Name: Przygotowanie i śledzenie 3D katalitycznych urządzeń pływających (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 50 s
Description: Poznaj metodę przygotowania i śledzenia 3D katalitycznych urządzeń pływających typu Janus przy użyciu mikroskopii fluorescencyjnej. Technika ta umożliwia badanie dynamiki koloidów w odpowiedzi na gradienty chemiczne i pola grawitacyjne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została wsparta grantem EPSRC na przyspieszenie kariery EP/J002402/1.

UWAGA: Przed użyciem proszę zapoznać się ze wszystkimi odpowiednimi kartami charakterystyki. Nadtlenek wodoru stosowany w tym protokole jest szkodliwy, a wydzielanie się tlenu gazowego pod wpływem platyny stwarza ryzyko wybuchu. Podczas tego protokołu należy stosować wszystkie odpowiednie środki bezpieczeństwa, w tym kontrole inżynieryjne podczas obchodzenia się z roztworami nadtlenku (dygestoria) i środkami ochrony osobistej (okulary ochronne, rękawice i fartuch laboratoryjny).
1. Wytwarzanie katalitycznych cząstek Janusa
<ol>
	<li>Przygotuj podłoże do szkiełek
	<ol>
		<li>Wyczyść nieużywane standardowe szkiełko mikroskopowe, przemywając je sekwencyjnie przez kilka minut w wodzie dejonizowanej (DI), szklanym roztworze do odkażania i wodzie demineralizowanej. Następnie umyj mieszaniną wody etanol:DI o proporcji 70:30 v:v, a na koniec wysusz suszarką w czystym strumieniu powietrza i azotu.</li>
		<li>Zbadaj szkiełko pod mikroskopem, aby sprawdzić, czy powierzchnia jest czysta i wolna od śladów zanieczyszczenia cząstkami stałymi. W razie potrzeby powtórz krok 1.1.1.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotować dyspersję koloidalną do osadzania
	<ol>
		<li>Odpipetować 10 μl wodnego roztworu fluorescencyjnego koloidu (10% wag.) do 990 μl etanolu. Dostosuj objętości zgodnie z wymaganiami, w zależności od stężenia użytego roztworu podstawowego, aby uzyskać około 0,1% wagowej zawiesiny koloidalnej.</li>
		<li>Mieszaj wirowo przez 10 sek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dyspersja koloidalna w powłoce wirowej na szklanym podłożu szkiełkowym
	<ol>
		<li>Wyposaż powlekarkę wirową w czyste szkiełko ślizgowe. Napełnić końcówkę pipety 100 μl rozcieńczonego roztworu koloidalnego przygotowanego powyżej. Zaprogramuj powlekarkę wirową, aby wykonywała cykl 30 sekund, 2,000 obr./min. Uruchom wirową powlekarkę, a gdy osiągniesz odpowiednią prędkość, w sposób ciągły pipetuj przygotowany roztwór na środek wirującego szkiełka podstawowego.</li>
		<li>Wyjąć szkiełko podstawowe z powlekarki wirowej, powrócić do mikroskopu optycznego i sprawdzić, czy równomierna dyspersja głównie niestykających się oddzielnych koloidów pokrywa środkową część szkiełka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odparuj próżniowo platynę metaliczną na szkiełko ozdobione koloidem
	<ol>
		<li>Włóż szkiełko ze szkła pokrytego koloidem do metalowego parownika. Upewnij się, że strona ozdobiona koloidem jest skierowana w stronę źródła parowania. Zainstalować źródło parowania platyny metalicznej i osadzać 15 nm platyny metalicznej. 
		Uwaga: Po osadzeniu metalu próbki należy przechowywać w atmosferze obojętnej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. "Pływające" cząstki janusa
<ol>
	<li>Ponownie zawiesić koloidy Janusa w roztworze zawierającym nadtlenek
	<ol>
		<li>Wytnij kwadrat chusteczki soczewki o wymiarach 1 x 1 cm i zwilż koniec 10 μl wody DI. Przytrzymaj pęsetą i delikatnie przetrzyj powierzchnię szkiełka ozdobionego koloidem pokrytego platyną (ten krok fizycznie usuwa koloidy z podłoża).</li>
		<li>Włóż chusteczkę soczewki do 1,5 ml wody demineralizowanej i ręcznie energicznie potrząsaj przez 30 sekund w szczelnie zamkniętej tubce. Usuń tkankę soczewki.</li>
		<li>Odpipetować 1 ml roztworu zawierającego koloid do nowego pojemnika, wypełnionego 1 ml 30% m/v roztworu podstawowego H2O2 . Delikatnie wymieszać roztwory, a następnie umieścić w łaźni ultradźwiękowej w temperaturze pokojowej na 5 minut, po czym następuje kolejny 25-minutowy okres inkubacji bez mieszania. 
		UWAGA: To rozwiązanie może wydzielać tlen; Nie uszczelniać.</li>
		<li>Wysuszyć 100 μl pozostałego wodnego roztworu koloidalnego na kikutu skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM), aby umożliwić weryfikację SEM struktury koloidu Janusa. 14</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie kuwety analitycznej
	<ol>
		<li>Dodać dodatkowy 1 ml wody demineralizowanej do inkubowanego roztworu zawierającego koloidy pokryte nadtlenkiem i platyną, aby uzyskać odpowiednią moc paliwa (10%), aby umożliwić szybki napęd. 
		Uwaga: Poprzednie etapy inkubacji przeprowadzono w paliwie o wyższym stężeniu w celu oczyszczenia powierzchni katalizatora platynowego.</li>
		<li>Napełnij prostokątną kuwetę ze szkła kwarcowego o małej objętości inkubowanym roztworem. Luźno pasuje nasadka wciskana. 
		UWAGA: Ryzyko wybuchu — nie używać nakrętki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Obserwacja mikroskopowa
<ol>
	<li>Zlokalizuj interesującą cząstkę
	<ol>
		<li>Załaduj kuwetę do mikroskopu fluorescencyjnego wyposażonego w odpowiedni obiektyw (np. 20X) i wzbudz emisję fluoroforu za pomocą odpowiedniej kombinacji filtrów (wzbudzenie 450-490 nm, emisja >515 nm).</li>
		<li>Ręcznie wyszukaj koloidy fluorescencyjne w kuwecie. 
		Uwaga: Może być wymagana regulacja gęstości koloidów przy jednoczesnym utrzymaniu stężenia nadtlenku. Na przykład rozcieńczenie jest zalecane, jeśli gęstość koloidu jest wysoka i występują liczne pęcherzyki tlenu powodujące przepływy. Stężenie objętościowe koloidu wynoszące około 0,003% jest zalecanym punktem wyjścia.</li>
		<li>Zoptymalizuj ustawienia optyczne pod kątem śledzenia 3D: w odpowiednich warunkach oświetleniowych, w ostrości koloidy będą wyglądać jak ostre okrągłe obiekty. Jednakże, gdy napęd przesuwa koloidy do i z płaszczyzny ogniskowej, obserwowany będzie charakterystyczny jasny pierścień zmieniający rozmiar wyśrodkowany wokół kuli, co jest wykorzystywane do określenia współrzędnej z, aby umożliwić śledzenie 3D.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nagrać wideo
	<ol>
		<li>Przed rozpoczęciem nagrywania wideo ustaw ostrość mikroskopu tak, aby badana cząstka wytworzyła koncentryczny pierścień, z cząstką "pod" pozycją ostrości. Nie przesuwaj płaszczyzny ostrości podczas nagrywania wideo.</li>
		<li>Nagrywaj filmy z interesującymi cząstkami. Użyj 30-sekundowego czasu trwania wideo z częstotliwością odświeżania przekraczającą 30 Hz, aby umożliwić szczegółową rekonstrukcję trajektorii.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rekonstrukcja trajektorii 3D
	<ol>
		<li>Kalibracja osi Z
		<ol>
			<li>Uzupełnić 2% wag. roztwór gumy gellan w wodzie zawierającej zawiesinę fluorescencyjnych cząstek janusa w temperaturze 60 °C, umieścić w równoważnej kuwecie do użycia powyżej i pozostawić do utworzenia sztywnej, przezroczystej, żelowanej próbki zawierającej utrwalone koloidy statyczne.</li>
			<li>Ustaw ostrość na pojedynczym stałym koloidzie przy użyciu tych samych warunków oświetlenia, które wybrano powyżej, teraz zapisz serię nieruchomych obrazów, ponieważ ognisko z jest podnoszone przez znane przemieszczenia względem tej płaszczyzny.</li>
			<li>Określ promień pierścienia w każdej znanej pozycji ostrości11. 
			Uwaga: Jest to najbardziej efektywne dzięki użyciu algorytmu analizy obrazu, który można zastosować jako proces wsadowy do wszystkich kalibracji nieruchomych klatek i filmów. Typowe podejście polega na wygładzeniu obrazu, progowaniu w celu zidentyfikowania przybliżonej lokalizacji środka obiektów, a następnie zlokalizowaniu rzeczywistych współrzędnych x i y środka pierścienia poprzez pomiar odległości między szczytami intensywności po obu stronach pierścienia. Następnie można znaleźć średnią odległość radialną do pików intensywności od środka pierścienia. 11 Pozwala to na określenie zarówno promienia jasnego pierścienia, jak i współrzędnej x-y z dokładnością subpikselową. Lokalizując położenie x, y, z kuli Janusa zamocowanej w gumie gellan w odległości 30 μm od płaszczyzny ogniskowej, w sekwencji czasowej obrazów, cząstki można zlokalizować z błędem ± 25 nm wzdłuż każdej osi. Błąd można przypisać szumowi na obrazach. Stosunek sygnału do szumu, a co za tym idzie, dokładność algorytmów lokalizacji zależy od intensywności wykrytego światła fluorescencyjnego. Gdy sfera Janusa znajduje się daleko od płaszczyzny ogniskowej, jej intensywność staje się zbyt słaba, aby ją dokładnie śledzić, np. dla koloidu o średnicy 4,8 μm możliwy jest zakres z około 200 μm. Alternatywną metodą niealgorytmiczną jest użycie prostego ręcznego pomiaru środka x, y i promienia, jednak zmniejszy to dokładność.</li>
			<li>Wykreślić krzywą kalibracyjną, aby powiązać promień z położeniem z i dopasować do odpowiedniej funkcji (np. równania sześciennego), aby umożliwić interpolację. 11</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Kalibracja osi x,y
		<ol>
			<li>Zapisać obraz przestrzennej siatki kalibracyjnej z mikroskopu optycznego o nieruchomej klatce przy użyciu tych samych warunków mikroskopowych, które zostały wybrane w ppkt 3.2.</li>
			<li>Zmierz wymiar "w pikselach" obiektu o znanym rozmiarze świata rzeczywistego na podstawie obrazu siatki kalibracji przestrzennej i użyj go do ustalenia współczynnika konwersji pikseli na mikrony dla płaszczyzny obrazu x,y.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Rekonstrukcja trajektorii
		<ol>
			<li>Określ współrzędne x i y oraz promień dla każdej klatki sekwencji wideo zgodnie z opisem w 3.3.1.3, użyj funkcji znajdującej się w 3.3.1.4, aby przekonwertować promień na z, a współczynnik kalibracji znaleziony w 3.3.2.2 przelicz współrzędne pikseli x i y na mikrony. Wynikiem tej procedury będzie dokładna współrzędna x, y, z dla położenia cząstek napędowych w funkcji czasu. 11 Procedura ta może być realizowana za pomocą algorytmu lub ręcznie.</li>
