Name: Podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-14T12:30:00.000+00:00
Duration: 12 min 12 s
Description: Poznaj kompleksowe podejście echokardiograficzne do fenotypowania chorób zastawkowych serca u myszy. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę funkcji serca i zastawek w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty NIH HL111121 (JDM) i TR000954 (JDM).

<ol><li>Ngo, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determinants+of+occurrence+of+aortic+sclerosis+in+an+aging+population%5BTitle%5D)+AND+%22JACC+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Determinants of occurrence of aortic sclerosis in an aging population.</a> JACC Cardiovasc Imaging. 2, 919-927 (2009).</li>
<li>Nkomo, V. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+prevention+of+valvular+heart+diseases+and+infective+endocarditis+in+Africa%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and prevention of valvular heart diseases and infective endocarditis in Africa.</a> Heart. 93, 1510-1519 (2007).</li>
<li>Amato, M. C., Moffa, P. J., Werner, K. E., Ramires, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+decision+in+asymptomatic+aortic+valve+stenosis%3A+role+of+exercise+testing%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">Treatment decision in asymptomatic aortic valve stenosis: role of exercise testing.</a> Heart. 86, 381-386 (2001).</li>
<li>Bonow, R. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focused+update+incorporated+into+the+ACC%2FAHA+2006+guidelines+for+the+management+of+patients+with+valvular+heart+disease%3A+a+report+of+the+American+College+of+Cardiology%2FAmerican+Heart+Association+Task+Force+on+Practice+Guidelines+%28Writing+Committee+to+Revise+the+1998+Guidelines+for+the+Management+of+Patients+With+Valvular+Heart+Disease%29%3A+endorsed+by+the+Society+of+Cardiovascular+Anesthesiologists%2C+Society+for+Cardiovascular+Angiography+and+Interventions%2C+and+Society+of+Thoracic+Surgeons%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Focused update incorporated into the ACC/AHA 2006 guidelines for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Writing Committee to Revise the 1998 Guidelines for the Management of Patients With Valvular Heart Disease): endorsed by the Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, and Society of Thoracic Surgeons.</a> Circulation. 118, e523-e661 (2008).</li>
<li>Yutzey, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+valve+disease%3A+a+consensus+summary+from+the+Alliance+of+Investigators+on+Calcific+Aortic+Valve+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 2387-2393 (2014).</li>
<li>Rajamannan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+valve+disease%3A+cellular+origins+of+valve+calcification%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic valve disease: cellular origins of valve calcification.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2777-2778 (2011).</li>
<li>Weiss, R. M., Miller, J. D., Heistad, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibrocalcific+aortic+valve+disease%3A+opportunity+to+understand+disease+mechanisms+using+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Fibrocalcific aortic valve disease: opportunity to understand disease mechanisms using mouse models.</a> Circ Res. 113, 209-222 (2013).</li>
<li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Inflam%22%5BJournal%5D)">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> Int J Inflam. 2011, 364310(2011).</li>
<li>Miller, J. D., Weiss, R. M., Heistad, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+valve+stenosis%3A+methods%2C+models%2C+and+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic valve stenosis: methods, models, and mechanisms.</a> Circ Res. 108, 1392-1412 (2011).</li>
<li>Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+approaches+in+small+animal+echocardiography%3A+imaging+the+sounds+of+silence%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">New approaches in small animal echocardiography: imaging the sounds of silence.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301, H1765-H1780 (2011).</li>
<li>Moran, A. M., Keane, J. F., Colan, S. D. Influence of pressure and volume load on growth of aortic annulus and left ventricle in patients with critical aortic stenosis. J Am Coll Cardiol. 37, 471a(2001).</li>
<li>Thibault, H. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+assessment+of+murine+pulmonary+arterial+pressure%3A+validation+and+application+to+models+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension.</a> Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).</li>
<li>Baumgartner, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+valve+stenosis%3A+EAE%2FASE+recommendations+for+clinical+practice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Echocardiogr%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice.</a> J Am Soc Echocardiogr. 22, quiz 101-102 1-23 (2009).</li>
<li>Lang, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+cardiac+chamber+quantification+by+echocardiography+in+adults%3A+an+update+from+the+American+Society+of+Echocardiography+and+the+European+Association+of+Cardiovascular+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging.</a> Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).</li>
