Name: VacuSIP, ulepszona metoda InEx do pomiaru in situ cząstek stałych i rozpuszczonych związków przetwarzanych przez aktywne podajniki zawiesiny (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 57 s
Description: Poznaj metodę VacuSIP do czystego pobierania próbek wody wdychanej i wydychanej przez bentosowe filtratory zawiesiny w warunkach naturalnych. Technika ta umożliwia ilościowe oznaczanie cząstek stałych i rozpuszczonych związków usuwanych oraz wydalanych przez te organizmy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Manelowi Bolivarowi za pomoc w pracach terenowych. Jesteśmy wdzięczni "Parc Natural del Montgrì, les Illes Medes i el Baix Ter" za wsparcie dla naszych badań i pozwolenia na pobieranie próbek. Podwodny manipulator został zaprojektowany przez Ayelet Dadon-Pilosof i wyprodukowany przez pana Pilosofa. Prace te były wspierane przez projekt rządu hiszpańskiego CSI-Coral [grant nr CGL2013-43106-R dla RC i MR] oraz przez stypendium F.P.U od "Ministerio de Educaciòn, Cultura y Deporte (MECD)" dla TM. Jest to wkład grupy badawczej Marine Biogeochemistry and Global Change finansowanej przez rząd Katalonii [numer grantu 2014SGR1029] oraz grantu ISF 1280/13 i grantu BSF 2012089 dla G. Yahela.

