Name: Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 22 s
Description: Poznaj metodę implantacji bezprzewodowych sond telemetrycznych do pomiaru elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów. Technika umożliwia jednoczesny zapis sygnałów z siatkówki i kory wzrokowej bez wpływu znieczulenia ogólnego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

JC pragnie podziękować David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne za wsparcie finansowe w pisaniu tego manuskryptu. Finansowanie tego projektu zostało zapewnione przez 100200129 grantową ARC Linkage (BVB, AJV, CTON).

Oświadczenie etyczne: Eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z Australijskim Kodeksem Opieki i Wykorzystywania Zwierząt do Celów Naukowych (2013). Zatwierdzenie etyki zwierząt uzyskano od Komitetu ds. Etyki Zwierząt Uniwersytetu w Melbourne. Materiały zawarte w niniejszym dokumencie są przeznaczone wyłącznie do eksperymentów laboratoryjnych i nie są przeznaczone do użytku medycznego lub weterynaryjnego.
1. Przygotowanie elektrod
Uwaga: Do implantacji chirurgicznej służy trzykanałowy nadajnik, który umożliwia jednoczesne prowadzenie 2 zapisów ERG i 1 VEP. Trzy aktywne i trzy nieaktywne elektrody muszą być wstępnie uformowane w kształt pierścienia przed implantacją, aby można je było przymocować do oka. W celach identyfikacyjnych producent umieścił elektrody aktywne w połowie białych, w połowie kolorowych osłonach z tworzywa sztucznego, podczas gdy elektrody nieaktywne są pokryte w pełni kolorowymi osłonami. Elektroda uziemiająca (przezroczysta osłona z tworzywa sztucznego) pozostaje niezmieniona. Dla wszystkich elektrod aktywnych i nieaktywnych należy wykonać kroki 1.1, 1.2, 1.3 i 1.7.
<ol>
	<li>Odkręć dwużyłową elektrodę ze stali nierdzewnej za pomocą dwóch szczypiec z cienką końcówką.</li>
	<li>Przytnij jedno z pasm ze stali nierdzewnej (około 1 cm od końcówki), pozostawiając jedno dłuższe proste pasmo do ukształtowania elektrody pierścieniowej.</li>
	<li>Złóż pojedyncze pasmo ze stali nierdzewnej z powrotem na siebie i przekręć, tworząc gładki pierścień na końcu elektrody.</li>
	<li>Dla elektrod aktywnych ERG należy wykonać tę pętlę o średnicy ~ 0,2 - 0,5 mm poprzez skręcenie podstawy pętli (w celu opisanym tutaj, uformuj dwie elektrody aktywne w ten sposób, aby rejestrować ERG z obu oczu), a dla elektrod nieaktywnych ERG i elektrod VEP wykonaj średnicę pętli ~ 0,8 mm średnicy (w tym przykładzie, zrobić to dla jednej aktywnej elektrody VEP i wszystkich trzech elektrod nieaktywnych).</li>
	<li>Zaczepić okrągłą elektrodę aktywną VEP wokół ze stali nierdzewnej (średnica 0.7 mm, długość 3 mm) tak, aby elektroda opierała się o.</li>
	<li>Zaczepić 3 nieaktywne elektrody (2 ERG, 1 VEP) wokół drugiej ze stali nierdzewnej (średnica 0,7 mm, długość 3 mm).</li>
	<li>Przeciągnij plastikową tuleję do przodu po ostrych końcach dwóch pasm ze stali nierdzewnej, aby zmniejszyć podrażnienie.</li>
	<li>Wysterylizuj nadajniki telemetryczne, mocząc je w 2% aldehydzie glutarowym przez ponad 10 godzin w temperaturze około 25 °C. Następnie przepłucz nadajnik sterylnym roztworem soli fizjologicznej 3 razy.</li>
</ol>
2. Implantacja nadajnika
<ol>
	<li>Przygotowanie zwierząt
	<ol>
		<li>Zdezynfekuj obszar chirurgiczny przed eksperymentem, czyszcząc go 70% etanolem. Autoklawuj cały sprzęt chirurgiczny przed użyciem i utrzymuj sprzęt w chlorheksydynie, gdy nie jest używany podczas operacji. Przykryj zwierzę serwetą chirurgiczną podczas operacji, aby utrzymać sterylne środowisko. Upewnij się, że wszyscy eksperymentatorzy noszą maski chirurgiczne, sterylne rękawiczki i fartuchy.</li>
		<li>Wywołać znieczulenie 1,5 - 2% izofluranem, przy natężeniu przepływu 3 l/min i utrzymywać na poziomie 1,5 - 2% przy 2 l/min przez cały czas trwania zabiegu. Upewnij się, że głębokość znieczulenia jest wystarczająca przy braku odruchu pedałowania po uszczypnięciu mięśnia między palcami.</li>
		<li>Ogolić obszar brzucha o wymiarach 40 mm x 30 mm od góry pachwiny do mostka.</li>
		<li>Ogolić obszar o wymiarach 30 mm x 20 mm nad czołem, za oczami i przed uszami.</li>
		<li>Zdezynfekuj dwa ogolone obszary. W okolicy czoła należy trzykrotnie zdezynfekować 10% jodonem powidonu (należy unikać stosowania środków antyseptycznych na bazie alkoholu w okolicy oka, zgodnie ze standardem postępowania określonym przez Stowarzyszenie Techników Chirurgicznych). Na brzuch zdezynfekować 10% jodonu powidonu i 70% etanolu.</li>
		<li>Nałóż 1 kroplę proksymetakainy na rogówkę w celu dodatkowego znieczulenia miejscowego.</li>
		<li>Nałóż 1 kroplę karboksymetylocelulozy sodowej na rogówkę, aby zapobiec wysuszeniu oczu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Implantacja chirurgiczna
	<ol>
		<li>Wykonaj 10-milimetrowe nacięcie na głowie wzdłuż pionowej linii środkowej między uszami za pomocą skalpela chirurgicznego.</li>
		<li>Wykonaj 5 mm nacięcie na brzuchu przez warstwę skóry wzdłuż linii środkowej poniżej mostka.</li>
		<li>Tunel kaniuli o średnicy 5 mm podskórnie od nacięcia brzucha do nacięcia głowy.</li>
		<li>Przeprowadź przewody elektrod (3 aktywne i 3 nieaktywne) nadajnika przez kaniulę od brzucha do głowy.</li>
		<li>Pozostaw elektrodę odniesienia z podstawą nadajnika i przykryj końcówkę elektrody aseptyczną gazą.</li>
		<li>Przykryj końcówki elektrod (3 aktywne i 3 nieaktywne) aseptyczną gazą.</li>
		<li>Przymocuj głowę szczura do platformy stereotaktycznej.</li>
		<li>Przedłuż nacięcie czoła do 30 mm długości za pomocą nożyczek chirurgicznych.</li>
		<li>Odsłonięto obszar chirurgiczny, cofając luźną skórę za pomocą 2 szwów (3 - 0) na godzinie ~ 3 i 9.</li>
		<li>Zeskrob okostną pokrywającą czaszkę za pomocą wysterylizowanej gazy, aby odsłonić szwy bregma, lambda i linia środkowa.</li>