			<li>Określ właściwości pochodne, takie jak średnia prędkość, aby określić ilościowo zakres obserwowanego pływania katalitycznego.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Ebbens, S. J., Howse, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+pursuit+of+propulsion+at+the+nanoscale%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">In pursuit of propulsion at the nanoscale.</a> Soft Matter. 6 (4), 726(2010).</li>
<li>Wang, W., Duan, W., Ahmed, S., Mallouk, T. E., Sen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+power+%3A+Autonomous+nano-+and+micromotors+propelled+by+self-generated+gradients%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Today%22%5BJournal%5D)">Small power : Autonomous nano- and micromotors propelled by self-generated gradients.</a> Nano Today. 8 (5), 531-554 (2013).</li>
<li>Gao, W., Dong, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artificial+Micromotors+in+the+Mouse%27s+Stomach+%3A+A+Step+toward+in+Vivo+Use+of+Synthetic+Motors%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+nano%22%5BJournal%5D)">Artificial Micromotors in the Mouse's Stomach : A Step toward in Vivo Use of Synthetic Motors.</a> ACS nano. 9 (1), 117-123 (2015).</li>
<li>Restrepo-Pérez, L., Soler, L., Martìnez-Cisneros, C., Sánchez, S., Schmidt, O. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofunctionalized+self-propelled+micromotors+as+an+alternative+on-chip+concentrating+system%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Biofunctionalized self-propelled micromotors as an alternative on-chip concentrating system.</a> Lab Chip. 14 (16), 2914-2917 (2014).</li>
<li>Soler, L., Sánchez, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catalytic+nanomotors+for+environmental+monitoring+and+water+remediation%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">Catalytic nanomotors for environmental monitoring and water remediation.</a> Nanoscale. 6 (13), 7175-7182 (2014).</li>
<li>Howse, J., Jones, R., Ryan, A., Gough, T., Vafabakhsh, R., Golestanian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-Motile+Colloidal+Particles%3A+From+Directed+Propulsion+to+Random+Walk%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Letts%22%5BJournal%5D)">Self-Motile Colloidal Particles: From Directed Propulsion to Random Walk.</a> Phys. Rev. Letts. 99 (4), 8-11 (2007).</li>
<li>Ebbens, S., Gregory, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrokinetic+effects+in+catalytic+platinum-insulator+Janus+swimmers%5BTitle%5D)+AND+%22EPL%22%5BJournal%5D)">Electrokinetic effects in catalytic platinum-insulator Janus swimmers.</a> EPL. 106 (5), 58003(2014).</li>
<li>Orozco, J., Jurado-Sánchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bubble-propelled+micromotors+for+enhanced+transport+of+passive+tracers%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Bubble-propelled micromotors for enhanced transport of passive tracers.</a> Langmuir. 30 (18), 5082-5087 (2014).</li>
<li>Peterson, S. D., Chuang, H. -S., Wereley, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+particle+tracking+using+micro-particle+image+velocimetry+hardware%5BTitle%5D)+AND+%22Meas.+Sci.+and+Technol%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional particle tracking using micro-particle image velocimetry hardware.</a> Meas. Sci. and Technol. 19 (11), 115406(2008).</li>
<li>Ten Hagen, B., Kümmel, F., Wittkowski, R., Takagi, D., Löwen, H., Bechinger, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gravitaxis+of+asymmetric+self-propelled+colloidal+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Commun%22%5BJournal%5D)">Gravitaxis of asymmetric self-propelled colloidal particles.</a> Nat. Commun. 5, 4829(2014).</li>
<li>Campbell, A. I., Ebbens, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gravitaxis+in+spherical+janus+swimming+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Gravitaxis in spherical janus swimming devices.</a> Langmuir. 29 (46), 14066-14073 (2013).</li>
<li>Ebbens, S., Tu, M. -H., Howse, J. R., Golestanian, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size+dependence+of+the+propulsion+velocity+for+catalytic+Janus-sphere+swimmers%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review.+E+Stat.+Nonlin.+Soft+Matter+Phys%22%5BJournal%5D)">Size dependence of the propulsion velocity for catalytic Janus-sphere swimmers.</a> Physical Review. E Stat. Nonlin. Soft Matter Phys. 85, Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22463141 020401(2012).</li>
<li>Ebbens, S. J., Howse, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observation+of+the+direction+of+motion+for+spherical+catalytic+swimmers%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Direct observation of the direction of motion for spherical catalytic swimmers.</a> Langmuir. 27 (20), 12293-12296 (2011).</li>
<li>Archer, R. J., Campbell, aI., Ebbens, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glancing+angle+metal+evaporation+synthesis+of+catalytic+swimming+Janus+colloids+with+well+defined+angular+velocity%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Glancing angle metal evaporation synthesis of catalytic swimming Janus colloids with well defined angular velocity.</a> Soft Matter. 11, 6872-6880 (2015).</li>
<li>Zhao, G., Sanchez, S., Schmidt, O. G., Pumera, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poisoning+of+bubble+propelled+catalytic+micromotors%3A+the+chemical+environment+matters%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">Poisoning of bubble propelled catalytic micromotors: the chemical environment matters.</a> Nanoscale. 5 (7), 2909-2914 (2013).</li>
<li>Wang, Y., Hernandez, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bipolar+electrochemical+mechanism+for+the+propulsion+of+catalytic+nanomotors+in+hydrogen+peroxide+solutions%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Bipolar electrochemical mechanism for the propulsion of catalytic nanomotors in hydrogen peroxide solutions.</a> Langmuir. 22 (25), 10451-10456 (2006).</li>
<li>Dunderdale, G., Ebbens, S., Fairclough, P., Howse, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Importance+of+particle+tracking+and+calculating+the+mean-squared+displacement+in+distinguishing+nanopropulsion+from+other+processes%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Importance of particle tracking and calculating the mean-squared displacement in distinguishing nanopropulsion from other processes.</a> Langmuir. 28 (30), 10997-11006 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wiele zmiennych w protokole przygotowania cząstek janusa platyny będzie miało wpływ na obserwowane trajektorie. Parametry opisane przy użyciu cząstek o średnicy 2 μm dadzą prędkości napędu rzędu 10 μm na sekundę. Jeśli użyjesz mniejszych cząstek, prędkości wzrosną, podczas gdy wzrost rozmiaru cząstek zmniejszy prędkość napędu. 12 Szczegóły protokołu parowania również zmienią obserwowane trajektorie. W tym obecnym protokole zalecany jest rzadki rozkład koloidów wraz z parowaniem metalu normalnym do orientacji szkiełka. Warunki te skutkują symetrycznymi strukturami Janusa, jak pokazano na rysunku 2, które prowadzą do trajektorii liniowych w granicach dyfuzji rotacyjnej Browna. 13 I odwrotnie, jeśli ciasno upakowane koloidy podlegają osadzaniu się pod kątem spojrzenia, symetria czapeczki Janusa może zostać złamana, aby wywołać zachowanie wirowania. 14 Wytwarzane tu cząstki wykazują względnie izotropowy ruch we wszystkich trzech wymiarach; Jeśli jednak stosuje się grubsze powłoki platynowe lub większe cząstki, można nadać odchylenie w górę lub grawitas. 11 Szczegóły dotyczące przechowywania koloidów janusa po wytworzeniu mogą również mieć wpływ na obserwowane prędkości pływania. Czysta powierzchnia platyny o wysokiej energii powierzchniowej, powstająca na etapie parowania, jest podatna na zanieczyszczenia powierzchniowe, na przykład węglowodorami, a w szczególności tiolami. 15
Ponadto właściwości roztworu, w którym koloidy Janusa są ponownie zawieszone, mają kluczowe znaczenie dla obserwacji napędu. Niskie stężenia nadtlenków spowodują wolniejsze prędkości, ponieważ zmniejsza się szybkość reakcji rozkładu powodującej ruch. 6 Ponadto niskie stężenia soli spowodują drastyczne zmniejszenie prędkości napędu. 7
Kluczową cechą produkowanych tu koloidów jest ich neutralna wyporność, co sprawia, że nadają się do śledzenia 3D. Ogólnie rzecz biorąc, w dziedzinie urządzeń do pływania niewiele uwagi poświęca się efektom 3D, częściowo ze względu na niektóre wybitne przykłady wykonane z gęstych metali, co powoduje ich szybką sedymentację, ale także ze względu na trudności i koszty związane z wykonaniem wymaganych pomiarów. Niektóre uznane metody śledzenia 3D mają wyraźne wady dla tych szybko poruszających się koloidów, na przykład konfokalna skaningowa mikroskopia laserowa może nie mieć rozdzielczości czasowej, aby zarejestrować wystarczającą liczbę obrazów do rozdzielenia trajektorii. W tym kontekście metoda, którą tutaj prezentujemy, ma tę istotną zaletę, że wymaga tylko jednej klatki, aby umożliwić oszacowanie współrzędnej z, co w konsekwencji pozwala na dużą liczbę klatek na sekundę. Ponadto, ponieważ rekonstrukcja współrzędnej Z opiera się tylko na względnym kontraście koloidu nieostrego w pojedynczych klatkach, a nie na bezwzględnej intensywności fluorescencji, jest ona odporna na efekty wygaszania i mrugania we fluoroforze. Zalety te są możliwe kosztem zmniejszonej głębi ostrości, na której możliwa jest rekonstrukcja trajektorii 3D, oraz wymogu dobrze oddzielonych, nienakładających się na siebie koloidów. Mamy nadzieję, że opisanie protokołu pozwoli innym grupom badawczym zainteresowanym zachowaniem 3D w swoich urządzeniach do pływania na bezpośredni i precyzyjny dostęp do tych informacji. Oczywiste jest, że rozszerzenie wiedzy na temat tych urządzeń na 3D otworzy znaczny zakres interesujących przyszłych zjawisk i zastosowań. Czytelników zainteresowanych dalszymi szczegółami analizy trajektorii kierujemy do Odnośnika 17, który opisuje powszechne artefakty w układach napędowych oraz jak zapewnić dokładną kwantyfikację prędkości napędu.