<ol><li>Gili, J. M., Coma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benthic+suspension+feeders%3A+their+paramount+role+in+littoral+marine+food+webs%5BTitle%5D)+AND+%22Trends.+Ecol.+Evol%22%5BJournal%5D)">Benthic suspension feeders: their paramount role in littoral marine food webs.</a> Trends. Ecol. Evol. 13 (8), 316-321 (1998).</li>
<li>Reiswig, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+pumping+activities+of+tropical+Demospongiae%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Bio%22%5BJournal%5D)">In situ pumping activities of tropical Demospongiae.</a> Mar. Bio. 9, 38-50 (1971).</li>
<li>McMurray, S., Pawlik, J., Finelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trait-mediated+ecosystem+impacts%3A+how+morphology+and+size+affect+pumping+rates+of+the+Caribbean+giant+barrel+sponge%5BTitle%5D)+AND+%22Aquat.+Bio%22%5BJournal%5D)">Trait-mediated ecosystem impacts: how morphology and size affect pumping rates of the Caribbean giant barrel sponge.</a> Aquat. Bio. 23 (1), 1-13 (2014).</li>
<li>Pile, A. J., Young, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+natural+diet+of+a+hexactinellid+sponge%3A+benthic-pelagic+coupling+in+a+deep-sea+microbial+food+web%5BTitle%5D)+AND+%22Deep-Sea+Res.+Pt.+I%22%5BJournal%5D)">The natural diet of a hexactinellid sponge: benthic-pelagic coupling in a deep-sea microbial food web.</a> Deep-Sea Res. Pt. I. 53 (7), 1148-1156 (2006).</li>
<li>Nielsen, T., Maar, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+blue+mussel+Mytilus+edulis+bed+on+vertical+distribution+and+composition+of+the+pelagic+food+web%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">Effects of a blue mussel Mytilus edulis bed on vertical distribution and composition of the pelagic food web.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 339, 185-198 (2007).</li>
<li>De Goeij, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surviving+in+a+marine+desert%3A+the+sponge+loop+retains+resources+within+coral+reefs%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Surviving in a marine desert: the sponge loop retains resources within coral reefs.</a> Science. 342, 108-110 (2013).</li>
<li>Maldonado, M., Ribes, M., van Duyl, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nutrient+Fluxes+Through+Sponges.+Biology%2C+Budgets%2C+and+Ecological+Implications%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Nutrient Fluxes Through Sponges. Biology, Budgets, and Ecological Implications.</a> Advances in Marine Biology. 62, (2012).</li>
<li>Riisgård, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+measurement+of+filtration+rates+in+bivalves+-+the+stony+road+to+reliable+data%3A+review+and+interpretation%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">On measurement of filtration rates in bivalves - the stony road to reliable data: review and interpretation.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 211, 275-291 (2001).</li>
<li>Reiswig, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water+transport%2C+respiration+and+energetics+of+three+tropical+marine+sponges%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Mar.+Biol.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Water transport, respiration and energetics of three tropical marine sponges.</a> J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 14, 231-249 (1974).</li>
<li>Jiménez, E., Ribes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sponges+as+a+source+of+dissolved+inorganic+nitrogen%3A+nitrification+mediated+by+temperate+sponges%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr%22%5BJournal%5D)">Sponges as a source of dissolved inorganic nitrogen: nitrification mediated by temperate sponges.</a> Limnol. Oceanogr. 52 (3), 948-958 (2007).</li>
<li>Diaz, M. C., Ward, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sponge-mediated+nitrification+in+tropical+benthic+communities%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">Sponge-mediated nitrification in tropical benthic communities.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 156, 97-107 (1997).</li>
<li>Ribes, M., Coma, R., Gili, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+diet+and+grazing+rate+of+the+temperate+sponge+Dysidea+avara+%28Demospongiae%2C+Dendroceratida%29+throughout+an+annual+cycle%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">Natural diet and grazing rate of the temperate sponge Dysidea avara (Demospongiae, Dendroceratida) throughout an annual cycle.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 176, 179-190 (1999).</li>
<li>Jiménez, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Nutrient+fluxes+in+marine+sponges%3A+methodology%2C+geographical+variability+and+the+role+of+associated+microorganisms%22">Nutrient fluxes in marine sponges: methodology, geographical variability and the role of associated microorganisms</a>. , Universitat Politècnica de Catalunya. Barcelona. PhD thesis (2011).</li>
<li>Reiswig, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Particle+feeding+in+natural+populations+of+three+marine+demosponges%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Bull%22%5BJournal%5D)">Particle feeding in natural populations of three marine demosponges.</a> Biol. Bull. 141 (3), 568-591 (1971).</li>
<li>Reiswig, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+pumping+activities+of+tropical+Demospongiae%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Biol%22%5BJournal%5D)">In situ pumping activities of tropical Demospongiae.</a> Mar. Biol. 9 (1), 38-50 (1971).</li>
<li>Yahel, G., Marie, D., Genin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((InEx+-+a+direct+in+situ+method+to+measure+filtration+rates%2C+nutrition%2C+and+metabolism+of+active+suspension+feeders%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr-meth%22%5BJournal%5D)">InEx - a direct in situ method to measure filtration rates, nutrition, and metabolism of active suspension feeders.</a> Limnol. Oceanogr-meth. 3, 46-58 (2005).</li>
<li>Genin, A., Monismith, S. S. G., Reidenbach, M. A., Yahel, G., Koseff, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intense+benthic+grazing+of+phytoplankton+in+a+coral+reef%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr%22%5BJournal%5D)">Intense benthic grazing of phytoplankton in a coral reef.</a> Limnol. Oceanogr. 54 (2), 938-951 (2009).</li>
<li>Yahel, G., Whitney, F., Reiswig, H. M., Leys, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+feeding+and+metabolism+of+glass+sponges+%28Hexactinellida+%2C+Porifera%29+studied+in+a+deep+temperate+fjord+with+a+remotely+operated+submersible%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr%22%5BJournal%5D)">In situ feeding and metabolism of glass sponges (Hexactinellida , Porifera) studied in a deep temperate fjord with a remotely operated submersible.</a> Limnol. Oceanogr. 52 (1), 428-440 (2007).</li>
<li>Wright, S. H., Stephens, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Removal+of+amino+acid+during+a+single+passage+of+water+across+the+gill+of+marine+mussels%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Zool%22%5BJournal%5D)">Removal of amino acid during a single passage of water across the gill of marine mussels.</a> J. Exp. Zool. 205, 337-352 (1978).</li>
<li>Møhlenberg, F., Riisgård, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficiency+of+particle+retention+in+13+species+of+suspension+feeding+bivalves%5BTitle%5D)+AND+%22Ophelia%22%5BJournal%5D)">Efficiency of particle retention in 13 species of suspension feeding bivalves.</a> Ophelia. 17 (2), 239-246 (1978).</li>
<li>Mueller, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+diet+of+coral-excavating+sponges+consists+mainly+of+dissolved+organic+carbon+%28DOC%29%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Natural diet of coral-excavating sponges consists mainly of dissolved organic carbon (DOC).</a> PLoS ONE. 9 (2), e90152(2014).</li>
