Name: Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 30 s
Description: Poznaj metodę Longa do wywoływania niedrożności tętnicy środkowej mózgu u myszy w badaniach udaru. Technika ta charakteryzuje się wysoką przeżywalnością zwierząt i pozwala identyfikować nowe cele terapeutyczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez National Institute of Health, National Heart Lung and Blood Institute (NIH i NHLBI; HL125572-01A1) oraz fundusz startowy LSUHSC-S na rzecz F.N.E. Gavins.

Ten protokół i eksperymenty opisane w filmie zostały zatwierdzone przez LSUHSC-S Institutional Animal Care and Use Committee i są zgodne z wytycznymi NIH.
UWAGA: W tym badaniu wykorzystano samce myszy C57BL/6 o wadze 25 - 29 g. Myszy były utrzymywane na standardowej diecie granulowanej z wolnym dostępem do wody, w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w indywidualnie wentylowanych klatkach. Zabieg zostanie wykonany w sterylnych warunkach przy użyciu sterylnych technik (np. sterylne rękawiczki, sterylne narzędzia).
1. Przygotowania przedoperacyjne
<ol>
	<li>Wywołać znieczulenie za pomocą kombinacji ketaminy (150 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) wstrzykiwanych dootrzewnowo (i.p.). Monitoruj głębokość znieczulenia poprzez szczypanie stopy, początkowo co 3 - 5 minut, a następnie co 10 minut po osiągnięciu znieczulenia. Gdy zwierzę jest pod narkozą, podaj sterylną maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu. Początkowa dawka ketaminy/ksylazyny trwa zwykle około 30-40 minut. W razie potrzeby można podać dodatkową dawkę, co jest weryfikowane na podstawie reakcji zwierzęcia na uszczypnięcie stopy.</li>
	<li>Umieść myszy w pozycji leżącej na macie grzewczej o regulowanej temperaturze i utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 36.5 ± 0.1 °C, którą sprawdza się za pomocą sondy doodbytniczej.</li>
	<li>Ogol szyję i zdezynfekuj skórę 70% alkoholem etylowym. </li>
</ol>
2. Okluzja MCA (Rysunek 1)
<ol>
	<li>Wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej za pomocą prostych nożyczek Iris i cofnij (za pomocą retraktorów) tkanki miękkie, aby odsłonić naczynia.</li>
	<li>Wypreparuj CCA i ECA z otaczających tkanek za pomocą kleszczy Dumonta, nie uszkadzając nerwu błędnego.</li>
	<li>Wykonaj tymczasowy szew, zawiązując luźny węzeł wokół CCA za pomocą jedwabiu 6-0.</li>
	<li>Wykonaj stały szew wokół ECA i mniejszych naczyń wystających z niego, ściśle podwiązując naczynia (dystalnie do rozwidlenia CCA).</li>
	<li>Wykonaj szew wokół ECA proksymalnie do rozwidlenia CCA.</li>
	<li>Umieść klips do mikronaczyń wokół tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i tętnicy skrzydłowo-podniebiennej (PPA).</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie w ECA za pomocą mikronożyczek sprężynowych do preparowania i włóż żyłkę monofilamentową o średnicy 180 μm z silikonową końcówką. Wykonaj cięcie jak najbliżej stałego szwu, aby ułatwić manipulację włóknem.</li>
	<li>Zaciśnij tymczasowy szew wokół ECA z włożonym włóknem i zdejmij klips do mikronaczynia.</li>
	<li>Przeciąć ECA między stałym, dystalnym szwem a punktem wejścia filamentu za pomocą mikro nożyczek sprężynowych do preparowania.</li>
	<li>Przeprowadź filament przez ICA, aż wyczulony będzie opór (ok. 9 - 10 μm poza rozwidleniem CCA) w MCA. 