Urządzenia do pływania katalitycznego to małe, nieskrępowane koloidy, zdolne do autonomicznego generowania ruchu w środowisku fluidycznym. 1,2 Urządzenia te cieszą się dużym zainteresowaniem badawczym, ponieważ mogą potencjalnie umożliwić tworzenie nowych, ekscytujących funkcji, takich jak dostarczanie leków,3 transport chipów w laboratorium4 oraz remediacja środowiska. 5 Jednym z szeroko badanych przykładów są katalityczni pływacy "Janus". 6 Cząstki te zawdzięczają swoją nazwę temu, że mają dwie odrębne strony lub twarze (Janus to rzymski bóg o dwóch twarzach). Jedna strona jest katalitycznie aktywna i zdolna do przeprowadzenia reakcji rozkładu, podczas gdy druga jest obojętna. W obecności odpowiednich rozpuszczonych cząsteczek paliwa, wynikowa asymetryczna reakcja chemiczna tworzy gradienty wokół koloidów, które mogą wytwarzać ruch poprzez samodyfuzję/elektroforezę. 7
Scharakteryzowanie ruchu tych szybko poruszających się obiektów jest wyzwaniem, a wiele dotychczasowych obserwacji eksperymentalnych ograniczało się do 2D. Jednak ewentualne zastosowania prawdopodobnie wykorzystają zdolność urządzeń do pływania katalitycznego do poruszania się w masowych rozwiązaniach w 3D.8 Aby rozwiązać ten problem, poniżej opisujemy protokół, który umożliwia określenie dokładnych trajektorii 3D dla urządzeń pływających. Metoda ta opiera się na interpretacji struktur pierścieniowych wytwarzanych przez nieostre koloidy fluorescencyjne obserwowane przy stałym obiektywie ogniskowym9 i jest łatwa do zastosowania przy użyciu konwencjonalnych mikroskopów niemodyfikowanych. Dzięki jasnemu opisowi tej metody w tym miejscu, inni badacze w tej dziedzinie skorzystają na możliwości uzyskania dostępu do takich informacji 3D. Pomoże to w przyszłości uzyskać wgląd w charakterystykę ruchu urządzeń pływackich. Dowodem na ten potencjał jest niedawny raport o urządzeniach pływających kierowanych przez grawitację,10,11 zachowanie, które najłatwiej można zobrazować poprzez zastosowanie śledzenia 3D. 11
Ten artykuł również wyraźnie opisuje metodę produkcji katalitycznych urządzeń do pływania z cząstkami Janusa, co będzie dodatkowym korzystne dla standaryzacji metod w istniejących grupach badawczych badających te urządzenia, a także dodatkowo poprowadzi nowych badaczy zainteresowanych tworzeniem i badaniem urządzeń do pływania.