<li>Gasol, J. M., Moran, X. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+filtration+on+bacterial+activity+and+picoplankton+community+structure+as+assessed+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Aquat.+Microb.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Effects of filtration on bacterial activity and picoplankton community structure as assessed by flow cytometry.</a> Aquat. Microb. Ecol. 16 (3), 251-264 (1999).</li>
<li>Koroleff, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+reactive+silicate%5BTitle%5D)+AND+%22New+Baltic+Manual%2C+Cooperative+Research+Report+Series+A%22%5BJournal%5D)">Determination of reactive silicate.</a> New Baltic Manual, Cooperative Research Report Series A. 29, 87-90 (1972).</li>
<li>Murphy, J., Riley, J. P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+single+solution+method+for+the+determination+of+phosphate+in+in+natural+waters%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chim.+Acta%22%5BJournal%5D)">Modified single solution method for the determination of phosphate in in natural waters.</a> Anal. Chim. Acta. 27, 31-36 (1962).</li>
<li>Shin, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorimetric+method+for+determination+of+nitrite%5BTitle%5D)+AND+%22Ind.Eng.Chem%22%5BJournal%5D)">Colorimetric method for determination of nitrite.</a> Ind.Eng.Chem. 13 (1), 33-35 (1941).</li>
<li>Wood, E. D., Armstrong, F. A. J., Richards, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+nitrate+in+sea+water+by+cadmium-copper+reduction+to+nitrite%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mar.+Biol.+Assoc.+U.+K%22%5BJournal%5D)">Determination of nitrate in sea water by cadmium-copper reduction to nitrite.</a> J. Mar. Biol. Assoc. U. K. 47 (1), 23-31 (1967).</li>
<li>Sharp, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+preliminary+methods+comparison+for+measurement+of+dissolved+organic+nitrogen+in+seawater%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Chem%22%5BJournal%5D)">A preliminary methods comparison for measurement of dissolved organic nitrogen in seawater.</a> Mar. Chem. 78 (4), 171-184 (2002).</li>
<li>Sharp, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+dissolved+organic+carbon%3A+Are+the+older+values+correct%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Chem%22%5BJournal%5D)">Marine dissolved organic carbon: Are the older values correct.</a> Mar. Chem. 56 (3-4), 265-277 (1997).</li>
<li>Holmes, R. M., Aminot, A., Kerouel, R., Hooker, B. A., Peterson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+precise+method+for+measuring+ammonium+in+marine+and+freshwater+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Fish.+Aquat.+Sci%22%5BJournal%5D)">A simple and precise method for measuring ammonium in marine and freshwater ecosystems.</a> Can. J. Fish. Aquat. Sci. 56 (10), 1801-1808 (1999).</li>
<li>Degobbis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+storage+of+seawater+samples+for+ammonia+determination%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr%22%5BJournal%5D)">On the storage of seawater samples for ammonia determination.</a> Limnol. Oceanogr. 18 (1), 146-150 (1973).</li>
<li>Tupas, L. M., Popp, B. N., Karl, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissolved+organic+carbon+in+oligotrophic+waters%3A+experiments+on+sample+preservation%2C+storage+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Chem%22%5BJournal%5D)">Dissolved organic carbon in oligotrophic waters: experiments on sample preservation, storage and analysis.</a> Mar. Chem. 45, 207-216 (1994).</li>
<li>Yoro, S. C., Panagiotopoulos, C., Sempéré, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissolved+organic+carbon+contamination+induced+by+filters+and+storage+bottles%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Dissolved organic carbon contamination induced by filters and storage bottles.</a> Water Res. 33 (8), 1956-1959 (1999).</li>
<li>Zhang, J. Z., Fischer, C. J., Ortner, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+glassware+as+a+contaminant+in+silicate+analysis+of+natural+water+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Laboratory glassware as a contaminant in silicate analysis of natural water samples.</a> Water Res. 33 (12), 2879-2883 (1999).</li>
<li>Yoshimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Appropriate+bottles+for+storing+seawater+samples+for+dissolved+organic+phosphorus+%28DOP%29+analysis%3A+a+step+toward+the+development+of+DOP+reference+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr-meth%22%5BJournal%5D)">Appropriate bottles for storing seawater samples for dissolved organic phosphorus (DOP) analysis: a step toward the development of DOP reference materials.</a> Limnol. Oceanogr-meth. 11 (4), 239-246 (2013).</li>
<li>Strickland, J. D. H., Parsons, T. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStrickland%2C+JDH+%22A+practical+handbook+of+seawater+analysis%22">A practical handbook of seawater analysis</a>. , Fisheries Research Board of Canada. Ottawa. (1968).</li>
<li>Eaton, A. D., Grant, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freshwater+sorption+of+ammonium+by+glass+frits+and+filters%3A+implications+for+analyses+of+brackish+and+freshwater%5BTitle%5D)+AND+%22Limnol.+Oceanogr%22%5BJournal%5D)">Freshwater sorption of ammonium by glass frits and filters: implications for analyses of brackish and freshwater.</a> Limnol. Oceanogr. 24 (2), 397-399 (1979).</li>
<li>Norrman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filtration+of+water+samples+for+DOC+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Chem%22%5BJournal%5D)">Filtration of water samples for DOC studies.</a> Mar. Chem. 41 (1-3), 239-242 (1993).</li>
<li>Carlson, C. A., Ducklow, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+bacterioplankton+and+consumption+of+dissolved+organic+carbon+in+the+Sargasso+Sea%5BTitle%5D)+AND+%22Aquat.+Microb.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Growth of bacterioplankton and consumption of dissolved organic carbon in the Sargasso Sea.</a> Aquat. Microb. Ecol. 10 (1), 69-85 (1996).</li>
<li>Grasshoff, K., Ehrhardt, M., Kremling, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGrasshoff%2C+K+%22Methods+of+Seawater+Analysis.+Second%2C+Revised+and+Extended+Edition%22">Methods of Seawater Analysis. Second, Revised and Extended Edition</a>. , (1999).</li>
<li>Perea-Blázquez, A., Davy, S. K., Bell, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nutrient+utilisation+by+shallow+water+temperate+sponges+in+New+Zealand%5BTitle%5D)+AND+%22Hydrobiologia%22%5BJournal%5D)">Nutrient utilisation by shallow water temperate sponges in New Zealand.</a> Hydrobiologia. 687 (1), 237-250 (2012).</li>
<li>Perea-Blázquez, A., Davy, S. K., Bell, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimates+of+particulate+organic+carbon+flowing+from+the+pelagic+environment+to+the+benthos+through+sponge+assemblages%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Estimates of particulate organic carbon flowing from the pelagic environment to the benthos through sponge assemblages.</a> PLoS ONE. 7 (1), e29569(2012).</li>
<li>Pile, A. J., Patterson, M. R., Witman, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+grazing+on+plankton+%3C10+%C2%B5m+by+the+boreal+sponge+Mycale+lingua%5BTitle%5D)+AND+%22Mar.+Ecol.+Prog.+Ser%22%5BJournal%5D)">In situ grazing on plankton <10 µm by the boreal sponge Mycale lingua.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 141, 95-102 (1996).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kroki przygotowawcze
Fiolki zbiorcze do analizy DOM i składników odżywczych
Ponieważ naczynia kolektora mogą wchodzić w interakcje z rozpuszczonymi mikroskładnikami, a ścianki próbnika mogą być substratem dla rozwoju bakterii 30-34, przetestowano różne fiolki do zbierania DOM i składników odżywczych. Borokrzemian nie jest zalecany do oznaczania ilościowego krzemionki 33,35, ponieważ szklane butelki mog...

