12 sierpnia 2016
Monocyty są integralnymi składnikami ludzkiego wrodzonego układu odpornościowego, który polega na metabolizmie glikolitycznym po aktywacji. Opisujemy protokół cytometrii przepływowej do pomiaru ekspresji transportera glukozy i wychwytu glukozy przez całkowite monocyty i subpopulacje monocytów w świeżej krwi pełnej.
Ogólnym celem tej metodologii jest pomiar wychwytu glukozy i jej transportera w różnych subpopulacjach monocytów. Metoda ta może być wykorzystana do udzielenia odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie immunologii, takie jak: Jakie jest znaczenie metabolizmu komórek odpornościowych w wynikach choroby? Głównymi zaletami tych technik jest to, że jest szybka, łatwa do wykonania, nie wymaga materiału reaktywnego i wymaga tylko niewielkiej objętości krwi.
W ciągu godziny od pobrania próbek krwi, w probówkach antykoagulantu cytrynianu ACD-B, umieść próbki w komorze bezpieczeństwa biologicznego. Następnie dodaj 100 mikrolitrów krwi z każdej próbki do pojedynczych probówek polipropylenowych i potraktuj komórki dwoma mililitrami roztworu lizującego 1X na lodzie, delikatnie pipetując w celu wymieszania. Po 15 minutach odwirować komórki, a następnie wykonać dwa kolejne wirowania w buforze do mycia.
Po drugim płukaniu za pomocą pipety ostrożnie usunąć jak najwięcej supernatantów i ponownie zawiesić granulki w 100 mikrolitrach buforu do płukania na lodzie. Aby zidentyfikować określone subpopulacje monocytów, należy wybarwić komórki pięcioma mikrolitrami odpowiednich przeciwciał na 100 mikrolitrów komórek przez 30 minut na lodzie w ciemności. Pod koniec inkubacji przemyć próbki dwa razy roztworem do przemywania i utrwalić komórki 200 mikrolitrami 0,5% formaldehydu w PBS.
Następnie przeanalizuj komórki w ciągu 24 godzin na cytometrze przepływowym zdolnym do wykrycia czterech kolorów. Aby ocenić wychwyt glukozy w subpopulacjach monocytów, przenieś 90 mikrolitrów krwi z każdej próbki do pojedynczych probówek polipropylenowych i dodaj 10 mikrolitrów fluorescencyjnego analogu glukozy interesującego krew. Delikatnie przesuń probówki, aby wymieszać, i przykryj próbki folią aluminiową.
Następnie umieść komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza na 15 do 30 minut, po czym natychmiast przenieś je do lodu. Następnie dodaj cztery mililitry roztworu lizującego FACS do probówek i odwiruj komórki. Następnie wykonaj drugie odwirowanie w buforze do mycia.
Zdekantować supernatant i barwić komórki odpowiednimi przeciwciałami przez 30 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza w ciemności. Następnie umyj próbki w czterech mililitrach lodowatego buforu do mycia, ponownie zawiesij granulki w 200 do 300 mikrolitrach lodowatego PBS i przeanalizuj probówki w ciągu 10 minut. Do analizy cytometrii przepływowej należy najpierw użyć niebarwionych i indywidualnie barwionych próbek kontrolnych w celu ustawienia kompensacji.
Następnie, w odpowiednim oprogramowaniu do analizy pojedynczych komórek, otwórz pierwszą próbkę na wykresie rozproszenia do przodu i przesuń monocyty, jak pokazano na ilustracji. Następnie kliknij dwukrotnie bramkowaną populację monocytów i bramkę populacji CD3-ujemnej. Teraz kliknij dwukrotnie populację CD3-ujemną i ustaw oś x, aby wyświetlić barwienie CD14, a oś y, aby wyświetlić barwienie CD16.
Następnie, aby zmierzyć wychwyt glukozy lub jej transportera w określonej subpopulacji monocytów, należy wygenerować odpowiednie histogramy. Następnie, jeśli istnieją zdefiniowane populacje komórek, użyj kontrolnych próbek igG FITC, aby ustawić bramkę i określić całkowity procent monocytów CD14-dodatnich w każdej próbce. W tym miejscu pokazano początkową strategię bramkowania izolowania monocytów przez rozproszenie komórek i wykluczenie komórek T przez bramkowanie w populacji CD3-ujemnej.
Monocyty są następnie bramkowane pod kątem ekspresji CD14 samodzielnie lub w połączeniu z CD16 w celu zidentyfikowania całkowitej liczby monocytów lub subpopulacji monocytów. Można zaobserwować odrębne populacje monocytów CD14-dodatnich transporterów glukozy Glut-1, w szczególności w krążących białych krwinkach uzyskanych od osób zakażonych wirusem HIV. Komórki CD14-dodatnie Glut-1 można również zaobserwować w określonych podzbiorach monocytów u osób niezakażonych wirusem HIV, chociaż populacje te są bardziej wyraźne u pacjentów zakażonych wirusem HIV.
Zgodnie z oczekiwaniami wynikającymi z danych dotyczących ekspresji transportera glukozy, analog glukozy 2-NBDG jest również pobierany w większych ilościach przez komórki osób zakażonych wirusem HIV. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu półtorej godziny, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Próbując wykonać tę procedurę, ważne jest, aby ograniczyć ekspozycję na światło do wszystkich regionów.
Po wychwycie analogów glukozy komórki można zabarwić przeciwciałami na powierzchni komórki w celu zidentyfikowania określonych populacji immunologicznych, które Cię interesują. Po opracowaniu metoda ta może być wykorzystana do określenia, w jaki sposób HIV wpływa na metabolizm komórek odpornościowych, może być również badana przez innych badaczy w różnych dziedzinach, takich jak immunologia, wirusologia i badania nad rakiem. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykryć transporter glukozy i wychwyt glukozy w komórkach odpornościowych.
Nie zapominaj, że podczas pracy z czynnikami zakaźnymi należy stosować standardowe procedury bezpieczeństwa.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejszy artykuł przedstawia protokół cytometrii przepływowej służący do pomiaru ekspresji transporterów glukozy oraz poboru glukozy w monocytach, które są kluczowymi elementami wrodzonego układu odpornościowego. Metoda ta umożliwia analizę subpopulacji monocytów w świeżej krwi pełnej, dostarczając informacji na temat metabolizmu komórek odpornościowych.
Metoda ta umożliwia szybką ocenę przeprogramowania metabolicznego monocytów w krwi pełnej, wspierając walidację celów w badaniach nad immunometabolizmem i chorobami zapalnymi. Poprzez ilościowe określenie poboru glukozy oraz ekspresji transporterów w podgrupach monocytów, pozwala ona na mechanistyczną redukcję ryzyka w przypadku hipotez terapeutycznych łączących metabolizm komórek odpornościowych z efektami chorobowymi. Przepływ pracy zwiększa pewność prognostyczną we wczesnej fazie odkrywania leków, umożliwiając funkcjonalną walidację zmian glikolitycznych w pierwotnych komórkach ludzkich bez konieczności manipulacji ex vivo.
Metoda ta wpisuje się w kontinuum odkryć – od walidacji celu po ocenę przedkliniczną – umożliwiając fenotypowanie metaboliczne pierwotnych ludzkich komórek odpornościowych na wczesnych etapach.