Name: Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Poznaj metodę indukcji uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki u myszy poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego. Technika ta pozwala badać mechanizmy chorób siatkówki i oceniać potencjalne terapie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty badawcze z National Institutes of Health (EY022383 i EY022683; EJD) oraz Core grant (P30EY001765), Imaging and Microscopy Core Module.

Oświadczenie etyczne: Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi określonymi przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Johnsa Hopkinsa.
Uwaga: Myszy używane podczas filmowania to myszy C57BL/6 z Jackson, chociaż inne szczepy lub gatunki gryzoni mogą być również używane. W przypadku stosowania innych szczepów lub gatunków należy pamiętać, że dawki znieczulenia i czas urazu mogą się różnić. Ważne jest, aby dostosować warunki I/R do szczepów, gatunków i zmian eksperymentalnych.
1. Przygotuj koktajl anestezjologiczny
<ol>
	<li>Połącz 1,25 ml ketaminy, 0,625 ml ksylazyny, 0,375 ml acepromazyny i 22,75 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami w probówce wirówkowej o pojemności 50 ml. 
	UWAGA: Przez pozostałą część manuskryptu roztwór ten będzie określany jako koktajl.</li>
	<li>Przefiltruj koktajl do nowej sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml i filtra 0,20 μm. Oznacz i datuj tę nową tubę.</li>
	<li>Całkowicie owiń rurkę koktajlową folią aluminiową, aby zapobiec degradacji środka znieczulającego wywołanej światłem. 
	UWAGA: Koktajl może być przechowywany w temperaturze pokojowej i ponownie używany do daty ważności jego najwcześniejszego składnika, który wygasa.</li>
</ol>
2. Przygotuj wzmacniacz znieczulenia
<ol>
	<li>W probówce wirówkowej o pojemności 50 ml wymieszaj 4 ml ketaminy i 16 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami. 
	UWAGA: To rozwiązanie będzie odtąd określane jako wzmacniacz.</li>
	<li>Przefiltrować wzmacniacz do nowej sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml i filtra 0,20 μm. Oznacz i opatrz datą tę nową tubę. 
	UWAGA: Wzmacniacz może być przechowywany w temperaturze pokojowej i ponownie używany do daty ważności jego najwcześniejszego składnika, który wygasa</li>.
</ol>
3. Przygotuj salę operacyjną
<ol>
	<li>Ustaw temperaturę w pomieszczeniu w zakresie od 18 °C do 21 °C.</li>
	<li>Włącz stół operacyjny i dostosuj jego ciepło powierzchniowe do najwyższej temperatury.</li>
	<li>Przykryj wszystkie powierzchnie robocze podkładkami chirurgicznymi.</li>
	<li>Ułóż pustą klatkę lub inny pojemnik na stole operacyjnym, aby się ogrzał.</li>
	<li>Na blacie ułóż wagę i kolczyk do uszu.</li>
</ol>
4. Przygotuj zbilansowany roztwór soli z heparyną sodową
<ol>
	<li>Dodać 0,5 ml heparyny sodowej do 500 ml butelki dożylnej ze zrównoważonym roztworem soli (HBSS).</li>
	<li>Włóż ostry koniec wstępnie przekłutej rurki w kształcie litery Y do butelki z 0,1% heparyną sodową.</li>
</ol>
5. Ustaw stojak na kroplówki
<ol>
	<li>Zawieś butelkę z 0,1% heparyną sodową na przedłużeniu bieguna dożylnego i otwórz nasadkę filtra powietrza na głównym, wstępnie przebitym wężyku w kształcie litery Y.</li>
	<li>Podnieś butelkę z 0,1% heparyną sodową na wysokość 163 cm (120 mm Hg). Zmierz wysokość od blatu do szczytu kroplówki z heparyną sodową.</li>
	<li>Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza z rurki dożylnej, ręcznie przesuwając wstępnie przebitą rurkę w kształcie litery Y z zestawu głównego.</li>
</ol>
6. Zainstaluj kroplówkę z heparyną sodową
<ol>
	<li>Podłącz główny zestaw wstępnie przebitych przewodów w kształcie litery Y do kolektora pięciozaworowego.</li>
	<li>Podłącz igły 1/2 cala o rozmiarze 30 do kolektora pięcioportowego za pomocą złączek rurkowych Luer męskich do męskich Luer.</li>
	<li>Włóż każdą z igieł o rozmiarze 30 i średnicy 1/2 cala do własnego 10-calowego segmentu rurki o rozmiarze 30.</li>
	<li>Za pomocą hemostatów oderwij końcówki igieł od nowych igieł o rozmiarze 30 i średnicy 1/2 cala i włóż ich końce do rurki o rozmiarze 30. W kroku 8.3 konieczna będzie sterylność lub dezynfekcja końcówek igieł.</li>
	<li>Za pomocą taśmy ułóż rurki o rozmiarze 30 z igłami w taki sposób, aby rurki połączone z portami wewnętrznymi były umieszczone na rurkach podłączonych do portów zewnętrznych. Taki układ zapobiegnie plątaniu się rurki podczas kaniulacji komory przedniej.</li>
	<li>Włącz przepływ 0,1% heparyny sodowej do pięciozaworowego kolektora i do każdego pojedynczego portu.
	<ol>
		<li>Upewnij się, że 0,1% heparyny sodowej płynie silnie do każdego portu. Jeśli port przepływa słabo, wymień go lub wyczyść powietrzem ze sterylnej strzykawki.</li>
		<li>Pozwól 0,1% heparynie sodowej płynąć przez 2-3 minuty, aby usunąć pęcherzyki powietrza z rurek o rozmiarze 30 i 5-zaworowego kolektora.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyłącz wszystkie porty w 5-zaworowej kolektorze zaworowym.</li>
</ol>
7. Przygotuj myszy do operacji
<ol>
	<li>Przyprowadź myszy na salę operacyjną. Do każdej klatki należy dostarczyć butelki z wodą, aby zapobiec odwodnieniu zwierzęcia podczas operacji.</li>
	<li>Zapisz wagę każdej myszy.</li>
	<li>Każdej myszy wstrzyknąć dootrzewnowo 0,02 ml koktajlu na gram masy ciała.</li>
	<li>Oznacz i zapisz numer każdej myszy.</li>