Zawiesiny bentosowe odgrywają istotną rolę w funkcjonowaniu ekosystemów morskich 1. Filtrując duże ilości wody 2,3, usuwają i wydalają cząstki stałe (plankton i detrytus) oraz rozpuszczone związki 1 (i zawarte w nich odniesienia) i są ważnym czynnikiem sprzężenia bentosowo-pelagicznego 4,5 i obiegu składników odżywczych 6,7. Dokładny pomiar cząstek stałych i rozpuszczonych związków usuwanych i wydalanych przez zawiesiny bentosowe (takie jak gąbki, worki, wieloszczety i małże) ma fundamentalne znaczenie dla zrozumienia ich fizjologii, metabolizmu i ekologii żywienia. Wraz z pomiarami wydajności pompowania umożliwia również ilościowe określenie strumieni składników odżywczych, w których pośredniczą te organizmy, oraz ich wpływu ekologicznego na jakość wody, a także na procesy w skali ekosystemu.
Wybór odpowiedniej metody pomiaru szybkości usuwania i produkcji cząstek stałych i rozpuszczonych przez filtry zawiesinowe jest kluczowe dla uzyskania wiarygodnych danych dotyczących ich aktywności żywieniowej 8. Jak zauważyli Riisgård i inni, niewłaściwe metodologie zniekształcają wyniki, zniekształcają warunki doświadczalne, prowadzą do nieprawidłowych szacunków spożycia i wydalania niektórych substancji oraz mogą prowadzić do błędnej kwantyfikacji strumieni składników odżywczych przetwarzanych przez te organizmy.
Dwie najczęściej stosowane metody pomiaru strumieni cząstek stałych i rozpuszczonych składników odżywczych w filtratorach obejmują albo inkubację (techniki pośrednie), albo jednoczesne zbieranie wody z otoczenia i wydychanej (techniki bezpośrednie). Techniki inkubacji opierają się na pomiarze szybkości zmian stężenia cząstek stałych i rozpuszczonych składników odżywczych w inkubowanej wodzie oraz oszacowaniu szybkości produkcji lub usuwania w porównaniu z odpowiednimi kontrolami 8. Jednak zamknięcie organizmu w komorze inkubacyjnej może zmienić jego zachowanie podczas karmienia i pompowania z powodu zmian w naturalnym reżimie przepływu, z powodu spadku stężenia tlenu i/lub stężenia pokarmu, lub z powodu nagromadzenia związków wydalniczych w wodzie inkubacyjnej 7,9 (i odniesienia do niej). Oprócz skutków zamknięcia i zmodyfikowanego zaopatrzenia w wodę, główna stronniczość technik inkubacji wynika z efektów refiltracji (zob. na przykład 10). Chociaż niektóre z tych problemów metodologicznych zostały przezwyciężone dzięki zastosowaniu odpowiedniej objętości i kształtu naczynia inkubacyjnego 11 lub wprowadzeniu systemu recyrkulacyjnego dzbana dzwonowego in situ12, technika ta często zaniża tempo usuwania i produkcji. Ilościowe określenie metabolizmu rozpuszczonych związków, takich jak rozpuszczony azot organiczny (DON) i węgiel (DOC) lub nieorganiczne składniki odżywcze, okazało się szczególnie podatne na błędy systematyczne spowodowane technikami inkubacji 13.
Na przełomie lat 60-tych i 70-tych, Henry Reiswig 9,14,15 był pionierem w stosowaniu bezpośrednich technik do ilościowego określania usuwania cząstek przez gigantyczne karaibskie gąbki, poprzez oddzielne pobieranie próbek wody wdychanej i wydychanej przez organizmy in situ. Ze względu na trudności w zastosowaniu techniki Reiswiga na mniejszych karmach zawiesinowych i w trudniejszych warunkach podwodnych, większość badań w tej dziedzinie ograniczała się do laboratorium (in vitro) z zastosowaniem głównie technik inkubacji pośredniej16. Yahel i jego koledzy dostosowali technikę bezpośredniego in situ Reiswiga do pracy w warunkach na mniejszą skalę. Ich metoda, oznaczona jako InEx 16, opiera się na jednoczesnym podwodnym pobieraniu próbek wody wdychanej (In) i wydychanej (Ex) przez niezakłócone organizmy. Różne stężenia substancji (np. bakterii) w parze próbek (InEx) stanowią miarę zatrzymywania (lub produkcji) tej substancji przez zwierzę. Technika InEx wykorzystuje rurki z otwartym zakończeniem i opiera się na strumieniu prądu wytwarzanym przez aktywność pompującą badanego organizmu w celu pasywnego zastąpienia wody otoczenia w rurze zbiorczej. Podczas gdy Yahel i jego współpracownicy z powodzeniem zastosowali tę technikę w badaniu ponad 15 różnych taksonów zawiesin (np. 17), metoda ta jest ograniczona przez wysoki poziom wymaganej praktyki i doświadczenia, przez niewielki rozmiar niektórych otworów prądowych oraz przez warunki morskie.
Aby pokonać te przeszkody, opracowaliśmy alternatywną technikę opartą na kontrolowanym zasysaniu próbki wody przez maleńkie rurki (średnica zewnętrzna < 1,6 mm). Naszym celem było stworzenie prostego, niezawodnego i niedrogiego urządzenia, które umożliwiłoby czyste i kontrolowane pobieranie próbek wody in situ z bardzo określonego punktu, takiego jak otwór wylotowy dozowników zawiesiny bentosowej. Aby metoda była skuteczna, musi być nieinwazyjna, aby nie wpływać na reżim przepływu w otoczeniu ani nie modyfikować zachowania badanych organizmów. Prezentowane tutaj urządzenie określa się mianem VacuSIP. Jest to uproszczenie systemu SIP opracowanego przez Yahela i wsp. (2007) 18 w odniesieniu do punktowego pobierania próbek w głębinach morskich na podstawie ROV. VacuSIP jest znacznie tańszy niż oryginalny SIP i został przystosowany do pracy w oparciu o SCUBA. System został zaprojektowany zgodnie z zasadami przedstawionymi i przetestowanymi przez Wrighta i Stephensa (1978) 19 oraz Møhlenberga i Riisgårda (1978) 20 dla warunków laboratoryjnych.
Chociaż system VacuSIP został zaprojektowany do badań in situ metabolizmu zawiesin bentosowych, może być również używany do badań laboratoryjnych i wszędzie tam, gdzie wymagana jest kontrolowana i czysta, punktowa próbka wody. System jest szczególnie przydatny, gdy wymagana jest integracja przez dłuższy czas (min-godziny) lub filtracje in situ. VacuSIP jest z powodzeniem stosowany w laboratorium Yahel od 2011 roku, a także został wykorzystany w dwóch ostatnich badaniach strumieni składników odżywczych, w których pośredniczą gatunki gąbek karaibskich i śródziemnomorskich 21 (Morganti i wsp.).
Użycie specyficznych próbników, wydłużony czas pobierania próbek oraz warunki terenowe, w których stosuje się VacuSIP, pociągają za sobą pewne odchylenia od standardowych protokołów oceanograficznych dotyczących zbierania, filtrowania i przechowywania próbek dla wrażliwych analitów. Aby zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia przez system VacuSIP lub ryzyko modyfikacji próbki wody przez aktywność bakterii po pobraniu, przetestowaliśmy różne procedury filtracji i przechowywania in situ. Zbadano różne urządzenia filtrujące, naczynia zbiorcze i procedury przechowywania w celu uzyskania najbardziej odpowiedniej techniki analizy rozpuszczonych związków nieorganicznych (PO43-, NOx-, NH4+, SiO4) i organicznych (DOC + DON) oraz pobierania próbek ultraplanktonu (<10 μm) i cząstek organicznych (POC + PON). Aby jeszcze bardziej zmniejszyć ryzyko zanieczyszczenia, zwłaszcza w warunkach polowych, liczba etapów obsługi została zredukowana do absolutnego minimum. Format wizualny, w którym przedstawiona jest metoda, jest zorientowany na ułatwienie odtwarzalności i skrócenie czasu potrzebnego do skutecznego zastosowania techniki.
Przegląd systemu 
Aby pobrać próbkę wody pompowanej in situ z dysz zawiesinowych z otworami wydechowymi tak małymi jak 2 mm, najpierw wizualizuje się aktywność pompowania każdej próbki poprzez uwolnienie przefiltrowanej wody morskiej barwionej fluoresceiną obok otworu (otworów) inhalatora i obserwowanie jej przepływu z otworu prądowego 16 (zobacz również Rysunek 2B w 18). Woda wdychana i wydychana przez badaną próbkę (prąd bieżący i wydechowy) jest następnie pobierana jednocześnie za pomocą pary maleńkich rurek zainstalowanych na specjalnie skonstruowanym manipulatorze lub na dwóch "ramionach" odwróconego elastycznego przenośnego statywu (rysunek 1 i film uzupełniający 1). Woda wdychana przez badany organizm jest zbierana poprzez ostrożne umieszczenie bliższego końca jednej rurki wewnątrz lub w pobliżu otworu wziewnego badanego organizmu. Identyczna rurka jest następnie umieszczana w kryzie prądowej. Operacja ta wymaga należytej ostrożności, aby uniknąć kontaktu lub niepokojenia zwierzęcia, np. przez ponowne zawieszenie osadu. Aby rozpocząć pobieranie próbek, nurek przekłuwa przegrodę w naczyniu zbiorczym za pomocą igły strzykawki przymocowanej do dystalnego końca każdej probówki, pozwalając zewnętrznemu ciśnieniu wody wtłoczyć próbkę wody do naczynia przez rurkę do pobierania próbek. Zasysanie jest inicjowane przez podciśnienie wytworzone wcześniej w fiolkach oraz przez różnicę ciśnień między wodą zewnętrzną a opróżnionym pojemnikiem na próbkę.
Aby zapewnić czyste zbieranie wydychanej wody i uniknąć przypadkowego zassania wody z otoczenia 16, częstotliwość próbkowania wody musi być utrzymywana na znacznie niższym poziomie (<10%) niż szybkość przepływu prądu. Szybkość ssania jest kontrolowana przez długość rury i jej średnicę wewnętrzną (ID). Mała średnica wewnętrzna zapewnia również znikomą objętość martwą (< 200 μl na metr wężyka). Pobieranie próbek przez dłuższy czas (od minut do godzin) umożliwia zintegrowanie nieodłącznej niejednolitości większości substancji będących przedmiotem zainteresowania. Aby zapewnić odpowiednie zachowanie próbek podczas długotrwałych podwodnych sesji pobierania próbek, a także do transportu do laboratorium, w przypadku wrażliwych analitów zaleca się filtrację in situ. Dobór naczyń do pobierania próbek, zespołu filtracyjnego i przewodów jest podyktowany badanymi organizmami i konkretnym pytaniem badawczym. Opisany poniżej protokół zakłada, że interesujący jest pełny profil metaboliczny (przegląd znajduje się na rysunku 2). Jednak modułowy charakter protokołu pozwala na łatwą modyfikację w celu dostosowania do prostszych lub nawet bardzo różnych schematów próbkowania. Aby uzyskać pełny profil metaboliczny, protokół pobierania próbek powinien obejmować następujące kroki: (1) wizualizację przepływu; (2) Pobieranie próbek odżywiania ultraplanktonem (plankton < 10 μm); (3) Pobieranie próbek wychwytu i wydalania nieorganicznych składników pokarmowych (przy użyciu wbudowanych filtrów); (4) Pobieranie próbek rozpuszczonych substancji organicznych i ich wydalanie (przy użyciu filtrów liniowych); 5) Wprowadzanie i wydalanie cząstek stałych (przy użyciu filtrów liniowych); (6) Powtórz krok 2 (karmienie ultraplanktonem w ramach kontroli jakości); (7) Wizualizacja przepływu.
Gdy jest to logistycznie wykonalne, zaleca się, aby pomiary profilu metabolicznego były połączone z szybkością pompowania (np. metoda prędkości frontu barwnika, w 16), jak również z pomiarami oddychania. Pomiary te najlepiej wykonywać na początku i na końcu sesji pobierania próbek. Do pomiaru oddechu preferowane są podwodne optody lub mikroelektrody.

