</td><td></td></tr><tr><td>Tlen&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami, 1X</td><td>Corning</td><td>21-040-CV</td><td>Produkt powinien być sterylny</td></tr><tr><td>Niesterylna szpula do szwów z czarnego jedwabiu, 91,4 m, rozmiar 4-0</td><td>Aparat Harvard</td><td>517698</td><td></td></tr><tr><td>stołowa maszyna anestezjologiczna Isoflurane</td><td>Highland Sprzęt</td><td></td> medyczny <td>http://www.highlandmedical.net/</td></tr> <tr><td>Slide Top Indukcyjna komora</td> <td>izofluranu dla myszyMIP / Anesthesia Technologies</td><td>AS-01-0530-SM</td><td></td></tr><tr><td>FORANE (izofluran, USP) Płyn do inhalacji 100 ml&nbsp;</td><td>Baxter</td><td>1001936040</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Cyfrowy system patomorfologiczny Nanozoomer</td> Zestaw do oznaczania ilościowego ELISA <td>IgM Hamamatsu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Laboratoria Bethyl</td><td>E90-101</td><td></td></tr></tbody></table>

ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Pomimo pewnych różnic anatomicznych i fizjologicznych, modele mysie nadal są podstawowym narzędziem do badania chorób płuc u ludzi. Toksyczność bleomycyny jest powszechnie stosowanym modelem do badania zarówno ostrego uszkodzenia płuc, jak i zwłóknienia, a także opracowano wiele metod podawania bleomycyny (i innych środków toksycznych) do płuc. Jednak wiele z tych podejść, takich jak wkraplanie przez tchawicę, ma nieodłączne wady, w tym konieczność stosowania silnych środków znieczulających i operacji przetrwania. W artykule opisano szybką, powtarzalną metodę intubacji dotchawiczej, która obejmuje łagodne znieczulenie wziewne, wizualizację tchawicy i użycie zastępczego spirometru w celu potwierdzenia ekspozycji. Jako dowód słuszności koncepcji, 8-12-tygodniowym myszom C57BL/6 podawano 2,0 U/kg bleomycyny lub równoważną objętość PBS, a po ekspozycji mierzono zarówno uszkodzenia, jak i zwłóknienia. Procedura ta pozwala naukowcom leczyć dużą kohortę myszy w stosunkowo krótkim czasie przy niewielkich kosztach i minimalnej opiece pozabiegowej.

Intubowane myszy monitorowano codziennie pod kątem utraty masy ciała i oznak stresu, a następnie uśmiercono po 4, 10 lub 17 dniach poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe 2,5% 2,2,2-tribromoetanolu. Płukanie pęcherzykowo-oskrzelowe (BAL) pobierano w trzech cyklach płukania PBS zgodnie z opisem zamieszczonym w innym opracowaniu 21, a prawy płuc utrwalono w 10% formalinie, zatopiono w parafinie i zabarwiono trichromem Massona w University of Washington Histology and ...