	<li>Umieść wszystkie myszy w pustym pojemniku na stole operacyjnym. Odczekaj 5-10 minut, aby wszystkie myszy osiągnęły głębokie znieczulenie, potwierdzone brakiem reakcji wycofania pedału na uszczypnięcie palca.</li>
	<li>Dla każdej myszy należy podać jedną kroplę tropikamidu do każdego oka w celu rozszerzenia źrenicy i krótkotrwałego nawilżenia.</li>
	<li>Dla każdej myszy podaj jedną kroplę proparakainy do każdego oka w celu znieczulenia miejscowego i krótkotrwałego nawilżenia.</li>
	<li>Ułóż myszy w kolejności znieczulenia tak, aby pierwsza mysz, która zostanie znieczulona, była pierwszą myszą, która zostanie kaniulowana.</li>
	<li>Odczekaj około 2 minut, aż krople do oczu zaczną działać.</li>
	<li>Przygotuj proste 4-calowe kawałki taśmy, mocno pociągając za taśmę. Odłóż na bok jeden kawałek taśmy na każdą mysz. 
	UWAGA: Niemocne pociągnięcie za taśmę spowoduje zwijanie się taśmy.</li>
</ol>
8. Kanetonacja komory przedniej
<ol>
	<li>Umieść pierwszą mysz pod mikroskopem chirurgicznym i skoncentruj mikroskop na preferowanej rogówce. 
	UWAGA: Kaniulację można wykonać na dowolnym oku. Chirurdzy praworęczni dominujący mogą mieć najłatwiej kaniulację lewego oka, podczas gdy chirurdzy leworęczni dominujący mogą preferować prawe.</li>
	<li>Włącz pierwszy port sodowy 0,1% heparyny na pięciozaworowym kolektorze.</li>
	<li>Pod mikroskopem chirurgicznym użyj kleszczy, aby delikatnie podeprzeć oko. Włóż igłę kaniuli o rozmiarze 30 do przedniej komory mniej więcej w połowie odległości między włóknami zonuli a wierzchołkiem rogówki.
	<ol>
		<li>Uważaj, aby nie zarysować ani nie przebić tęczówki, soczewki lub wewnętrznej powierzchni rogówki.</li>
		<li>Unikaj penetracji rogówki po raz drugi.</li>
		<li>Wykonując delikatny ruch skręcający, aby przezwyciężyć tarcie między kaniulą a rogówką, włóż kaniulę głęboko do przedniej komory.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj paska taśmy, aby przymocować rurkę o rozmiarze 30 do stołu. Aby zminimalizować ruch włożonej kaniuli, dociśnij rurkę o rozmiarze 30 do blatu, sięgając po taśmę.</li>
	<li>Zapisz godzinę rozpoczęcia zabiegu.</li>
	<li>Za pomocą mikroskopu sprawdź, czy nie ma widocznych wycieków. Jeśli występuje wyciek, ruch płynu będzie widoczny w pobliżu oka.</li>
	<li>Wizualnie potwierdź rozdęcie oka, obserwując, że oko I/R jest większe niż oko przeciwległe. Łącznie brak przecieku i obecność rozdęcia gałki ocznej wskazują na pomyślne podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego.</li>
	<li>Nałóż hypromelozę na oba oczy. Hypromeloza służy do smarowania rogówki i uszczelniania mikrowycieków. W razie potrzeby ponownie nałóż hypromelozę (mniej więcej co 30 minut), aby uzyskać trwałe smarowanie.</li>
	<li>Powtarzaj krok 8, aż wszystkie zwierzęta zostaną kaniulowane.</li>
</ol>
9. Monitor anestezjologii
<ol>
	<li>Użyj szczypania palców u stóp, wizualnej obserwacji wąsów lub wizualnej obserwacji ogona, aby sprawdzić, czy każda mysz pozostaje znieczulona. Jeśli mysz zademonstruje reakcję wycofania pedału, drganie wąsów lub ruch ogona, przejdź natychmiast do kroku 9.2.</li>
	<li>Jeśli mysz zacznie się budzić podczas operacji, podnieś ogon, aby wstrzyknąć 0,05 ml dawki przypominającej dootrzewnowo w dolną część brzucha zza myszy. Odczekaj 1-2 minuty, aż wzmacniacz zacznie działać.</li>
	<li>Jeśli mysz wymaga dodatkowej sedacji, w razie potrzeby powtórz krok 9.</li>
</ol>
10. Usuń kaniulę z przedniej komory
<ol>
	<li>Dla każdego zwierzęcia, po upływie 90 minut, delikatnie wyciągnij kaniulę z przedniej komory.</li>
	<li>Odklej mysz od stołu chirurgicznego, uważając, aby nie naruszyć rurki kaniuli sąsiednich zwierząt.</li>
	<li>Nasmaruj oba oczy galaretką smarującą.</li>
	<li>Po usunięciu kolejnych kaniul ułóż myszy w pustym pojemniku na stole operacyjnym, aby doszły do siebie po operacji. Nie wyłączaj ogrzewania stołu chirurgicznego.</li>
	<li>Odczekaj co najmniej 2-3 godziny na rekonwalescencję na podgrzewanym stole operacyjnym. Często obserwuj myszy, aż w pełni wyzdrowieją ze znieczulenia.</li>
</ol>
11. Wyczyść sprzęt
<ol>
	<li>Zdezynfekuj kaniule za pomocą chusteczek nasączonych alkoholem. 
	UWAGA: Można zastąpić inne metody dezynfekcji lub sterylizacji, takie jak autoklawowanie.</li>
	<li>Usunąć 0,1% heparyny sodowej z kolektora 5-zaworowego, igieł 30G, rurki 30Gauge i kaniul za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej powietrzem.</li>
	<li>Przepłucz 5-zaworowy kolektor, igły 30G, rurkę 30Gauge i kaniule za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej wodą destylowaną.</li>
	<li>Wylej wodę destylowaną z 5-portowego kolektora, igieł o rozmiarze 30, rurki o rozmiarze 30 i kaniul za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej powietrzem.</li>
	<li>Po zdezynfekowaniu kaniul i wypłukaniu aparatu do rurek, przechowuj ten sprzęt do ponownego użycia.</li>
	<li>Przechowuj, wyrzuć lub wyłącz cały inny sprzęt. Pozostaw włączone ciepło stołu chirurgicznego.</li>
</ol>
12. Wróć wszystkie myszy do ich domowych klatek.
<ol>
	<li>Po obudzeniu myszy po operacji (po 2-3 godzinach) każde zwierzę powinno wrócić do swojej domowej klatki. Zapewnij karmę w żelu dla każdej klatki. Zwróć wszystkie klatki do wyznaczonych pomieszczeń.</li>
	<li>Wyłącz ogrzewanie stołu chirurgicznego. Wyrzuć wszystkie odpady i wytrzyj salę operacyjną.</li>
</ol>
13. Wykonaj ocenę siatkówki
<ol>
	<li>W razie potrzeby zbierz siatkówki do analizy histologicznej lub myszy przystosowane do ciemności do zapisu elektroretinogramu.</li>
</ol>