<table><tbody><tr><td>GorillaPod, Oryginalny</td><td>Joby</td><td>GP000001</td><td>elastyczny statyw przenośny&nbsp;</td></tr><tr><td>Tuleja bezkołnierzowa</td><td>IDEX Zdrowie & Nauka&nbsp;</td><td>P-200X</td><td>1/16" w kolorze niebieskim/pk</td></tr><tr><td>Nakrętka męska</td><td>IDEX Zdrowie & Nauka</td><td>P-205X&nbsp;</td><td>1/16" w kolorze zielonym/10&nbsp; pk</td></tr><tr><td>Kobieta na Kobieta Luer</td><td>IDEX Zdrowie & Nauka&nbsp;</td><td>P-658</td><td></td></tr><tr><td>Żeńsko-męski Luer IDEX</td><td>Zdrowie & Nauka&nbsp;</td><td>P-655</td><td></td></tr><tr><td>Rurka Peek (254&nbsp; &mikro; m ID)</td><td>IDEX Zdrowie & Nauka&nbsp;</td><td>1531</td><td>1/16" OD x 0,01&nbsp; w identyfikatorze x 5&nbsp; długość stopy. Można użyć alternatywnego identyfikatora.</td></tr><tr><td>Żywica epoksydowa dwuskładnikowa</td><td>IVEGOR</td><td>9257</td><td>Dobrze wymieszaj żywicę dwuskładnikową przed użyciem</td></tr> <tr><td>(TOC) EPA Fiolki</td><td>Cole -Parmer</td><td>03756-20</td><td>40 ml szklane fiolki. Wyprodukowany również przez Thomas Scientific (numer ref. 9711F09).</td></tr><tr><td>Fiolki HDPE</td><td>Wheaton</td><td>986701 (E78620)</td><td>Fiolki z polietylenu o wysokiej gęstości 20 ml</td></tr><tr><td>Vacuette Z bez dodatku</td><td>Greiner bio-one</td><td>455001</td><td>próżni wstępnej producenta&nbsp;</td></tr><tr><td>Butelki na próbki przegrody nosowej</td><td>Thomas Scientific</td><td>1755C01</td><td>Butelki szklane 250 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Osłona przegrody 1</td><td>Wheaton</td><td>W240844SP (E7865R)</td><td>22-400 do fiolek HDPE&nbsp;</td></tr><tr><td>Septum Cap 2</td><td>Wheaton</td><td>W240846 (1078-5553)</td><td>24-400 do szklanych fiolek i butelek. Wyprodukowany również przez Thermo Scientific National (nr ref. 03-377-42).</td></tr><tr><td>Liniowe uchwyty filtrów Swinney ze stali nierdzewnej</td><td>Pall</td><td>516-9067</td> o <td>średnicy 13 mm</td></tr><tr><td>Podkładka uszczelniająca PTFE Pall</td><td>&nbsp;</td><td>516-8064</td><td>pierścień do uchwytów filtrów ze stali nierdzewnej</td></tr><tr><td>TCLP Filtry szklane</td><td>Pall&nbsp;</td><td>516-9126</td><td>Filtry z włókna szklanego bez spoiwa, 13&nbsp; mm średnicy, wielkość porów 0,7&nbsp; &mikro; </td></tr><tr><td>m Uchwyty filtrów z poliwęglanu</td><td>Cole -Parmer</td><td>17295</td> o <td>średnicy 13 mm</td></tr><tr><td>Filtry membranowe Isopore</td><td>Millipore</td><td>GTTP01300</td><td>13&nbsp; mm średnicy, wielkość porów 0,2&nbsp; &mikro; </td></tr><tr><td>m Rozwiązanie Contrad 70&nbsp;</td><td>Decon Labs</td><td>1002</td><td>wysoce rozpuszczalna zasadowa mieszanina anionowego i niejonowego roztworu środka powierzchniowo czynnego&nbsp;</td></tr><tr><td>Sterylne filtry strzykawkowe</td><td>VWR International Eurolab S.L.</td><td>514-0061P</td><td>25&nbsp; mm średnicy, wielkość porów 0,2&nbsp; &mikro; m</td></tr><tr><td>Fluorescein</td><td>Sigma-Aldrich</td> <td>(stary ref.28802) 46955-100G</td><td>100&nbsp; g</td></tr><tr><td>Holdex, jednorazowy, sterylny</td><td>Greiner bio-one</td><td>450263</td><td>sterylny, jednorazowy uchwyt na probówki z przemieszczonym środkiem luer do</td></tr><tr><td>sterylnych igieł</td> Vacuette <td>IcoGammaPlus</td><td>5160</td><td>0,7&nbsp; mm x 30&nbsp; mm</td></tr><tr><td>Cryovials Nalgene</td><td>Nalgene</td><td>V5007 (Kat. Nr 5000-0020)</td><td>2&nbsp; ml</td></tr><tr><td>Pudełko kartonowe Cryobox&nbsp;</td><td>Rubilabor</td><td>M-600</td><td>145x145x55&nbsp; mm p/mikrorurka 1,5&nbsp; ml</td></tr><tr><td>Kwas Ortofosforowy</td><td>Sigma</td><td>79617 lub Alternatywnie użyj Ultra-Czysty Kwas Solny, końcowe uzgodnienie 0,1%</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td>500&nbsp; g</td></tr><tr><td>Aldehyd glutarowy</td><td>Merck</td><td>8,206,031,000</td><td>25%, 1 L</td></tr><tr><td>Ręczna pompa próżniowa&nbsp;</td><td>B&uuml; rkle&nbsp;</td><td>5620-2181 lub alternatywnie użyj standardowej laboratoryjnej pompy</td><td></td> próżniowej</tr></tbody></table>

