Name: Szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 1 s
Description: Odkryj szybki skan EPR do obrazowania parametrów fizjologicznych in vivo, takich jak stężenie tlenu i pH. Ta metoda umożliwia szybszą akwizycję danych niż tradycyjne techniki CW EPR.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Częściowe wsparcie tej pracy przez NIH przyznaje NIBIB EB002807 i CA177744 (GRE i SSE) oraz P41 EB002034 dla GRE, Howarda J. Halperna, PI i Uniwersytetu w Denver jest wdzięczne za uznanie. Mark Tseytlin był wspierany przez NIH R21 EB022775, NIH K25 EB016040, NIH/NIGMS U54GM104942. Autorzy są wdzięczni Walerijowi Chramcowowi, obecnie pracującemu na Uniwersytecie Wirginii Zachodniej, i Illirianowi Dhimitruce z Uniwersytetu Stanowego Ohio za syntezę wrażliwych na pH rodników TAM, a także Geraldowi Rosenowi i Josephowi Kao z Uniwersytetu Maryland za syntezę rodników mHCTPO, proxyl, BMPO i nitronylu.

1. Konfiguracja sterownika cewki Rapid Scan przy 250 MHz
<ol>
	<li>Obliczanie warunków eksperymentalnych dla szybkiego skanowania 
	Uwaga: Najważniejszym parametrem w RS-EPR jest szybkość skanowania, α, która jest iloczynem częstotliwości skanowania i szerokości skanowania (Równanie 3). W przypadku wąskich szerokości skanowania stosuje się szybsze szybkości skanowania, natomiast dla szerszych szerokości skanowania stosuje się wolniejsze szybkości skanowania. Poniższe instrukcje opisują ten drugi przypadek i pokazują, jak uzyskać eksperymentalne parametry sterownika cewki: szerokość skanowania 7 mT oraz częstotliwość skanowania 6,8 kHz.
	<ol>
		<li>Wyznacz szerokość pasma (BW) rezonatoraRes). 
		<img alt="Wzór na obliczanie szerokości pasma z wykorzystaniem częstotliwości rezonansowej i dobroci." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 1"> (1) 
		gdzie vwynik częstotliwość robocza rezonatora i Q jest współczynnikiem dobroci. Wartość Q = 90 jest typowa dla rezonatora do szybkiego skanowania, użytego do uzyskania danych przedstawionych w Reprezentatywnych Wynikach.</li>
		<li>Wyznacz szybkość szybkiego skanowania, α, dopuszczalne przez szerokość pasma rezonatora <img alt="Równanie parametru alfa; wynik spektroskopowy; wzór na obliczanie szerokości pasma i rozdzielczości." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 2"> (2) 
		<img alt="Równanie pola magnetycznego: a=√3π(0,1 mT)(1,39 MHz)/5=150 T/s, obliczenia według wzoru, fizyka." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 3"> 
		 
