Name: Hybrydowy system owado-maszynowy: zdalne sterowanie radiowe swobodnie latającym chrząszczem (Mercynorrhina torquata) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 17 s
Description: Poznaj hybrydowy system owado-maszynowy do zdalnej stymulacji mięśni lotnych u chrząszcza Mercynorrhina torquata. Ta metoda pozwala badać funkcję mięśni i dynamikę lotu w neurobiologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ten materiał jest oparty na pracach wspieranych przez Nanyang Assistant Professorship (NAP, M4080740), Agency for Science, Technology and Research (A*STAR) Public Sector Research Funding (PSF, M4070190), A*STAR-JST (Japońska Agencja Nauki i Technologii) joint grant (M4070198) oraz Ministerstwo Edukacji Singapuru (MOE2013-T2-2-049). Autorzy pragną podziękować Panu Rogerowi Tan Kay Chia, prof. Low Kin Huat, panu Poon Kee Chun, panu Chew Hock See, panu Lam Kim Kheong i dr Mao Shixinowi ze School of MAE za ich wsparcie w tworzeniu i utrzymywaniu obiektów badawczych. Autorzy dziękują prof. Michelowi Maharbizowi (U.C. Berkeley) za jego rady i dyskusję, prof. Krisowi Pisterowi i jego grupie (U.C. Berkeley) za wsparcie w dostarczeniu GINA wykorzystanego w tym badaniu.