<li>Devereux, R. B., Reichek, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+determination+of+left+ventricular+mass+in+man.+Anatomic+validation+of+the+method%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic determination of left ventricular mass in man. Anatomic validation of the method.</a> Circulation. 55, 613-618 (1977).</li>
<li>Ommen, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+utility+of+Doppler+echocardiography+and+tissue+Doppler+imaging+in+the+estimation+of+left+ventricular+filling+pressures%3A+A+comparative+simultaneous+Doppler-catheterization+study%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Clinical utility of Doppler echocardiography and tissue Doppler imaging in the estimation of left ventricular filling pressures: A comparative simultaneous Doppler-catheterization study.</a> Circulation. 102, 1788-1794 (2000).</li>
<li>Tei, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+index+of+combined+systolic+and+diastolic+myocardial+performance%3A+a+simple+and+reproducible+measure+of+cardiac+function--a+study+in+normals+and+dilated+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiol%22%5BJournal%5D)">New index of combined systolic and diastolic myocardial performance: a simple and reproducible measure of cardiac function--a study in normals and dilated cardiomyopathy.</a> J Cardiol. 26, 357-366 (1995).</li>
<li>Koshizuka, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+strain+impairment+as+a+marker+of+the+progression+of+heart+failure+with+preserved+ejection+fraction+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Echocardiogr%22%5BJournal%5D)">Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model.</a> J Am Soc Echocardiogr. 26, 316-323 (2013).</li>
<li>Ishizu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+strain+and+transmural+distribution+of+structural+remodeling+in+hypertensive+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Left ventricular strain and transmural distribution of structural remodeling in hypertensive heart disease.</a> Hypertension. 63, 500-506 (2014).</li>
<li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induced+pluripotent+stem+cell+intervention+rescues+ventricular+wall+motion+disparity%2C+achieving+biological+cardiac+resynchronization+post-infarction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Induced pluripotent stem cell intervention rescues ventricular wall motion disparity, achieving biological cardiac resynchronization post-infarction.</a> J Physiol. 591, 4335-4349 (2013).</li>
<li>Andrews, T. G., Lindsey, M. L., Lange, R. A., Aune, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Assessment+in+Pediatric+Mice%3A+Strain+Analysis+as+a+Diagnostic+Measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Echocardiography%22%5BJournal%5D)">Cardiac Assessment in Pediatric Mice: Strain Analysis as a Diagnostic Measurement.</a> Echocardiography. 31, 375-384 (2014).</li>
<li>Ferferieva, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+strain+and+strain+rate+by+two-dimensional+speckle+tracking+in+mice%3A+comparison+with+tissue+Doppler+echocardiography+and+conductance+catheter+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements.</a> Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).</li>
<li>Fine, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+and+right+ventricular+strain+and+strain+rate+measurement+in+normal+adults+using+velocity+vector+imaging%3A+an+assessment+of+reference+values+and+intersystem+agreement%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Left and right ventricular strain and strain rate measurement in normal adults using velocity vector imaging: an assessment of reference values and intersystem agreement.</a> Int J Cardiovasc Imaging. 29, 571-580 (2013).</li>
<li>Pernot, M., Fujikura, K., Fung-Kee-Fung, S. D., Konofagou, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ECG-gated%2C+mechanical+and+electromechanical+wave+imaging+of+cardiovascular+tissues+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">ECG-gated, mechanical and electromechanical wave imaging of cardiovascular tissues in vivo.</a> Ultrasound Med Biol. 33, 1075-1085 (2007).</li>
<li>Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ECG+triggering+and+gating+for+ultrasonic+small+animal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Ultrason+Ferroelectr+Freq+Control%22%5BJournal%5D)">ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging.</a> IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).</li>
<li>Monin, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-gradient+aortic+stenosis%3A+operative+risk+stratification+and+predictors+for+long-term+outcome%3A+a+multicenter+study+using+dobutamine+stress+hemodynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics.</a> Circulation. , 319-324 (2003).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Indukcja znieczulenia
Właściwa indukcja i utrzymanie znieczulenia ma kluczowe znaczenie dla dokładnej oceny zmian w zastawce serca i funkcji serca u myszy. Biorąc pod uwagę szybką indukcję znieczulenia wywołaną przez izofluran i stosunkowo długi czas wymywania tego środka znieczulającego po głębokim znieczuleniu, nie używamy samodzielnej komory anestezjologicznej do indukcji. Zamiast tego, jak szczegółowo wspomniano powyżej, zwierzęta są kierowane bezpośrednio do stożka anestezjo...