		gdzie N jest stałą często konserwatywnie przyjmowaną jako 5-6, ΔBpp szerokość linii pochodnej od szczytu do szczytu wyrażona w mT, a a Szybkość skanowania wynosi T/s dla szerokości linii Lorentza. 
		Uwaga: Typowa wartość dla rodników w sekcji reprezentatywnej wynosi <img alt="symbol Delta B_pp w równaniu fizycznym służącym do analizy przesunięć pola B." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 4"> = 0,1 mT. W porównaniu z wcześniejszą literaturą dotyczącą szybkiego skanowania; Równanie 2 zostało wyprowadzone poprzez przyjęcie szerokości pasma sygnału (BWSygnał) równe BWRes.</li>
		<li>Wyznacz maksymalną dopuszczalną częstotliwość szybkiego skanowania określoną przez szybkość. 
		<img alt="Równanie ruchu obrotowego a=πwf, ilustrujące częstotliwość kątową w fizyce." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq5.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 5"> (3) 
		<img alt="Równanie pola magnetycznego, 150 T/s=π(7 mT)f, ilustruje koncepcję elektromagnetyczną." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq6.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 6"> 
		gdzie W szerokość skanu oraz f jest częstotliwość skanowania. Szerokość przejścia wynosząca 7 mT pokryje 10% widma dla obecnie stosowanych sond. in vivoWartość tę oraz szybkość obliczoną w (równaniu 2) należy wykorzystać do wyznaczenia częstotliwości skanowania. 
		<img alt="Wzór na obliczenie częstotliwości, f=150T/s/(π(7mT))=6,8kHz, analiza elektromagnetyczna." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq7.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 7"></li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybór kondensatorów strojeniowych i strojenie sterownika cewki do szybkiego skanowania 
	Uwaga: Sterownik cewki szybkiego skanowania zazwyczaj pracuje w trybie rezonansowym, generując falę sinusoidalną. Rezonans występuje przy częstotliwości skanowania, przy której reaktancje indukcyjna i pojemnościowa mają taką samą wartość i przeciwne znaki, w związku z czym całkowita reaktancja jest bliska zeru.
	<ol>
		<li>Wyznacz odpowiednią pojemność dla częstotliwości określonej w punkcie 1.1.3, korzystając z wartości indukcyjności, L, cewek szybkiego skanowania oraz (Równanie 4). 
		<img alt="Schemat równania wzoru na pojemność \( C_{TOT} = \frac{1}{L(2\pi f)^2} \), badanie elektroniczne." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq8.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 8"> 
		<img alt="Wzór na równowagę statyczną, \(C_{TOT}=4.8 \, \text{mF}\), do analizy obwodów, inżynieria elektryczna." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq9.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 9"></li>
		<li>Podziel CTOT z (równania 4) przez połowę, aby uzyskać wartości kondensatorów dla każdej strony skrzynki kondensatorów sterownika cewki. 
		<img alt="Wzór na pojemność, \(C_1 = C_2 = \frac{C_{TOT}}{2}\), równanie w analizie obwodów elektrycznych." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq10.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 10"> 
		<img alt="Obliczenia według wzoru na kondensatory równolegle, C1=C2=4,8mF/2=2,4mF, koncepcja obwodu elektrycznego." src="/files/ftp_upload/54068/54068eq11.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Równanie 1"> 
		Uwaga: Sterownik cewki szybkiego skanowania posiada dwa wzmacniacze. Podczas wyboru kondensatora, skrzynka kondensatorów musi być zrównoważona poprzez zastosowanie takiej samej pojemności po każdej stronie skrzynki. Obie strony są połączone szeregowo.</li>
		<li>Odkręć górną pokrywę obudowy kondensatora i wstaw po obu stronach kondensatory o wartości odpowiadającej wartości wyznaczonej w kroku 1.2.2.</li>
		<li>Załóż pokrywę obudowy kondensatora i przykręć ją, aby zapewnić jej stabilne utrzymanie.</li>
		<li>Za pomocą panelu przedniego sterownika cewki rezonansowej należy dostroić częstotliwość wyjściową tak, aby przebieg sinusoidalny osiągnął maksymalną amplitudę.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie odczynników i fantomów
<ol>
	<li>Przygotowanie rodników
	<ol>
		<li>Wyjmij 15N-PDT z zamrażarki i poczekaj, aż pojemnik osiągnie temperaturę pokojową (10-15 min).</li>
		<li>Odważ 1,4 mg 15N-PDT za pomocą wagi analitycznej.</li>
		<li>Dodaj 1,4 mg 15N-PDT do 15 ml dejonizowanej (DI) H2O, aby uzyskać stężenie końcowe 0,5 mM. 
		Uwaga: Rodniki 4-oxo-2,2,6,6-tetra(2H3)metylu-1-(3,3,5,5-2H4,1-15N)piperydyloksylu (15N-PDT), 4-1H-3-karbamoylo-2,2,5,5-tetra(2H3)metylu-3-pirolinyloksylu (15N-mHCTPO) oraz 3-karboksy-2,2,5,5-tetra(2H3)metylu-1-(3,4,4-2H3,1-15N)pirolidynyloksylu (15N-Proxyl)25 (Rysunek 1E-G) charakteryzują się długoterminową stabilnością (2 lata) w roztworze wodnym i w temperaturze pokojowej. Ich formy stałe są zazwyczaj przechowywane w zamrażarce lub lodówce, aby zachować stabilność rodników przez lata. Stabilność rodników nitroksylowych sprawia zazwyczaj, że są one nietoksyczne, a ich przygotowanie może odbywać się na zwykłym blacie laboratoryjnym, gdy rozpuszczalnikiem jest woda. W przypadku użycia rozpuszczalników organicznych, roztwory nitroksydów należy przygotowywać w dygestorium, stosując odpowiednie środki ochrony indywidualnej (ŚOI).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie wrażliwych na pH rodników trytylowych
	<ol>
		<li>Odważ 0,7 mg rodnika triarylo-metylowego (aTAM4)26 (1 40 g/mol) i rozpuść w 20 µl bezwodnego etanolu.</li>
		<li>Odważ 0,0681 g KH2PO4 (136,1 g/mol) i rozpuść w 50 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 1 mM.</li>
		<li>Odważ 2,8 g KOH (56 g/mol) i rozpuść w 50 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 1 M.</li>
		<li>Dodawaj KOH kroplami do buforu fosforanowego (2.2.2), aby dostosować pH do wartości 7,0.</li>
		<li>Dodaj 80 µl 1 mM buforu fosforanowego oraz 200 µl aTAM4 w bezwodnym etanolu, aby uzyskać stężenie końcowe 0,5 mM w mieszaninie bufor:etanol w stosunku 80:20.</li>
		<li>Powtórz kroki 2.2.1–2.2.5, aby przygotować próbkę aTAM4 przy pH = 7,2.</li>
		<li>Umieść aTAM4 (pH=7,0) oraz aTAM4 (pH=7,2) w osobnych kwarcowych probówkach pomiarowych o średnicy 6 mm.</li>
		<li>Włóż obie kwarcowe probówki EPR o średnicy 6 mm do kwarcowej probówki EPR o średnicy 16 mm, oddzielając je przekładką ze styropianu o grubości 2 mm. 
		Uwaga: Ścianki kwarcowej probówki pomiarowej mają grubość 0,5 mm, co wraz z przekładką 2 mm zapewnia 3 mm odstępu między próbkami aTAM. Wykorzystane wrażliwe na pH rodniki trytylowe zostały zsyntezowane na Uniwersytecie stanowym Ohio26. Przykład użyty do obrazowania to aTAM4. Reakcja odpowiedzialna za wrażliwość na pH jest przedstawiona na Rysunku 1A.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Generowanie BMPO-OH
	<ol>
		<li>Odważ 680 mg KH2PO4 i rozpuść w 10 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 50 mM.</li>
		<li>Dodawaj 1 M KOH kroplami do buforu fosforanowego, aż osiągnięte zostanie pH=7,3.</li>
		<li>Odważ 50 mg BMPO (19,25 g/mol).</li>
		<li>Połącz 50 mg BMPO z 5 ml buforu fosforanowego w kwarcowej probówce do naświetlania o średnicy 16 mm.</li>
		<li>Dodaj 10 µl 30 mM nadtlenku wodoru.</li>
		<li>Naświetlaj mieszaninę w kwarcowej probówce do naświetlania o średnicy 16 mm lampą UV o średnim ciśnieniu i mocy 450 W przez 5 min.</li>
		<li>Za pomocą szklanej pipety transferowej przenieś 2,5 ml naświetlonego roztworu BMPO-OH z kwarcowej probówki do naświetlania do jednej z części kwarcowej probówki pomiarowej o średnicy 16 mm z dzielnikiem 3 mm.</li>
		<li>Przenieś pozostałe 2,5 ml naświetlonego BMPO-OH do drugiej części kwarcowej probówki pomiarowej o średnicy 16 mm z dzielnikiem 3 mm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie rodnika dinitroksydowego
	<ol>
		<li>Odważ 24,7 mg 2H,15N-disiarczku dinitroksydu (Rysunek 1C) i rozpuść w 1 ml DMSO, aby uzyskać roztwór zapasowy o stężeniu 47,5 mM.</li>
		<li>Przygotuj bufor Tris 10 mM i dostosuj pH do 7,2.</li>
		<li>Pobierz 40 µl roztworu zapasowego dinitroksydu i rozcieńcz buforem Tris do stężenia końcowego 1 mM.</li>
		<li>Umieść 250 µl roztworu dinitroksydu w buforze w kwarcowej probówce pomiarowej o średnicy 16 mm z dzielnikiem 10 mm w centrum.</li>
		<li>Odważ 154 mg glutationu i dodaj do 5 ml buforu Tris, aby uzyskać stężenie końcowe 10 mM.</li>
		<li>Dodaj 5 µl 10 mM roztworu glutationu do 250 µl 1 mM roztworu dinitroksydu po jednej stronie dzielnika 10 mm, aby przekształcić diradykał w monoradykał.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie nitronyl nitroksydu
	<ol>
		<li>Wyjmij rodnik z zamrażarki i poczekaj, aż pojemnik osiągnie temperaturę pokojową (10-15 min).</li>
		<li>Odważ 1,9 mg nitronylu (390 g/mol).</li>
		<li>Odważ 0,56 mg KOH i rozpuść w 10 ml wody DI, aby uzyskać stężenie końcowe 1 mM.</li>
		<li>Wymieszaj 1,9 mg nitronylu w 10 ml 1 mM roztworu KOH, aby uzyskać stężenie końcowe nitronylu 0,5 mM. 
		Uwaga: W razie potrzeby użyj wortexera lub sonikatora, aby przyspieszyć solubilizację nitronylu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Konfiguracja instrumentu Rapid Scan przy 250 MHz
Uwaga: Strojenie rezonatora przy użyciu wodnej próbki rodnika nitrylowego, która wywiera podobny wpływ na dobroć Q i strojenie rezonatora jak roztwór buforowy, jest dobrą metodą przygotowania do obrazowania właściwej próbki
<ol>
	<li>Strojenie rezonatora przy użyciu wodnego roztworu rodnika nitroksylowego.
	<ol>
		<li>Wprowadź 15 ml próbki 0,5 mM 15N-PDT w wodzie do kwarcowej rurki EPR o średnicy 16 mm.</li>