		<li>Wywierć dwa otwory w czaszce we współrzędnych stereotaktycznych VEP aktywnych (7 mm brzusznych do bregmy, 3 mm bocznych do linii środkowej) i nieaktywnych (5 mm rostralnych do bregmy na linii środkowej).</li>
		<li>Przymocuj aktywne i nieaktywne elektrody VEP za pomocą wstępnie przymocowanych ze stali nierdzewnej (średnica 0,7 mm, długość 3 mm) do czaszki za pomocą małego śrubokręta na głębokość ~ 1 mm w wykonanych wcześniej otworach. To zakotwicza w kości bez uszkadzania leżącej poniżej tkanki korowej.</li>
		<li>Aby wszczepić aktywne elektrody ERG, użyj szwu 8 - 0, aby tymczasowo cofnąć górną powiekę.</li>
		<li>Wprowadzić kaniulę o mocy od 16 do 21 G podskórnie od tyłu oka do sklepienia górnego spojówki.</li>
		<li>Wyjąć igłę prowadzącą.</li>
		<li>Przeprowadź aktywną elektrodę przez skrócony plastikowy cewnik od czoła w kierunku oka. Następnie wyjmij plastikowy cewnik.</li>
		<li>Użyj tymczasowego szwu (8 - 0), który jest przewleczony przez pętlę elektrody, aby zapobiec cofaniu się elektrody do tunelu.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie 0,5 mm na spojówce górnej na godzinie 12, 1 mm za rąbkiem. Użyj sekcji, aby odsłonić leżącą pod spodem twardówkę.</li>
		<li>Wszczepić szew 8 - 0 lub 9 - 0 bezpośrednio za rąbkiem na połowie grubości twardówki.</li>
		<li>Usuń tymczasowy szew z aktywnej elektrody ERG.</li>
		<li>Zakotwiczyć aktywną elektrodę ERG w szwie o połowie grubości twardówki, wiążąc 3 kolejne węzły, upewniając się, że końcówka elektrody znajduje się blisko rąbka.</li>
		<li>Zamknij płat spojówki za pomocą 1 do 2 przerwanych szwów (8 - 0 do 9 - 0). Upewnij się, że spojówka całkowicie zakrywa elektrodę ERG, aby poprawić komfort.</li>
		<li>Zdejmij szew zwijający powiekę.</li>
		<li>Powtórz procedurę dla przeciwległego oka.</li>
		<li>Nałóż żel cyjanoakrylowy na czaszkę, aby zabezpieczyć wszystkie ze stali nierdzewnej i druty elektrodowe. Upewnij się, że aktywne elektrody ERG nie są zbyt mocno naciągnięte przed zamocowaniem, aby umożliwić ruchy gałek ocznych.</li>
		<li>Zamknij ranę głowy za pomocą niewchłanialnego szwu 3 - 0.</li>
		<li>Obróć gryzonia, aby odsłonić obszar brzucha. Wydłuż nacięcie skóry brzusznej do 40 mm wzdłuż kresy białej za pomocą nożyczek chirurgicznych.</li>
		<li>Wykonaj 35-milimetrowe nacięcie przez wewnętrzną ścianę mięśnia, aby odsłonić wewnętrzną jamę brzuszną.</li>
		<li>Za pomocą dwóch szwów (3 - 0) przymocuj korpus nadajnika do wewnętrznej ściany brzucha zwierzęcia po prawej stronie. Unikaj kontaktu z wątrobą.</li>
		<li>Zapętlić elektrodę masową i zabezpieczyć w tym kształcie szwem (3 - 0). Umieść go swobodnie unoszącego się w jamie brzusznej.</li>
		<li>Zamknij otrzewną za pomocą ciągłego szwu (3 - 0).</li>
		<li>Zamknąć nacięcie skóry za pomocą przerywanych szwów (3 - 0).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opieka pooperacyjna
	<ol>
		<li>Monitorować zwierzę do momentu, gdy odzyska przytomność na tyle, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Trzymaj zwierzę pojedynczo po operacji.</li>
		<li>Karprofen należy podawać podskórnie w celu znieczulenia (5 mg/kg) raz na dobę przez 4 dni.</li>
		<li>Dodaj profilaktyczne doustne antybiotyki (enrofloksyna, 5 mg/kg) do wody pitnej przez 7 dni po zabiegu.</li>
		<li>Nałóż maść przeciwzapalną na miejsca nacięć skóry, aby zmniejszyć podrażnienie przez pierwsze 7 dni po zabiegu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przeprowadzanie nagrań ERG i VEP u przytomnych szczurów 
<ol>
	<li>Ciemne zwierzę przystosowane przez 12 godzin przed nagraniami ERG i VEP</li>
	<li>Wszystkie manipulacje eksperymentalne należy przeprowadzać przy słabym czerwonym oświetleniu (17,4 cd.m-2,λ max = 600 nm)</li>
	<li>Zastosuj znieczulenie miejscowe (0,5% proksymetakainy) i krople rozszerzające (0,5% tropikamidu) na rogówkę.</li>
	<li>Poprowadź świadomego gryzonia do specjalnie wykonanego, przezroczystego ogranicznika. 
	Uwaga: Długość tej plastikowej rurki można dostosować, aby pomieścić szczury o różnych rozmiarach przy całkowitej średnicy ustalonej na 60 mm. Przedni koniec urządzenia jest zwężany, aby zminimalizować ruchy głowy i zawiera perforacje umożliwiające normalne oddychanie. Ten zwężający się przód umożliwia wyrównanie i stabilizację głowy i oczu szczura do otworu kuli Ganzfelda. Należy pamiętać, że gryzoń został zaaklimatyzowany do unieruchomienia (3 do 5 razy) przed zabiegiem.</li>
	<li>Umieść gryzonia przed miską Ganzfelda tak, aby oczy były wyrównane z otworem miski.</li>
	<li>Włącz nadajnik na miejscu, przesuwając magnes w odległości ~ 5 cm od nadajnika. Sprawdź, czy nadajnik jest włączony, sprawdzając diodę LED stanu na podstawie odbiornika.</li>
	<li>Zbieraj sygnały w zakresie energii świetlnych (tj. od -5,6 do 1,52 log cd.s.m-2), jak opisano wcześniej 21. Krótko mówiąc, uśredniaj więcej sygnałów przy ciemniejszych poziomach światła (~ 80 powtórzeń) i mniej przy jaśniejszych energiach świetlnych (~ 1 powtórzenie). Stopniowo wydłużaj interwał między bodźcami od 1 do 180 sekund od najciemniejszego do najjaśniejszego poziomu światła.</li>
	<li>Aby wyizolować reakcje pręta ERG i stożka, wykorzystaj paradygmat podwójnego błysku8. Na przykład, zainicjuj dwa błyski o 1,52 log cd.s.m-2 z odstępem 500 ms między bodźcami.</li>
	<li>Aby zarejestrować sygnały VEP, należy wykonać średnio 20 powtórzeń przy jaśniejszych energiach świetlnych (tj. 1,52 log cd.s.m-2, 5-sekundowy interwał między bodźcami).</li>
	<li>Aby ocenić stabilność implantu, która jest oceniana na podstawie zmienności sygnału w czasie, należy przeprowadzić zapisy ERG i VEP 7, 10, 14, 21 i 28 dni po operacji.</li>
	<li>Po okresie eksperymentalnym poddać szczury eutanazji poprzez dosercowe wstrzyknięcie pentobarbituranu (1,5 ml / kg) po znieczuleniu ketamina: ksylazyna (12: 1 mg / kg).</li>
</ol>