Ten artykuł przedstawia szybką i prostą metodę podawania bleomycyny bezpośrednio do tchawicy myszy poprzez intubację. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest wysoce powtarzalna, łatwa do opanowania i nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu rekonwalescencji.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest zapewnienie szybkiego, łatwego i niezawodnego podawania odczynników do płuc myszy poprzez intubację. Metoda ta ogranicza również ryzyko uszkodzenia sąsiednich tkanek i jest niedroga. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu podstawowej biologii płuc oraz mechanizmów powstawania chorób.Takich jak ostre uszkodzenie płuc i fibrogeneza. Głównymi zaletami tej techniki są wysoka powtarzalność, łatwość opanowania oraz brak konieczności stosowania specjalistycznego sprzętu czy długiego czasu rekonwalescencji. Procedurę należy przeprowadzić przy użyciu sterylnych narzędzi.Następnie wysterylizuj w autoklawie zarówno pęsetętę tępą, jak i depresor. W sterylnej komorze laminarnej przygotuj roztwór roboczy odczynnika do podania drogą intubacyjną. Zalecana objętość bolusa wynosi od 30 do 45 µL.Poddaj roztwór sonikacji przez 10 minut z częstotliwością 35 kHz, aby zapewnić jednorodne wymieszanie. Następnie przygotuj stanowisko pracy. Wyznacz co najmniej jeden metr kwadratowy powierzchni na samo stanowisko.Należy zapewnić oddzielne miejsca dla zwierząt zarówno przed, jak i po zabiegu. Następnie przygotuj płytkę zabiegową. Ten spersonalizowany model jest wycinany z arkusza aluminium i wzmocniony wspornikiem w kształcie litery T.Dostępne są również podobne komercyjne płytki. Za pomocą kilku pasków taśmy przymocuj podstawę płytki zabiegowej do blatu, tak aby znajdowała się bezpośrednio przed eksperymentatorem. Następnie przywiąż odcinek nici chirurgicznej 4.0 pomiędzy dwiema śrubami pozycjonującymi płytki zabiegowej.Następnie zbuduj spirometr. Wyjmij tłoki z trzech strzykawek o pojemności 1 ml. Następnie wprowadź do górnej części każdej tulei strzykawki do 60 µL PBS.Luźno przymocuj jedną z tych trzech strzykawek do zespołu cewnika. Podczas użytkowania powietrze wydostające się z tchawicy będzie powodować podnoszenie się i opadanie poziomu PBS w cylindrze. Umieść ten zestaw obok tablicy proceduralnej.Umieść dwie pozostałe dodatkowe strzykawki w zasięgu ręki, aby służyły jako zapasowe. Następnie do czwartej strzykawki nabierz 300 µL powietrza i odłóż ją na bok deski. Przygotuj również kilka sześciocalowych odcinków taśmy do przymocowania zwierzęcia do deski.Następnie, jeśli jest to konieczne, przygotuj komorę z izofluranem. Podłącz przewody z tlenem, izofluranem i próżnią do odpowiednich portów w komorze oraz do odsysacza. Rozpocznij od znieczulenia myszy.Należy pamiętać, że ponieważ czynniki takie jak wiek, masa ciała i stan zdrowia zwierzęcia mogą modyfikować reakcję na środki znieczulające, każde laboratorium powinno zoptymalizować ekspozycję na izofluran, aby dostosować ją do własnych potrzeb. W międzyczasie pobierz bolus odczynnika do końcówki pipety i odstaw go na bok. Gdy mysz zostanie uspokojona, zawieś ją za górnymi siekaczami na nici na platformie zabiegowej w taki sposób, aby grzbiet zwierzęcia przylegał płasko do powierzchni platformy.Teraz, uważając, aby nie ograniczać wentylacji, luźno przyklej taśmą dolną część jamy klatki piersiowej, tuż nad przeponą, do platformy, aby utrzymać zwierzę w odpowiedniej pozycji podczas procedury. Następnie ustaw oświetlacz z gęsim szyjką na 80 do 100%. Umieść światło w odległości jednego do dwóch centymetrów od powierzchni skóry w okolicy splotu słonecznego i regularnie sprawdzaj, czy nie dochodzi do przegrzania skóry. Znajdując się za platformą, użyj pęsety tępokrawędziowej, aby zlokalizować język.Następnie, uważając, aby nie uszkodzić dolnych siekaczy, delikatnie chwyć i wyciągnij język z jamy ustnej. Podczas unieruchamiania języka, spłaszcz go depresorem w niedominującej dłoni, pozwalając na zwolnienie chwytu kleszczykami. Teraz wprowadź kaczka (gooseneck) mniej więcej od splotu słonecznego do głównych oskrzeli, aby oświetlić tchawicę.Tchawicę można również łatwo rozpoznać dzięki czynnościom oddechowym, które powodują wahania natężenia światła wydostającego się z tchawicy. Przy prawidłowym ustawieniu tchawica jest widoczna jako centralna wiązka światła, przy minimalnym świetle rozproszonym w samej jamie ustnej. Cewnik nie powinien być wprowadzany do jamy ustnej do momentu uzyskania optymalnego widoku tchawicy.Tchawica nie jest widoczna pomimo manipulacji źródłem światła lub depresorem. Badacze powinni zwolnić język i ponownie spróbować przeprowadzić procedurę. Następnie należy ustawić strzykawkę pod kątem, aby podążała za naturalnym przebiegiem tchawicy.Następnie należy wprowadzić końcówkę kaniuli o rozmiarze 22G wraz z dołączoną strzykawką zawierającą PBS bezpośrednio do światła tchawicy. Teraz należy przesunąć kaniulę o kolejne pięć milimetrów i usunąć szpatułkę do języka. Jeśli kaniula została prawidłowo umieszczona, pęcherzyk PBS w cylindrze strzykawki będzie unosić się i opadać przy każdym oddechu.Należy zachować cierpliwość podczas poszukiwania tego wskaźnika, ponieważ zarówno głęboka, jak i lekka sedacja mogą zmienić częstotliwość oddychania. Następnie przenieś strzykawkę do niedominującej ręki. Trzymając za piastę, delikatnie wyjmij strzykawkę, pozostawiając cewnik w miejscu.Dominującą ręką nanieś przygotowaną dawkę odczynnika bezpośrednio do centrum wpustu cewnika. Następnie podłącz drugą strzykawkę zawierającą 300 µL powietrza i wtłoчь powietrze do wpustu. Pomoże to zapewnić równomierne rozprowadzenie dawki w płucach.Następnie wyjmij strzykawkę i zastąp ją strzykawką zawierającą pęcherzyk PBS. Jeśli procedura została wykonana pomyślnie, pęcherzyk będzie nadal unosić się i opadać. Teraz usuń cewnik oraz taśmę.Następnie należy umieścić zwierzę w suchym i ciepłym miejscu, aż odzyska przytomność. Zwykle dzieje się to w ciągu kilku minut. Myszy z wprowadzoną rurką intubacyjną monitorowano codziennie pod kątem utraty masy ciała.Myszy pobrano w czwartym, dziesiątym i siedemnastym dniu po intubacji endotrachealnej bleomycyną. Z płuc tych zwierząt pobrano i przeanalizowano płuczynkę oskrzelowo-płucną. Podwyższone poziomy IgM wykazały istotny, zależny od czasu wzrost przepuszczalności płuc, co wskazuje na dysfunkcję bariery nabłonkowej i/lub śródbłonkowej.Prawe płuca utrwalono i wybarwiono trichromem Massona. Ilościowo oceniono odpowiedź fibrogenną, będącą uznanym markerem całkowitej zawartości kolagenu. Przekroje histologiczne wykazały zależne od zastosowanego leczenia pogrubienie śródmiąższu płucnego oraz wzrost liczby zmian włóknistych.Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w mniej niż minutę, jeśli zostanie ona przeprowadzona prawidłowo. Podczas realizacji tej procedury ważne jest pamiętanie o tym, że manipulowanie tkankami miękkimi otaczającymi tchawicę nie jest konieczne ani zalecane. Może to negatywnie wpłynąć zarówno na zdrowie zwierzęcia, jak i na rzetelność eksperymentu.