		<li>Wsuń rurkę kwarcową do strony detekcyjnej rezonatora RS-EPR z pętlą krzyżową.</li>
		<li>Zmieniaj częstotliwość źródła urządzenia, aż zrówna się ona z częstotliwością strony detekcyjnej zawierającej próbkę. Ręcznie zmień częstotliwość nośną źródła 250 MHz, wpisując żądaną wartość w oprogramowaniu.</li>
		<li>Zmień częstotliwość strony wzbudzenia tak, aby dopasować ją do częstotliwości źródła eksperymentalnego i strony detekcyjnej rezonatora. Zmień częstotliwość strony wzbudzenia, obracając kondensatorem zmiennym wewnątrz wnęki rezonatora zgodnie z protokołem producenta.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja konsoli instrumentu i magnesu głównego
	<ol>
		<li>Włącz spektrometr i wybierz eksperyment rejestrujący dane przejściowe z czasem na osi odciętych.</li>
		<li>W oprogramowaniu ustaw liczbę punktów na 65 536 oraz bazę czasową na 10 nsec.</li>
		<li>Ustaw liczbę uśrednień na 10 0 dla sygnału silnego lub wąskiego oraz na 45 00 dla sygnału szerokiego lub słabego.</li>
		<li>Naciśnij przycisk „engage” w oprogramowaniu, aby przesłać parametry eksperymentalne z oprogramowania do konsoli i zasilić magnes pola głównego.</li>
		<li>Ustaw główne pole magnetyczne na 9 mT.</li>
		<li>Ustaw pokrętło tłumienia mocy na 50 dB i włącz wzmacniacz mocy 7 W.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Przeprowadzenie eksperymentu szybkiego skanowania
Uwaga: Szczegółowe instrukcje dotyczące analizy fantomów zawierających BMPO-OH24, pH-wrażliwe rodniki TAM19,27 oraz redox-wrażliwe dinitroksydy28 zostały przedstawione w literaturze.
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>Nasycenie mocy standardowej próbki nitroksylu 
	Uwaga: Zaleca się wykonanie krzywej nasycenia mocy na standardowej próbce rodnika nitroksylowego w tych samych warunkach eksperymentalnych, które zostaną zastosowane do badania rodników wrażliwych na pH lub stan redoks.
	<ol>
		<li>Włącz sterownik cewki szybkiego skanowania, wprowadzając wartości z Sekcji 1 (częstotliwość skanowania 6,8 kHz i szerokość skanowania 7 mT).</li>
		<li>Zaczynając od 50 dB, zarejestruj widmo szybkiego skanowania z 10k uśrednieniami. Zmniejsz tłumienie o 3 dB i powtórz pomiar. Kontynuuj, aż do ustawienia tłumika 0 dB lub dopóki pomiar izolacji na odczycie mostka jest &lt; 0.</li>
		<li>Przenieś surowe dane szybkiego skanowania do programu dekonwolucyjnego (np. napisanego w Matlab) i przetwórz surowe dane na widmo absorpcyjne.</li>
		<li>Wprowadź do programu częstotliwość skanowania, szerokość zakresu, liczbę punktów oraz bazę czasową, a następnie uruchom program, aby przetworzyć surowy sygnał szybkiego skanowania na sygnał absorpcyjny.</li>
		<li>Przedstaw amplitudę sygnału absorpcyjnego jako funkcję pierwiastka kwadratowego mocy (w Watach) padającej na rezonator. W reżimie nienasyceniowym amplituda zależy liniowo od pierwiastka kwadratowego mocy padającej.</li>
		<li>Dopasuj linię trendu rozpoczynającą się w punkcie 0,0 i uwzględnij wszystkie punkty danych mieszczące się w obszarze odpowiedzi liniowej. W obszarze odpowiedzi liniowej amplituda sygnału wzrasta proporcjonalnie do pierwiastka kwadratowego mocy mikrofalowej.</li>
		<li>Ekstrapoluj ten trend dla wyższych mocy i porównaj intensywność sygnału EPR. Użyj najwyższej mocy, przy której amplituda sygnału nie odbiega o więcej niż 3% od ekstrapolowanej linii trendu. Aby dekonwolucja sygnału szybkiego skanowania przebiegała prawidłowo, sygnał musi nadal znajdować się w obszarze odpowiedzi liniowej względem mocy padającej. 
		Uwaga: Przenoszenie surowych danych szybkiego skanowania można przeprowadzić poprzez połączenie sieciowe lub za pomocą dysku USB. W tym przypadku transfer jest konieczny, ponieważ program do przetwarzania surowych danych (Matlab) nie znajduje się na tym samym komputerze, co oprogramowanie do zbierania danych. Algorytm dekonwolucyjny przetwarzający surowe dane opisany jest w 29.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Bobko, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+monitoring+of+pH%2C+redox+status%2C+and+glutathione+using+L-band+EPR+for+assessment+of+therapeutic+effectiveness+in+solid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo monitoring of pH, redox status, and glutathione using L-band EPR for assessment of therapeutic effectiveness in solid tumors.</a> Magn. Reson. Med. 67 (6), 1827-1836 (2012).</li>
<li>Utsumi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+molecular+imaging+of+redox+reactions+monitored+by+overhauser-enhanced+MRI+with+14N-and+15N-labeled+nitroxyl+radicals%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Nat.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Simultaneous molecular imaging of redox reactions monitored by overhauser-enhanced MRI with 14N-and 15N-labeled nitroxyl radicals.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 103 (5), 1463-1468 (2006).</li>
<li>Khramtsov, V. V., Grigor'ev, I. A., Foster, M. A., Lurie, D. J., Nicholson, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+applications+of+spin+pH+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Mol.+Bio%22%5BJournal%5D)">Biological applications of spin pH probes.</a> Cell. Mol. Bio. 46 (8), 1361-1374 (2000).</li>
<li>Halpern, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxymetry+Deep+in+Tissues+with+Low-Frequency+Electron-Paramagnetic+Resonance%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Nat.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Oxymetry Deep in Tissues with Low-Frequency Electron-Paramagnetic Resonance.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 91 (26), 13047-13051 (1994).</li>
<li>Matsumoto, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-field+paramagnetic+resonance+imaging+of+tumor+oxygenation+and+glycolytic+activity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Low-field paramagnetic resonance imaging of tumor oxygenation and glycolytic activity in mice.</a> J. Clin. Invest. 118 (5), 1965-1973 (2008).</li>
<li>Velan, S. S., Spencer, R. G. S., Zweier, J. L., Kuppusamy, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+paramagnetic+resonance+oxygen+mapping+%28EPROM%29%3A+Direct+visualization+of+oxygen+concentration+in+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Electron paramagnetic resonance oxygen mapping (EPROM): Direct visualization of oxygen concentration in tissue.</a> Magn. Reson. Med. 43 (6), 804-809 (2000).</li>
<li>Elas, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+paramagnetic+resonance+oxygen+image+hypoxic+fraction+plus+radiation+dose+strongly+correlates+with+tumor+cure+in+FSA+fibrosarcomas%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Radiat.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Electron paramagnetic resonance oxygen image hypoxic fraction plus radiation dose strongly correlates with tumor cure in FSA fibrosarcomas.</a> Int. J. Radiat. Oncol. 71 (2), 542-549 (2008).</li>
<li>Dreher, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitroxide+conjugate+of+a+thermally+responsive+elastin-like+polypeptide+for+noninvasive+thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Phys%22%5BJournal%5D)">Nitroxide conjugate of a thermally responsive elastin-like polypeptide for noninvasive thermometry.</a> Med. Phys. 31 (10), 2755-2762 (2004).</li>
<li>Gallez, B., Mader, K., Swartz, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+measurement+of+the+pH+inside+the+gut+by+using+pH-sensitive+nitroxides.+An+in+vivo+EPR+study%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">Noninvasive measurement of the pH inside the gut by using pH-sensitive nitroxides. An in vivo EPR study.</a> Magn. Reson. Med. 36 (5), 694-697 (1996).</li>
<li>Halpern, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diminished+aqueous+microviscosity+of+tumors+in+murine+models+measured+with+in+vivo+radiofrequency+electron+paramagnetic+resonance%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Diminished aqueous microviscosity of tumors in murine models measured with in vivo radiofrequency electron paramagnetic resonance.</a> Cancer Res. 59 (22), 5836-5841 (1999).</li>
<li>Elas, M., Ichikawa, K., Halpern, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+Stress+Imaging+in+Live+Animals+with+Techniques+Based+on+Electron+Paramagnetic+Resonance%5BTitle%5D)+AND+%22Radiat.+Res%22%5BJournal%5D)">Oxidative Stress Imaging in Live Animals with Techniques Based on Electron Paramagnetic Resonance.</a> Radiat. Res. 177 (4), 514-523 (2012).</li>
<li>Kuppusamy, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+imaging+of+tumor+redox+status+and+its+modification+by+tissue+glutathione+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Noninvasive imaging of tumor redox status and its modification by tissue glutathione levels.</a> Cancer Res. 62 (1), 307-312 (2002).</li>
<li>Khramtsov, V. V., Yelinova, V. I., Glazachev, Y. I., Reznikov, V. A., Zimmer, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+determination+and+reversible+modification+of+thiols+using+imidazolidine+biradical+disulfide+label%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biochem.+Biophys.+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative determination and reversible modification of thiols using imidazolidine biradical disulfide label.</a> J. Biochem. Biophys. Methods. 35 (2), 115-128 (1997).</li>