Starzenie się wiąże się z postępującym wzrostem zwapnienia układu sercowo-naczyniowego1. Hemodynamicznie istotne zwężenie zastawki aortalnej dotyka 3% populacji w wieku powyżej 65 lat2, a pacjenci z nawet umiarkowanym zwężeniem zastawki aortalnej (prędkość szczytowa 3-4 m/s) mają 5-letnie przeżycie wolne od zdarzeń poniżej 40%3. Obecnie nie ma skutecznych metod leczenia spowalniających postęp zwapnienia zastawki aortalnej, a chirurgiczna wymiana zastawki aortalnej jest jedyną dostępną metodą leczenia zaawansowanego zwężenia zastawki aortalnej4.
Badania mające na celu głębsze zrozumienie mechanizmów, które przyczyniają się do inicjacji i progresji zwapnienia zastawki aortalnej, są kluczowym pierwszym krokiem w kierunku farmakologicznych i niechirurgicznych metod leczenia zwężenia zastawki aortalnej5,6. Genetycznie zmienione myszy odegrały ważną rolę w rozwijaniu naszego zrozumienia mechanizmów, które przyczyniają się do różnych chorób, a obecnie wysuwają się na czoło badań mechanistycznych mających na celu zrozumienie biologii zwężenia zastawki aortalnej6,7,8. W przeciwieństwie do innych chorób sercowo-naczyniowych, takich jak miażdżyca i niewydolność serca - w przypadku których standardowe protokoły oceny funkcji naczyń krwionośnych i komór są w większości dobrze ugruntowane - istnieją wyjątkowe wyzwania związane z fenotypowaniem in vivo funkcji zastawek serca u myszy. Chociaż ostatnie przeglądy dostarczyły szczegółowych dyskusji na temat zalet i wad wielu metod obrazowania i inwazyjnych stosowanych do oceny funkcji zastawki u gryzoni9,10,11, do tej pory nie znamy publikacji, która zawierałaby kompleksowy, krok po kroku protokół fenotypowania funkcji zastawki serca u myszy.
Celem tego manuskryptu jest opisanie metod i protokołów fenotypu funkcji zastawki serca u myszy. Wszystkie metody i procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Mayo Clinic. Kluczowe elementy tego protokołu obejmują głębokość znieczulenia, ocenę czynności serca i ocenę funkcji zastawki serca. Mamy nadzieję, że ten raport nie tylko posłuży jako przewodnik dla badaczy zainteresowanych prowadzeniem badań w dziedzinie chorób zastawek serca, ale także rozpocznie krajowy i międzynarodowy dialog związany ze standaryzacją protokołów, aby zapewnić odtwarzalność i ważność danych w tej szybko rozwijającej się dziedzinie. Co ważne, skuteczne obrazowanie z wykorzystaniem systemów ultrasonograficznych o wysokiej rozdzielczości wymaga praktycznej znajomości zasad ultrasonografii (i terminologii powszechnie używanej w ultrasonografii), zrozumienia podstawowych zasad fizjologii serca oraz znacznego doświadczenia w ultrasonografii, które pozwoli na dokładną i efektywną czasowo ocenę czynności serca u gryzoni.