<ol><li>Osborne, N. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+ischemia%3A+mechanisms+of+damage+and+potential+therapeutic+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Retinal ischemia: mechanisms of damage and potential therapeutic strategies.</a> Prog Retin Eye Res. 23 (1), 91-147 (2004).</li>
<li>Bonne, C., Muller, A., Villain, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Free+radicals+in+retinal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Gen+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Free radicals in retinal ischemia.</a> Gen Pharmacol. 30 (3), 275-280 (1998).</li>
<li>Smith, G. G., Baird, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+time+of+retinal+cells+when+deprived+of+their+blood+supply+by+increased+intraocular+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Survival time of retinal cells when deprived of their blood supply by increased intraocular pressure.</a> Am J Ophthalmol. 35 (5:2), 133-136 (1952).</li>
<li>Buchi, E. R., Suivaizdis, I., Fu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-induced+retinal+ischemia+in+rats%3A+an+experimental+model+for+quantitative+study%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Pressure-induced retinal ischemia in rats: an experimental model for quantitative study.</a> Ophthalmologica. 203 (3), 138-147 (1991).</li>
<li>Block, F., Schwarz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+b-wave+of+the+electroretinogram+as+an+index+of+retinal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Gen+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">The b-wave of the electroretinogram as an index of retinal ischemia.</a> Gen Pharmacol. 30 (3), 281-287 (1998).</li>
<li>Katai, N., Yoshimura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Apoptotic+retinal+neuronal+death+by+ischemia-reperfusion+is+executed+by+two+distinct+caspase+family+proteases%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Apoptotic retinal neuronal death by ischemia-reperfusion is executed by two distinct caspase family proteases.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 40 (11), 2697-2705 (1999).</li>
<li>Toriu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lomerizine%2C+a+Ca2%2B+channel+blocker%2C+reduces+glutamate-induced+neurotoxicity+and+ischemia%2Freperfusion+damage+in+rat+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Lomerizine, a Ca2+ channel blocker, reduces glutamate-induced neurotoxicity and ischemia/reperfusion damage in rat retina.</a> Exp Eye Res. 70 (4), 475-484 (2000).</li>
<li>Kawai, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+of+risk+factors+for+the+degeneration+of+retinal+ganglion+cells+after+ischemia%2Freperfusion+in+rats%3A+effects+of+age%2C+caloric+restriction%2C+diabetes%2C+pigmentation%2C+and+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Modeling of risk factors for the degeneration of retinal ganglion cells after ischemia/reperfusion in rats: effects of age, caloric restriction, diabetes, pigmentation, and glaucoma.</a> FASEB J. 15 (7), 1285-1287 (2001).</li>
<li>Chidlow, G., Schmidt, K. G., Wood, J. P., Melena, J., Osborne, N. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha-lipoic+acid+protects+the+retina+against+ischemia-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Alpha-lipoic acid protects the retina against ischemia-reperfusion.</a> Neuropharmacology. 43 (6), 1015-1025 (2002).</li>
<li>Fei, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upregulation+of+Homer1a+Promoted+Retinal+Ganglion+Cell+Survival+After+Retinal+Ischemia+and+Reperfusion+via+Interacting+with+Erk+Pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Upregulation of Homer1a Promoted Retinal Ganglion Cell Survival After Retinal Ischemia and Reperfusion via Interacting with Erk Pathway.</a> Cell Mol Neurobiol. , (2015).</li>
<li>Xu, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotective+role+of+Nrf2+for+retinal+ganglion+cells+in+ischemia-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Neuroprotective role of Nrf2 for retinal ganglion cells in ischemia-reperfusion.</a> J Neurochem. 133 (2), 233-241 (2015).</li>
<li>Kim, B. J., Braun, T. A., Wordinger, R. J., Clark, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+morphological+changes+and+impaired+retinal+function+associated+with+temporal+regulation+of+gene+expression+after+retinal+ischemia%2Freperfusion+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Neurodegener%22%5BJournal%5D)">Progressive morphological changes and impaired retinal function associated with temporal regulation of gene expression after retinal ischemia/reperfusion injury in mice.</a> Mol Neurodegener. 8 (21), (2013).</li>
<li>Portillo, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD40+mediates+retinal+inflammation+and+neurovascular+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">CD40 mediates retinal inflammation and neurovascular degeneration.</a> J Immunol. 181 (12), 8719-8726 (2008).</li>
<li>Wei, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nrf2+has+a+protective+role+against+neuronal+and+capillary+degeneration+in+retinal+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Free+Radic+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Nrf2 has a protective role against neuronal and capillary degeneration in retinal ischemia-reperfusion injury.</a> Free Radic Biol Med. 51 (1), 216-224 (2011).</li>
<li>Abcouwer, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+ischemic+preconditioning+and+bevacizumab+on+apoptosis+and+vascular+permeability+following+retinal+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of ischemic preconditioning and bevacizumab on apoptosis and vascular permeability following retinal ischemia-reperfusion injury.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 51 (11), 5920-5933 (2010).</li>