<li>Plonka, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+paramagnetic+resonance+as+a+unique+tool+or+skin+and+hair+research%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Electron paramagnetic resonance as a unique tool or skin and hair research.</a> Exp. Dermatol. 18, 472-484 (2009).</li>
<li>Halevy, R., Shtirberg, L., Shklyar, M., Blank, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+Spin+Resonance+Micro-Imaging+of+Live+Species+for+Oxygen+Mapping%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Electron Spin Resonance Micro-Imaging of Live Species for Oxygen Mapping.</a> J. Vis. Exp. (42), e122(2010).</li>
<li>Halevy, R., Tormyshev, V., Blank, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microimaging+of+oxygen+concentration+near+live+photosynthetic+cells+by+electron+spin+resonance%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Microimaging of oxygen concentration near live photosynthetic cells by electron spin resonance.</a> Biophys J. 99 (3), 971-978 (2010).</li>
<li>Eaton, G. R., Eaton, S. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEaton%2C+GR+%22Concepts+Magn.+Reson%22">Concepts Magn. Reson</a>. 7, 49-67 (1995).</li>
<li>Maltempo, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiaon+of+spectral+and+spatial+components+in+EPR+imaging+using+2-D+image+reconstruction+algorithms%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Differentiaon of spectral and spatial components in EPR imaging using 2-D image reconstruction algorithms.</a> J. Magn. Reson. 69, 156-161 (1986).</li>
<li>Tseitlin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+spectral-spatial+imaging+algorithm+for+full+EPR+spectra+of+multiline+nitroxides+and+pH+sensitive+trityl+radicals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">New spectral-spatial imaging algorithm for full EPR spectra of multiline nitroxides and pH sensitive trityl radicals.</a> J. Magn. Reson. 245, 150-155 (2014).</li>
<li>Mitchell, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMitchell%2C+DG+%22Abstracts+of+Papers+of+the+American+Chemical+Society%22">Abstracts of Papers of the American Chemical Society</a>. Radu, N., Koch, S. 242, Denver, CO. (2011).</li>
<li>Stoner, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct-detected+rapid-scan+EPR+at+250+MHz%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Direct-detected rapid-scan EPR at 250 MHz.</a> J. Magn. Reson. 170 (1), 127-135 (2004).</li>
<li>Tseytlin, M., Biller, J. R., Mitchell, D. G., Yu, Z., Quine, R. W., Rinard, G. A., Eaton, S. S., Eaton, G. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTseytlin%2C+M+%22EPR+Newsletter%22">EPR Newsletter</a>. 23, Russian Acaademy of Sciences, Zavoisky Physical-Technical Institute. 8-9 (2014).</li>
<li>Biller, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+nitroxides+at+250+MHz+using+rapid-scan+electron+paramagnetic+resonance%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Imaging of nitroxides at 250 MHz using rapid-scan electron paramagnetic resonance.</a> J. Magn. Reson. 242, 162-168 (2014).</li>
<li>Biller, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+Sensitivity+for+Imaging+Spin+Trapped+Hydroxyl+Radical+at+250+MHz%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Phys.+Chem%22%5BJournal%5D)">Improved Sensitivity for Imaging Spin Trapped Hydroxyl Radical at 250 MHz.</a> Chem. Phys. Chem. 16 (3), 528-531 (2015).</li>
<li>Burks, S. R., Bakhshai, M. A., Makowsky, M. A., Muralidharan, S., Tsai, P., Rosen, G. M., Kao, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2H%2C+15N-Substituted+nitroxides+as+sensitive+probes+for+electron+paramagnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">2H, 15N-Substituted nitroxides as sensitive probes for electron paramagnetic resonance imaging.</a> J. Org. Chem. 75, 6463-6467 (2010).</li>
<li>Dhimitruka, I., Bobko, A. A., Hadad, C. M., Zweier, J. L., Khramtsov, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+characterization+of+amino+derivatives+of+persistent+trityl+radicals+as+dual+function+pH+and+oxygen+paramagnetic+probes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Synthesis and characterization of amino derivatives of persistent trityl radicals as dual function pH and oxygen paramagnetic probes.</a> J. Am. Chem. Soc. 130 (32), 10780-10787 (2008).</li>
<li>Elajaili, H. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+spin+relaxation+times+and+rapid+scan+EPR+imaging+of+pH-sensitive+amino-substituted+trityl+radicals%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Chem%22%5BJournal%5D)">Electron spin relaxation times and rapid scan EPR imaging of pH-sensitive amino-substituted trityl radicals.</a> Magn. Reson. Chem. 53 (4), 280-284 (2015).</li>
<li>Elajaili, H., Biller, J. R., Rosen, G. M., Kao, J. P. Y., Tseytlin, M., Buchanan, L. B., Rinard, G. A., Quine, R. W., McPeak, J., Shi, Y., Eaton, S. S., Eaton, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Disulfides+at+250+MHz+to+Monitor+Redox%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Imaging Disulfides at 250 MHz to Monitor Redox.</a> J. Magn. Reson. , (2015).</li>
<li>Tseitlin, M., Rinard, G. A., Quine, R. W., Eaton, S. S., Eaton, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deconvolution+of+sinusoidal+rapid+EPR+scans%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Deconvolution of sinusoidal rapid EPR scans.</a> J. Magn. Reson. 208 (2), 279-283 (2011).</li>
<li>Halpern, H. J., Peric, M., Nguyen, T. D., Spencer, D. P., Teicher, B. A., Lin, Y. J., Bowman, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+isotopic+labeling+of+a+nitroxide+spin+label+to+enhance+sensitivity+for+T2+oxymetry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Selective isotopic labeling of a nitroxide spin label to enhance sensitivity for T2 oxymetry.</a> J. Magn. Reson. 90, 40-51 (1990).</li>
<li>Tsai, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Esters+of+5-carboxyl-5-methyl-1-pyrroline+N-oxide%3A+A+family+of+spin+traps+for+superoxide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">Esters of 5-carboxyl-5-methyl-1-pyrroline N-oxide: A family of spin traps for superoxide.</a> J. Org. Chem. 68 (20), 7811-7817 (2003).</li>
<li>Biller, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequency+dependence+of+electron+spin+relaxation+times+in+aqueous+solution+for+a+nitronyl+nitroxide+radical+and+perdeuterated-tempone+between+250+MHz+and+34+GHz%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Frequency dependence of electron spin relaxation times in aqueous solution for a nitronyl nitroxide radical and perdeuterated-tempone between 250 MHz and 34 GHz.</a> J. Magn. Reson. 225, 52-57 (2012).</li>
<li>Rosen, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendrimeric-containing+nitronyl+nitroxides+as+spin+traps+for+nitric+oxide%3A+Ssynthesis%2C+kinetic%2C+and+stability+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Dendrimeric-containing nitronyl nitroxides as spin traps for nitric oxide: Ssynthesis, kinetic, and stability studies.</a> Macromolecules. 36 (4), 1021-1027 (2003).</li>
<li>Bobko, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redox-sensitive+mechanism+of+no+scavenging+by+nitronyl+nitroxides%5BTitle%5D)+AND+%22Free+Radical+Biol.+Med%22%5BJournal%5D)">Redox-sensitive mechanism of no scavenging by nitronyl nitroxides.</a> Free Radical Biol. Med. 36 (2), 248-258 (2004).</li>
<li>Roshchupkina, G. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+EPR+measurement+of+glutathione+in+tumor-bearing+mice+using+improved+disulfide+biradical%5BTitle%5D)+AND+%22Free+Radical+Bio.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo EPR measurement of glutathione in tumor-bearing mice using improved disulfide biradical.</a> Free Radical Bio. Med. 45 (3), 312-320 (2008).</li>
<li>Mitchell, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+Rapid-Scan+EPR+to+Improve+Detection+Sensitivity+for+Spin-Trapped+Radicals%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Use of Rapid-Scan EPR to Improve Detection Sensitivity for Spin-Trapped Radicals.</a> Biophysical Journal. 105 (2), 338-342 (2013).</li>
<li>Bobko, A. A., Dhimitruka, I., Zweier, J. L., Khramtsov, V. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trityl+radicals+as+persistent+dual+function+pH+and+oxygen+probes+for+in+vivo+electron+paramagnetic+resonance+spectroscopy+and+imaging%3A+Concept+and+experiment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Trityl radicals as persistent dual function pH and oxygen probes for in vivo electron paramagnetic resonance spectroscopy and imaging: Concept and experiment.</a> J. Am. Chem. Soc. 129 (23), (2007).</li>
<li>Biller, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+spin-lattice+relaxation+mechanisms+of+rapidly-tumbling+nitroxide+radicals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Magn.+Reson%22%5BJournal%5D)">Electron spin-lattice relaxation mechanisms of rapidly-tumbling nitroxide radicals.</a> J. Magn. Reson. 236, 47-56 (2013).</li>
<li>Redler, G., Barth, E. D., Bauer, K. S., Kao, J. P. Y., Rosen, G. M., Halpern, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electron+paramagnetic+resonance+imaging+of+differential+tumor+targeting+using+cis-3%2C4-di%28acetoxymethoxycarbonyl%29-2%2C2%2C5%2C5-tetramethyl-1-pyrrolidinyloxyl%5BTitle%5D)+AND+%22Magn.+Reson.+Med%22%5BJournal%5D)">In vivo electron paramagnetic resonance imaging of differential tumor targeting using cis-3,4-di(acetoxymethoxycarbonyl)-2,2,5,5-tetramethyl-1-pyrrolidinyloxyl.</a> Magn. Reson. Med. 71 (4), 1650-1656 (2013).</li>
</ol>