vacusip, ulepszona metoda inex do pomiaru in situ cząstek stałych i rozpuszczonych związków przetwarzanych przez aktywne podajniki zawiesiny

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Zawiesiny bentosowe odgrywają kluczową rolę w funkcjonowaniu ekosystemów morskich. Filtrując duże ilości wody, usuwając plankton i detrytus oraz wydalając cząstki stałe i rozpuszczone związki, służą jako ważne czynniki sprzężenia bentosowo-pelagicznego. Dokładny pomiar związków usuwanych i wydalanych przez pokarmy zawiesinowe (takie jak gąbki, worki, wieloszczety, małże) ma kluczowe znaczenie dla badania ich fizjologii, metabolizmu i ekologii żywienia oraz ma fundamentalne znaczenie dla określenia ekologicznego znaczenia strumieni składników odżywczych, w których pośredniczą te organizmy. Ocena szybkości, z jaką urządzenia do sporządzania zawiesiny przetwarzają cząstki stałe i związki rozpuszczone w przyrodzie, jest jednak ograniczona ograniczeniami obecnie dostępnych metodologii. Naszym celem było opracowanie prostej, niezawodnej i nieinwazyjnej metody, która pozwoliłaby na pobieranie próbek czystej i kontrolowanej wody z określonego punktu, takiego jak otwór prądowy w dozownikach zawiesiny bentosowej, in situ. Nasza metoda pozwala na jednoczesne pobieranie próbek wdychanej i wydychanej wody badanego organizmu za pomocą maleńkich rurek zainstalowanych na specjalnie skonstruowanym manipulatorze i starannie umieszczonych w otworze wydechowym badanego organizmu. Przekłucie przegrody w naczyniu zbiorczym za pomocą igły strzykawkowej przymocowanej do dystalnego końca każdej rurki pozwala na powolne wtłaczanie próbki wody do naczynia przez rurkę do pobierania próbek pod wpływem ciśnienia zewnętrznego. Powolna i kontrolowana częstotliwość pobierania próbek pozwala na zintegrowanie nieodłącznej niejednolitości w wodzie, zapewniając jednocześnie pobieranie próbek bez zanieczyszczeń. Przedstawiamy zalecenia dotyczące najbardziej odpowiednich urządzeń filtrujących, zbiorników zbiorczych i procedur przechowywania do analiz różnych cząstek stałych i rozpuszczonych związków. System VacuSIP oferuje niezawodną metodę ilościowego określania niezakłóconego metabolizmu dozowników zawiesinowych w warunkach naturalnych, która jest tania i łatwa do nauczenia się i zastosowania do oceny fizjologii i funkcjonalnej roli filtratorów w różnych ekosystemach.

Optymalizacja metod pobierania wody morskiej
Wybór probówek zbiorczych i procedura czyszczenia
Naczynia zbierające kompatybilne z VacuSIP powinny posiadać septum, które umożliwia rozpoczęcie pobierania próbek poprzez nakłucie igłą strzykawki. Powinny one wytrzymywać podwyższone ciśnienie podwodne (2-3 bary na typowych głębokoś...

Wprowadzamy VacuSIP, prostą, nieinwazyjną i niezawodną metodę czystego i dokładnego punktowego pobierania próbek wody. System został opracowany i oceniony pod kątem jednoczesnego zbierania wody wdychanej i wydychanej przez dozowniki zawiesiny bentosowej in situ, w celu czystego pomiaru usuwania i wydalania cząstek stałych i rozpuszczonych związków.

VacuSIP, ulepszona metoda InEx do pomiaru in situ cząstek stałych i rozpuszczonych związków przetwarzanych przez aktywne podajniki zawiesiny