1. Zwierzę badawcze
<ol>
	<li>Hodować pojedyncze chrząszcze Mecynorrhina torquata (6 cm, 8 g) w oddzielnych plastikowych pojemnikach ze ściółką z peletu drzewnego.</li>
	<li>Karm każdego chrząszcza szklanką galaretki cukrowej (12 ml) co 3 dni.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę i wilgotność w pomieszczeniu hodowlanym na poziomie odpowiednio 25 °C i 60%.</li>
	<li>Przetestuj zdolność lotu każdego chrząszcza przed wszczepieniem cienkich drutów elektrodowych.
	<ol>
		<li>Delikatnie wyrzuć chrząszcza w powietrze. Jeśli chrząszcz może latać dłużej niż 10 sekund przez 5 kolejnych prób, należy stwierdzić, że chrząszcz ma regularne zdolności do lotu i wykorzystać go do kolejnych eksperymentów w locie. Aby schwytać chrząszcza, wyłącz wszystkie światła w pokoju, aby było ciemno. Powoduje to, że chrząszcz kończy lot. 
		Uwaga: Chrząszcz spontanicznie zaczyna odlatywać po wypuszczeniu w powietrze. Lepiej jest przeprowadzać eksperymenty w locie w dużym zamkniętym pomieszczeniu, takim jak to pokazane na rysunku 1 (16 x 8 x 4m3 z przestrzenią przechwytywania ruchu 12,5 x 8 x 4 m3), ponieważ latający chrząszcz porusza się bardzo szybko (około 3-5 m/s) i rysuje duże łuki podczas skręcania w powietrzu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Implantacja elektrod
<ol>
	<li>Znieczulić chrząszcza, umieszczając go w plastikowym pojemniku wypełnionym CO2 na 1 minutę13,16,20-24.</li>
	<li>Zmiękcz wosk dentystyczny, zanurzając go w gorącej wodzie na 10 sekund. Umieść znieczulonego chrząszcza na drewnianym klocku i unieruchamij go zmiękczonym woskiem dentystycznym. Wosk dentystyczny naturalnie ochładza się i krzepnie w ciągu kilku minut.</li>
	<li>Cięcie izolowanych drutów srebrnych (127 μm średnicy gołej, 178 μm średnicy po pokryciu perfluoroalkoksylowym) na długości 25 mm w celu wykorzystania jako cienkie druty elektrodowe do implantacji.</li>
	<li>Odsłoń 3 mm gołego srebra, paląc izolator na obu końcach każdego drutu.</li>
	<li>Wypreparuj górną powierzchnię naskórka chrząszcza za pomocą nożyczek z cienką końcówką, aby utworzyć małe okienko o wymiarach około 4 x 4 mm na metepisternum (ryc. 2c). Uwaga: Następnie odsłania się miękki brązowy naskórek, jak pokazano na rysunkach 2c-e. Mięsień 3Ax znajduje się pod miękkim naskórkiem.</li>
	<li>Przebij dwa otwory w odsłoniętym brązowym naskórku za pomocą szpilki do owadów (rozmiar 00) w odległości 2 mm między dwoma otworami (ryc. 2d).</li>
	<li>Ostrożnie wprowadzić dwie elektrody druciane (w tym jedną aktywną i jedną powrotną przygotowaną w kroku 2.4) przez otwory i wszczepić je w każdy mięsień 3Ax na głębokości 3 mm.</li>
	<li>Zabezpiecz wszczepione elektrody i przytrzymaj je na miejscu, aby uniknąć kontaktu i zwarć, upuszczając stopiony wosk pszczeli na otwory. W razie potrzeby ponownie rozlej wosk pszczeli na naskórek, dotykając wosku pszczelego końcówką gorącej lutownicy. Wosk pszczeli szybko krzepnie i wzmacnia implantację. 
	Uwaga: Aby sprawdzić, czy implantacja jest prawidłowa, elytrę chrząszcza można podnieść, aby obserwować ruch mięśnia 3Ax podczas stymulacji elektrycznej.</li>
</ol>
3. Bezprzewodowy plecak montażowy
Uwaga: Plecak składał się z wbudowanego mikrokontrolera radiowego na 4-warstwowej płytce FR-4 (1,6 x 1,6 cm2). Plecak był napędzany mikrobaterią litowo-polimerową (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). Całkowita masa plecaka wraz z baterią wynosiła 1,2 ± 0,26 g, czyli mniej niż ładowność garbusa (30% z 10 g masy ciała). Plecak był wstępnie zaprogramowany do odbioru komunikacji bezprzewodowej i posiadał dwa kanały wyjściowe.
<ol>
	<li>Oczyść powierzchnię przedplecza (usuń warstwę wosku z naskórka) za pomocą taśmy dwustronnej. Następnie przymocuj plecak do przedplecza chrząszcza za pomocą kawałka taśmy dwustronnej.</li>
	<li>Podłącz końce wszczepionych elektrod do wyjść plecaka.</li>
	<li>Owiń taśmę odblaskową wokół mikrobaterii, aby utworzyć znacznik do wykrywania przez kamery do przechwytywania ruchu.</li>
	<li>Przymocuj mikrobaterię do górnej części plecaka za pomocą kawałka taśmy dwustronnej, aby taśma odblaskowa mogła zostać wykryta przez kamery do przechwytywania ruchu.</li>
</ol>
4. Bezprzewodowy system sterowania
Uwaga: W tym przypadku termin bezprzewodowy system sterowania obejmuje odbiornik pilota zdalnego sterowania, laptop do uruchamiania niestandardowego oprogramowania do sterowania lotem, stację bazową, plecak i system przechwytywania ruchu.
<ol>
	<li>Podłącz stację bazową i odbiornik pilota zdalnego sterowania do laptopa za pomocą portów USB.</li>
	<li>Włącz system motion capture i podłącz go do laptopa za pomocą portu Ethernet.</li>
	<li>Wykonaj kalibrację głośności, machając różdżką kalibracyjną (dostarczoną przez dostawcę systemu przechwytywania ruchu), aby w pełni pokryć przestrzeń przechwytywania ruchu.
	<ol>
		<li>Otwórz oprogramowanie do przechwytywania ruchu z pulpitu laptopa. Kliknij i przeciągnij, aby wybrać wszystkie kamery w menu "System" panelu "Zasoby".</li>
		<li>Kliknij menu "Perspektywa 3D" i wybierz "Kamera", aby przejść do widoku kamery. Kliknij zakładkę "Kamera" w panelu "Narzędzia", aby wyświetlić konfigurację kalibracji. Kliknij "Start" w menu "Utwórz maski kamery", aby wyeliminować szum z kamer, a następnie "Zatrzymaj" po zamaskowaniu szumu na niebiesko.</li>
		<li>Kliknij i wybierz "5 Marker Wand & L-Frame" z menu "Różdżka" i menu "L-Frame" w zakładce "Kamera". Ustaw "Liczba różdżek" na 2,500, kliknij "Start" w menu "Kalibruj kamery" i machaj różdżką kalibracyjną przez całą przestrzeń przechwytywania ruchu. Proces kalibracji zatrzymuje się, gdy liczba różdżek osiągnie 2,500.</li>
		<li>Powtórz proces kalibracji, jeśli błąd obrazu (na dole zakładki "Aparat" w panelu "Narzędzia") jest wyższy niż 0,3 dla dowolnej kamery. Po kalibracji połóż różdżkę na podłodze na środku przestrzeni przechwytywania ruchu i kliknij "Start" w menu "Ustaw początek głośności", aby ustawić początek przestrzeni przechwytywania ruchu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sprawdź zasięg systemu przechwytywania ruchu za pomocą testu fikcyjnego, aby zarejestrować ścieżkę ruchu znacznika machanego przez użytkownika w przestrzeni przechwytywania ruchu i potwierdzić, czy znacznik jest wykrywany i śledzony. Jeśli marker jest często gubiony podczas wykrywania, powtarzaj kalibrację objętości, aż test fikcyjny zakończy się pomyślnie.
	<ol>
		<li>Kliknij zakładkę "Przechwytuj" w panelu "Narzędzia", a następnie "Start" w menu "Przechwyć", a następnie przesuń znacznik próbki przez całą przestrzeń przechwytywania ruchu, aby zarejestrować jego trajektorię.</li>
		<li>Po nagraniu kliknij "Uruchamia potok rekonstrukcji", aby zrekonstruować pozycje znacznika i sprawdzić jakość nagrania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podłącz styki mikrobaterii (dołączonej do plecaka w kroku 3.4) do styków zasilania plecaka.</li>
	<li>Przetestuj komunikację bezprzewodową między laptopem a plecakiem za pomocą niestandardowego oprogramowania do sterowania lotem. Kliknij polecenie "Start" w oprogramowaniu i sprawdź wyświetlany stan połączenia.</li>
</ol>
5. Eksperyment z swobodnym lotem
<ol>
	<li>Przeprowadź eksperyment swobodnego lotu na arenie lotniczej o wymiarach 16 x 8 x 4m3.</li>
	<li>Wprowadź odpowiednie parametry do oprogramowania sterującego lotem (napięcie, szerokość impulsu, częstotliwość i czas trwania stymulacji). Uwaga: W celach demonstracyjnych ustaliliśmy napięcie na 3 V, szerokość impulsu na 3 ms, czas trwania stymulacji na 1 sekundę i zmieniliśmy częstotliwość od 60 do 100 Hz.
	<ol>
		<li>Na ekranie oprogramowania wpisz 3 dla 3 V w polu "Napięcie", 1,000 dla 1,000 ms w polu "Czas trwania stymulacji", 3 dla 3 ms w polu "Szerokość impulsu" i żądaną częstotliwość w Hz w polu "Częstotliwość" w oknie poleceń.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wypuść chrząszcza zamontowanego na plecaku w powietrze, pozwalając mu swobodnie latać na arenie lotniczej. Ręcznie uruchom stymulację, gdy chrząszcz wejdzie w przestrzeń przechwytywania ruchu. Naciśnij odpowiedni przycisk poleceń (w lewo lub w prawo) na pilocie, aby stymulować docelowy mięsień po lewej lub prawej stronie chrząszcza. 
	Uwaga: Po naciśnięciu przycisku oprogramowanie sterujące lotem działające na laptopie generuje polecenie i wysyła je do plecaka. Następnie plecak wysyła bodziec elektryczny do interesującego go mięśnia (po lewej lub prawej stronie).</li>
	<li>Obserwuj reakcję chrząszcza w czasie rzeczywistym podczas stymulacji i zrekonstruuj dane za pomocą oprogramowania do tworzenia wykresów 3D.