	UWAGA: W przypadku, gdy odczuwalny jest zbyt duży opór, podczas gdy większość filamentu jest nadal widoczna, filament mógł dostać się do PPA. Jeśli tak się stanie, pociągnij żarnik z powrotem do rozwidlenia, delikatnie wepchnij do przodu do ICA za pomocą kleszczyków Dumonta i przesuwaj żarnik, aż będzie można go uwidocznić w ICA.</li>
</ol>
3. Reperfuzja
<ol>
	<li>Po 30-minutowym okresie okluzji usuń włókno, delikatnie odciągając je do tyłu za pomocą kleszczy Dumonta i zabezpiecz szew wokół otwartego końca ECA.</li>
	<li>Usuń tymczasowy szew wokół CCA, ostrożnie rozluźniając więzadło za pomocą kleszczy Dumonta, a przepływ krwi zostanie wznowiony przez CCA.</li>
	<li>Zamknij nacięcie ciągłym szwem chirurgicznym. Zamknięcie skóry można osiągnąć za pomocą szwów ciągłych lub przerywanych. Dopuszczalną metodą są również zszywki do skóry. </li>
	<li>Wstrzyknąć myszom 1 ml soli fizjologicznej podskórnie w celu uzupełnienia objętości oraz przeciwbólowego karprofenu (5 mg / kg, s.c.) w celu złagodzenia bólu i dyskomfortu związanego z zabiegiem chirurgicznym, Oznaki wskazujące na potrzebę dodatkowej ulgi w bólu obejmują zgarbione plecy, niewypielęgnowaną sierść, zmniejszoną aktywność, nieprawidłową postawę i zmniejszony apetyt.</li>
	<li>Obserwuj myszy przez cały okres rekonwalescencji po znieczuleniu w podgrzewanej klatce o temperaturze 30 °C za pomocą lampy grzewczej regulowanej za pomocą regulatora temperatury i umieść rozgniecioną karmę na szalce Petriego na podłodze klatki, aby zachęcić do jedzenia. Myszy będą trzymane po jednej na klatkę w okresie reperfuzji.</li>
</ol>
4. Pozorna chirurgia
<ol>
	<li>Poddaj myszy tej samej procedurze bez wprowadzania monofilamentu.</li>
</ol>
5. Pooperacyjne wyniki neurologiczne (Tabela 1; Rysunek 2)
<ol>
	<li>Neurologicznie oceniaj myszy po odpowiednim okresie reperfuzji za pomocą 18-punktowego systemu punktacji oceniającego generała; Silnik; Sensorycznej; Propriocepcji. Wyższy wynik neurologiczny odpowiada zmniejszeniu funkcji neurologicznych. 
	UWAGA: Myszy, które zostaną uznane za niereagujące i niezdolne do chodzenia, zostaną poddane eutanazji. Inne kryteria humanitarnej eutanazji obejmują utratę masy ciała o więcej niż 20%, niewydolność oddechową i infekcję wokół obszaru operacyjnego. Komora CO2 zostanie użyta do eutanazji, a fizyczną metodą potwierdzenia zgonu będzie zwichnięcie szyjki macicy lub torakotomia.</li>
</ol>
6. Pomiar objętości zawału mózgu (Rysunek 3)
<ol>
	<li>Wywołaj znieczulenie za pomocą kombinacji ketaminy (150 mg / kg) i ksylazyny (10 mg / kg) wstrzykniętej i.p. Monitoruj głębokość znieczulenia przez szczypanie stopy początkowo co 3 - 5 minut i co 10 minut po osiągnięciu znieczulenia.</li>
	<li>Umieść myszy w pozycji leżącej na plecach i przetnij skórę od brzucha do szyi, a następnie otrzewnej za pomocą prostych nożyczek do tęczówki.</li>
	<li>Podnieś mostek za pomocą kleszczy Dumonta i przetnij żebra, aby odsłonić serce.</li>
	<li>Otwórz lewą i prawą stronę klatki piersiowej za pomocą dwóch par hemostatów, odsłaniając serce.</li>
	<li>Wprowadzić igłę 26 G dołączoną do strzykawki o pojemności 5 ml do lewej komory i przeciąć prawy przedsionek. Napełniać solą fizjologiczną o temperaturze pokojowej lub solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS), aż płyn stanie się klarowny (zwykle 3 - 5 minut).</li>
	<li>Ostrożnie usuń czaszkę z dala od mózgu za pomocą prostych nożyczek tęczówki i kleszczy Dumonta.</li>
	<li>Odetnij opuszki węchowe i móżdżek za pomocą żyletki, aby mózg zmieścił się w matrycy. Użyj tej matrycy, aby pokroić mózg na równe segmenty. Schłodź matrycę przed użyciem, aby utrzymać tkankę w chłodzie. Umieść mózg w matrycy i umieść go na lodzie.</li>
	<li>Pokrój mózg na 2 mm segmenty koronalne za pomocą dwóch żyletek. Wykonaj pierwsze cięcie za pomocą żyletki, zaczynając 2 mm od góry i pozostaw tę żyletkę na miejscu. Wykonaj kolejne 2 mm nacięcie za pierwszym. Wyjmij pierwszą żyletkę z dołączoną chusteczką. Powtarzaj ten proces, aż cała tkanka zostanie pokrojona. 