<ol><li>Frishman, L. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFrishman%2C+LJ+%22Origins+of+the+Electroretinogram%22">Origins of the Electroretinogram</a>. , The MIT Press. (2006).</li>
<li>Granit, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+components+of+the+retinal+action+potential+in+mammals+and+their+relation+to+the+discharge+in+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve.</a> J Physiol. 77, 207-239 (1933).</li>
<li>Brown, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+eclectroretinogram%3A+its+components+and+their+origins%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">The eclectroretinogram: its components and their origins.</a> Vision Res. 8, 633-677 (1968).</li>
<li>Brown, K. T., Murakami, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biphasic+Form+of+the+Early+Receptor+Potential+of+the+Monkey+Retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina.</a> Nature. 204, 739-740 (1964).</li>
<li>Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+b-wave+currents+in+the+skate+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Generation of b-wave currents in the skate retina.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).</li>
<li>Krasowski, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propofol+and+other+intravenous+anesthetics+have+sites+of+action+on+the+gamma-aminobutyric+acid+type+A+receptor+distinct+from+that+for+isoflurane%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane.</a> Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).</li>
<li>Stockton, R. A., Slaughter, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((B-wave+of+the+electroretinogram.+A+reflection+of+ON+bipolar+cell+activity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity.</a> J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).</li>
<li>Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+contribution+of+cone+responses+to+rat+electroretinograms%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Experiment+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">The contribution of cone responses to rat electroretinograms.</a> Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).</li>
<li>Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visually+evoked+potentials+and+electroretinography+in+neurologic+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Clin%22%5BJournal%5D)">Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation.</a> Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).</li>
<li>Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evoked+potential+tests+in+clinical+diagnosis%5BTitle%5D)+AND+%22Tidsskr+Nor+Laegeforen%22%5BJournal%5D)">Evoked potential tests in clinical diagnosis.</a> Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).</li>
<li>Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+laminar+distribution+of+flash+evoked+potentials+in+cortical+areas+17+and+18+b+of+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hirnforsch%22%5BJournal%5D)">Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats.</a> J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).</li>
<li>Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intensity+of+flash+illumination+and+the+visually+evoked+potential+of+rats%2C+guinea+pigs+and+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats.</a> Vision Res. 14, 725-729 (1974).</li>
<li>Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+flash-evoked+potential+peak+N160+amplitude%3A+modulation+by+relative+flash+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity.</a> Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).</li>
<li>Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+chronic+implant+to+record+electroretinogram%2C+visual+evoked+potentials+and+oscillatory+potentials+in+awake%2C+freely+moving+rats+for+pharmacological+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Plast%22%5BJournal%5D)">A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies.</a> Neural Plast. 11, 241-250 (2004).</li>
<li>Szabo-Salfay, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+electroretinogram+and+visual+evoked+potential+of+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Bull%22%5BJournal%5D)">The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats.</a> Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).</li>
<li>Valjakka, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reflection+of+retinal+light+response+information+onto+the+superior+colliculus+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch+Clin+Exp+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).</li>
<li>Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+miniature+telemetric+system+for+recording+EEG+activity+in+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats.</a> J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).</li>
<li>Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+blood+pressure+and+sympathetic+activity+of+rabbits+in+their+home+cage+and+the+laboratory+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment.</a> Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).</li>
<li>Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparing+activity+analyses+for+improved+accuracy+and+sensitivity+of+drug+detection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection.</a> J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).</li>
<li>Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antidepressants+and+REM+sleep+in+Wistar-Kyoto+and+Sprague-Dawley+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats.</a> Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).</li>
<li>He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rate+of+functional+recovery+from+acute+IOP+elevation%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">The rate of functional recovery from acute IOP elevation.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).</li>
<li>Lamb, T. D., Pugh, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+account+of+the+activation+steps+involved+in+phototransduction+in+amphibian+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors.</a> J Physiol. 449, 719-758 (1992).</li>
<li>Hood, D. C., Birch, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rod+phototransduction+in+retinitis+pigmentosa%3A+estimation+and+interpretation+of+parameters+derived+from+the+rod+a-wave%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).</li>
<li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conscious+wireless+electroretinogram+and+visual+evoked+potentials+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Onez%22%5BJournal%5D)">Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats.</a> PLoS Onez. 8, e74172(2013).</li>
<li>Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+modifies+retinal+ganglion+cell+responses+in+the+normal+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).</li>
<li>Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+and+thalamic+visual+evoked+potentials+during+sleep-wake+states+and+spike-wave+discharges+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).</li>
<li>Nair, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+common+anesthetics+on+eye+movement+and+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22Doc+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram.</a> Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).</li>
<li>Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W. Jr, Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xylazine-induced+pulmonary+edema+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Appl+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Xylazine-induced pulmonary edema in rats.</a> Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).</li>
<li>Charng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+electrophysiology+is+a+viable+preclinical+biomarker+for+drug+penetrance+into+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system.</a> J Ophthalmol. , (2016).</li>
</ol>