<li>Abcouwer, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minocycline+prevents+retinal+inflammation+and+vascular+permeability+following+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Minocycline prevents retinal inflammation and vascular permeability following ischemia-reperfusion injury.</a> J Neuroinflammation. 10 (149), (2013).</li>
<li>Zheng, L., Gong, B., Hatala, D. A., Kern, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+ischemia+and+reperfusion+causes+capillary+degeneration%3A+similarities+to+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Retinal ischemia and reperfusion causes capillary degeneration: similarities to diabetes.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 48 (1), 361-367 (2007).</li>
<li>Weyker, P. D., Webb, C. A., Kiamanesh, D., Flynn, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+ischemia+reperfusion+injury%3A+a+bench-to-bedside+review%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Cardiothorac+Vasc+Anesth%22%5BJournal%5D)">Lung ischemia reperfusion injury: a bench-to-bedside review.</a> Semin Cardiothorac Vasc Anesth. 17 (1), 28-43 (2013).</li>
<li>Raedschelders, K., Ansley, D. M., Chen, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cellular+and+molecular+origin+of+reactive+oxygen+species+generation+during+myocardial+ischemia+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">The cellular and molecular origin of reactive oxygen species generation during myocardial ischemia and reperfusion.</a> Pharmacol Ther. 133 (2), 230-255 (2012).</li>
<li>Di, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNAs+expression+and+function+in+cerebral+ischemia+reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Neurosci%22%5BJournal%5D)">MicroRNAs expression and function in cerebral ischemia reperfusion injury.</a> J Mol Neurosci. 53 (2), 242-250 (2014).</li>
<li>Saidi, R. F., Kenari, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+ischemia%2Freperfusion+injury%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Liver ischemia/reperfusion injury: an overview.</a> J Invest Surg. 27 (6), 366-379 (2014).</li>
<li>Malek, M., Nematbakhsh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+ischemia%2Freperfusion+injury%3B+from+pathophysiology+to+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Renal+Inj+Prev%22%5BJournal%5D)">Renal ischemia/reperfusion injury; from pathophysiology to treatment.</a> J Renal Inj Prev. 4 (2), 20-27 (2015).</li>
<li>Mallick, I. H., Yang, W., Winslet, M. C., Seifalian, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemia-reperfusion+injury+of+the+intestine+and+protective+strategies+against+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Dig+Dis+Sci%22%5BJournal%5D)">Ischemia-reperfusion injury of the intestine and protective strategies against injury.</a> Dig Dis Sci. 49 (9), 1359-1377 (2004).</li>
<li>Hesketh, E. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Renal+ischaemia+reperfusion+injury%3A+a+mouse+model+of+injury+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Renal ischaemia reperfusion injury: a mouse model of injury and regeneration.</a> J Vis Exp. (88), (2014).</li>
<li>Stefansson, E., Wilson, C. A., Schoen, T., Kuwabara, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+ischemia+induces+cell+mitosis+in+the+adult+rat+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Experimental ischemia induces cell mitosis in the adult rat retina.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 29 (7), 1050-1055 (1988).</li>
<li>Honjo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Statin+inhibits+leukocyte-endothelial+interaction+and+prevents+neuronal+death+induced+by+ischemia-reperfusion+injury+in+the+rat+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Statin inhibits leukocyte-endothelial interaction and prevents neuronal death induced by ischemia-reperfusion injury in the rat retina.</a> Arch Ophthalmol. 120 (12), 1707-1713 (2002).</li>
<li>Otori, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+c-fos+and+c-jun+mRNA+following+transient+retinal+ischemia%3A+an+approach+using+ligation+of+the+retinal+central+artery+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surv+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Expression of c-fos and c-jun mRNA following transient retinal ischemia: an approach using ligation of the retinal central artery in the rat.</a> Surv Ophthalmol. 42, Suppl 1 96-104 (1997).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epac2-deficiency+leads+to+more+severe+retinal+swelling%2C+glial+reactivity+and+oxidative+stress+in+transient+middle+cerebral+artery+occlusion+induced+ischemic+retinopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+China+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Epac2-deficiency leads to more severe retinal swelling, glial reactivity and oxidative stress in transient middle cerebral artery occlusion induced ischemic retinopathy.</a> Sci China Life Sci. 58 (6), 521-530 (2015).</li>
<li>Zhang, Y., Zhang, Z., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simvastatin+inhibits+ischemia%2Freperfusion+injury-induced+apoptosis+of+retinal+cells+via+downregulation+of+the+tumor+necrosis+factor-alpha%2Fnuclear+factor-kappaB+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Simvastatin inhibits ischemia/reperfusion injury-induced apoptosis of retinal cells via downregulation of the tumor necrosis factor-alpha/nuclear factor-kappaB pathway.</a> Int J Mol Med. , (2015).</li>
<li>Li, B., Pang, I. H., Barnes, G., McLaughlin, M., Holt, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+and+device+to+induce+transient+retinal+ischemia+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">A new method and device to induce transient retinal ischemia in the rat.</a> Curr Eye Res. 24 (6), 458-464 (2002).</li>
</ol>