<table><tbody><tr><td>Ultrasonograf o wysokiej rozdzielczości</td><td>VisualSonics, Fujifilm</td><td>Vevo 2100&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dyfuzor izofluranu (zdolny do dostarczania od 1 % do 1,5 % izofluranu zmieszanego z 1 l/min 100% O2</td><td>VisualSonics, Fujifilm</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Przetworniki dla małych myszy (550D) lub większych myszy (400)</td><td>MicroScan, VisualSonics, Fujifilm</td><td>MS 550D, MS 400</td><td></td></tr><tr><td>Platforma dla zwierząt</td><td>VisualSonics, Fujifilm</td><td>11503</td><td></td></tr><tr><td>Zaawansowana jednostka</td> <td>monitorowania fizjologicznegoVisualSonics, Fujifilm</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Terrell</td><td>NDC 66794-019-10</td><td></td></tr><tr><td>Stożek nosowy i rurka połączone z dyfuzorem izofluranu i 100% O2</td><td>Specjalnie zaprojektowane we własnym zakresie</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>maszynka do golenia</td><td>Andis Super AGR+ maszynka do strzyżenia dla weterynarzy</td><td>AD65340</td><td></td></tr><tr><td>Żel do ultradźwięków</td><td>Parker Laboratories</td><td>REF 01-08</td><td></td></tr><tr><td>Żel elektrodowy&nbsp;</td><td>Parker Laboratories</td><td>REF 15-25</td><td></td></tr><tr><td>Taśmy klejące</td><td>Fisher Laboratories</td><td>1590120B</td><td></td></tr><tr><td>Ręczniki</td><td></td><td></td><td></td> papierowe</tr></tbody></table>

podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy

Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice

Celem tego manuskryptu i towarzyszącego mu filmu jest przedstawienie przeglądu metod i podejść stosowanych do obrazowania funkcji zastawki serca u gryzoni, ze szczegółowymi opisami odpowiednich metod znieczulenia, używanych okien echokardiograficznych, płaszczyzn obrazowania i orientacji sondy do akwizycji obrazu, metod analizy danych oraz ograniczeń nowych technologii do oceny funkcji serca i zastawek. Co ważne, zwracamy również uwagę na kilka przyszłych obszarów badań w zakresie obrazowania serca i zastawek serca, które można wykorzystać do uzyskania wglądu w patogenezę choroby zastawek w przedklinicznych modelach zwierzęcych. Sugerujemy, że zastosowanie systematycznego podejścia do oceny funkcji serca i zastawek serca u myszy może skutkować bardziej solidnymi i powtarzalnymi danymi, a także ułatwić odkrycie wcześniej niedocenianych fenotypów u myszy genetycznie zmienionych i / lub fizjologicznie zestresowanych.

W niniejszym manuskrypcie zamieszczono przykłady obrazów rutynowo uzyskiwanych podczas echokardiografii zwierząt. Przedstawiono ilustrację rozmieszczenia przetwornika na klatce piersiowej zwierzęcia, aby zapewnić czytelnikowi jasne zrozumienie pozycji przetwornika niezbędnej do uzyskania opisanych obrazów. Dołączono również zdjęcie konfiguracji laboratorium ultrasonograficznego, aby podkreślić znaczenie odpowiedniego sprzętu, w szczególności właściwego przetwornika ultrasonograficznego or...

Ten protokół zawiera szczegółowy opis podejścia echokardiograficznego do kompleksowego fenotypowania funkcji serca i zastawki serca u myszy.

Podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in ...