	<ol>
		<li>Wybierz jedną z prób zarejestrowanych na liście danych w oknie "Beetle Display" i kliknij "Eksportuj Pandę", aby skopiować dane z tej próby do folderu analizy i uruchomić moduł wykresów 3D.</li>
		<li>Naciśnij "N" na klawiaturze, aby połączyć sygnał bodźca z zarejestrowaną trajektorią. Naciśnij I, aby pokazać trajektorię chrząszcza z podświetlonymi okresami stymulacji.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+Transmission+of+Muscle+Potentials+During+Free+Flight+of+a+Locust%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust.</a> J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).</li>
<li>Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Radiotelemetric+2-Channel+Unit+for+Transmission+of+Muscle+Potentials+During+Free+Flight+of+the+Desert+Locust%2C+Schistocerca+Gregaria%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria.</a> J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).</li>
<li>Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Dual-Channel+FM+Transmitter+for+Acquisition+of+Flight+Muscle+Activities+from+the+Freely+Flying+Hawkmoth%2C+Agrius+Convolvuli%5BTitle%5D)+AND+%22+J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli.</a> J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).</li>
<li>Sanchez, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locomotion+control+of+hybrid+cockroach+robots%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Soc.+Interface%22%5BJournal%5D)">Locomotion control of hybrid cockroach robots.</a> J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).</li>
<li>Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. IEEE 21st International Conference on Micro Electro Mechanical Systems, , 164-167 (2008).</li>
<li>Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balloon-Assisted+Flight+of+Radio-Controlled+Insect+Biobots%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).</li>
<li>Sato, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+Radio+Control+of+Insect+Flight%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Remote Radio Control of Insect Flight.</a> Front. Neurosci. 3, (2009).</li>
<li>Daly, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Pulsed+UWB+Receiver+SoC+for+Insect+Motion+Control%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+J.+Solid-State+Circuits%22%5BJournal%5D)">A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control.</a> IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).</li>
<li>Maharbiz, M. M., Sato, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyborg+Beetles%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Am%22%5BJournal%5D)">Cyborg Beetles.</a> Sci. Am. 303 (6), 94-99 (2010).</li>
<li>Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. 2010 IEEE 23rd International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 39-42 (2010).</li>
<li>Hinterwirth, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+Stimulation+of+Antennal+Muscles+in+Freely+Flying+Hawkmoths+Leads+to+Flight+Path+Changes%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+ONE%22%5BJournal%5D)">Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes.</a> PloS ONE. 7 (12), (2012).</li>
<li>Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. Engineering in Medicine and Biology Society (EMBC), 2013 35th Annual International Conference of the IEEE, , 1470-1473 (2013).</li>
<li>Sato, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deciphering+the+Role+of+a+Coleopteran+Steering+Muscle+via+Free+Flight+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation.</a> Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).</li>
<li>Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+Stimulus+Parameters+for+Directed+Locomotion+in+Madagascar+Hissing+Cockroach+Biobot%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot.</a> PLoS ONE. 10 (8), e0134348(2015).</li>
<li>Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. Control & Automation (ICCA), 11th IEEE International Conference, , 128-132 (2014).</li>
<li>Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. Robotics and Automation (ICRA), 2015 IEEE International Conference, , 4576-4582 (2015).</li>
<li>Cao, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Biological+Micro+Actuator%3A+Graded+and+Closed-Loop+Control+of+Insect+Leg+Motion+by+Electrical+Stimulation+of+Muscles%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles.</a> PLoS ONE. 9 (8), e105389(2014).</li>
<li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromechanism+Study+of+Insect-Machine+Interface%3A+Flight+Control+by+Neural+Electrical+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation.</a> PLoS ONE. 9 (11), e113012(2014).</li>
<li>Tsang, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+Split-Ring+Electrode+for+Insect+Flight+Biasing+Using+Multisite+Neural+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).</li>
<li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthetising+Drosophila+for+behavioural+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Anaesthetising Drosophila for behavioural studies.</a> J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).</li>
<li>Cooper, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia%2C+Analgesia%2C+and+Euthanasia+of+Invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates.</a> ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).</li>
<li>Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMiller%2C+TA+%22Insect+neurophysiological+techniques%22">Insect neurophysiological techniques</a>. , Springer Science & Business Media. (2012).</li>
<li>Leary, S., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeary%2C+S+%22AVMA+guidelines+for+the+euthanasia+of+animals%22">AVMA guidelines for the euthanasia of animals</a>. , (2013).</li>
<li>Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHeath%2C+B+%22in+Zoo+Animal+and+Wildlife+Immobilization+and+Anesthesia%22">in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia</a>. , Blackwell Publishing Ltd. 75-80 (2008).</li>
<li>Mischiati, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+models+direct+dragonfly+interception+steering%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Internal models direct dragonfly interception steering.</a> Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).</li>
<li>Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Turning+Manoeuvres+in+Free-Flying+Locusts%3A+Two-Channel+Radio-Telemetric+Transmission+of+Muscle+Activity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Zoolog.+Part+A+Comp.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity.</a> J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).</li>
<li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+Control+of+Free+Flight+Manoeuvres+in+a+Hawkmoth%2C+Agrius+Convolvuli%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli.</a> J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).</li>
<li>Sato, H., Maharbiz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+developments+in+the+remote+radio+control+of+insect+flight%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Recent developments in the remote radio control of insect flight.</a> Front. Neurosci. 4, (2010).</li>
<li>Tien Van, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flight+behavior+of+the+rhinoceros+beetle+Trypoxylus+dichotomus+during+electrical+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinsp.+Biomim%22%5BJournal%5D)">Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation.</a> Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021(2012).</li>
<li>Sane, S. P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+control+of+flight+force+by+a+flapping+wing%3A+lift+and+drag+production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production.</a> J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).</li>
<li>de Croon, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design%2C+aerodynamics+and+autonomy+of+the+DelFly%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinsp.+Biomim%22%5BJournal%5D)">Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly.</a> Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003(2012).</li>
<li>Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+Flight+of+a+Biologically+Inspired%2C+Insect-Scale+Robot%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot.</a> Science. 340 (6132), 603-607 (2013).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie występują konflikty interesów.