<table><tbody><tr><td>Parownik</td><td>Moorfield (Wielka Brytania)</td><td></td><td>Parownik e-beam Minilab 80</td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Nikon</td><td></td><td>Eclipse LV100</td></tr><tr><td>Fluorescencyjne źródło światła</td> Kostka filtra <td>Nikon</td><td></td><td>Nikon B2A</td></tr><tr><td>Obiektyw</td><td>Nikon</td><td></td><td>20X, 0.45 NA</td></tr><tr><td>Kuweta</td><td>Hellma</td><td></td><td>topiony kwarc, 40 x 10 x 1 mm</td></tr><tr><td>Mieszalnik wirowy</td><td>IKA</td><td></td><td>Lab Dancer S2</td></tr><tr><td>Powlekarka wirowa</td><td>Laurell Technologies Corp.</td><td></td><td>Model WS-400BZ-6NPP/Lite</td></tr><tr><td>Kąpiel ultradźwiękowa</td><td>Eumax</td><td></td><td>2 litry</td></tr><tr><td>Chusteczka do soczewek</td><td>Whatman</td><td>2105 841</td><td></td></tr><tr><td>Nadtlenek wodoru</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>31642-1L</td><td>30% wag</td></tr>%<tr><td>Platyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>267171</td><td>0,25 mm, 99,99%</td></tr><tr><td>Koloidy</td><td>Mikrosfery Thermo Scientific</td><td></td><td>Fluoro-Max PS, d = 1,9&nbsp; mikronów</td></tr><tr><td>Szklany roztwór do odkażania</td><td>Fisher Scientific</td><td>D/0025/15</td><td>Decon 90</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>E/0600DF/17</td><td>Absolutny etanol</td></tr><tr><td>DI woda</td> System filtracji <td>Elga</td><td></td><td>Purelab Option (15 MW)</td></tr><tr><td>Guma gellanowa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8169-100G</td><td>"Phytagel"</td></tr></tbody></table>