Ogólnym celem tego protokołu echa jest pokazanie metod i podejść stosowanych do obrazowania funkcji zastawki serca u gryzoni. Metody, które dzisiaj pokażemy, mogą odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie chorób serca, ze szczególnym naciskiem na ocenę serca jako zintegrowanej jednostki w warunkach choroby zastawek serca. Implikacje tego podejścia są ciche, głębokie dla dziedziny chorób zastawek serca, ponieważ kompleksowa ocena echokardiograficzna serca nie tylko pozwoli na wykrycie dysfunkcji zastawek w wielu zastawkach serca, ale także pozwoli badaczom zrozumieć złożone zależności między czynnością serca a różnymi pomiarami funkcji zastawek serca.Chociaż metoda ta może być wykorzystana do scharakteryzowania modeli zwierzęcych, w których choroba zastawek serca jest naszą główną wadą, można ją również zastosować do innych systemów, w których dysfunkcja zastawki serca może wydawać się wtórna do innych urazów, takich jak niewydolność serca lub tętniak aorty piersiowej. Dlatego zalecamy, aby kompleksowe fenotypowanie serca i zastawek serca było rutynowo wykonywane w większości badań naukowych. Po raz pierwszy wpadliśmy na pomysł, aby sfilmować nasze podejście do kompleksowego fenotypowania zastawek serca i zastawek serca po wzięciu udziału w wielu spotkaniach, na których występowała znaczna zmienność w metodach i protokołach stosowanych do oceny funkcji zastawek serca.Mamy nadzieję, że ten manuskrypt i towarzyszący mu film pobudzą dyskusję w tej dziedzinie na temat najlepszych metodologii i standardów, których należy przestrzegać, co ostatecznie jest zgodne z ostatnimi inicjatywami National Institutes of Health mającymi na celu poprawę rygoru i odtwarzalności badań naukowych. Główną zaletą echokardiografii jest to, że jest w stanie nieinwazyjnie ocenić morfologię i funkcję serca w czasie rzeczywistym. Jest łatwy do wykonania i może być wykonywany szeregowo.Dlatego najlepiej sprawdza się w seryjnych badaniach kontrolnych. Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które dopiero zaczynają obrazować serce i zastawki serca, będą miały trudności z powodu wyzwań logistycznych związanych z podawaniem i miareczkowaniem znieczulenia, a także wyzwań technicznych związanych z bardzo małymi oknami anatomicznymi, które można wykorzystać do echokardiografii, oraz potrzebą precyzyjnej identyfikacji struktur serca i orientacji sondy podczas obrazowania. Mamy nadzieję, że wizualna demonstracja naszego podejścia przyspieszy tempo, w jakim badacze mogą nauczyć się przeprowadzać echokardiografię u myszy, i ostatecznie posłuży jako platforma do dyskusji na temat najlepszych praktyk w zakresie obrazowania małych zwierząt.Aby rozpocząć, włącz ultrasonograf wyposażony w przetwornik ultradźwiękowy wysokiej częstotliwości. Wprowadź identyfikator zwierzęcia, które ma być mierzone, wraz z datą, godziną i wszelkimi innymi istotnymi informacjami. Rozgrzej platformę do 37 stopni Celsjusza, a następnie delikatnie podnieś mysz za ogon i mocno przytrzymaj zwierzę za kark.Wprowadzić nos zwierzęcia do stożka nosowego i rozpocząć znieczulenie zgodnie z opisem w dołączonym protokole tekstowym. Po podaniu środków uspokajających szybko i dokładnie połóż zwierzę na platformie w pozycji leżącej, upewniając się, że przednie i tylne łapy leżą na czujnikach EKG platformy. Użyj taśmy klejącej, aby zabezpieczyć zwierzę na wszystkich czterech kończynach, ustabilizować głowę w aparacie stożkowym nosa i ustabilizować ogon.Następnie sprawdź tętno za pomocą sensorów EKG na platformie lub za pomocą urządzenia zewnętrznego. Upewnij się, że podstawowe tętno wynosi od 600 do 700 uderzeń na minutę. Monitoruj