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Ogólnym celem tej metody jest oczyszczenie kolektora z wody wdychanej i wydychanej przez bentosowe filtratory w warunkach naturalnych, aby możliwe było ilościowe oznaczenie usuniętych i wydalonych przez nie związków cząsteczkowych oraz rozpuszczalnych. Podczas przygotowywania naczyń do zbierania próbek do analizy rozpuszczonych związków organicznych i amoniaku należy użyć nowych, wstępnie oczyszczonych fiolek EPA. Do pobierania próbek innych składników odżywczych należy używać szklanych fiolek EPA.Do analizy krzemianów należy używać fiolek z HDPE. Opłucz fiolki i nakrętki wysokiej jakości wodą dwukrotnie destylowaną. Następnie wymień przebite septa silikonowe na nowe, a fiolki i nakrętki mocz w 10% kwasie solnym przez co najmniej trzy dni, po czym trzykrotnie opłucz je wysokiej jakości wodą dwukrotnie destylowaną.Aby dodatkowo przygotować fiolki szklane do pożywki, wypalaj je w temperaturze 450 °C przez cztery godziny i pozostaw do ostygnięcia w piecu. Następnie załóż zakrętki i owiń fiolki folią aluminiową. Kolejno zmieszaj DDW z przefiltrowanym przez filtr 0,2 µm surfaktantem, aby przygotować 5% roztwór.Następnie umieść wypalony filtr z włókna szklanego bez lepiszcza w oczyszczonym stalowym uchwycie filtra inline Swinnex. Używając oczyszczonej kwasem strzykawki, przepuść 100 mililitrów przefiltrowanego roztworu surfaktanta przez cały zestaw. Przepłucz zestaw, używając 100 mililitrów wysokiej jakości podwójnie destylowanej wody.Jeśli zespół filtrujący służy do pobierania próbek krzemionki, należy przygotować go z filtrem z poliwęglanu i przepuścić przez niego 30 milliliters pięcioprocentowego kwasu solnego, a następnie 30 milliliters wysokiej jakości podwójnie destylowanej wody. Zmontować system do pracy podwodnej, używając rurek PEEK. Do przygotowania wymaganych długości należy użyć ostrego noża lub przecinaka do PEEK.Do każdej probówki dopasuj męski konektor Luer z przymocowaną igłą strzykawki. Upewnij się, że płaska strona niebieskiej tulejki bez kołnierza jest wyrównana z końcem probówki, a następnie mocno dokręć zielną nakrętkę ręką. Następnie, używając taśmy izolacyjnej, przymocuj rurkę PEEK do ramion statywu, tworząc manipulator zbudowany według własnego projektu.Następnie do męskich złączy Luer należy przymocować zatyczkowe jednorazowe igły do strzykawek. Wyraźnie oznakuj sprzęt do pobierania próbek i zastosuj kodowanie kolorystyczne dla komponentów do pobierania próbek podczas wdechu i wydechu, na przykład za pomocą niebieskiej taśmy dla wdechu i żółtej dla wydechu. Podobnie zakoduj kolorystycznie naczynia do pobierania próbek, aby łatwiej zidentyfikować pary naczyń ponumerowanych sekwencyjnie.Następnie opróżnij naczynia do pobierania próbek przed nurkowaniem, najlepiej za pomocą wydajnej pompy próżniowej. Standardowa liofilizator zapewnia wysoką próżnię i sprawdzi się równie dobrze. Na koniec ustaw wszystkie naczynia do pobierania próbek zgodnie z wymaganiami dla planowanego nurkowania.Zaplanuj wszystkie etapy pobierania próbek z wyprzedzeniem i odpowiednio spakuj sprzęt. Najpierw potwierdź, czy okaz pompuje, uwalniając przefiltrowany barwnik fluorescencyjny obok otworu wlotowego i sprawdzając, czy barwnik wydostaje się przez otwór wylotowy. Następnie zainstaluj urządzenie VacuSIP i upewnij się, że jest ono stabilne.Następnie należy umieścić rurkę do pobierania wody wlotowej w otworze wlotowym lub w jego bezpośrednim sąsiedztwie, upewniając się, że nie znajduje się ona w pobliżu żadnych innych otworów wylotowych. Następnie ostrożnie skieruj rurkę do pobierania wody wylotowej w stronę syfonu wylotowego i bardzo delikatnie wprowadź ją na odległość od jednego do pięciu milimetrów do wnętrza syfonu. Należy zachować szczególną ostrożność, aby nie dotknąć i w żaden inny sposób nie zakłócić organizmu poddanego badaniu.Następnie przymocuj zestaw do pobierania próbek w bliskiej odległości roboczej. W przypadku użycia dostosowanego manipulatora, zachowaj taką samą staranność przy pozycjonowaniu rurki wlotowej i wylotowej. Pobieranie prób ultra-planktonu nie wymaga zastosowania filtra.Aby pobrać próbkę ultraplanktonu, należy użyć igły do przebicia septów rur próżniowych do wlotu i wylotu. Należy sprawdzić, czy woda ścieka, a następnie zebrać od dwóch do sześciu mililitrów wody z każdej rury. W przypadku krzemianów należy zainstalować liniowe poliwęglanowe uchwyty filtrów ze stali nierdzewnej z membranami poliwęglanowymi pomiędzy igłą a męskim złączem Luer na końcówce destylacyjnej rury.Następnie przebij kapsel z przegrodą przygotowanych fiolek HDPE, aby rozpocząć pobieranie próbek. Do pobierania próbek rozpuszczonych substancji organicznych i nieorganicznych przygotuj trzy pary fiolek. Jedną parę dla azotanów i fosforanów, jedną dla amoniaku oraz trzecią parę dla rozpuszczonych substancji organicznych.Aby pobrać próbki rozpuszczonych substancji organicznych lub składników odżywczych, należy zastąpić zespół filtrów poliwęglanowych uprzednio oczyszczonym liniowym uchwytem filtra ze stali nierdzewnej zawierającym uprzednio wypalony filtr szklany. Następnie należy przebić septem nakrętki szklanej fiolki EPA, aby rozpocząć pobieranie próbek. Rozpuszczone substancje nieorganiczne gromadzono w nowych szklanych fiolkach EPA oczyszczonych przez producenta lub w używanych fiolkach EPA oczyszczonych zgodnie z opisanym protokołem.W przypadku fiolek z odzysku odnotowano wyższe stężenia amoniaku, natomiast pozostałe wartości były zbliżone. Porównano stalowe uchwyty do filtrów oraz poliwęglanowe uchwyty do filtrów przepływowych Swinnex poprzez filtrowanie czystej wody i badanie zawartości rozpuszczonych organicznych i nieorganicznych składników odżywczych. Z każdym uchwytem przetestowano membranę poliwęglanową oraz wypalony wcześniej filtr z włókna szklanego.Najlepsze wyniki uzyskano przy zastosowaniu kombinacji uchwytu filtra ze stali nierdzewnej i wypalonego filtra z włókna szklanego. W celu sprawdzenia jakości próbek wykonano zliczenia komórek za pomocą cytometru przepływowego. Przy prawidłowym pobraniu par próbek wdechowych i wydechowych, większość komórek została usunięta z wody wydechowej.W przeciwieństwie do tego, nieprawidłowy pobór nie przyniósł takiego samego rezultatu. Przy prawidłowym zastosowaniu urządzenia VacuSIP, wzorce usuwania lub wydalania były wyraźne dla większości analizowanych związków. Pomiary przedstawione tutaj zostały wykonane na gąbce śródziemnomorskiej.

vacusip-an-improved-inex-method-for-situ-measurement-particulate

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Niniejszy protokół zawiera instrukcje dotyczące obsługi autonomicznego urządzenia do pomiaru prędkości przepływu pod wodą (SCUVA), które zostało zaprojektowane do kwantyfikacji przepływów generowanych przez zwierzęta in situ. Ponadto protokół ten odnosi się do wyzwań wynikających z warunków terenowych, w tym do ruchów operatora, przewidywania pozycji zwierząt oraz orientacji urządzenia SCUVA.