przygotowanie i śledzenie 3d katalitycznych urządzeń pływających

Preparation and 3D Tracking of Catalytic Swimming Devices

Opisujemy metodę przygotowania katalitycznie aktywnych koloidów Janusa, które "pływają" w płynach i opisujemy, jak określić ich ruch 3D za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Jedną z powszechnie stosowanych metod wytwarzania katalitycznie aktywnych koloidów w celu wytworzenia zwiększonego ruchu jest asymetryczny rozkład katalizatora. W tym przypadku osiąga się to poprzez powlekanie przędzą rozproszonej warstwy fluorescencyjnych koloidów polimerowych na płaskim płaskim podłożu, a następnie użycie kierunkowego osadzania z pary platyny w celu połowego pokrycia odsłoniętej powierzchni koloidu, tworząc dwustronną strukturę "Janusową". Koloidy Janusa są następnie ponownie zawieszane z płaskiego podłoża do roztworu wodnego zawierającego nadtlenek wodoru. Nadtlenek wodoru służy jako paliwo dla katalizatora platynowego, który rozkłada się na wodę i tlen, ale tylko po jednej stronie koloidu. Asymetria powoduje gradienty, które powodują zwiększony ruch lub "pływanie". Mikroskop fluorescencyjny wraz z kamerą wideo służy do rejestrowania ruchu poszczególnych koloidów. Środek emisji fluorescencyjnej jest znajdowany za pomocą analizy obrazu, aby zapewnić współrzędne x i y dla każdej klatki wideo. Utrzymując stałą pozycję ogniskowej mikroskopu, emisja fluorescencji z koloidu wytwarza charakterystyczny koncentryczny wzór pierścienia, który jest poddawany analizie obrazu w celu określenia położenia cząstek względem z. W ten sposób uzyskuje się trajektorie 3D dla pływającego koloidu, co pozwala na dokładny pomiar prędkości pływania i wykrycie zjawisk fizycznych, takich jak grawitaksja, które mogą wpływać na ruch koloidów.