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Uszkodzenie I/R siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym udowodniło swoją przydatność w modelowaniu uszkodzeń i dysfunkcji komórek, w szczególności neurodegeneracji, w jednostce nerwowo-naczyniowej siatkówki gryzoni. Procedura ta zapewnia solidną tkankę kontrolną i jest łatwo dostępna pod względem zaawansowania technicznego. W tym i innych modelach urazów I/R zauważono, że zwiększenie ciśnienia i czasu trwania niedokrwienia możezwiększyć nasilenie urazu. Z tego powodu niektórzy praktycy z...

Niedokrwienie siatkówki z reperfuzją (I/R) charakteryzuje wiele ludzkich patologii siatkówki, w tym jaskrę, retinopatię cukrzycową i niedrożność naczyń siatkówki1. W I/R siatkówki zmniejszony przepływ krwi (niedokrwienie) w unaczynieniu siatkówki powoduje stan nadwrażliwości siatkówki na tlen i inne składniki odżywcze, przyspieszając poważne uszkodzenia oksydacyjne i zapalne, gdy krążenie zostaje następnie przywrócone (reperfuzja)2. Siatkówka nerwowa wydaje się szczególnie podatna na te zmiany, przy czym neurodegeneracja siatkówki jest prawdopodobnie najbardziej istotną cechą uszkodzeń wywołanych przez I/R. Przedstawiono protokół modelowania uszkodzenia I/R siatkówki u myszy. Technika ta umożliwia naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów i strategii leczenia chorób układu nerwowo-naczyniowego siatkówki.
Zapoczątkowany w 1952 roku przez chirurgów starających się zrozumieć neurodegeneracyjne konsekwencje niedokrwistości chirurgicznej3, I/R siatkówki gryzoni przy podwyższonym ciśnieniu wewnątrzgałkowym (IOP) został przywrócony w 1991 roku w celu standaryzacji neurodegeneracyjnych punktów końcowych po chorobie niedokrwiennej4. Wykorzystując kroplówkę zbiornika soli fizjologicznej do podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego powyżej skurczowego ciśnienia krwi, badania te wykazały, że kaniulacja oka pod ciśnieniem była wystarczająca, aby zawiesić krążenie siatkówki, a tym samym zainicjować zwyrodnienie neuronów. Nowsze wysiłki wykorzystujące I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe zaczęły opracowywać mechanizmy leżące u podstaw neurodegeneracji siatkówki indukowanej przez I/R 5-12. Wiele grup zgłosiło dodatkowe zmiany patologiczne, w tym stan zapalny13,14, przepuszczalność naczyń krwionośnych15,16 i zwyrodnienie naczyń włosowatych14,17. Podsumowując, badania te ustaliły uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe jako model choroby nerwowo-naczyniowej siatkówki w bardziej ogólnym ujęciu.
Scharakteryzowanie mechanizmów uszkodzenia I/R jest niezbędne do badania chorób naczyniowych. Uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe jest jednym z wielu modeli uszkodzeń wywołanych niedotlenieniem, w tym urazów I/R w płucach18, sercu19, mózgu20, wątrobie21, nerkach22 i jelicie23. Modele te odegrały kluczową rolę w pogłębieniu naszej wiedzy na temat chorób naczyniowych i ich klinicznych środków zaradczych. Rozszerzając badania procesów I/R na tkanki oka, uszkodzenie I/R siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym pomaga nakreślić bardziej kompleksowy obraz tych powiązanych schorzeń.
Ściśle odpowiadając klinicznym stanom neurodegeneracyjnym siatkówki, uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe stanowi cenne narzędzie dla badaczy zainteresowanych badaniem patogenezy niedokrwiennej. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest ukierunkowany, wykonalny i dostępny. Uzupełniają go punkty końcowe w zwyrodnieniu neuronów, takie jak kwantyfikacja neuronów siatkówki, pomiar grubości siatkówki i elektrofizjologiczny zapis funkcji neuronów siatkówki. Model ten dowiódł swojej użyteczności w rozwoju badań nerwowo-naczyniowych i jest obiecujący, zdobywając status podstawowego protokołu w badaniach nad medycyną wizualną.