	UWAGA: Po zakończeniu powinno być 4-5 segmentów.</li>
	<li>Umieścić cząstki na 24-dołkowej płytce zawierającej 2% chlorku 2,3,5-trifenylotetrazalu (TTC), którą następnie umieszcza się w płytkiej łaźni wodnej w temperaturze 37 °C na 20 minut. Umieszczenie każdego segmentu w osobnym dołku pomaga utrzymać je w kolejności, w jakiej zostały pocięte. Upewnij się, że roztwór TTC całkowicie pokrywa segmenty tkanki. Po 10 minutach odwróć wszystkie plastry.</li>
	<li>Umieść niewielką ilość 10% formaliny w dołkach nowej 24-dołkowej płytki i przenieś segmenty na tę płytkę w kolejności, w jakiej zostały pocięte.</li>
	<li>Zeskanuj segmenty do komputera i przeanalizuj rozmiar zawału jako procent całego wycinka mózgu6 za pomocą oprogramowania do analizy ImageJ (NIH 1.57 Image Software)6.
	<ol>
		<li>Obrysuj obszar zawału, aby wygenerować pomiar powierzchni. Następnie zmierz całą półkulę przeciwległą, aby określić obszar. Podziel obszar zawału przez obszar półkuli przeciwległej i pomnóż przez 100, aby określić objętość zawału.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics-2014+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics-2014 update: a report from the American Heart Association.</a> Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).</li>
<li>Marks, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patients+with+acute+stroke+trated+with+intravenous+tPS+3-6+hours+after+stroke+onset%3A+correlations+between+MR+angiography+findings+and+perfusion-+and+diffusion-weighted+imaging+in+the+DEFUSE+study%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Patients with acute stroke trated with intravenous tPS 3-6 hours after stroke onset: correlations between MR angiography findings and perfusion- and diffusion-weighted imaging in the DEFUSE study.</a> Radiology. 249 (2), 614-623 (2008).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+studies+of+ischemic+brain+edema%2C+I%3A+a+new+experimnetal+model+of+cerebral+embolism+in+rats+in+which+recirculation+can+be+introduced+in+the+ischemic+area%5BTitle%5D)+AND+%22Jpn+J+Stroke%22%5BJournal%5D)">Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimnetal model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area.</a> Jpn J Stroke. (8), 1-8 (1986).</li>
<li>Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+differences+between+two+classical+surgical+approaches+for+middle+cerebral+artery+occlusion-induced+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Meth%22%5BJournal%5D)">Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice.</a> J Neurosci Meth. 249, 99-105 (2015).</li>
<li>Gavins, F. N., Dalli, J., Flower, R. J., Granger, D. N., Perretti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+annexin+1+counter-regulatory+circuit+affords+protection+in+the+mouse+brain+microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Activation of the annexin 1 counter-regulatory circuit affords protection in the mouse brain microcirculation.</a> FASEB J. 21 (8), 1751-1758 (2007).</li>
<li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atorvastain+induction+of+VEGF+and+BDNF+promotes+brain+plasticity+after+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Atorvastain induction of VEGF and BDNF promotes brain plasticity after stroke in mice.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 281-290 (2005).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrastriatal+transplantation+of+bone+marrow+nonhematopoietic+cells+improves+functional+recovery+after+stroke+in+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Intrastriatal transplantation of bone marrow nonhematopoietic cells improves functional recovery after stroke in adult mice.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 20 (9), 1311-1319 (2000).</li>
<li>Liesz, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spectrum+of+systemic+immune+alterations+after+murine+focal+ischemia%3B+the+immunodepression+versus+immunomodulation%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia; the immunodepression versus immunomodulation.</a> Stroke. 40 (8), 2849-2858 (2009).</li>
<li>Beckmann, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+magnetic+resonance+angiography+non-invasively+reveals+mouse+strain+differences+in+the+cerebrovascular+anatomy+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo.</a> Magn Reson Med. 44 (2), 252-258 (2000).</li>
<li>Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+strain+differences+in+susceptibility+to+cerebral+ischemia+are+related+to+cerebral+vascular+anatomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).</li>