Proces implantacji jest ważny, ponieważ wpływa na wiarygodność eksperymentu. Elektrody należy wprowadzić do mięśnia na głębokość 3 mm lub mniejszą, w zależności od wielkości chrząszcza (unikając kontaktu z pobliskimi mięśniami). Jeśli elektrody dotkną pobliskich mięśni, mogą wystąpić niepożądane działania i zachowania motoryczne z powodu skurczu pobliskich mięśni. Obie elektrody powinny być dobrze ustawione, aby nie doszło do zwarć. Podczas topienia i ponownego przelewania wosku pszczelego za pomocą lutownicy eksperyment...

System hybrydowy owado-maszyna, często określany jako owad cyborg lub biobot, to fuzja platformy żywego owada z miniaturowym zamontowanym urządzeniem elektronicznym. Urządzenie elektroniczne, które jest bezprzewodowo sterowane przez zdalnego użytkownika, wysyła sygnał elektryczny do elektrycznej stymulacji miejsc nerwowo-mięśniowych u owada za pomocą wszczepionych elektrod drucianych, aby wywołać pożądane przez użytkownika działania i zachowania motoryczne. We wczesnej fazie tej dziedziny badań naukowcy ograniczyli się do bezprzewodowego rejestrowania działania mięśni owada, używając prostych obwodów analogowych składających się z elementów montowanych na powierzchni1-3. Opracowanie technologii system-on-a-chip z funkcją częstotliwości radiowej umożliwiło nie tylko bezprzewodowe rejestrowanie sygnałów nerwowo-mięśniowych, ale także elektryczną stymulację miejsc nerwowo-mięśniowych u żywych owadów. Obecnie wbudowany mikrokontroler radiowy jest na tyle mały, że można go zamontować na żywych owadach, nie powodując żadnych przeszkód w ich poruszaniu się4-13.
Rozwój wbudowanego mikrokontrolera radiowego pozwala naukowcom określić protokoły stymulacji elektrycznej w celu wywołania pożądanych działań motorycznych w celu kontrolowania lokomocji interesującego owada. Na ziemi naukowcy zademonstrowali kontrolę chodu poprzez stymulację miejsc nerwowo-mięśniowych karaluchów4,12,14, pająków15 i chrząszczy16,17. W powietrzu inicjację i zaprzestanie lotu osiągnięto za pomocą różnych metod, takich jak stymulacja płatów wzrokowych (masywnego skupiska nerwowego oka złożonego) u chrząszczy7,9 i podregionów mózgu u pszczół 18, podczas gdy kontrolę skrętu wykazano poprzez stymulację mięśni czułków i układu nerwowego brzucha u ciem11,19 oraz mięśni lotu u chrząszczy7,9,13. W większości przypadków wbudowany mikrokontroler radiowy był zintegrowany ze specjalnie zaprojektowaną płytką drukowaną w celu wytworzenia miniaturowego stymulatora bezprzewodowego (plecaka), który był montowany na interesującym owadzie. Pozwala to na zastosowanie bezprzewodowej stymulacji elektrycznej do swobodnie chodzącego lub latającego owada. Taki owad montowany na mikrokontrolerze jest tym, co określa się mianem hybrydowego systemu owad-maszyna. 
To badanie opisuje eksperymentalne protokoły budowy hybrydowego systemu owado-maszyny, w którym żywy chrząszcz jest wykorzystywany jako platforma dla owadów, i instruuje, jak obsługiwać robota i testować jego systemy sterowania lotem. Trzeci mięsień sklerytowy pachowy (3Ax) został wybrany jako mięsień będący przedmiotem zainteresowania do stymulacji elektrycznej i demonstracji kontroli skrętu w lewo lub w prawo13. Para cienkich elektrod ze srebrnego drutu została wszczepiona zarówno w lewy, jak i prawy mięsień 3Ax. Ponadto na żywym chrząszczu zamontowano plecak. Pozostałe końce drutu elektrodowego zostały podłączone do pinów wyjściowych mikrokontrolera. Plecak był na tyle mały, że chrząszcz mógł go nosić w locie. W ten sposób eksperymentator może zdalnie stymulować mięsień zainteresowania owada w swobodnym locie i badać jego reakcje na stymulacje.