Ilościowy pomiar przepływów in situ przy użyciu autonomicznego urządzenia do podwodnej welocymetrii (SCUVA)

W tej pracy znajduje się praktyczny przewodnik, opisujący różne kroki do ustanowienia sprzężenia systemów SMPS i ICPMS oraz jak z nich korzystać. Przedstawiono trzy przykłady opisowe.

Praktyczny przewodnik na temat sprzężenia skanera mobilności skanera i spektrometru mas z plazmą sprzężoną indukcyjnie (SMPS-ICPMS)

Przedstawiamy procedurę obrazowania w czasie rzeczywistym i analizy składu pierwiastkowego cząstek bemitu w wodzie dejonizowanej za pomocą płynnej skaningowej mikroskopii elektronowej in situ.

In Situ Charakterystyka cząstek bemitu w wodzie przy użyciu ciekłego SEM

Urządzenie przepływowe do wykorzystania metody biodepozycji do ilościowego określania filtracji i żerowania małży zostało zmodyfikowane do użytku na statku. Dwuwymiarowy stół przegubowy zbudowany wokół urządzenia izoluje aparaturę od ruchu łodzi, umożliwiając w ten sposób dokładne ilościowe określenie zmiennych filtracji małży w morskich zakładach akwakultury skorupiaków.

Projektowanie i stosowanie aparatury do ilościowego oznaczania zawiesiny małży zasilających morze

Tutaj prezentujemy protokół do przeprowadzania przenośnych ekspozycji aerozoli komórkowych i mierzenia odpowiedzi komórkowej. W metodzie wykorzystuje się komórki hodowane na granicy faz powietrze-ciecz, naśladując fizjologię in vivo. Odpowiedź komórkową na aerozole z nanocząstek miedzi obserwowano jako stres oksydacyjny poprzez wytwarzanie reaktywnych form tlenu i cytotoksyczność jako uwalnianie dehydrogenazy mleczanowej.

Nowa przenośna kaseta do naświetlania in vitro do pobierania próbek aerozoli

Ten protokół opisuje ekstrakcję lotnych związków organicznych z próbki biologicznej za pomocą metody ekstrakcji sorbentem wspomaganym próżniowo, chromatografię gazową sprzężoną ze spektrometrią mas przy użyciu szyny Entech Sample Preparation Rail, oraz analizę danych. Opisano również hodowlę próbek biologicznych i sondowanie izotopów stabilnych.

Wychwytywanie aktywnie wytwarzanych mikrobiologicznych lotnych związków organicznych z próbek związanych z człowiekiem za pomocą ekstrakcji sorbentem wspomaganym próżnią

Balans folii wisiorek z kroplą powierzchni, zaimplementowany z wymianą wielofazową, nazywaną OCTOPUS, pozwala na naśladowanie warunków trawiennych poprzez sekwencyjną wymianę podfaz oryginalnego roztworu masowego z symulowanymi płynami żołądkowo-jelitowymi. Symulowane trawienie in vitro jest monitorowane poprzez rejestrowanie in situ napięcia międzyfazowego strawionej warstwy międzyfazowej.

Metody in vitro Trawienie emulsji w pojedynczej kropli poprzez wielofazową wymianę symulowanych płynów żołądkowo-jelitowych

Jako technika analityczna, elektrochemia nanoimpactowa, coraz ważniejsze podejście do liczenia i charakteryzowania elektro-nieaktywnych cząstek w skali nanometrowej, cierpi z powodu niskiej precyzji z powodu niejednorodnych rozkładów prądu, które powstają w wyniku użycia ultramikroelektrod. Przedstawiono tutaj uogólnione podejście, zwane "przerwaniem elektrokatalitycznym", które zwiększa precyzję takich pomiarów.

Precyzyjne wymiarowanie elektrochemiczne poszczególnych cząstek nieaktywnych elektrycznie

Pęcherzyki zewnątrzkomórkowe są niezwykle obiecujące dla zastosowań biomedycznych, ale obecne metody izolacji są czasochłonne i niepraktyczne do użytku klinicznego. W niniejszej pracy prezentujemy urządzenie mikroprzepływowe, które umożliwia bezpośrednią izolację pęcherzyków zewnątrzkomórkowych z dużych objętości płynów biologicznych w sposób ciągły przy minimalnych krokach.

Jednoetapowa izolacja pęcherzyków zewnątrzkomórkowych z próbek o dużej objętości za pomocą rozwidlonego urządzenia mikroprzepływowego A4F

Wywołane przez rybołówstwo zmiany w eksploatowanych połowach skorupiaków, takie jak amerykańskie połowy homarów, mogą potencjalnie wpłynąć na ich dynamikę reprodukcyjną, prowadząc do zmniejszenia sukcesu godowego. Celem tego badania było opracowanie nieinwazyjnej metody ustalania sukcesu godowego samic homarów, które mogą być fizjologicznie lub funkcjonalnie dojrzałe.

Nieinwazyjna metoda określania in situ udanego krycia u samic homarów amerykańskich (Homarus americanus)

Poznaj metodę VacuSIP do czystego pobierania próbek wody wdychanej i wydychanej przez bentosowe filtratory zawiesiny w warunkach naturalnych. Technika ta umożliwia ilościowe oznaczanie cząstek stałych i rozpuszczonych związków usuwanych oraz wydalanych przez te organizmy.

VacuSIP, ulepszona metoda InEx do pomiaru in situ cząstek stałych i rozpuszczonych związków przetwarzanych przez aktywne podajniki zawiesiny (Wideo) | JoVE Journal

VacuSIP, ulepszona metoda InEx do pomiaru in situ cząstek stałych i rozpuszczonych związków przetwarzanych przez aktywne podajniki zawiesiny

Przeglądaj więcej filmów