Rysunek 1 przedstawia typową dyspersję koloidów na czystym szkiełku przedmiotowym przed osadzaniem platyny. Rysunek 2 pokazuje typowy obraz SEM z elektronów wstecznie rozproszonych dla Janus-pływaka pokrytego platyną w połowie; w tym trybie obrazowania obszar pokryty platyną generuje jasny kontrast. Widoczna jest pożądana półkulista warstwa platyny. Rysunek 3 prezentuje wygląd typowego fluorescencyjnego Janus-pływaka w optymalnych warunkach oświetlenia, unieruchomionego w gumie gellan. Pływak ma postać symetrycznego pierścienia, a promień tego pierścienia może być wykorzystany do określenia pozycji z koloidu względem płaszczyzny ostrości. Rysunek 4 pokazuje reprezentatywne przekroje radialnego rozkładu natężenia jasności, który jest wykorzystywany w połączeniu z algorytmami analizy obrazu do precyzyjnego lokalizowania centrum i pozornego promienia koloidu. Rysunek 5 zawiera krzywą kalibracyjną uzyskaną przy użyciu stałej próbki koloidalnej i skalibrowanego stolika mikroskopu z przesuwem w osi z, w celu powiązania pozornego rozmiaru koloidu z odległością od płaszczyzny ostrości. Krzywa ta jest dopasowana do funkcji sześciennej, która służy do przeliczania pozornego promienia na współrzędną z. Na koniec, Rysunek 6 przedstawia typową trajektorię x,y,z dla fluorescencyjnego Janus-pływaka.
<img alt="Obraz mikroskopowy mikrośfer polistyrenowych przedstawiający rozkład cząstek i analizę wielkości." src="/files/ftp_upload/54247/54247fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1. Obraz optyczny mikrośfer polistyrenowych o średnicy 1.9 µm. Mikrośfery są rozproszone na oczyszczonym szkiełku przedmiotowym przed osadzaniem platyny. Pasek skali reprezentuje 40 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54247/54247fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Obraz z skaningowego mikroskopu elektronowego przedstawiający sferyczną nanocząsteczkę do analizy strukturalnej i badań naukowych." src="/files/ftp_upload/54247/54247fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2. Obraz SEM w trybie elektronów wstecznie rozproszonych dla mikrosfer polistyrenowych o średnicy 1,9 µm. Mikrosfery przedstawiono po napyleniu platyny. Pasek skali odpowiada 2 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54247/54247fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Równowaga statyczna, obrazy mikroskopowe rozproszenia cząstek w różnych skalach mikrometrycznych, dane eksperymentalne." src="/files/ftp_upload/54247/54247fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3. Obrazy kalibracyjne fluorescencyjnej sfery polistyrenowej o średnicy 4.8 µm unieruchomionej w żelu gellanowym, zarejestrowane przy użyciu obiektywu 20X (0.4 N.A.). Odległości pod każdym obrazem wskazują dystans płaszczyzny ogniskowej obiektywu nad sferą. W miarę odogniskowania obrazu od 0 µm do 200 µm, ostry obraz jasnego dysku zmienia się w jasny pierścień, którego promień zależy od powiększenia, rozmiaru sfery oraz jej odległości od płaszczyzny ogniskowej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54247/54247fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Lokalizacja środka i pomiar promienia jasnego pierścienia; dopasowanie danych; analiza wykresu natężenia w funkcji pikseli." src="/files/ftp_upload/54247/54247fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Procedura śledzenia cząsteczki w osiach X, y, z. Zestaw autorskich algorytmów jest wykorzystywany do wstępnej lokalizacji środka (x, y) jasnego pierścienia poprzez wyodrębnienie serii linii pionowych i poziomych oraz wyznaczenie średniego punktu środkowego między jasnymi pikami (a). Następnie promień pierścienia jest obliczany na podstawie maksymalnego natężenia splajnu dopasowanego do średnich szarych wartości pikseli promieniujących od środka pierścienia (b). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54247/54247fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres dopasowania wielomianowego promienia w funkcji odległości w pikselach, równanie Y=-7,05+0,68X+0,003X²-5,71X³." src="/files/ftp_upload/54247/54247fig5.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5. Wykres kalibracyjny współrzędnej Z dla sfer Janus otrzymany poprzez pomiar promienia jasnego pierścienia sfer unieruchomionych w gumie gellan (patrz Rysunki 3 i 4). Wykres kalibracyjny jest wykorzystywany przez nasze algorytmy do przeliczania zmierzonego promienia pierścienia na współrzędną z. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54247/54247fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres trajektorii 3D przedstawiający ścieżkę w mikrometrach na osiach XYZ, stosowany w śledzeniu danych analitycznych." src="/files/ftp_upload/54247/54247fig6.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6. Trajektoria typowego fluorescencyjnego urządzenia pływającego w formie sfery Janus. Sekwencja obrazów poruszającego się urządzenia pływającego była rejestrowana przez okres 30 s przy częstotliwości klatek 33 Hz. Współrzędne (x, y, z) trajektorii uzyskano poprzez lokalizację centrum jasnego pierścienia (Rysunek 4 (a)) i porównanie zmierzonego promienia pierścienia z wykresem kalibracyjnym dla każdego obrazu w sekwencji (Rysunki 4 (b) i 5). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54247/54247fig6large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>

Przedstawiono metodę przygotowania katalitycznie aktywnych koloidów Janusa, które mogą "pływać" w płynach i określać ich trajektorie 3D.

Przygotowanie i śledzenie 3D katalitycznych urządzeń pływających

We report a method to prepare catalytically active Janus colloids that "swim" in fluids and describe how to determine their 3D motion using fluorescence ...