tętno i upewnij się, że w żadnym wypadku nie spadnie poniżej 450 uderzeń na minutę.Ponadto monitoruj temperaturę ciała za pomocą termometru doodbytniczego i utrzymuj temperaturę w zakresie od 36,5 stopni Celsjusza do 38 stopni Celsjusza. Dopóki funkcje życiowe są stabilne, użyj elektrycznej maszynki do strzyżenia przeznaczonej do użytku z cienkimi włosami, aby zgolić włosy z klatki piersiowej myszy. Następnie weź wilgotny ręcznik papierowy i wytrzyj klatkę piersiową, aby usunąć pozostałe włosy.Gdy zwierzę jest bezpiecznie przymocowane na platformie, a głowa jest skierowana na zewnątrz, przechyl stół o 15 do 20 stopni w lewo, aby zbliżyć serce do ściany klatki piersiowej. Następnie nałóż dużą ilość żelu ultradźwiękowego na głowicę lub bezpośrednio na klatkę piersiową zwierzęcia. Ustaw przetwornik przymostkowo około 90 stopni prostopadle do długiej osi serca tak, aby znacznik indeksu obrazu przetwornika był skierowany do tyłu.W trybie dwóch DB przesuń defiladę przetwornika, aż zastawka aortalna pojawi się w polu widzenia wzdłuż krótkiej osi. Następnie obróć przetwornik zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż znacznik indeksu obrazu wskaże cadad. To jest widok przymostkowej osi długiej.Obserwuj drogę aortalną, zastawkę aortalną, drogę odpływu lewej komory, zastawkę mitralną, lewy przedsionek i część drogi odpływu prawej komory na wyświetlaczu obrazu. Zmierz największy tylny wymiar przedsionkowy aorty za pomocą suwmiarki elektronicznej powiązanej z narzędziem pomiarowym wbudowanym w maszynę. Następnie zmniejsz szerokość obrazu, tak aby na wyświetlaczu obrazu znajdowała się tylko zastawka aortalna, regulując przycisk szerokości obrazu na panelu sterowania.Umieść linię przesłuchania w trybie M w miejscu, w którym przecina końcówki zastawki aortalnej, aby dokładnie ocenić separację guzków zastawki aortalnej. Na wyświetlaczu w trybie M zastawki aortalnej zmierz odległość separacji guzków za pomocą suwmiarki elektronicznej. Będąc nadal w przymostkowym widoku długiej osi zastawki aortalnej, naciśnij sterowania kolorowym dopplerem na panelu sterowania, aby zastosować kolorowy doppler w obszarze zastawki aortalnej.Następnie naciśnij sterowania dopplerowskiego po fali. Za pomocą kulki torowej umieść objętość próbki po fali w proksymalnej aorcie wstępującej tuż nad zastawką aortalną, upewniając się, że kąt między wiązką ultradźwiękową a przepływem krwi jest mniejszy niż 60 stopni, przechylając platformę i/lub przetwornik. Następnie zmierz prędkość szczytową z wyświetlacza spektralnego za pomocą suwmiarki elektronicznej.Zacznij od umieszczenia przetwornika w pozycji wierzchołkowej w trybie B i ustawienia przetwornika tak, aby był ustawiony pod kątem w kierunku głowy myszy. Obserwuj prawą komorę, lewą komorę, prawy przedsionek i lewy przedsionek na wyświetlaczu obrazu. Z wierzchołkowego widoku czterokomorowego ustaw ostrość na zastawce mitralnej, zmniejszając szerokość obrazu.Następnie umieść kursor trybu M w poprzek zastawki mitralnej, aby ocenić grubość listków. Korzystając z wierzchołkowego widoku czterech komór, zastosuj kolorowy Doppler, aby zobrazować przepływ z lewego przedsionka przez zastawkę mitralną podczas rozkurczu. Obserwuj przepływ przez zastawkę mitralną, która jest zakodowana na czerwono.Patrząc z wierzchołkowej osi płuca, przechyl lub skieruj końcówkę przetwornika ruchem kołyszącym tak, aby prawa komora znalazła się w środku wyświetlanego obrazu. Zmniejsz szerokość obrazu, tak aby na ekranie obrazu widoczna była tylko prawa komora. Następnie nałóż kolorowy doppler w okolicy zastawki trójdzielnej.Następnie przesuń przetwornik do zmodyfikowanej pozycji