RG i RF są pracownikami komercyjnego sponsora tych badań (Pfizer Neusentis i Pfizer Global Research). MI był pracownikiem Pfizer Global Research podczas tego badania, a obecnie jest pracownikiem Proteostasis Therapeutics (Cambridge, USA).

Ze względu na małoinwazyjny charakter elektrofizjologii wzrokowej, zapisy ERG i VEP u ludzi są wykonywane w świadomych warunkach i wymagają jedynie użycia miejscowych środków znieczulających do umieszczenia elektrod. Natomiast elektrofizjologia wzrokowa w modelach zwierzęcych jest konwencjonalnie przeprowadzana w znieczuleniu ogólnym, aby umożliwić stabilne umieszczenie elektrod poprzez wyeliminowanie dobrowolnych ruchów gałek ocznych i ciała. Jednak powszechnie stosowane środki znieczulające zmieniają odpowiedzi ERG i V...

ERG i VEP są minimalnie inwazyjnymi narzędziami in vivo do oceny integralności ścieżek siatkówkowych i wzrokowych odpowiednio zarówno w laboratorium, jak i w klinice. ERG w pełnym polu daje charakterystyczny kształt fali, który można podzielić na różne składniki, przy czym każdy element reprezentuje różne klasy komórek szlaku siatkówki1,2. Klasyczny przebieg ERG w pełnym polu składa się z początkowego ujemnego nachylenia (fala a), która, jak wykazano, reprezentuje aktywność fotoreceptorów po ekspozycji na światło2-4. Po załamku a następuje znaczny dodatni kształt fali (fala b), który odzwierciedla aktywność elektryczną środkowej siatkówki, głównie komórek dwubiegunowychON 5-7. Ponadto można zmieniać energię światła i interwał między bodźcami, aby wyizolować stożek od odpowiedzi pręcików8.
Flash VEP reprezentuje potencjały elektryczne kory wzrokowej i pnia mózgu w odpowiedzi na stymulację światłem siatkówki9,10. Ten kształt fali można podzielić na wczesne i późne składowe, przy czym wczesny składnik odzwierciedla aktywność neuronów szlaku siatkówka-genikulo-prążkowany11-13, a późny składnik reprezentuje przetwarzanie korowe wykonywane w różnych blaszkach V1 u szczurów11,13. W związku z tym jednoczesny pomiar ERG i VEP zapewnia kompleksową ocenę struktur zaangażowanych w szlak wzrokowy.
Obecnie, aby rejestrować elektrofizjologię u zwierząt, stosuje się znieczulenie, które umożliwia stabilne umiejscowienie elektrod. Podjęto próby zmierzenia ERG i VEP u świadomych szczuróww wieku 14-16 lat, ale w tych badaniach zastosowano konfigurację przewodową, która może być uciążliwa i może prowadzić do stresu u zwierząt poprzez ograniczanie ruchu zwierząt i naturalnego zachowania17. Dzięki najnowszym postępom w technologii bezprzewodowej, w tym ulepszonej miniaturyzacji i żywotności baterii, możliwe jest teraz wdrożenie podejścia telemetrycznego do nagrywania ERG i VEP, zmniejszając stres związany z nagraniami przewodowymi i poprawiając długoterminową żywotność. W pełni zinternalizowane, stabilne implantacje sond telemetrycznych okazały się skuteczne w przewlekłym monitorowaniu temperatury, ciśnienia krwi18, aktywności19, a także elektroencefalografii20. Taki postęp technologiczny pomoże również w poprawie powtarzalności i stabilności świadomych nagrań, zwiększając użyteczność platformy w badaniach przewlekłych.