<table><tbody><tr><td>Heparyna sodowa do wstrzykiwań, USP</td><td>Abraxis Produkty</td><td></td> farmaceutyczne <td>1,000 USP / ml</td></tr><tr><td>BSS Sterylny roztwór do irygacji</td><td>Alcon Laboratories, Inc.</td><td>9007754-0212</td><td></td></tr><tr><td>Cyfrowa waga kieszonkowa SC-2 kg</td> o pojemności 500 ml <td>American Weigh Scales, Inc.</td><td>SC-2 kg</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide Roztwór okulistyczny USP 1%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>1% (10 mg / ml)</td></tr><tr><td>Chlorowodorek proparakainy Roztwór okulistyczny USP, 0,5%</td> <td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>0,5% (5 mg / ml)</td></tr><tr><td>INTRAMEDIC Rurki polietylenowe</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>427400</td><td>Średnica wewnętrzna: 427400</td></tr><tr><td>30 G 1/2 Igły PrecisionGlide</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td></td><td></td>305106</tr><tr><td>BC Strzykawka 1 ml TB, wąska końcówka z śródskórną igłą do ukosu, 26 G x 3/8</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>BD 60 ml Strzykawka Luer-Lok Końcówka</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop Zeiss OPMI Visu 200/S8</td><td>Carl Zeiss AG</td><td>000000-1179-101</td><td></td></tr><tr><td>Sterylny filtr strzykawkowy</td><td>Corning Inc.</td><td>CLS431224</td><td>0,20 &mikro; m</td></tr><tr><td>Podkłady Durasorb</td><td>Covidien</td><td>1038</td><td>23 x 24 cale</td></tr><tr><td>Preparat alkoholowy</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td>2 warstwy, średni</td></tr><tr><td>Kleszcze studenckie Dumont #5 Narzędzia</td><td>do nauki pięknej</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Hartman Hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw podstawowy, Macrobore, wstępnie przebite Y-Site, 80 cali</td><td>Hospira</td><td>12672-28</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami pH 7,4 (1x)</td><td>Invitrogen</td><td>10010-049</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Woda destylowana</td><td>Invitrogen</td><td>15230-204</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>C57BL/6J Myszy</td><td>Jackson Laboratory</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed Wstrzyknięcie: sterylny roztwór ksylazyny</td><td>LLOYD, Inc.</td><td></td><td>20 mg / ml</td></tr><tr><td>Galaretka smarująca, rozpuszczalna w wodzie bakteriostatyczna</td><td>MediChoice</td><td></td><td>3-gramowy pakiet</td></tr><tr><td>NAMIC angiograficzny kolektor monitorowania ciśnienia</td><td>Navilyst Medical, Inc.</td><td>70039355</td><td>5-zaworowy kolektor z siedmioma portami żeńskimi</td></tr><tr><td>Goniosoft, Hypromeloza 2,5% Okulistyczny roztwór łagodzący: Hydroksypropylometyloceluloza</td><td>OCuSOFT, Inc.</td><td></td><td>2,5% (25 mg / ml)</td></tr><tr><td>Ketaset CIII: Chlorowodorek ketaminy</td><td>Pfizer, Inc.</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Trans-Pal I.V. Podstawa&nbsp;</td><td>Produkty Pryor</td><td>372</td><td>Wyposażony w domowej konstrukcję 60-centymetrowego przedłużenia ze stali nierdzewnej</td></tr><tr><td>Acepromazyna: Wstrzyknięcie maleinianu acepromazyny, USP</td><td>Vet One</td><td></td><td>10 mg / ml</td></tr><tr><td>Stół chirurgiczny V-Top / regulowany hydrauliczny</td><td>VSSI</td><td>100-4041-21</td><td></td></tr><tr><td>Łącznik rurki Luer Męski na Luer Męski</td><td>Warner Instruments</td><td>64-1579</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Reperfuzja niedokrwienno-reperfuzyjna siatkówki (I/R) jest procesem patofizjologicznym przyczyniającym się do uszkodzenia komórek w wielu chorobach oczu, w tym jaskrze, retinopatii cukrzycowej i niedrożności naczyń siatkówki. Modele uszkodzeń I/R u gryzoni dostarczają istotnych informacji na temat mechanizmów i strategii leczenia urazów I/R u ludzi, zwłaszcza w odniesieniu do uszkodzeń neurodegeneracyjnych w jednostce nerwowo-naczyniowej siatkówki. Przedstawiono tutaj protokół indukowania uszkodzenia I/R siatkówki u myszy poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP). W tym protokole przednia komora oka jest kaniulowana igłą, przez którą przepływa kroplówka z podwyższonego zbiornika soli fizjologicznej. Używając tej kroplówki do podniesienia ciśnienia wewnątrzgałkowego powyżej skurczowego ciśnienia tętniczego krwi, lekarz tymczasowo zatrzymuje wewnętrzny przepływ krwi w siatkówce (niedokrwienie). Kiedy krążenie zostaje przywrócone (reperfuzja) przez usunięcie kaniuli, dochodzi do poważnego uszkodzenia komórek, co ostatecznie prowadzi do neurodegeneracji siatkówki. Ostatnie badania wykazują stan zapalny, przepuszczalność naczyń krwionośnych i zwyrodnienie naczyń włosowatych jako dodatkowe elementy tego modelu. W porównaniu z alternatywnymi metodologiami I/R siatkówki, takimi jak podwiązanie tętnic siatkówki, uszkodzenie I/R siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe oferuje korzyści w zakresie specyficzności anatomicznej, wykonalności eksperymentalnej i dostępności technicznej, prezentując się jako cenne narzędzie do badania patogenezy neuronów i terapii w jednostce nerwowo-naczyniowej siatkówki.

Neurodegeneracyjne skutki niedokrwienia i reperfuzji (I/R) siatkówki wywołanej podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym (IOP) są powszechnie oceniane przy użyciu dwóch standardowych podejść. Immunoznakowanie jąder komórek neuronalnych NeuN wykazało znaczną utratę neuronów po uszkodzeniu I/R (Rysunek 1). W skrócie, oczy usunięte 7 dni po I/R utrwalono w paraformaldehydzie, znakowano markerem komórek neuronalnych NeuN, a następnie przygotowano preparaty całych tkanek (whole...