Nie mamy nic do ujawnienia.

Sygnały szybkiego skanowania mają wyższe składowe częstotliwości niż CW i wymagają większej szerokości pasma rezonatora w zależności od szerokości linii, czasów relaksacji i szybkości szybkich skanów. Szerokość pasma wymagana dla danego eksperymentu zależy od szerokości linii i szybkości skanowania pola magnetycznego (równanie 2). W zależności od czasów relaksacji badanej sondy (T2 i T2*) oraz szybkości skanowania, na krawędzi spływu sygnału mogą pojawić się oscylacje. W przypadku rodników nitroksyd...

W porównaniu z innymi metodami obrazowania medycznego, obrazowanie elektronowego rezonansu paramagnetycznego (EPRI) jest wyjątkowo zdolne do ilościowego obrazowania właściwości fizjologicznych, w tym pH1-3, pO24-7, temperatury8, perfuzji i żywotności tkanek9, mikrolepkości i łatwości dyfuzji małych cząsteczek10 oraz stresu oksydacyjnego11. Oszacowanie łatwości rozszczepienia dwusiarczku przez glutation (GSH) w tkankach i komórkach12,13 może informować o statusie redoks. Do obrazowania in vivo wybiera się EPR w zakresie częstotliwości od 250 MHz do 1 GHz, ponieważ częstotliwości te zapewniają wystarczającą głębokość penetracji tkanek (do kilku cm) do generowania obrazów dla małych zwierząt, u których intensywność nie jest zmniejszana przez efekty utraty dielektryka. Wyższe częstotliwości, takie jak 9,5 GHz14 (pasmo X) i 17 GHz (pasmo Ku)15,16 mogą być używane do obrazowania odpowiednio skóry i włosów lub pojedynczych komórek. Sukces EPRI na wszystkich częstotliwościach zależy od paramagnetycznych sond spinowych, które są specyficzne dla tkanek, dzięki czemu można zobrazować ich lokalizację i los.
Jeśli środowisko sondy do spinu elektronów jest przestrzennie heterogeniczne, widmo EPR jest sumą wkładów ze wszystkich lokalizacji. Obrazowanie spektralno-przestrzenne dzieli objętość próbki na szereg małych segmentów przestrzennych i oblicza widmo EPR dla każdego z tych segmentów17. Pozwala to na mapowanie środowiska lokalnego poprzez pomiar zmienności przestrzennej w widmie EPR. Gradienty pola magnetycznego służą do kodowania informacji przestrzennych w widmach EPR, które nazywane są projekcjami. Obraz spektralno-przestrzenny jest rekonstruowany na podstawie tych rzutów18,19.
W RS-EPR pole magnetyczne jest skanowane przez rezonans w czasie, który jest krótki w stosunku do czasów relaksacji spinu elektronu (Rysunek 2)20,21. Dekonwolucja sygnału szybkiego skanowania daje widmo absorpcyjne, które jest równoważne pierwszej całki konwencjonalnego widma CW pierwszej pochodnej. Sygnał szybkiego skanowania jest wykrywany w kwadraturze, dzięki czemu mierzone są zarówno składowe absorpcyjne, jak i dyspersyjne odpowiedzi układu spinowego. Zasadniczo jest to zbieranie dwukrotnie większej ilości danych w jednostce czasu. Nasycenie sygnału w eksperymencie szybkiego skanowania zachodzi przy wyższych mocach niż w przypadku CW, więc wyższe moce mogą być używane bez obawy o nasycenie. 20,22 W porównaniu z CW można wykonać znacznie więcej średnich na jednostkę czasu. Wyższa moc, bezpośrednia detekcja kwadraturowa i więcej średnich na jednostkę czasu łączą się, aby zapewnić szybkiemu skanowaniu lepszy stosunek sygnału do szumu (SNR), szczególnie w przypadku projekcji o wysokim gradiencie, które definiują separację przestrzenną, prowadząc do wyższej jakości obrazów. Osiągnięcie mniej więcej takiego samego sygnału do szumu (SNR) dla obrazu fantomu wymagało około 10 razy dłuższego czasu dla CW niż dla szybkiego skanowania23.
Zwiększony SNR pozwala również na eksperymenty na częstotliwości 250 MHz z adduktami pułapek spinowych o niskim stężeniu, powstałych w wyniku reakcji OH z N-tlenkiem 5-tert-butoksykarbonylo-5-metylo-1-piroliny (BMPO-OH), które byłyby niewidoczne dla metody CW24. Dinitrooksydy połączone ze łącznikiem dwusiarczkowym są wrażliwe na rozszczepienie przez glutation, a więc mogą informować o stanie redoks w komórkach. Istnieje równowaga, zależna od stężenia obecnego glutationu, między formami dwu- i monorodnikowymi. Obserwacja tych zmian wymaga uchwycenia całego spektrum o szerokości 5 mT i może być osiągnięta znacznie szybciej dzięki szybkiemu skanowaniu EPR w porównaniu do stopniowania pola magnetycznego w eksperymencie CW.
Kompletny system szybkiego skanowania składa się z czterech części: spektrometru, głównego magnesu polowego, sterownika cewki szybkiego skanowania i rezonatora szybkiej pętli skanowania. Spektrometr i magnes pola głównego działają tak samo jak w eksperymencie CW, ustawiając główne pole Zeemana i zbierając dane z rezonatora. Sterownik cewki szybkiego skanowania generuje sinusoidalny prąd skanowania, który trafia do specjalnie zaprojektowanych cewek szybkiego skanowania w rezonatorze szybkiej pętli skanowania. Cewki szybkiego skanowania w rezonatorze z pętlą krzyżową szybkiego skanowania generują duże jednorodne pole magnetyczne, które jest omiatane przy częstotliwościach od 3 do 15 kHz.