<table><tbody><tr><td>Biowzmacniacz</td><td>ADInstruments</td><td>ML 135</td><td>Wzmacnia sygnały ERG i VEP</td></tr><tr><td>Karboksymetyloceluloza sodowa 1,0%</td><td>Allergan</td><td>CAS 0009000-11-7</td><td>Utrzymuj nawilżenie rogówki podczas operacji</td></tr><tr><td>Karprofen 0,5%</td><td>Pfizer Animal Health Group</td><td>CAS 53716-49-7</td><td>Znieczulenie pooperacyjne, podawane z solą fizjologiczną do wstrzykiwań w celu uzupełnienia płynów</td></tr><tr><td>Chlorheksadyna 0,5%</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Dezynfekcja narzędzia chirurgicznego</td></tr><tr><td>Aktywator żelu cyjanoakrylowego Komponenty</td><td>RS</td><td>473-439</td><td>Szybko schnie żel cyjanoakrylowy</td></tr><tr><td>Żel cyjanoakrylowy&nbsp;</td><td>Komponenty RS</td><td>473-423</td><td>Przymocuj ze stali nierdzewnej do czaszki</td></tr><tr><td>Frez</td> dentystyczny <td>Storz Instruments, Bausch and Lomb</td><td>E0824A Miniaturowa</td><td>głowica wiertarska o średnicy ~ 0,7 mm do wykonania małego otworu w czaszce nad każdą półkulą do wszczepienia VEP</td></tr><tr><td>Wiertarka</td><td>Bosch</td><td>Dremel seria 300</td><td>Automatyczna wiertarka do trepanacji</td></tr><tr><td>Enrofloxin</td><td>Troy Laboratories</td><td></td><td>Profilaktyczny post antybiotykowy chirurgia</td></tr><tr><td>Ganzfeld kula integrująca</td><td>Photometric Solutions International</td><td></td><td>Specjalnie zaprojektowany stymulator światła: średnica 36 mm, rozmiar apertury 13 cm</td></tr><tr><td>Waciki z gazy</td><td>Multigate Medical Products Pty Ltd</td><td>57-100B</td><td>Wysusza nacięcie chirurgiczne i odsłoniętą powierzchnię czaszki podczas operacji</td></tr><tr><td>Izofluran 99,9%</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Nazwa własna: Isoflo • Znieczulenie wziewne. Farmaceutyczny środek znieczulający wziewny zmieszany z gazowym tlenem do chirurgii implantów elektrod VEP</td></tr><tr><td>Maść Kenacomb</td><td>Aspen Pharma Pty Ltd</td><td></td><td>W celu zmniejszenia podrażnienia skóry i swędzenia po operacji</td></tr><tr><td>Luxeon LEDS</td><td>Phillips Lighting Co.</td><td></td><td>Do stymulacji światłem dwadzieścia diod LED o mocy 5 W i jedna dioda LED o mocy 1 W, sterowana przez oprogramowanie Scope</td></tr><tr><td>Igła (makrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501959</td><td>do szycia chirurgii jamy brzusznej i głowy, używana z szwem 3 - 0, igłą do oka, krawędzią tnącą koła 5/16 Rozmiar 1, 15 mm</td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę (makrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500224</td><td>Do trzymania igły podczas operacji</td></tr> <tr><td>jamy brzusznej i głowyUchwyt igły (mikrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>555419NT</td><td>Do trzymania igły podczas operacji oka</td></tr><tr><td>Cewnik Optiva</td><td>Smiths Medical International LTD</td><td>16 lub 21 G</td><td>Przewodnik Aktywne elektrody rogówki od czaszki do spojówki</td></tr><tr><td>Jod powidonu 10%</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>CAS 25655-41-8</td><td>Nazwa własna: Betadine, Środek antyseptyczny do przygotowania ogolonej skóry do zabiegu 10%, 500 ml</td></tr><tr><td>System akwizycji danych Powerlab</td><td>ADInstruments</td><td>ML 785</td><td>Pozyskiwanie sygnału z nadajnika telemetrycznego, sparowanego z konwerterem danych telemetrycznych</td></tr><tr><td>Proxymetacaine 0.5%</td><td>Alcon Laboratories&nbsp;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Miejscowa analgezja oczna</td></tr><tr>Wykonany <td>cutom</td><td></td><td>ograniczający</td><td>Przód ogranicznika jest zwężany, aby zminimalizować ruchy głowy, długość można regulować, aby dostosować do różnej długości szczura, całkowita średnica wynosi 60 mm.</td></tr><tr><td>Ostrze Scapel</td><td>R.G. Materiały medyczne</td><td>SNSM0206</td><td>Do nacięcia chirurgicznego</td></tr><tr><td>Nożyczki (makrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501225</td><td>do cięcia tkanek na brzuchu i czole</td></tr><tr><td>Nożyczki (mikrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501232</td><td>Do wypreparowania spojówki w celu zamocowania elektrody</td></tr><tr><td>Scope Software</td><td>ADInstruments</td><td>wersja 3.7.6</td><td>Jednocześnie wyzwala bodziec za pośrednictwem systemu ADI Powerlab i zbiera dane</td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Oster</td><td>Golden A5</td><td>Shave futro z obszarów chirurgicznych</td></tr><tr><td>ze stali nierdzewnej&nbsp;</td><td>MicroFasteners</td><td>L001.003CS304</td><td>Średnica trzpienia 0,7 mm, długość 3 mm&nbsp;</td></tr><tr><td>Rama stereotaktyczna</td><td>David Kopf</td><td>Model 900</td><td>Stereotaktyczny instrument dla małych zwierząt do lokalizowania punktów orientacyjnych implantacji na czaszce</td></tr><tr><td>Serweta chirurgiczna</td><td>Niezbędne materiały medyczne</td><td>GM29-612EE</td><td>Zapewnij sterylne środowisko podczas operacji</td></tr><tr><td>Szew (makrochirurgia)</td><td>Igły medyczne Ninbo</td><td>3-0</td><td>do szycia chirurgii jamy brzusznej i głowy, sterylny jedwabny pleciony, 60 cm</td></tr><tr><td>Igła do szwów ( mikrochirurgia)</td><td>Igły medyczne Ninbo</td><td>8-0 lub 9-0</td><td>do chirurgii oka, w tym, elektroda do szycia twardówki i zamykanie rany spojówkowej, szew nylonowy, koło 3/8 1 i razy; 5, 30 cm</td></tr><tr><td>Konwerter danych telemetrycznych&nbsp;</td><td>DataSciences International</td><td>R08</td><td>umożliwia połączenie sygnału telemetrycznego z oprogramowaniem do zbierania danych</td></tr><tr><td>Macierz wymiany danych</td><td>telemetrycznych DataSciences International</td><td></td><td>Zbiera dane z nadajników, sparuje z odbiornikiem</td></tr><tr><td>Odbiornik danych telemetrycznych</td><td>DataSciences International</td><td>RPC-1</td><td>Odbiera dane telemetryczne z nadajnika</td></tr><tr><td>Nadajnik telemetryczny</td><td>DataSciences Międzynarodowy</td><td>3-kanałowy nadajnik telemetryczny</td><td>F50-EEE</td></tr><tr><td>Tropicamid 0,5%</td><td>Laboratoria Alcon&nbsp;</td><td></td> Pęseta do <td>rozszerzania tęczówki</td></tr><tr><td>(makrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500092</td><td>Manipulowanie tkankami podczas operacji jamy brzusznej i głowy</td></tr><tr><td>Pęseta (mikrochirurgia)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500342</td><td>Manipulowanie tkankami podczas operacji oka</td></tr></tbody></table>

implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

Elektroretinogram pełnego pola (ERG) i wizualny potencjał wywołany (VEP) są użytecznymi narzędziami do oceny integralności siatkówki i ścieżki wzrokowej zarówno w warunkach laboratoryjnych, jak i klinicznych. Obecnie przedkliniczne pomiary ERG i VEP wykonywane są w znieczuleniu, aby zapewnić stabilne umiejscowienie elektrod. Wykazano jednak, że sama obecność znieczulenia zanieczyszcza normalne reakcje fizjologiczne. Aby przezwyciężyć te zakłócenia związane ze znieczuleniem, opracowujemy nowatorską platformę do oznaczania ERG i VEP u świadomych szczurów. Elektrody są chirurgicznie wszczepiane podspojówkowo na oko w celu oznaczenia ERG i nadstawienniczowo przez korę wzrokową w celu pomiaru VEP. Zakres parametrów amplitudy i czułości/taktowania jest oznaczany zarówno dla ERG, jak i VEP przy rosnących energiach świetlnych. Wykazano, że sygnały ERG i VEP są stabilne i powtarzalne przez co najmniej 4 tygodnie po implantacji chirurgicznej. Ta zdolność do rejestrowania sygnałów ERG i VEP bez zakłóceń w znieczuleniu w warunkach przedklinicznych powinna zapewnić lepsze przełożenie na dane kliniczne.

Odpowiedź fotoreceptorów analizuje się poprzez dopasowanie opóźnionej funkcji Gaussa do przedniego brzegu początkowego opadającego ramienia odpowiedzi ERG dla dwóch najwyższych energii świetlnych (1,20, 1,52 log c.s.m-2) dla każdego zwierzęcia, w oparciu o model Lamba i Pugha2, sformułowany przez Hooda i Bircha23. Formuła ta pozwala wyznaczyć amplitudę oraz parametr czułości (Rysunek 1C oraz 1D odpowiednio). W przypadku od...

Pokazujemy chirurgiczne implanty i procedury rejestrujące do pomiaru wizualnych sygnałów elektrofizjologicznych z oka (elektroretinogram) i mózgu (wizualny potencjał wywołany) u przytomnych szczurów, co jest bardziej analogiczne do stanu ludzkiego, gdzie nagrania są prowadzone bez zakłóceń znieczulenia.