Ten artykuł opisuje procedurę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki przez podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe u myszy. Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne siatkówki spowodowane podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym służy do modelowania ludzkich patologii charakteryzujących się upośledzonym dostarczaniem tlenu i składników odżywczych do siatkówki, umożliwiając naukowcom zbadanie potencjalnych mechanizmów komórkowych i metod leczenia chorób układu nerwowo-naczyniowego siatkówki u ludzi.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Ogólnym celem tej techniki jest stworzenie modelu eksperymentalnego niedokrwienia i reperfuzji siatkówki oraz jego patologicznych następstw. Metoda ta jest powszechnie stosowana do badania mechanizmów leżących u podstaw niedokrwienia i reperfuzji siatkówki, a także do oceny potencjalnych podejść terapeutycznych w leczeniu związanych z nią patologii. Główną zaletą tej techniki jest to, że powoduje ona uszkodzenie ściśle ukierunkowane na struktury oka, przy jednoczesnym minimalnym uszkodzeniu tkanek otaczających.Użyteczność tej techniki rozciąga się na zrozumienie i modelowanie wielu manifestacji niedokrwienno-reperfuzyjnego uszkodzenia siatkówki, w tym: stanu zapalnego, stresu oksydacyjnego oraz dysfunkcji w obrębie neuronaczyniowej jednostki siatkówki. Demonstracja wideo tej metody jest kluczowa, ponieważ techniki chirurgiczne dotyczące umieszczania kaniuli mogą być trudne do odtworzenia bez wizualnego przewodnika. Przed rozpoczęciem procedury ogrzej pustą klatkę na stole.Następnie wprowadź ostry koniec wstępnie przekłutej rurki z portem Y z zestawu podstawowego do butelki z 0,1% Heparin sodium i zawieś dół butelki z Heparin sodium na przedłużce statywu do infuzji. Otwórz nasadkę filtra powietrza na rurce. Następnie podnieś butelkę z Heparin sodium na wysokość 163 centymetrów od blatu stołu do szczytu kroplówki z sodium Heparin, aby uzyskać ciśnienie przepływu Heparin sodium wynoszące 120 mililitrów rtęci.Otwórz zestaw główny z fabrycznie przebitym przyłączem Y, aby pozwolić heparynowi sodowemu na wypełnienie drenu, a następnie podłącz dren zestawu głównego z przebitym przyłączem Y do rozdzielacza pięcioportowego. Następnie, używając złączy Luer-male do Luer-male, podłącz igły 30G o długości pół cala do rozdzielacza pięcioportowego. Wprowadź każdą z igieł do oddzielnego, dziesięciocalowego odcinka drenu 30G.Następnie, używając kleszczyków hemostatycznych, odłam końcówki nowych igieł 30 G o długości 1/2 cala i wsuń ich tępe końce w otwarte końce rurek 30 G. Następnie za pomocą taśmy ułóż rurki z igłami w taki sposób, aby rurki podłączone do portów wewnętrznych znajdowały się nad rurkami podłączonymi do portów zewnętrznych, aby zapobiec plątaniu się rurek podczas kaniulacji przedniej komory. Teraz uruchom przepływ 0,1% Heparyny sodowej do rozdzielacza pięciozaworowego oraz do każdego z poszczególnych portów na dwie do trzech minut, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza.Następnie zamknij wszystkie porty w manifoldzie pięciozaworowym. Aby przeprowadzić kanulację, po podaniu znieczulenia umieść wszystkie myszy w ogrzewanej klatce na stole operacyjnym, potwierdzając osiągnięcie głębokiej narkozy poprzez brak reakcji na uciśnięcie palca stopy po pięciu do dziesięciu minutach. Następnie podaj do każdego oka zwierzęcia jedną kroplę tropikamidu w celu rozszerzenia źrenic oraz jedną kroplę proparakainy w celu znieczulenia miejscowego, a następnie ustaw myszy w kolejności znieczulania, tak aby pierwsza znieczulona mysz była pierwszą poddaną kanulacji.Oczekując na zadziałanie kropli do oczu, przygotuj odcinki prostej taśmy o długości czterech cali, mocno naciągając ją przed oderwaniem i odkładając jeden kawałek taśmy na każde zwierzę. Należy pamiętać, że brak mocnego naciągnięcia taśmy spowoduje jej zwijanie się. Gdy pierwsza mysz będzie gotowa, umieść zwierzę pod mikroskopem chirurgicznym.Następnie otwórz pierwszy port z 0,1% Heparin sodium w rozdzielaczu pięciodrożnym i za pomocą pęsety delikatnie wypchnij jedno oko. Następnie wprowadź igłę kaniuli 30G do przedniej komory, mniej więcej w połowie odległości między włóknami zonularnymi a wierzchołkiem rogówki, dbając o to, aby nie przebić rogówki po raz drugi.Należy pamiętać, że podczas głębokiego wprowadzania kaniuli do przedniego komory stosuje się delikatny ruch obrotowy. Teraz dociśnij rurkę o rozmiarze 30 G do blatu stołu, aby zminimalizować wszelkie przemieszczenia wprowadzonej kaniuli podczas sięgania po kawałek taśmy, a następnie użyj taśmy, aby przymocować rurkę do stołu. Po zabezpieczeniu rurki zapisz czas rozpoczęcia operacji.Użyj mikroskopu, aby sprawdzić, czy nie występują wycieki oraz czy oko poddane niedokrwieniu i reperfuzji jest większe od oka przeciwległego, co potwierdzi wystąpienie rozszerzenia gałki ocznej. Następnie aplikuj Hypromellose do obu oczu co 30 minut aż do końca eksperymentu, aby nawilżyć rogówkę i uszczelnić ewentualne mikro-wycieki. Jeśli zwierzę zacznie się poruszać podczas procedury, unieś ogon i podaj dawkę przypominającą Ketaminy drogą dostoprzewnową.90 minut po kaniulacji pierwszego zwierzęcia, delikatnie wyciągnij kaniulę z przedniej komory i nasmaruj oba oczy żelem nawilżającym. W miarę usuwania kolejnych kaniul, umieszczaj każdą mysz z powrotem w klatce na stole operacyjnym, aż zwierzęta całkowicie odzyskają sprawność. Po usunięciu wszystkich kaniul zdezynfekuj je gazikami nasączonymi alkoholem.Następnie należy użyć strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej powietrzem, aby wypchnąć heparynę sodową z rozdzielacza pięciodrożnego, igieł o rozmiarze 30 G, cewników o rozmiarze 30 G oraz kaniul. Następnie należy przepłukać wszystkie instrumenty za pomocą strzykawki o pojemności 60 ml wypełnionej wodą destylowaną. Na koniec należy usunąć wodę destylowaną z wszystkich materiałów, wypychając ją 60 ml powietrza, a następnie przechowywać zdezynfekowany i przepłukany sprzęt do późniejszego użycia.Immunoznakowanie NeuN jąder neuronalnych ujawniło znaczną utratę komórek nerwowych po niedokrwieniu i reperfuzji, co wykazano za pomocą obrazowania mikroskopem konfokalnym siedem dni po urazie niedokrwienno-reperfuzyjnym. Rzeczywiście, ręczna kwantyfikacja komórek NeuN-dodatnich w grupach kontrolnych oraz w oczach poddanych niedokrwieniu i reperfuzji wykazała spadek liczby neuronów w warstwie komórek zwojowych po urazie, co wskazuje na wystąpienie śmierci komórkowej indukowanej niedokrwieniem i reperfuzją. Niższe amplitudy fali a i fali b, udokumentowane za pomocą elektroretinografii, świadczą również o wystąpieniu upośledzenia funkcji neuronalnych siatkówki indukowanego niedokrwieniem i reperfuzją w porównaniu z kontrolnymi, nieuszkodzonymi oczami.Po opanowaniu tej techniki można ją przeprowadzić na dziesięciu zwierzętach w ciągu około pięciu godzin, wliczając w to ostatnie dwie godziny oczekiwania na wybudzenie myszy z narkozy. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest utrzymanie głębokiej anestezji, ponieważ skuteczna sedacja zapobiegnie przemieszczeniu kaniuli wskutek ruchów zwierzęcia.Po wykonaniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak elektroretinografia, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące funkcji siatkówki. Technika ta umożliwiła badaczom z dziedzin okulistyki, neuronauki oraz biologii naczyniowej badanie patogenezy naczyniowo-nerwowej siatkówki oraz interwencji terapeutycznych u gryzoni. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo dobrze rozumieć, jak wywołać ukierunkowane uszkodzenie siatkówki poprzez kaniulację przedniej komory oka.Należy pamiętać, że praca z narzędziami chirurgicznymi może być niezwykle niebezpieczna i podczas wykonywania tej procedury zawsze należy przestrzegać środków ostrożności, takich jak stosowanie skutecznego systemu utylizacji ostrych narzędzi.