<table><tbody><tr><td>4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2H4,1-15N)piperydynyloksyl (15N-PDT)</td><td>Izotopy CDN&nbsp;</td><td>M-2327</td><td>98% atomu 15N, 98% atomu D, Quebec Kanada</td></tr><tr><td>4-1H-3-karbamoilo-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-3-pirolinylooksyl (15N-mHCTPO)</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>syntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 29</td></tr><tr><td>3-karboksyl-2,2,5,5-tetra(2H3)metylo-1-(3,4,4-2H3,1-15N)pirolidynyloksyl (15N-proxyl)</td><td>N/A</td> N<td>/A</td><td>syntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 25</td></tr><tr><td>4 mm kwarcowe rurki EPR</td><td>Wilmad Glass</td><td>707- SQ-100M</td><td></td></tr><tr><td>4-okso-2,2,6,6-tetra(2H3)metylo-1-(3,3,5,5-2H4)piperdinyloxyl (14N-PDT)</td><td>Izotopy CDN</td><td>D-2328</td><td>98% atomu D, Quebec Kanada</td></tr><tr><td>Wrażliwy na pH rodnik trytylowy (aTAM4)</td><td>Uniwersytet Stanowy Ohio</td><td>N/A</td><td>Zsyntetyzowany w stanie Ohio Uniwersytet i opisany w piśmiennictwie 26</td></tr><tr><td>Fosforan potasu, monozasadowy</td><td>J.T. Baker Chemicals</td><td>1-3246</td><td></td></tr> 6 <tr><td>mm kwarcowe rurki EPR</td><td>Wilmad Glass</td><td>Q-5M-6M-0-250/RB</td><td></td></tr><tr><td>8 mm kwarcowe rurki EPR</td><td>Wilmad Glass</td><td>Q-7M-8M-0-250/RB</td><td></td></tr><tr><td>5-tert-butoksykarbonylo-5-metylo-1-pirolino-N-tlenek (BMPO)</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Zsyntetyzowany w U. Maryland i opisany w Reference 30</td></tr><tr><td>Nadtlenek wodoru</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H1009 SIGMA</td><td>30%</td></tr><tr><td>16 mm Kwarcowa rurka EPR</td><td>Wilmad Glass</td><td>16-7PP-11QTZ</td><td></td></tr><tr><td>Średniociśnieniowa lampa UV 450 W</td><td>Hanovia</td><td>679-A36</td><td>Fairfield, NJ</td></tr><tr><td>L-Glutation, zredukowany</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G470-5</td><td></td></tr><tr><td>Nitronyl</td><td>NA</td><td>N/A</td><td>Zsyntetyzowany w U. Maryland i opisany w pozycji referencyjnej 31</td></tr><tr><td>Wodorotlenek sodu&nbsp;</td><td>J.T. Baker Chemikalia</td><td>1-3146</td><td></td></tr></tbody></table>

szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo

Rapid Scan Electron Paramagnetic Resonance Opens New Avenues for Imaging Physiologically Important Parameters In Vivo

Demonstrujemy doskonałą metodę spektralno-przestrzennego obrazowania 2D stabilnych rodników reporterowych na częstotliwości 250 MHz za pomocą szybkiego skanowania rezonansu paramagnetycznego elektronów (RS-EPR), które mogą dostarczyć ilościowych informacji w warunkach in vivo na temat stężenia tlenu, pH, statusu redoks i stężenia cząsteczek sygnałowych (tj. OH•, NO•). Technika RS-EPR charakteryzuje się wyższą czułością, lepszą rozdzielczością przestrzenną (1 mm) i krótszym czasem akwizycji w porównaniu ze standardową techniką fali ciągłej (CW). Przetestowano różne konfiguracje fantomowe, z rozdzielczością przestrzenną od 1 do 6 mm i szerokością spektralną cząsteczek reporterowych w zakresie od 16 μT (160 mG) do 5 mT (50 G). Rezonator bimodalny z pętlą krzyżową rozdziela wzbudzenie i detekcję, redukując szum, podczas gdy efekt szybkiego skanowania pozwala na wprowadzenie większej mocy do systemu spinowego przed nasyceniem, zwiększając sygnał EPR. Prowadzi to do znacznie wyższego stosunku sygnału do szumu niż w konwencjonalnych eksperymentach z EPR CW.

Produktem eksperymentu jest zestaw projekcji, które zostają zrekonstruowane w obrazy dwuwymiarowe (jeden spektralny, jeden przestrzenny) z zastosowaniem fałszywej skali kolorów reprezentującej amplitudę sygnału. Ciemnoniebieski oznacza poziom bazowy, w którym sygnał nie występuje, zielony oznacza niską amplitudę, a czerwony najwyższą. Przekroje wzdłuż osi x (wymiar spektralny) przedstawiają sygnał EPR (przejście EPR) na osi pola magnetycznego. Wzdłuż osi y (wymiar przestrzenny) odległość ...