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest pomiar sygnałów ERG i VEP u zwierząt przytomnych po chirurgicznym wszczepieniu bezprzewodowych sond telemetrycznych. Technika ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu neuronauki, takie jak zachowanie neuronów bez ograniczeń wynikających z zastosowania znieczulenia ogólnego, zarówno w warunkach prawidłowych, jak i w stanach chorobowych. Główną zaletą tej metody jest możliwość jednoczesnego rejestrowania elektrofizjologii siatkówki oraz kory wzrokowej u przytomnego zwierzęcia.Aby rozpocząć tę procedurę, należy przygotować elektrody pod mikroskopem. W tym celu za pomocą dwóch precyzyjnych pęset rozpleć dwuniciową elektrodę ze stali nierdzewnej. Odetnij jedną z nici stalowych w odległości około jednego centymetra od końcówki, pozostawiając jedną dłuższą, prostą nić do uformowania elektrody pierścieniowej.Następnie zagiąć pojedynczą stalową nić z powrotem do siebie i skręcić, aby uformować gładki pierścień na końcówce elektrody. Następnie ukształtować aktywną elektrodę ERG, skręcając podstawę pętli tak, aby utworzyć okrąg o średnicy od 0,2 do 0,5 mm. W przypadku dwóch nieaktywnych elektrod ERG oraz jednej nieaktywnej elektrody VEP, średnicę pętli należy ustawić na 0,8 mm.W tym przykładzie należy przygotować jedną aktywną elektrodę ERG oraz trzy elektrody nieaktywne. Następnie aktywną elektrodę VEP w formie pierścienia należy zahaczyć wokół śruby ze stali nierdzewnej w taki sposób, aby elektroda opierała się o łeb śruby. Następnie trzy elektrody nieaktywne należy zahaczyć wokół drugiej śruby ze stali nierdzewnej.Elektroda uziemiająca zostanie wprowadzona bezpośrednio do jamy otrzewnej i nie ma potrzeby tworzenia pętli na jej końcówce. Po ogoleniu i zdezynfekowaniu miejsca operacyjnego u znieczulonego zwierzęcia, wykonaj skalpelem chirurgicznym nacięcie o długości 10 milimetrów na głowie, wzdłuż linii środkowej między uszami. Następnie wykonaj nacięcie o długości pięciu milimetrów na brzuchu przez warstwę skóry, wzdłuż linii środkowej poniżej mostka.Następnie wprowadź podskórnie kaniulę o średnicy pięciu milimetrów, tworząc tunel od nacięcia na brzuchu do nacięcia na głowie. Przez kaniulę przeprowadź przewody elektrod przekaźnika z brzucha do głowy. Elektrodę referencyjną pozostaw przy podstawie przekaźnika.Następnie wszystkie końcówki elektrod należy przykryć jałową gazą. W kolejnym kroku głowę szczura należy przymocować do platformy stereotaksycznej. Rozszerzyć nacięcie na czole do 30 mm za pomocą nożyczek chirurgicznych.Następnie odsłoń pole operacyjne, odciągając skórę za pomocą dwóch szwów. Zeskrob okostną pokrywającą czaszkę, aby odsłonić bregma, lambda oraz szwy w linii środkowej. Następnie wywierć dwa otwory w czaszce w stereotaktycznych współrzędnych dla aktywnego elektrodu VEP oraz dla ERG i nieaktywnego elektrodu VEP.Przymocuj elektrody aktywne i nieaktywne do czaszki za pomocą śrub ze stali nierdzewnej na głębokość około jednego milimetra. Aby zaimplantować aktywne elektrody ERG, użyj szwu do tymczasowego odciągnięcia górnej powieki. Następnie wprowadź kaniulę o rozmiarze od 16 do 21 gauge podskórnie zza oka, przez górny forging spoidła, w kierunku czoła.Następnie wyjmij igłę prowadzącą. Kolejno wprowadź elektrodę aktywną przez plastikowy cewnik z okolic czoła w stronę oka. Następnie usuń plastikowy cewnik.Użyj tymczasowej szwy, przechodzącej przez pętlę elektrody, aby zapobiec cofnięciu się elektrody do tunelu. Następnie wykonaj nacięcie o długości 0,5 mm w górnej części spojówki, 1 mm za limbusie. Przeprowadź rozczepianie tępym narzędziem, aby odsłonić leżącą pod spodem twardówkę.Następnie umieść szew bezpośrednio za limbussem na połowie grubości twardówki, uważając, aby nie przebić gałki ocznej. Następnie usuń tymczasowy szew z aktywnej elektrody ERG. Przymocuj aktywną elektrodę ERG do szwu na połowie grubości twardówki, zawiązując trzy kolejne węzły, i upewnij się, że końcówka elektrody znajduje się blisko limbusa, aby uzyskać korzystny stosunek sygnału do szumu.W razie potrzeby należy odsunąć nadmiar przewodu elektrody, aby aktywna elektroda nie uciskała rogówki. Następnie należy zamknąć płat spojówki, stosując jeden lub dwa szwy przerywane, aby całkowicie przykryć elektrodę ERG. Po tym zabiegu należy usunąć szew odciągający powiekę.Powtórz procedurę dla oka przeciwległego. Następnie nałóż żel cyjanoakrylanowy na czaszkę, aby zabezpieczyć wszystkie śruby ze stali nierdzewnej i przewody elektrod. Przed ich utrwaleniem upewnij się, że aktywne elektrody ERG nie są zbyt mocno naciągnięte, aby umożliwić ruchy gałek ocznych.Następnie zamknij nacięcie, stosując szwy przerywane. Potem obróć gryzonia, aby odsłonić obszar brzuszny. Przedłuż nacięcie skóry brzucha do 40 milimetrów wzdłuż linea alba za pomocą nożyczek chirurgicznych.Następnie wykonaj nacięcie o długości 35 mm przez wewnętrzną ścianę mięśniową, aby odsłonić jamę brzuszną. Za pomocą dwóch szwów przymocuj korpus transmitera do wewnętrznej ściany brzusznej zwierzęcia po prawej stronie, unikając kontaktu z wątrobą. Zegnij elektrodę uziemiającą, mocując ją w pętlę za pomocą dwóch szwów, i umieść ją swobodnie w jamie brzusznej wraz z pozostałymi prowadnikami elektrod.Następnie zamknij otrzewną za pomocą szwu ciągłego. Potem zamknij nacięcie skóry, stosując szwy przerywane. W celu rejestracji sygnałów po adaptacji do ciemności zwierzęta są adaptowane do ciemności przez 12 godzin, a wszystkie procedury są wykonywane w ciemni przy pomocy słabego czerwonego światła.W celach ilustracyjnych pomiary zostaną przeprowadzone w normalnych warunkach oświetlenia pomieszczenia. Przed rozpoczęciem rejestracji należy zastosować znieczulenie miejscowe oraz krople rozszerzające źrenice na rogówkę szczura. Następnie należy umieścić świadome zwierzę w specjalnie wykonanym, przezroczystym stabilizatorze.Umieść szczura przed misą Ganzfelda tak, aby jego oczy znajdowały się na wysokości otworu misy. Włącz implantowany nadajnik, przesuwając magnes w odległości pięciu centymetrów od niego. Zweryfikuj, czy nadajnik jest włączony, sprawdzając diodę LED stanu na bazie odbiornika.Zamknij klatkę Faradaya, w której znajduje się elektroda odbiorcza, aby poprawić stosunek sygnału do szumu. Następnie zarejestruj sygnały w zakresie różnych energii świetlnych. Rysunek ten przedstawia kształty fal ERG u świadomych szczurów w siódmej dobie po operacji.Rejestrowano odpowiedzi ERG dla zakresu energii bodźca, przy czym odpowiedź na słaby błysk pokazano na dole, a na najsilniejszy błysk na górze. W 28. dniu po operacji kształty fal pozostały podobne do tych z siódmego dnia. W ciągu czterech tygodni nie stwierdzono istotnego wpływu czasu na amplitudę i czułość photoreceptorów.Amplituda i czułość komórek bipolarnych pręcików. Amplituda komórek bipolarnych czopków. Oraz czas utajenia.Podobnie, kształty fal VEP wydają się być porównywalne w siódmej i dwudziestej ósmym dobie po operacji. Parametry amplitudy i czasu nie wykazały istotnego wpływu czasu. Wyniki te wskazały na wysoką stabilność sygnałów ERG i VEP.Po opanowaniu techniki, część chirurgiczna zostanie wykonana w czasie od półtorej do dwóch godzin. Komponent rejestracji w stanie świadomości, jeśli zostanie przeprowadzony prawidłowo, może zostać zakończony w ciągu 45 minut. Po wykonaniu tej procedury można zastosować również inne metody, takie jak manipulacje farmakologiczne lub modelowanie chorób.Pozwoli to na udzielenie odpowiedzi na dodatkowe pytania w procesie odkrywania leków, a także na dokumentowanie eksperymentów podłużnych. Ponadto procedurę tę można, w razie potrzeby, przeprowadzić u innych zwierząt. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak chirurgicznie implantować a następnie mierzyć sygnały telemetrii ERG i VEP u zwierząt w stanie świadomości.