a-mouse-model-retinal-ischemia-reperfusion-injury-through-elevation

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Jaskra jest jedną z głównych przyczyn ślepoty na świecie. Podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe stanowi główny czynnik ryzyka. Hipertonia oczna indukowana laserową fotokoagulacją jest jednym z dobrze ugruntowanych modeli zwierzęcych. Niniejszy film demonstruje, jak indukować hipertonię oczną za pomocą fotokoagulacji laserem argonowym u szczura.

Model przewlekłego nadciśnienia wewnątrzgałkowego indukowanego laserem u szczurów SD

Źródło: Lani-Louzada, R.,  i wsp., Kauteryzacja pełnego koła rąbkowego splotu naczyniowego w przypadku chirurgicznie wywołanej jaskry u gryzoni. J. Vis. Exp. (2022)Ten film pokazuje indukcję i monitorowanie podwyższonego ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP) w modelu szczurzym. Proces ten polega na kauteryzacji rąbkowych naczyń krwionośnych, co skutkuje niedrożnością naczyń i podwyższonym ciśnieniem wewnątrzgałkowym. Szczur może następnie wyzdrowieć, a ciśnienie wewnątrzgałkowe jest regularnie...

 Indukcja podwyższonego ciśnienia wewnątrzgałkowego w modelu szczurzym

Przewlekłe nadciśnienie oczne jest wywoływane za pomocą laserowej fotokoagulacji siatki beleczkowej w oczach myszy. Ciśnienie wewnątrzgałkowe (IOP) utrzymuje się podwyższone przez kilka miesięcy po leczeniu laserowym. Spadek ostrości wzroku i wrażliwości na kontrast u zwierząt doświadczalnych monitoruje się za pomocą testu optomotorycznego.

Mysi model przewlekłego nadciśnienia ocznego indukowany laserem w celu scharakteryzowania wad wzroku

Siatkówka gryzonia od dawna jest uznawana za dostępne okno do mózgu. W tym artykule technicznym przedstawiamy protokół, który wykorzystuje mysi model retinopatii indukowanej tlenem do badania mechanizmów, które prowadzą do niepowodzenia regeneracji naczyń w ośrodkowym układzie nerwowym po urazie niedokrwiennym. Opisany system można również wykorzystać do zbadania strategii wspomagających odrastanie funkcjonalnych naczyń krwionośnych w obrębie siatkówki i ośrodkowego układu nerwowego.

Ocena regeneracji naczyń w OUN za pomocą siatkówki myszy

Tutaj prezentujemy protokół indukcji nadciśnienia ocznego w mysim oku, który powoduje utratę komórek zwojowych siatkówki, co obserwuje się w jaskrze. Mikrogranulki magnetyczne są wstrzykiwane do przedniej komory i przyciągane do kąta tęczówkowo-rogówkowego za pomocą magnesu, aby zablokować odpływ cieczy wodnistej.

Magnetyczny model okluzji mikrokulek do wywoływania jaskry zależnej od nadciśnienia ocznego u myszy

Przewlekłe nadciśnienie oczne jest wywoływane przez zastosowanie szwu okołokończynowego u szczurów i myszy, co prowadzi do funkcjonalnego i strukturalnego pogorszenia komórek zwojowych siatkówki zgodnego z jaskrą.

Model jaskry indukowanej szwem okołolimbowym u szczurów i myszy

Tutaj prezentujemy protokół indukowania nadciśnienia ocznego i neurodegeneracji jaskry w oczach myszy poprzez dokomorowe wstrzyknięcie oleju silikonowego oraz procedurę usuwania oleju silikonowego z przedniej komory w celu przywrócenia podwyższonego ciśnienia wewnątrzgałkowego do normy.

Odwracalny model nadciśnienia ocznego wywołanego olejem silikonowym u myszy

Retinopatia indukowana tlenem (OIR) może być używana do modelowania chorób niedokrwiennych siatkówki, takich jak retinopatia wcześniaków i proliferacyjna retinopatia cukrzycowa, a także służyć jako model dla badań potwierdzających słuszność koncepcji w ocenie leków antyangiogennych w chorobach neowaskularnych. OIR indukuje solidną i powtarzalną neowaskularyzację w siatkówce, którą można określić ilościowo.

Model retinopatii indukowanej tlenem w chorobach niedokrwiennych siatkówki u gryzoni

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Ten protokół opisuje szczegółową metodę przygotowania i immunofluorescencji barwienia płaskich mocowań siatkówki myszy oraz analizy. Szczegółowo opisano również zastosowanie angiografii dna oka fluoresceiny (FFA) u młodych myszy i przetwarzanie obrazu.

Monitorowanie dynamicznego wzrostu naczyń siatkówki w mysim modelu retinopatii indukowanej tlenem

Ten protokół modeluje uszkodzenie niedokrwienia siatkówki i reperfuzji w oku myszy poprzez wywołanie niedokrwienia siatkówki poprzez kaniulację przedniej komory i podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego, a następnie normalizację ciśnienia wewnątrzgałkowego w celu zainicjowania reperfuzji.

Indukcja uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki w modelu oka myszy

Poznaj metodę indukcji uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki u myszy poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego. Technika ta pozwala badać mechanizmy chorób siatkówki i oceniać potencjalne terapie.

Mysi model uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego siatkówki poprzez podniesienie ciśnienia wewnątrzgałkowego

Przeglądaj więcej filmów