<table><tbody><tr><td>Chrząszcz Mecynorrhina torquata</td><td>Królestwo chrząszczy Tajwan</td><td></td><td>10 g, 8 cm, nośność wynosi 30% masy ciała Zgoda na import i stosowanie przez Urząd ds. Rolnictwa i Żywności i Weterynarii Singapuru (AVA; Kod HS: 01069000, kod produktu: ALV002).</td></tr><tr><td>Bezprzewodowy stymulator plecakowy</td><td>Custom</td><td></td><td>TI CC2431 micocontroler Tablica wykonana jest na zamówienie w oparciu o tablicę GINA od prof. Krisa Pistera s laboratorium. Układ tablicy GINA można znaleźć pod adresem&nbsp; &nbsp; &nbsp; https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA</td></tr><tr><td>Pilot zdalnego sterowania</td><td>Nintendo</td><td></td><td>Bluetooth, aby wysłać polecenie do operatora laptopa</td></tr><tr><td>BeetleCommander v1.8</td><td>Custom. Grupa Maharbiz na Uniwersytecie Kalifornijskim w Berkeley i grupa Sato na NTU</td><td></td><td>Nawiąż bezprzewodową komunikację plecaka i laptopa operatora. Skonfiguruj parametry bodźca i zapisz dane pozycyjne. Wizualizacja danych lotu.</td></tr><tr><td>Stacja bazowa GINA</td>, <td>grupa Kris Pister na UC Berkeley</td><td></td><td>TI MSP430F2618 i AT86RF231</td></tr><tr><td>System przechwytywania ruchu</td><td>VICON</td><td>T160</td><td>8 kamer na arenę lotów o wymiarach 12,5 m x 8 m x 4 m</td></tr><tr><td>System przechwytywania ruchu</td><td>VICON</td><td>T40s</td><td>12 kamer na arenę lotów o wymiarach 12,5 x 8 x 4 m</td></tr><tr><td>Bateria mikro</td><td>Fullriver</td><td>&nbsp; 201013HS10C&nbsp;</td><td>3,7 V, 10 mAh</td></tr><tr><td>Taśma odblaskowa retro</td><td>Reflexite</td><td>V92-1549-010150</td><td>Taśma odblaskowa V92, kolor srebrny</td></tr><tr><td>Drut izolowany PFA&nbsp;</td><td>Systemy A-M</td><td>786000</td><td>127 i mikro; m goły, 177,8 &mikro; Powlekany m, 3 mm goły srebrny płomień odsłonięty na końcach</td></tr><tr><td>SMT Micro Header&nbsp;</td><td>SAMTEC</td><td>FTSH-110-01-L-DV</td><td>0,3 mm x 6 mm, zagiąć w celu wykonania suwaka o długości 3 mm do zamocowania elektrody w nagłówku PCB.</td></tr><tr>Wosk <td></td><td></td><td>pszczeli</td><td>Zabezpiecz elektrody</td></tr><tr><td>Wosk dentystyczny</td><td>Wierzchołek</td><td></td><td>Unieruchomij chrząszcza</td></tr><tr><td>Szpilka do owadów</td><td>ROBOZ</td><td>RS-6082-30</td><td>Rozmiar&nbsp; 00; 0,3 mm Średnica pręta; 0,03 mm szerokość końcówki; 38 mm Długość&nbsp; Wykonaj otwory prowadzące elektrody na</td></tr><tr><td>pęsetie</td> do skórek <td>DUMONT</td><td>RS-5015</td><td>Wzór #5; .05 mm x .01 mm Rozmiar końcówki; 110 mm Długość Nożyczki do preparowania i implantacji</td></tr><tr><td></td><td>ROBOZ</td><td>RS-5620</td><td>Vannas Micro Nożyczki sprężynowe do preparowania; Prosty; Krawędź tnąca 3mm; 0.1 mm Szerokość końcówki; 3" Długość całkowita&nbsp; Preparacja i implantacja</td></tr><tr><td>Lutownica do picia</td><td>DAIYO</td><td>DS241</td> Płyta grzewcza z <td>wosku pszczelego</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>CORNING</td><td>PC-400D</td><td>Topienie wosku pszczelego i wosku dentystycznego</td></tr><tr><td>Lampa fluorescencyjna</td><td>Philips</td><td>TL5 14W</td><td>Oświetl całą arenę lotów za pomocą 30 paneli (60 x 60 cm2). Każdy panel posiada 3 lampy. 14 W, 549 mm x 17 mm&nbsp;</td></tr></tbody></table>

hybrydowy system owado-maszynowy: zdalne sterowanie radiowe swobodnie latającym chrząszczem (mercynorrhina torquata)

Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle (Mercynorrhina torquata)