przymostkowej osi długiej na poziomie zastawki aortalnej. Następnie przechyl przetwornik lekko do góry, aby uzyskać krótką oś view zastawki płucnej. W tym widoku zastosuj obrazowanie w trybie M, aby ocenić odległość separacji zastawki płucnej.Następnie zastosuj kolorowy doppler w okolicy zastawki płucnej, aby ocenić niedomykalność zastawek i zwężenie. W dwóch trybach DB umieść przetwornik w pozycji krótkiej osi przymostkowej na poziomie mięśni brodawkowatych, aby uzyskać widok z krótkiej osi lewej komory. W tym widoku naciśnij przycisk trybu M znajdujący się na panelu sterowania.Za pomocą kulki toru ustaw kursor trybu M na środku lewej jamy komorowej na poziomie mięśni brodawkowatych i uzyskaj obrazy w trybie M. Następnie zmierz wymiar lewej komory w stanie rozkurczu na końcu, gdzie odległość między ścianą wewnętrzną a ścianą tylną jest największa, oraz skurcz końcowy, w którym ruch do wewnątrz ścian wewnętrznych i tylnych jest maksymalny. Następnie przesuń przetwornik do okienka wierzchołkowego, nałóż kolor na zastawkę mitralną i umieść objętość próbki na końcach płatków zastawki mitralnej.Zmierz szczytową prędkość napływu zastawki mitralnej na podstawie widmowego wyświetlania prędkości dopplerowskich fal pulsacyjnych w poprzek zastawki mitralnej. Objętość próbki znajduje się między dopływem i odpływem lewej komory, a nie sygnałami zamykania i otwierania zastawki mitralnej i aortalnej. Zmierz czas relaksacji izowolumicznej, czas skurczu izowolumicznego i czas wyrzutu lewej komory.Następnie należy wykonać dopplerowskie obrazowanie tkankowe pierścienia mitralnego w widoku wierzchołkowej osi długiej. Naciśnij sterujący TGI i umieść objętość próbki w przyśrodkowej części pierścienia mitralnego. Po zakończeniu usuń nadmiar żelu ultradźwiękowego z myszy.Delikatnie usuń taśmę mocującą zwierzę i wyłącz znieczulenie. Umieść zwierzę na chłonnym ręczniku papierowym i obserwuj zwierzę aż do osiągnięcia pozycji mostka. Pokazano tutaj ocenę funkcji zastawki aortalnej u normalnej myszy w porównaniu z funkcją zastawki aortalnej u myszy z zwapnieniem zastawki aortalnej.U myszy ze zwapniałymi zastawkami guzki są pogrubione i mają zwiększoną echogeniczność, co powoduje ograniczone otwieranie podczas skurczu. Z okna wierzchołkowego prezentowany jest widok zastawki mitralnej w długiej osi. Grubość płatka mitralnego można zmierzyć za pomocą linii przesłuchania w trybie M.Pomiar grubości zastawki mitralnej może być niezwykle trudny, biorąc pod uwagę cienkie, słabo echogeniczne i szybko poruszające się płatki normalnej zastawki mitralnej. Kolorowy doppler pokazany na tym zmodyfikowanym widoku długiej osi zastawki mitralnej pokazuje mozaikowy strumień koloru na zastawce mitralnej podczas skurczu. Niebieski kolor jest dowodem na niedomykalność zastawki mitralnej.Z okna przymostkowego uzyskuje się zarówno krótkie, jak i długie widoki zastawki płucnej. Na tym obrazie linia przesłuchania w trybie M jest stosowana w poprzek zastawki płucnej, a odległość separacji guzków zastawki może być mierzona z tego widoku. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu 15 do 20 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby posiadać podstawową wiedzę z zakresu anatomii i fizjologii serca, praktyczną znajomość zasad i terminologii ultrasonografii oraz doświadczenie w ultrasonografii serca, aby umożliwić dokładną i efektywną czasowo ocenę czynności serca u gryzoni. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonywać ultrasonografię serca u gryzoni, uzyskując obrazy z różnych płaszczyzn obrazowania i mierząc parametry echodopplerowskie, które odpowiednio opisują funkcję serca i zastawki serca.