<li>Burk, J., Burggraf, D., Vosko, M., Dichgans, M., Hamann, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+of+cerebral+microvasculature+after+moderate+hypothermia+following+experimental+focal+cerebral+ischemia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Protection of cerebral microvasculature after moderate hypothermia following experimental focal cerebral ischemia in mice.</a> Brain Res. (1226), 248-255 (2008).</li>
<li>Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+hyperthemia+on+infarct+volume+in+focal+embolic+model+of+cerebral+ischemia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of hyperthemia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats.</a> Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).</li>
<li>Shin, H. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mild+induced+hypertension+improves+blood+flow+and+oxygen+metabolism+in+transient+focal+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia.</a> Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).</li>
<li>Richter, S. H., Garner, J. P., Würbel, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+standardization%3A+cure+or+cause+of+poor+reproducibility+in+animal+experiments%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments?</a> Nat Methods. 6 (4), 257-261 (2009).</li>
<li>Holloway, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Both+MC1+and+MC3+receptors+provide+protection+from+cerebral+ischemia-reperfusion-induced+neutrophil+recruitment%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Both MC1 and MC3 receptors provide protection from cerebral ischemia-reperfusion-induced neutrophil recruitment.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35, (2015).</li>
<li>Vandeputte, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+inflammatory+response+in+a+photothrombotic+stroke+model+by+MRI%3A+implications+for+stem+cell+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">Characterization of the inflammatory response in a photothrombotic stroke model by MRI: implications for stem cell transplantation.</a> Mol Imaging Biol. 13 (4), 663-671 (2010).</li>
<li>Iwae, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+cell-mediated+deterioration+and+repair+of+the+nervous+system+after+traumatic+brain+injury+in+a+rat+model+as+assessed+by+positron+emission+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Glial cell-mediated deterioration and repair of the nervous system after traumatic brain injury in a rat model as assessed by positron emission tomography.</a> J Neurotrauma. 27 (8), 1463-1475 (2010).</li>
<li>Morris, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developments+of+a+water-maze+procedure+for+studying+spatial+learning+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat.</a> J Neurosci Methods. 11 (1), 47-60 (1984).</li>
<li>Mouzon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repetitive+mild+traumatic+brain+injury+in+a+mouse+model+produces+learning+and+memory+deficits+accompanied+by+histological+changes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Repetitive mild traumatic brain injury in a mouse model produces learning and memory deficits accompanied by histological changes.</a> J Neurotrauma. 29 (18), 2761-2773 (2012).</li>
<li>Fleming, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+and+progressive+sensorimotor+anomalies+in+mice+overexpressing+wild-type+human+%CE%B1-synuclein%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Early and progressive sensorimotor anomalies in mice overexpressing wild-type human α-synuclein.</a> J Neurosci. 24 (42), 9434-9440 (2004).</li>
<li>Sedelis, M., Schwarting, R. K. W., Huston, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+phenotyping+of+the+MPTP+mouse+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson's disease.</a> Behav Brain Res. 125 (1-2), 109-125 (2001).</li>
<li>Toon, L., Silva, M., D'Hooge, R., Aerts, J. M., Berckmans, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+gait+analysis+in+the+open-field+test+for+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Res+Methods%22%5BJournal%5D)">Automated gait analysis in the open-field test for laboratory mice.</a> Behav Res Methods. 41 (1), 148-153 (2009).</li>
<li>Lubjuhn, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+testing+in+a+mouse+stroke+model+induced+by+occlusion+of+the+distal+middle+cerebral+artery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery.</a> J Neurosci Methods. 184 (1), 95-103 (2009).</li>
<li>Bouët, V., Freret, T., Toutain, J., Divoux, D., Boulouard, M., Schumann-Bard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorimotor+and+cognitive+deficits+after+transient+middle+cerebral+artery+occlusion+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse.</a> Exp Neurol. 203 (2), 555-567 (2007).</li>