Wzrost liczby cyfrowych urządzeń elektronicznych z obsługą radiową skłonił do użycia małych bezprzewodowych rejestratorów nerwowo-mięśniowych i stymulatorów do badania zachowania owadów podczas lotu. Technologia ta umożliwia opracowanie hybrydowego systemu owad-maszyna z wykorzystaniem platformy żywych owadów opisanej w tym protokole. Ponadto w protokole przedstawiono konfigurację systemu i procedury eksperymentalne swobodnego lotu do oceny funkcji mięśni lotu u owada nieuwiązanego. W celu demonstracji skupiliśmy się na trzecim mięśniu sklerytu pachowego (3Ax), aby kontrolować i osiągać skręt w lewo lub w prawo latającego chrząszcza. Cienka elektroda z drutu srebrnego została wszczepiona w mięsień 3Ax po obu stronach chrząszcza. Były one podłączone do wyjść bezprzewodowego plecaka (tj. elektrycznego stymulatora nerwowo-mięśniowego) zamontowanego na przedpleczu chrząszcza. Mięsień był stymulowany w locie swobodnym poprzez naprzemienną stronę stymulacji (lewą lub prawą) lub zmianę częstotliwości stymulacji. Chrząszcz obrócił się na stronę ipsilateralną, gdy mięsień był stymulowany i wykazywał stopniowaną reakcję na rosnącą częstotliwość. Proces implantacji i kalibracji objętości systemu trójwymiarowej kamery do przechwytywania ruchu należy przeprowadzić ostrożnie, aby uniknąć odpowiednio uszkodzenia mięśnia i utraty orientacji markera. Ta metoda jest bardzo korzystna w badaniu lotu owadów, ponieważ pomaga ujawnić funkcje mięśnia lotnego, który jest przedmiotem zainteresowania w locie swobodnym.

Procedurę wszczepiania elektrod przedstawiono na ryc. 2. Cienkie elektrody wykonane z drutu srebrnego wszczepiono w mięsień 3Ax chrząszcza poprzez niewielkie otwory wykonane w miękkim kutikule pokrywającym mięsień (ryc. 2d–e). Miękki kutikula ten znajduje się bezpośrednio nad apodemą mięśnia bazalarnego, po usunięciu przedniej części metepisternum (ryc. 2d–c). Elektrody umocowano następnie za pomocą wosku...

Ten protokół opisuje proces konstruowania hybrydowego systemu owado-maszynowego i przeprowadzania bezprzewodowej elektrycznej stymulacji mięśni lotu wymaganych do kontrolowania ruchu skrętu latającego owada.

Hybrydowy system owado-maszynowy: zdalne sterowanie radiowe swobodnie latającym chrząszczem (Mercynorrhina torquata)

The rise of radio-enabled digital electronic devices has prompted the use of small wireless neuromuscular recorders and stimulators for studying in-flight ...