implantation-recording-wireless-electroretinogram-visual-evoked

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Ten film pokazuje przygotowanie modelu szczura do badania zdrowia siatkówki i integralności szlaku wzrokowego. Wizualny potencjał wywołany i elektrody referencyjne i aktywne elektroretinografii są podłączone do szczura, a następnie wyrównuje platformę ze szczurem przed misą Ganzfelda, aby uzyskać równomierne oświetlenie siatkówki i zamyka klatkę Faradaya, aby uniknąć zakłóceń zewnętrznych.

Przygotowanie modelu szczura do oceny integralności ścieżki wzrokowej przy użyciu konfiguracji elektrofizjologicznej

Ten film demonstruje szczegółową procedurę przygotowania znieczulonego szczura do elektrofizjologicznych zapisów aktywności mózgu z wielu miejsc. Skóra głowy jest preparowana w celu uzyskania dostępu do czaszki, a otwory są wiercone w precyzyjnych miejscach, aby zainstalować i zabezpieczyć elektrody. Elektrody wolframowe są następnie umieszczane w docelowym miejscu w celu zarejestrowania danych.

Elektrofizjologiczne zapisy in vivo aktywności mózgu z wielu miejsc u szczurów

Film demonstruje procedurę wszczepienia bezprzewodowej dwukierunkowej wielokanałowej elektrody do mózgu szczura w celu nagrywania i stymulowania wielokanałowych sieci neuronowych.

Wszczepienie bezprzewodowego dwukierunkowego systemu mikroelektrod do mózgu szczura

Ten film demonstruje proces pomiaru wzrokowych potencjałów wywołanych lub VEP u przystosowanego do ciemności, znieczulonego szczura z wszczepionymi elektrodami czaszkowymi, które rejestrują sygnały elektryczne z kory wzrokowej mózgu w odpowiedzi na bodźce świetlne.

Rejestracja wizualnych potencjałów wywołanych za pomocą elektrod czaszkowych w modelu szczurzym

Ten film demonstruje metodę wszczepienia systemu elektrod na głowę znieczulonemu szczurowi w celu wykrywania napadów w czasie rzeczywistym. Zabieg polega na umieszczeniu elektrod stymulacyjnych i rejestrujących, zabezpieczeniu ich cementem dentystycznym oraz podłączeniu do wzmacniacza montowanego na głowie.

Implantacja systemu elektrod na głowie w modelu szczurzym w celu wykrywania napadów w czasie rzeczywistym

Ten film pokazuje, jak rejestrować elektroretinogram (ERG) i wizualny potencjał wywołany (VEP) u przytomnego szczura. Szczur, z chirurgicznie wszczepionymi elektrodami, jest najpierw przystosowany do ciemności. Po zastosowaniu kropli rozszerzających zwierzę umieszcza się w unieruchomieniu i umieszcza w misce Ganzfelda. Następnie rejestrowane są sygnały ERG i VEP.

Zapis elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u szczura

Film demonstruje rejestrację sygnałów elektroencefalogramu (EEG) od szczurzych szczeniąt wywołanych napadami. Weźmy na przykład swobodnie poruszającego się szczeniaka, któremu wszczepiono elektrody podłączone do systemu akwizycji danych. W celu wywołania napadów padaczkowych podaje się neurotoksynę, a wynikająca z niej aktywność pękania elektrycznego jest monitorowana za pomocą sygnału EEG.

Rejestracja indukowanych napadów za pomocą elektroencefalografii u swobodnie poruszających się szczeniąt szczurów

Ten protokół opisuje jednoczesny pomiar elektroretinogramu i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów.

Jednoczesna rejestracja elektroretinografii i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

Tutaj prezentujemy unikalny, drukowalny w 3D implant dla szczurów, nazwany TD Drive, zdolny do symetrycznych, obustronnych zapisów elektrod drucianych, obecnie w maksymalnie dziesięciu rozproszonych obszarach mózgu jednocześnie.

TD Drive: parametryczny implant o otwartym kodzie źródłowym do wieloobszarowych zapisów elektrofizjologicznych u zachowujących się i śpiących szczurów

Poznaj metodę implantacji bezprzewodowych sond telemetrycznych do pomiaru elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów. Technika umożliwia jednoczesny zapis sygnałów z siatkówki i kory wzrokowej bez wpływu znieczulenia ogólnego.

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

Przeglądaj więcej filmów