echocardiographic-approaches-protocols-for-comprehensive-phenotypic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Echokardiografia przezklatkowa stanowi nieinwazyjną metodę oceny funkcji serca u myszy. Połączenie obrazowania ultradźwiękowego i dopplerowskiego pozwala na wykonanie pomiarów wymiarów serca oraz przepływu krwi wewnątrzsercowego, co łącznie umożliwia ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej serca.

Echokardiografia przezklatkowa u myszy

W niniejszym filmie zaprezentowano zastosowanie zamontowanej na szynie głowicy ultradźwiękowej o wysokiej częstotliwości do wykonywania echokardiografii u znieczulonej myszy. Metody obejmują zarówno konwencjonalne pomiary funkcji serca w trybie dwuwymiarowym i M-mode, jak i nowsze, bardziej zaawansowane narzędzia, takie jak kolorowy Doppler, analiza odkształceń (strain) oraz ogólne i ukierunkowane obrazowanie kontrastowe.

Echokardiografia i obrazowanie ultrasonograficzne u myszy

Ten film opisuje protokół wykonywania echokardiografii na myszy laboratoryjnej.

Echokardiografia myszy: nieinwazyjna technika oceny morfologii serca

Ten artykuł zawiera protokół do echokardiograficznej oceny wielkości prawej komory i nadciśnienia płucnego u myszy.  Zastosowania obejmują określanie fenotypu i seryjną ocenę w transgenicznych i indukowanych toksynami mysich modelach kardiomiopatii i chorób naczyń płucnych.

Echokardiograficzna ocena prawego serca u myszy

Celem tego protokołu jest nieinwazyjna ocena zmian strukturalnych i funkcjonalnych w mysim modelu choroby serca powstałych w wyniku poprzecznego zwężenia aorty, przy użyciu echokardiografii w trybie B i M oraz obrazowania dopplerowskiego kolorem/falą tętna.

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Poniższy protokół opisuje metodologię pozyskiwania i analizy obrazów echokardiograficznych używanych do uzyskania objętości lewego przedsionka (LAV), średnicy aorty (Ao) i średnicy tętnicy płucnej (PA) u myszy. Technika ta jest nieinwazyjnym, nieterminalnym zabiegiem, który umożliwia ocenę funkcji krążeniowo-oddechowej.

Echokardiografia mysia lewego przedsionka, aorty i tętnicy płucnej

Badanie echokardiograficzne jest często stosowane u myszy. W tym celu opracowano drogie urządzenia ultrasonograficzne o wysokiej rozdzielczości. Protokół ten opisuje niedrogą procedurę echokardiograficzną połączoną z histologicznymi analizami morfometrycznymi w celu określenia morfologii serca.

Echokardiograficzne i histologiczne badanie morfologii serca u myszy

Tutaj opisujemy i porównujemy dwie pozycje do uzyskania wierzchołkowego widoku czterokomorowego u myszy. Pozycje te umożliwiają ilościowe określenie funkcji prawej komory, zapewniają porównywalne wyniki i mogą być stosowane zamiennie.

Echokardiograficzny pomiar parametrów rozkurczowych prawej komory serca u myszy

Obecny protokół opisuje echokardiograficzną ocenę morfologii, funkcji i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych lewej komory serca u 7-dniowych noworodków myszy.

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Ten artykuł szczegółowo opisuje metody diagnostyki mysiej wrodzonej wady serca (CHD) za pomocą echokardiografii płodu, sekcji zwłok i episkopowego przechwytywania obrazu fluorescencyjnego (EFIC) za pomocą episkopowej mikroskopii konfokalnej (ECM), a następnie trójwymiarowej (3D) rekonstrukcji.

Linia do charakteryzowania strukturalnych wad serca u płodu myszy

Poznaj kompleksowe podejście echokardiograficzne do fenotypowania chorób zastawkowych serca u myszy. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę funkcji serca i zastawek w czasie rzeczywistym.

Podejścia echokardiograficzne i protokoły do kompleksowej charakterystyki fenotypowej choroby zastawkowej serca u myszy

Przeglądaj więcej filmów