Niniejszy film opisuje proces konstruowania hybrydowego systemu owad-maszyna do bezprzewodowej stymulacji elektrycznej mięśni latających u swobodnie latającego owada. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie badań nad owadami, takie jak funkcja mięśni latających w procesie lotu. Główną zaletą tej techniki jest możliwość zbadania wpływu aktywacji konkretnych mięśni latających na lot trzech różnych gatunków owadów przy użyciu miniaturowego stymulatora zdalnego.Dzięki tej metodzie poszerzono naszą wiedzę na temat funkcji mięśni latających u żuków. Metoda ta może zostać zastosowana również u innych owadów lub w przypadku innych grup mięśni, np. w odnóżach lub czułkach. W pierwszej kolejności należy sprawdzić zdolność żuków do lotu, aby wyłonić osobniki odpowiednie do eksperymentów.Wybierz chrząszcza i delikatnie wyrzuć go w górę w dużym, zamkniętym pomieszczeniu. Aby ponownie schwytać chrząszcza, wystarczy zaciemnić pomieszczenie, co spowoduje zaprzestanie lotu owada. Jeśli chrząszcz lata przez więcej niż 10 sekund w pięciu kolejnych próbach, może on zostać wykorzystany w eksperymencie.Najpierw znieczul chrząszcza, używając komory z dwutlenkiem węgla. Pozostaw go tam na minutę. Następnie zmiękcz wosku dentystyczny w gorącej wodzie przez 10 sekund.Następnie umieść znieczulonego chrząszcza na drewnianym bloczku i unieruchom go za pomocą wosku. W następnym kroku potnij izolowany srebrny drut na odcinki o długości 25 mm, które będą pełnić funkcję elektrod. Na obu końcach odsłoń za pomocą płomienia 3 mm gołego srebrnego drutu.Następnie, za pomocą nożyczek z cienkimi końcami, rozetnij górną powierzchnię kutykuli chrząszcza, aby stworzyć niewielkie okienko o wymiarach 4 na 4 mm w metepisternum, odsłaniając znajdującą się pod spodem miękką kutykulę o brązowym kolorze. Bezpośrednio pod kutykulą znajduje się mięsień 3AX. Następnie, używając szpilki entomologicznej o rozmiarze 00, wykonaj dwa otwory w brązowej kutykuli w odstępie 2 mm.Następnie przez każdy otwór wprowadź elektrodę drucianą do każdego mięśnia 3AX. Wprowadź każdą elektrodę na trzy milimetry w głąb tkanki. Każdy błąd w tym procesie może prowadzić do przedłużonej reakcji lub deficytu mięśniowego, dlatego należy dokładnie zidentyfikować interesujący mięsień i precyzyjnie implantować elektrodę.Następnie zabezpiecz elektrody za pomocą wosku pszczelego, aby uniknąć kontaktów i zwarć. W razie potrzeby ponownie rozprowadź wosk nad kutykulą, rozgrzewając go lutownicą. Teraz, aby sprawdzić poprawność implantacji, unieś odnóże żuka, aby zaobserwować ruch mięśnia 3AX podczas jego stymulacji elektrodą.Szczegółowe informacje na temat urządzenia montowanego na grzbiecie znajdują się w protokole tekstowym. Aby je przymocować, należy najpierw oczyścić powierzchnię przedplecza z warstwy wosku za pomocą taśmy dwustronnej. Następnie przymocować urządzenie, używając taśmy dwustronnej.Następnie połącz końce wszczepionych elektrod z wyjściami plecaka. Potem owiń mikrobaterię taśmą odblaskową i przymocuj ją do górnej części plecaka za pomocą dodatkowej taśmy dwustronnej. Upewnij się, że zaciski są dostępne.Ta owinięta taśmą bateria będzie służyć jako marker dla kamer systemu motion capture. Bezprzewodowy system sterowania obejmuje odbiornik pilota zdalnego sterowania, komputer przenośny do uruchamiania specjalistycznego oprogramowania do sterowania lotem, stację bazową, plecak oraz system motion capture. W pierwszej kolejności podłącz stację bazową i odbiornik pilota zdalnego sterowania do komputera przenośnego za pomocą złączy USB.Następnie włącz system przechwytywania ruchu i podłącz go do komputera przenośnego za pomocą portu ethernet. Teraz w oprogramowaniu przeprowadź kalibrację objętościową, używając dostarczonej przez producenta prętki kalibracyjnej. W oprogramowaniu kliknij i przeciągnij, aby zaznaczyć wszystkie kamery w menu systemu w panelu zasobów.Następnie kliknij menu 3D Perspective i wybierz Camera, aby przejść do widoku kamery. Dalej kliknij kartę Camera w panelu Tools, aby wyświetlić konfigurację kalibracji, a następnie wybierz Start z menu Create Camera Masks, aby wyeliminować szumy z kamer. Gdy szumy zostaną zamaskowane (zaznaczone na niebiesko), zatrzymaj ten proces.Teraz z menu Wand wybierz 5 Marker Wand L-Frame. Następnie przejdź do menu L-Frame w zakładce Camera i wykonaj tę samą czynność. W kolejnym kroku ustaw liczbę wandów na 2500.Następnie kliknij Start w menu Calibrate Cameras i przemieszczaj pręt kalibracyjny w całej przestrzeni przechwytywania ruchu. Proces kalibracji kończy się, gdy licznik pręta osiągnie wartość 2500. Po kalibracji połóż pręt na podłodze na środku przestrzeni przechwytywania ruchu.Następnie kliknij Start w menu Set Volume Origin, aby ustawić punkt początkowy przestrzeni przechwytywania ruchu. Następnie rozpocznij test, klikając kartę Capture w panelu Tools, a następnie Start w menu Capture. Teraz sprawdź, czy system działa, nagrywając ścieżkę ruchu markera podczas gdy jest on poruszany przez użytkownika.Aby sprawdzić jakość nagrania, kliknij Runs the Reconstruct Pipeline, aby zrekonstruować pozycje markera i ocenić jakość nagrania. Jeśli marker zostanie utracony na dystansie przekraczającym 200 millimeters, należy ponownie skalibrować system. Teraz sprawdź, czy system na żuku działa prawidłowo.Podłącz zaciski mikrobaterii do pinów zasilania plecaka. Następnie kliknij polecenie Start w oprogramowaniu i sprawdź wyświetlany status połączenia. Jeśli połączenie zostało nawiązane, można teraz przeprowadzić eksperyment z wolnym lotem.Przeprowadź eksperyment wolnego lotu w arenie lotniczej. W tym przykładzie arena ma wymiary 16 na 8 na 4 metry sześcienne, przy czym część areny znajduje się poza obszarem śledzenia ruchu. W oprogramowaniu do sterowania lotem wprowadź odpowiednie parametry, w tym napięcie, szerokość impulsu, częstotliwość oraz czas trwania stymulacji.Następnie wypuść chrząszcza z zamocowanym plecakiem do areny lotu i poczekaj, aż owad wejdzie w obszar systemu przechwytywania ruchu, aby ręcznie uruchomić stymulację. Naciśnij odpowiedni przycisk polecenia na zdalnym sterowniku, aby stymulować docelowy mięsień po lewej lub prawej stronie chrząszcza, i obserwuj jego reakcję. Następnie zrekonstruuj dane, korzystając z oprogramowania do wykresów 3D.Wybierz jedną z prób zarejestrowanych na liście danych w oknie wyświetlania żuka i kliknij Export Panda, aby skopiować dane z tej próby do folderu Analysis. W oprogramowaniu do tworzenia wykresów naciśnij klawisz N na klawiaturze, aby połączyć sygnał stymulacji z zarejestrowaną trajektorią. Naciśnij I, aby wyświetlić trajektorię żuka z zaznaczonymi okresami stymulacji.Stwierdzono, że aktywacja mięśnia 3AX powoduje zmniejszenie amplitudy uderzeń skrzydła po stronie ipsilateralnej, co skutkuje wykonaniem przez chrząszcza zwrotu ipsilateralnego w wolnym locie. Szybkość skrętu chrząszcza była następnie oceniana jako funkcja częstotliwości stymulacji. Zauważono, że częstotliwość stymulacji mięśnia po prawej stronie była ściśle skorelowana ze stopniem skrętu w prawą stronę.Po opanowaniu tej techniki, przy jej prawidłowym wykonaniu, procedura ta zajmuje 20 minut. Podczas przeprowadzania tych czynności ważne jest, aby poprawnie zidentyfikować mięsień i właściwie umieścić implant, aby uniknąć izolacji jego obudowy. Po wykonaniu tej procedury mięsień auto-fly, mięsień supular lub mięsień basular mogą być stymulowane w celu wywołania różnych zachowań owada.Po opracowaniu technika ta otwiera badaczom z obszaru entomologii drogę do zgłębiania funkcji mięśni lotnych trójwymiarowo latających owadów.

insect-machine-hybrid-system-remote-radio-control-freely-flying

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Prezentujemy nowatorską procedurę chirurgiczną polegającą na wszczepieniu elektrod w Manduca sexta podczas jej wczesnych stadiów metamorficznych. Technika ta pozwala na mechanicznie stabilne i elektrycznie niezawodne sprzężenie z tkanką nerwowo-mięśniową w celu badania dynamiki neurofizjologii lotu. Prezentujemy również nowatorską platformę lewitacji magnetycznej do badań ziewania owadów na uwięzi.