Ogólnym celem tego eksperymentu jest pomiar trajektorii 3D katalitycznego urządzenia pływającego. Technika ta może pomóc w wyjaśnieniu wielu zjawisk dotyczących urządzeń pływających, takich jak sposób, w jaki reagują one na gradienty chemiczne i pola grawitacyjne podczas poruszania się w roztworach o określonym napięciu. Kluczową zaletą tej techniki jest możliwość jej zastosowania przy użyciu dowolnego konwencjonalnego mikroskopu fluorescencyjnego.Technika ta zostanie zaprezentowana przez mojego doktoranta, Richarda Archera. W celu wykonania protokołu należy przygotować szkiełka przedmiotowe zgodnie z opisem w tekście. Następnie należy przygotować dyspersję koloidalną do naniesienia na szkiełko.W pierwszej kolejności pipetujemy 10 µL wodnego 10% wagowo roztworu koloidu fluorescencyjnego do 990 µL etanolu, aby otrzymać 1 ml 0,1% wagowo zawiesiny koloidalnej. Następnie mieszaninę mieszamy w wortexie przez 10 sekund. W kolejnym kroku nanosimy dyspersję koloidalną na przygotowany szkiełko przedmiotowe za pomocą spin-coatera.Przygotuj 100 µL rozcieńczonego roztworu koloidalnego do naniesienia na szkiełko. Po osiągnięciu prędkości 2000 rpm stopniowo nanieś zawiesinę na środek szkiełka. Wiruj przez 30 sekund od momentu rozpoczęcia nanoszenia.Przenieś pokryte szkiełko na mikroskop optyczny i sprawdź, czy w centralnej części szkiełka znajduje się równomierna dyspersja głównie niestykających się, oddzielnych koloidów. Następnie, w parowniku metali, przeprowadź naparowanie platyny na szkiełko w próżni. Upewnij się, że szkiełko zostało umieszczone stroną z koloidami skierowaną w stronę źródła naparowania.Użyj platynowego źródła odparowywania i nanieś 15 nanometrów platyny na szkiełko. Po naniesieniu metalu przechowuj szkiełko w atmosferze obojętnej. To kończy proces wytwarzania zapasowych cząsteczek Janus.Pierwszym krokiem jest zawieszenie cząstek Janus w roztworze. Aby to zrobić, należy przygotować kwadrat z chusteczki do soczewek o wymiarach 1 na 1 cm i zwilżyć jego koniec 10 µL wody DI. Następnie, trzymając papier pęsetą, należy delikatnie przetrzeć zwilżoną część wzdłuż powierzchni szkiełka przedmiotowego z naniesionym koloidem pokrytym platyną.Następnie zanurz tkankę soczewki w probówce zawierającej 1,5 ml wody DI. Zakręć probówkę i potrząsaj nią ręcznie przez 30 sekund. Następnie wyjmij tkankę soczewki i pipetą przenieś jeden ml wody zawierającej koloidy do małej probówki z jednym ml 30% (masa/objętość) roztworu nadtlenku wodoru.Delikatnie wymieszać roztwory. Następnie przenieść probówkę do kąpieli ultradźwiękowej w temperaturze pokojowej. Pojemnik nie powinien być szczelnie zamknięty, ponieważ może być konieczne odprowadzenie tlenu.Po pięciu minutach sonikacji inkubować mieszaninę przez 25 minut w temperaturze pokojowej bez mieszania. W międzyczasie osuszyć 100 µL pozostałego wodnego roztworu koloidalnego i udokumentować go za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego w celu zweryfikowania struktury koloidów Janus. Następnie dodać 1 mL wody DI do 2 mL roztworu, aby obniżyć stężenie nadtlenku wodoru do 10%, co stanowi odpowiednią moc paliwa dla szybkiego napędu koloidów Janus.Następnie należy napełnić niskobjętościową prostokątną kuwetę z kwarcowego szkła przygotowanym roztworem i luźno założyć zatyczkę wciskaną, aby roztwór mógł oddychać. Teraz należy umieścić kuwetę w mikroskopie fluorescencyjnym zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Przed rozpoczęciem nagrywania wideo należy szybko ustawić ostrość mikroskopu tak, aby badana cząstka tworzyła koncentryczny pierścień z cząstką znajdującą się w płaszczyźnie ostrości.Nie zmieniaj płaszczyzny ostrości podczas rejestracji wideo. Po odnalezieniu interesującej cząsteczki, nagraj ją w formie 30-sekundowych filmów przy 30 klatkach na sekundę. Około 20 filmów z jednego eksperymentu dostarczy wystarczającej ilości szczegółów do rekonstrukcji trajektorii, która została opisana w protokole tekstowym.Koloidy naniesiono na czystą szkiełko przedmiotowe. Przed naniesieniem platyny, dyspersję mikrosfer polistyrenowych na powierzchni szkiełka obserwowano za pomocą mikroskopu optycznego. Pasek skali wynosi 40 microns.Po dodaniu platyny wykonano obraz SEM w celu potwierdzenia uzyskania pożądanej półkolistej warstwy platyny. Pasek skali wynosi 2 µm. Fluorescencyjne pływaki Janus były wyraźnie widoczne po unieruchomieniu w gumie gellanowej; w warunkach optymalnego rozostrzenia obrazu widoczne były symetryczne pierścienie.Promień pierścienia został wykorzystany do określenia względnej pozycji Z koloidu. Środki koloidu obliczono poprzez wyodrębnienie serii linii pionowych i poziomych oraz wyznaczenie średniego punktu środkowego pomiędzy jasnymi pikami. Następnie promienie pierścienia obliczono na podstawie maksymalnej intensywności splajnu dopasowanego do średnich wartości fal pikseli promieniujących od środka pierścienia.Następnie, przy użyciu stałej próbki koloidalnej i skalibrowanego mikroskopu, sporządzono krzywą kalibracyjną w celu powiązania pozornej wielkości koloidu z odległością od pozycji ogniskowania. W ten sposób na podstawie uzyskanych danych wyznaczono trójwymiarową trajektorię pływającej fluorescencyjnej cząstki Janus. Po zapoznaniu się z tym eksperymentem powinieneś być w stanie śledzić urządzenia pływające w trzech wymiarach przy użyciu konwencjonalnego mikroskopu fluorescencyjnego.Metoda ta była wykorzystywana przez badaczy do analizy zjawisk takich jak gravitaxis. Eksperyment ten wiąże się z użyciem nadtlenku wodoru, który jest substancją niebezpieczną, co staje się szczególnie ryzykowne w połączeniu z katalitycznymi urządzeniami pływającymi ze względu na wydzielanie znacznych ilości tlenu. Dlatego w tych etapach ważne jest, aby pojemnik nie był szczelnie zamknięty.

preparation-and-3d-tracking-of-catalytic-swimming-devices

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Życie większości ryb opiera się na pływaniu. Niniejszy protokół opisuje techniki rejestrowania różnych sposobów pływania dostępnych dla pojedynczych osobników oraz ławic ryb, a także zawiera mierniki związane z fizjologią i zachowaniem podczas pływania.