an-improved-method-for-rapid-intubation-of-the-trachea-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie.  Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Użycie modelu, który naśladuje stan chorób płuc u ludzi, jest kluczowe dla badania patofizjologii i/lub etiologii danej choroby oraz dla opracowania interwencji terapeutycznej. W artykule przedstawiono nieinwazyjną metodę intubacji dotchawiczej, która może bezpośrednio dostarczać materiały egzogenne do płuc myszy.

Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Celem tego artykułu jest opisanie wyrafinowanej metody intubacji myszy laboratoryjnej. Metoda jest nieinwazyjna i dlatego idealnie nadaje się do badań, które wymagają seryjnego monitorowania funkcji oddechowych i/lub wkraplania leków do płuc.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Przedstawiamy protokół odsłaniania pnia mózgu dorosłej myszy od strony brzusznej. Dzięki zastosowaniu soczewki o indeksie gradientowo-refrakcyjnym z miniaturowym mikroskopem, obrazowanie wapnia można wykorzystać do zbadania aktywności somatów nerwowych dolnych oliwek in vivo.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapnia u myszy z oliwek dolnych

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Tutaj proponujemy protokół dostarczania lipopolisacharydów dotchawiczych (LPS) poprzez nieinwazyjną intubację dotchawiczą ustno-gardłową. Metoda ta minimalizuje uraz związany z zabiegiem chirurgicznym u zwierzęcia i dokładnie dostarcza LPS do tchawicy, a następnie do płuc.

Nieinwazyjne wkraplanie lipopolisacharydu dotchawiczego u myszy

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Ten protokół pokazuje, jak optymalne ustawienie myszy i transoralne wprowadzenie otoskopu opartego na kamerze umożliwia wizualizację głośni, szybką intubację przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i stałe dostarczanie płynu do płuc.

Ulepszona metodologia dostarczania płynu do płuc myszy: intubacja przy użyciu otoskopu konsumenckiego

Poznaj ulepszoną metodę szybkiej intubacji tchawicy u myszy do podawania bleomycyny bez specjalistycznego sprzętu. Technika ta umożliwia badania uszkodzeń płuc i fibrogenezy z minimalnym uszkodzeniem tkanek.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Przeglądaj więcej filmów