Wczesna technologia wprowadzania metamorficznego do monitorowania zachowania owadów w locie

Zaproponowaliśmy system, który wykorzystuje niedrogie, nieinwazyjne pseudoakustyczne czujniki optyczne do automatycznego i dokładnego wykrywania, liczenia i klasyfikowania owadów latających na podstawie ich dźwięku lotu.

Wykrywanie i klasyfikacja owadów latających za pomocą niedrogich czujników

Na lot owadów wpływa wiele czynników, a skłonność do rozprzestrzeniania się jest ważną zmienną w zrozumieniu ekologii owadów i strategii kontroli biologicznej. Opisujemy budowę i zastosowanie prostego, stosunkowo niedrogiego i elastycznego młyna zgarniającego do pomiaru parametrów lotu na uwięzi u owadów.

Prosty młyn zgarniający do badania lotu na uwięzi u owadów

Zdolność do lokalizacji źródła zapachu jest niezbędna do przetrwania owadów i oczekuje się, że będzie miała zastosowanie do sztucznego śledzenia zapachów. Robot sterowany przez owady jest napędzany przez prawdziwą jedwabną i umożliwia nam ocenę zdolności owadów do śledzenia zapachów za pomocą platformy robotycznej.

Robot sterowany przez owady: mobilna platforma robota do oceny zdolności owadów do śledzenia zapachów

Tutaj prezentujemy protokoły hodowli chrząszcza pośredniego zarodka, Dermestes maculatus (D. maculatus) w laboratorium. Udostępniamy również protokoły dla embrionalnego i rodzicielskiego RNAi oraz metody analizy fenotypów embrionalnych w celu zbadania funkcji genów u tego gatunku.

Hodowla i knockdown genów za pośrednictwem dwuniciowego RNA u chrząszcza skórnego, Dermestes maculatus

Opracowaliśmy tani i mały młyn do lotów, zbudowany z powszechnie dostępnych przedmiotów i łatwo wykorzystany w eksperymentach. Za pomocą tej aparatury zmierzyliśmy zdolność lotną chrząszcza ambrozyjnego, Platypus quercivorus.

Pomiar zdolności lotnej chrząszcza Ambrozja, Platypus quercivorus (Murayama), przy użyciu taniego, małego i łatwego w budowie młyna

Pomiar wzorców pojawiania się owadów wymaga precyzji. Istniejące systemy są tylko częściowo zautomatyzowane, a wielkość próby jest ograniczona. Zajęliśmy się tymi problemami, projektując system wykorzystujący mikrokontrolery do precyzyjnego pomiaru czasu pojawienia się dużej liczby pojawiających się owadów.

Precyzyjny i autonomiczny system wykrywania wzorców pojawiania się owadów

Młyny lotnicze są ważnymi narzędziami do porównywania, jak wiek, płeć, stan krycia, temperatura lub różne inne czynniki mogą wpływać na zachowanie owadów podczas lotu. Tutaj opisujemy protokoły wiązania i pomiaru skłonności do lotu i wydajności zachodniej kukurydzianej stonki korzeniowej pod różnymi zabiegami.

Używanie młynów do pomiaru skłonności do lotu i wydajności zachodniej kukurydzianej stonki korzeniowej, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

Udostępniamy szczegółowy protokół hodowli, mikroiniekcji jaj i efektywnego krycia ognika Thermobia domestica w celu wytworzenia i utrzymania zmutowanych szczepów po edycji genomu.

Mikroiniekcja jaj i skuteczne krycie w celu edycji genomu u Firebrat Thermobia domestica

Ten protokół wykorzystuje drukarki trójwymiarowe (3D) i wycinarki laserowe znajdujące się w przestrzeniach twórczych, aby stworzyć bardziej elastyczny projekt młyna lotniczego. Korzystając z tej technologii, naukowcy mogą obniżyć koszty, zwiększyć elastyczność projektowania i generować powtarzalne prace podczas konstruowania młynów do badań nad lotem owadów na uwięzi.

Budowa ulepszonego młyna zgarniającego do badania lotu owadów na uwięzi

To badanie wprowadza eksperymentalne protokoły dla bio-hybrydowego drona wykrywającego zapachy, opartego na antenach jedwabnika. Przedstawiono działanie eksperymentalnego urządzenia elektroantennogramowego z czułkami jedwabnika, a także konstrukcję biohybrydowego drona przeznaczonego do lokalizacji źródła zapachów za pomocą algorytmu spiralnego przypływu.

Biohybrydowy dron wykrywający zapachy oparty na elektroantennografii wykorzystujący anteny Silkmoth do lokalizacji źródła zapachów

Poznaj hybrydowy system owado-maszynowy do zdalnej stymulacji mięśni lotnych u chrząszcza Mercynorrhina torquata. Ta metoda pozwala badać funkcję mięśni i dynamikę lotu w neurobiologii.

Hybrydowy system owado-maszynowy: zdalne sterowanie radiowe swobodnie latającym chrząszczem (Mercynorrhina torquata)

Przeglądaj więcej filmów