Ocena wydajności pływania u ryb

Opisano użycie automatycznego systemu wideo 3D, który może śledzić pojedyncze osoby i grupy danio pręgowanych. Jako przykład zastosowania badamy wpływ antagonisty receptora NMDA MK-801 na ławice danio pręgowanego.

Wykorzystanie zautomatyzowanego systemu śledzenia 3D do rejestrowania osobników i ławic dorosłych ryb pręgowanego

Opisujemy zestaw technik do badania spontanicznego zachowania swobodnie pływających ryb o słabo elektrycznym okresie czasu, poprzez synchroniczny pomiar czasu wyładowania elektrycznego zwierzęcia, pozycji ciała i postawy zarówno dokładnie, jak i niezawodnie w specjalnie zaprojektowanym zbiorniku akwariowym wewnątrz sensorycznej komory izolacyjnej.

Długoterminowe śledzenie behawioralne swobodnie pływających ryb o słabym natężeniu elektryczności

Używamy druku 3D do wytwarzania anizotropowych cząstek w kształcie waletów, krzyżyków, tetrad i triad, których wyrównanie i rotacje w turbulentnym przepływie płynu mogą być mierzone na podstawie wielu jednoczesnych obrazów wideo.

Metody pomiaru orientacji i szybkości rotacji cząstek wydrukowanych w 3D w turbulencji

Danio pręgowany to doskonały model do badania funkcji mięśni i chorób. Podczas wczesnej embriogenezy danio pręgowany rozpoczyna regularne skurcze mięśni, powodując rytmiczne zachowanie podczas pływania, które zmienia się, gdy mięsień jest zakłócony. W tym miejscu opisujemy reakcję wywołaną dotykiem i test lokomocji, aby zbadać wydajność pływania jako miarę funkcji mięśni.

Wykorzystanie reakcji wywołanej dotykiem i testów lokomocji do oceny wydajności i funkcji mięśni u danio pręgowanego

W tym dwuczęściowym badaniu, biologiczny siłownik został opracowany przy użyciu wysoce elastycznych wsporników polidimetylosiloksanu (PDMS) i żywych komórek mięśniowych (kardiomiocytów) i scharakteryzowany. Aktywator biologiczny został połączony z podstawą wykonaną ze zmodyfikowanych materiałów PDMS w celu zbudowania samostabilizującego się, pływającego biorobota.

Siłownik oparty na komórkach mięśnia sercowego i samostabilizujący się biorobot - CZĘŚĆ 1

Ten protokół szczegółowo opisuje budowę i działanie mikroskopu 3D do śledzenia pojedynczych cząstek w czasie rzeczywistym, zdolnego do śledzenia nanoskalowych sond fluorescencyjnych przy wysokich prędkościach dyfuzyjnych i niskich szybkościach zliczania fotonów.

Protokół do śledzenia pojedynczych cząstek 3D w czasie rzeczywistym

Tutaj prezentujemy protokół do indywidualnego śledzenia zwierząt przez długi okres czasu. Wykorzystuje metody przetwarzania obrazów do identyfikowania zestawu ręcznie skonstruowanych znaczników przy użyciu grupy homarów jako studium przypadku, jednocześnie dostarczając informacji o tym, jak trzymać, manipulować i oznaczać homary.

Długoterminowe śledzenie wideo zwierząt wodnych trzymanych w jednym pomieszczeniu: studium przypadku dziennej aktywności lokomotorycznej homarca norweskiego (Nephrops norvegicus)

Prezentowany tutaj jest protokół do zbierania i analizy trójwymiarowej kinematyki poruszania się czworonożnych u gryzoni do badań przedklinicznych.

Analiza kinematyczna chodu 3D do badań przedklinicznych na gryzoniach

Przedstawiamy protokół charakteryzacji ruchliwości i zachowania populacji komórek o rozmiarach stu mikronów do milimetrów za pomocą mikroskopii jasnego pola i śledzenia komórek. Ten test ujawnia, że Stentor coeruleus przechodzi przez cztery behawioralnie odrębne fazy podczas regeneracji utraconego aparatu ustnego.

Analiza wzorców ruchliwości stentora w trakcie i po regeneracji aparatu jamy ustnej z wykorzystaniem śledzenia komórek

Trójwymiarowe tkanki serca bioinżynieryjne wykorzystujące kardiomiocyty pochodzące z komórek macierzystych okazały się obiecującymi modelami do badania zdrowego i chorego ludzkiego mięśnia sercowego in vitro, jednocześnie podsumowując kluczowe aspekty rodzimej niszy sercowej. Manuskrypt ten opisuje protokół wytwarzania i analizy zmodyfikowanych tkanek serca o wysokiej zawartości wygenerowanych z ludzkich pluripotencjalnych kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych.

Projektowanie bioreaktora w celu usprawnienia pozyskiwania danych i modelowania przepustowości zmodyfikowanych tkanek serca

Poznaj metodę przygotowania i śledzenia 3D katalitycznych urządzeń pływających typu Janus przy użyciu mikroskopii fluorescencyjnej. Technika ta umożliwia badanie dynamiki koloidów w odpowiedzi na gradienty chemiczne i pola grawitacyjne.

Przygotowanie i śledzenie 3D katalitycznych urządzeń pływających

Przeglądaj więcej filmów