Nowa metoda elektronowego rezonansu paramagnetycznego (EPR), rapid scan EPR (RS-EPR), została zademonstrowana do przestrzennego obrazowania spektralnego 2D, która jest lepsza od tradycyjnej techniki ciągłej fali (CW) i otwiera nowe możliwości obrazowania in vivo. Wyniki są demonstrowane na częstotliwości 250 MHz, ale technika ta ma zastosowanie na dowolnej częstotliwości.

Szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo

We demonstrate a superior method of 2D spectral-spatial imaging of stable radical reporter molecules at 250 MHz using rapid-scan ...

Ogólnym celem szybkiego obrazowania paramagnetycznego z wykorzystaniem skanowania elektronowego (RSEPRI) jest dostarczenie ilościowych informacji na temat stężenia tlenu, pH, stanu redoks oraz stężenia cząsteczek sygnałowych, które są przydatne w badaniach biomedycznych. EPRI jest narzędziem, które można wykorzystać do udzielenia odpowiedzi na kluczowe pytania w badaniach nad nowotworami dotyczące środowiska guza. Główną zaletą obrazowania EPR z szybkim skanowaniem jest możliwość pozyskania większej ilości informacji w znacznie krótszym czasie, przy użyciu szerszego zakresu cząsteczek sond w porównaniu z obrazowaniem EPR w trybie fali ciągłej (CW).Cząsteczki wrażliwe na stan redoks lub pH stanowią doskonały przykład zastosowania, w którym technika rapid-scan EPRI wykazuje szczególną skuteczność. Należy rozpocząć tę procedurę od obliczenia warunków eksperymentalnych dla szybkiego skanowania, zgodnie z ustaleniami w protokole tekstowym. Ważnym elementem rapid-scan jest zrozumienie zależności sygnału od szerokości pasma rezonatora oraz warunków eksperymentalnych, takich jak zakres sweep częstotliwości skanowania.Aby w pełni zoptymalizować eksperyment, należy zrozumieć wszystkie trzy elementy. Sterownik cewki do szybkiego skanowania posiada dwa wzmacniacze. Podczas wyboru kondensatora, skrzynka kondensatorów musi być zrównoważona poprzez zastosowanie jednakowej pojemności po każdej stronie skrzynki.Obie strony są połączone szeregowo. Odkręć górną pokrywę skrzynki kondensatorów i wstaw po obu stronach kondensatory o wartości odpowiadającej określonej wartości. Nałóż górną pokrywę skrzynki kondensatorów i przykręć ją, aby zapewnić jej stabilne zamocowanie.Używając panelu przedniego sterownika cewki rezonansowej, należy dostroić częstotliwość wyjściową do momentu, aż przebieg sinusoidalny osiągnie maksymalną amplitudę. Aby przygotować rodniki, należy wyjąć N-15 PDT z zamrażarki i pozwolić pojemnikowi osiągnąć temperaturę pokojową. Następnie należy odważyć 1,4 milligrams N-15 PDT przy użyciu wagi analitycznej.Dodaj 1,4 mg N-15 PDT do 15 ml wody dejonizowanej, aby uzyskać stężenie końcowe 0,5 mM. Następnie połącz 50 mg BMPO z 5 ml wody w kwarcowej rurce do naświetlania o średnicy 16 mm. Dodaj 100 µl 300 mM nadtlenku wodoru.Naświetlaj mieszaninę w 16 milimetrowej kwarcowej rurce do naświetlania za pomocą średniociśnieniowej lampy ultrafioletowej o mocy 450 watów przez pięć minut. Za pomocą szklanej pipety transferowej przenieś 2,5 mililitra naświetlonego roztworu BMPO-OH z kwarcowej rurki do naświetlania do jednej z części 16 milimetrowej kwarcowej probówki z próbką wyposażonej w trzymilimetrową przegrodę. Pozostałe 2,5 mililitra naświetlonego BMPO-OH przenieś do drugiej części kwarcowej probówki z przegrodą.Drugim krytycznym krokiem jest zrozumienie krzywej nasycenia mocy. Wraz ze wzrostem szybkości skanowania uzyskuje się dostęp do wyższych mocy i większych amplitud sygnału przed wystąpieniem nasycenia sygnału. Zwiększenie amplitud sygnału jest kolejnym sposobem na skrócenie czasu akwizycji.W pierwszej kolejności należy nastroić rezonator za pomocą wodnego roztworu rodnika nitroksydowego, wprowadzając 15 ml próbki 0,5 mM N-15 PDT w wodzie do 16-milimetrowej kwarcowej rurki do elektronowego rezonansu paramagnetycznego. Wsuń rurkę kwarcową do strony detekcyjnej rezonatora do szybkiego skanowania elektronowego rezonansu paramagnetycznego (RSEPR) z pętlą krzyżową. Zmieniaj częstotliwość źródła urządzenia, aż zrówna się ona z częstotliwością strony detekcyjnej zawierającej próbkę.Następnie należy zmienić częstotliwość po stronie wzbudzenia, aby dopasować ją do częstotliwości źródła eksperymentalnego oraz strony detekcji rezonatora. Częstotliwość po stronie wzbudzenia zmienia się poprzez obrót kondensatora zmiennego wewnątrz obudowy rezonatora. Aby skonfigurować konsolę instrumentu i główny magnes, należy włączyć spektrometr i wybrać eksperyment rejestrujący dane przejściowe z czasem na osi odciętych.Przeprowadź pomiar krzywej nasycenia mocą dla standardowej próbki rodnika nitroksydowego w tych samych warunkach eksperymentalnych, które zostaną zastosowane do badania rodników wrażliwych na pH lub stan redoks. Po skonfigurowaniu układu gradienty są nakładane ręcznie lub za pomocą programu komputerowego podczas eksperymentu obrazowania. Intensywność sygnału EPR jest wprost proporcjonalna do pola mikrofalowego w rezonatorze, które powoduje przejście spinu z jednego poziomu energetycznego na następny.To pole mikrofalowe nazwano B1. B1 jest proporcjonalne do pierwiastka kwadratowego z mocy mikrofal. Gdy moc mikrofal wzrasta czterokrotnie, wartość B1 podwaja się. Na tej ilustracji moc została zwiększona czterokrotnie, z 8 do 32 mW, a B1 wzrosło dwukrotnie, z 18 do 36 mG.Krzywą nasycenia mocy można wykreślić, przedstawiając amplitudę względną jako funkcję pierwiastka kwadratowego z mocy mikrofalowej lub, jeśli sprawność rezonatora jest znana, jako funkcję B1. Liniowy odcinek tej krzywej wskazuje zakres mocy, w którym sygnał EPR nie jest nasycony ani zniekształcony. Jedną z zalet eksperymentu z szybkim skanowaniem jest rozszerzenie liniowego zakresu mocy, co przedstawiono kolorowymi kropkami, w porównaniu do standardowego eksperymentu CW, oznaczonego czarnymi kropkami. Przedstawiono tutaj dwuwymiarowy obraz spektralno-przestrzenny fantomów składających się z adduktu BMPO-OH oddzielonych od siebie o trzy milimetry przy stężeniu pięciu micromolar.Przekrój przez obraz przedstawia kształt widma przy 250 megahertz. Obraz ten ukazuje rodnik nitranylowy N-14, który może być wykorzystany do pułapkowania tlenku azotu in vivo w fantomie, w którym ścianka o grubości 1,5 millimeter oddziela dwie komory z próbką. Tutaj przedstawiono kształt widma przy 250 megahertz.Dwuwymiarowy obraz pH-czułych rodników triarylmetylowych odzwierciedla różnice w cechach widmowych, gdy pH buforu fosforanowego wynosi 7,0 lub pH wynosi 7,4. Obraz ten przedstawia N-15 dinitroxide w fantomie dwukomorowym z separatorem o szerokości 10 mm. Początkowo obie komory zawierają 0,5 mM sondy.Dodanie glutationu do dinitrotlenku powoduje rozbicie zredukowanego regionu łącznika i wytworzenie dwóch monotrotlenków, co znajduje odzwierciedlenie w obrazie dwuwymiarowym. Opracowanie metody szybkiego skanowania EPR stanowi całkowitą zmianę paradygmatu w naszych możliwościach badania cząsteczek z niesparowanymi elektronami. Zaprezentowano dziś jej zastosowanie w badaniach EPR in vivo, ale metoda ta oferuje również wspaniałe możliwości w zakresie niskotemperaturowych badań związków zawierających metale oraz wielu innych rodzajów układów.W przypadku wszystkich próbek zbadanych do tej pory odnotowaliśmy poprawę stosunku sygnału do szumu o co najmniej rząd wielkości, a niekiedy nawet więcej.

rapid-scan-electron-paramagnetic-resonance-opens-new-avenues-for

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Niniejsza praca opisuje podstawowe procedury nieinwazyjnego obrazowania rezonansem magnetycznym (MRI) oraz spektroskopii rezonansu magnetycznego (MRS) małych zwierząt in vivo.

Nieinwazyjne in vivo MRI i MRS małych zwierząt: Podstawowe procedury eksperymentalne

Niniejszy protokół opisuje metodę trójwymiarowego obrazowania stężenia tlenu w skali mikronowej w bezpośrednim otoczeniu żywych komórek z wykorzystaniem mikroskopii rezonansu spinowego elektronów.

Mikroobrazowanie za pomocą rezonansu spin-elektronowego żywych organizmów do mapowania tlenu

Metody obrazowania biologicznego stosowane do oceny biodystrybucji komórkowej nanocząsteczek znajdują zastosowanie w monitorowaniu terapeutycznym i diagnostycznym związków sformułowanych w nanostruktury. Metody opisane w niniejszym opracowaniu są czułe i swoiste w ocenie za pomocą korejestracji histologicznej. Przedstawione metodologie zapewniają ścieżkę translacyjną od zastosowań na modelach gryzoni do zastosowań u ludzi.

Rejestrowane obrazowanie biomedyczne nanomateriałów w monitorowaniu diagnostyki i terapii

Ten artykuł opisuje zastosowanie krioanalitycznej mikroskopii elektronowej do ilościowego pomiaru całkowitej zawartości i dystrybucji wapnia w rozdzielczości subkomórkowej w fizjologicznie zdefiniowanych próbkach biologicznych.

Pomiar całkowitego wapnia w neuronach za pomocą mikroanalizy rentgenowskiej sondy elektronowej

Choroby nerwowo-mięśniowe często wykazują zróżnicowaną czasowo, przestrzennie niejednorodną i wieloaspektową patologię. Celem tego protokołu jest scharakteryzowanie tej patologii za pomocą nieinwazyjnych metod obrazowania metodą rezonansu magnetycznego.

Ilościowy rezonans magnetyczny w chorobach mięśni szkieletowych

Rezonans paramagnetyczny elektronów o niskim polu (pasmo L, 1,2 GHz) przy użyciu rozpuszczalnych sond nitroksylowych i trytylowych jest demonstrowany do oceny fizjologicznie ważnych parametrów w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi.

In vivo (in vivo) Ocena EPR pH, pO2, stanu redoks oraz stężeń fosforanów i glutationu w mikrośrodowisku guza

Ten artykuł opisuje konkretne metody uzyskiwania biochemicznych ilości TRPV1 rozpuszczonego w detergentach do analizy spektroskopowej. Połączone protokoły zapewniają narzędzia biochemiczne i biofizyczne, które można dostosować w celu ułatwienia badań strukturalnych i funkcjonalnych kanałów jonowych ssaków w środowisku kontrolowanym przez błonę.

Oczyszczanie i rekonstytucja TRPV1 do analizy spektroskopowej

Mikroskopia stymulowanego rozpraszania Ramana (SRS) umożliwia bezznacznikowe obrazowanie biomolekuł na podstawie ich wewnętrznej wibracji określonych wiązań chemicznych. W tym protokole opisano instrumentalną konfigurację zintegrowanego mikroskopu SRS i dwufotonowego mikroskopu fluorescencyjnego w celu wizualizacji struktur komórkowych w rdzeniu kręgowym żywych myszy.

In vivo (in vivo) Obrazowanie tkanek biologicznych za pomocą połączonej mikroskopii fluorescencji dwufotonowej i wymuszonego rozpraszania Ramana

Prezentujemy protokół do bezpośredniej wizualizacji aktywności metabolicznej w komórkach regulowanych przez aminokwasy za pomocą mikroskopii stymulowanego rozpraszania Ramana (DO-SRS) z tlenkiem deuteru (ciężka wodaD2O), która jest zintegrowana z mikroskopią fluorescencyjną wzbudzenia dwufotonowego (2PEF).

Bioortogonalne obrazowanie chemiczne metabolizmu komórkowego regulowanego przez aminokwasy aromatyczne

Ilościowe mapy tlenowe 3D mysich guzów zostały zobrazowane nieinwazyjnie za pomocą pulsacyjnego rezonansu paramagnetycznego. Ultrasonografia B-mode i Power Doppler zostały wykorzystane do anatomii i struktury naczyniowej. Obrazy z obu modalności nałożono na siebie, umożliwiając wieloparametryczną analizę guza.

Ocena niedotlenienia guza: obrazowanie tlenu in vivo 3D za pomocą elektronowego rezonansu paramagnetycznego

Korzystając z platformy multimodalnej łączącej metody obrazowania optycznego bez znaczników, opracowaliśmy protokół do wizualizacji i ilościowego określania dynamiki komórkowej i metabolizmu. Dzięki obrazowaniu za pomocą fluorescencji wielofotonowej, generowania drugiej harmonicznej i wymuszonej mikroskopii rozpraszania Ramana możemy uzyskać całościowy przegląd środowiska komórkowego i molekularnego.

Multimodalna platforma obrazowania optycznego do badania metabolizmu komórkowego

Odkryj szybki skan EPR do obrazowania parametrów fizjologicznych in vivo, takich jak stężenie tlenu i pH. Ta metoda umożliwia szybszą akwizycję danych niż tradycyjne techniki CW EPR.

Szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo (Wideo) | JoVE Journal

Szybki skan elektronowy rezonansu paramagnetycznego otwiera nowe możliwości obrazowania fizjologicznie ważnych parametrów in vivo

Przeglądaj więcej filmów