<li>Freret, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+deficits+after+distal+focal+cerebral+ischemia+in+mice%3A+usefulness+of+adhesive+removal+test%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: usefulness of adhesive removal test.</a> Behav Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).</li>
<li>Zhan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deficient+neuron-microglia+signaling+results+in+impaired+functional+brain+connectivity+and+social+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Deficient neuron-microglia signaling results in impaired functional brain connectivity and social behavior.</a> Nature Neurosci. 17, 400-406 (2013).</li>
<li>Balkaya, M., Kröber, J. M., Rex, A., Endres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+post-stroke+behavior+in+mouse+models+of+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow%22%5BJournal%5D)">Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia.</a> J Cereb Blood Flow. 33, 330-338 (2012).</li>
<li>Wiessner, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-nogo-a+antibody+infusion+24+hours+after+experimental+stroke+imporved+behavioral+outcome+and+corticospinal+plasticity+in+normotensive+and+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Anti-nogo-a antibody infusion 24 hours after experimental stroke imporved behavioral outcome and corticospinal plasticity in normotensive and spontaneously hypertensive rats.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 23, 154-165 (2003).</li>
<li>Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+assessments+in+the+rodent+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Transl+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Functional assessments in the rodent stroke model.</a> Exp Transl Stroke Med. 2 (13), (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Od momentu powstania 20 lat temu, model MCAo dla ludzkiego udaru mózgu polegającego na wprowadzeniu włókna był używany w ogromnej liczbie badań. Wynika to głównie z faktu, że naśladuje to, co dzieje się klinicznie w najczęstszej postaci udaru (tj. Udarze niedokrwiennym). Prążkowie jest bardziej wrażliwe na niedokrwienie niż kora mózgowa, dlatego długość czasu niedokrwiennego będzie miała wpływ na to, czy dotyczy to zarówno prążkowia, jak i kory grzbietowo-bocznej, czy tylko prążkowia. Zarówno czas zawału, jak i ...

Udar mózgu jest piątą najczęstszą przyczyną zgonów na świecie, a co 4 minuty umiera z powodu tej choroby jedna osoba. Każdego roku ponad 800 000 Amerykanów doznaje udaru mózgu, co jest druzgocące nie tylko dla pacjentów, ale także dla ich rodzin. Udar mózgu jest główną przyczyną niepełnosprawności osób dorosłych, a roczne wydatki szacuje się na 36,5 miliarda dolarów1, mimo że dostępnych jest bardzo niewiele opcji leczenia.
Tkankowy aktywator plazminogenu (tPA) jest jedynym licencjonowanym przez Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) lekiem na udar niedokrwienny. Jest jednak skuteczny tylko wtedy, gdy jest podawany pacjentom w ciągu 3-6 godzin od wystąpienia udaru, a w tych przypadkach przynosi korzyści tylko 4% pacjentów2. Dlatego konieczne jest wykorzystanie powtarzalnych, klinicznie istotnych modeli zwierzęcych udaru, aby pomóc w opracowaniu potencjalnych strategii terapeutycznych i metod leczenia tej choroby. Należy zauważyć, że modele in vitro, choć przydatne w modelowaniu niektórych aspektów dysfunkcji mózgu, nie są w stanie odtworzyć złożonych interakcji fizjologicznych, które zachodzą w mózgu i na peryferiach po udarze. W związku z tym niezbędne są modele in vivo.
Najczęstszym typem udaru jest niedokrwienny, stanowiący 87% wszystkich udarów. Inne udary to krwotok śródmózgowy (9%) i krwotok podpajęczynówkowy (4%), a ich przyczyną jest najczęściej zatorowość do środkowej tętnicy mózgowej (MCA). Jest to spowodowane wyraźną krzywą u podstawy MCA, która powoduje zakłócenie laminarnego przepływu krwi wchodzącego do mózgu. MCA powstaje z tętnicy szyjnej wewnętrznej (ICA) i biegnie wzdłuż bruzdy bocznej, gdzie rozgałęzia się i wystaje do zwojów podstawy i bocznych powierzchni płatów czołowych, ciemieniowych i skroniowych, w tym pierwotnej kory ruchowej i czuciowej. Krąg Willisa jest tworzony przez tylne tętnice mózgowe połączone z tętnicami mózgowymi i tylnymi tętnicami łączącymi.
Model włókna śródświetlnego lub szwu MCAo jest jednym z najczęściej stosowanych w badaniach nad udarem. Istnieje jednak kilka różnych wariantów tego modelu, a zależą one od tego, czy mikrofilament jest wprowadzany do tętnicy szyjnej zewnętrznej (ECA, zwana metodą Longa)3, czy też jest wprowadzany do ICA (określanej jako metoda Koizumi)4. W metodzie Koizumiego tętnica szyjna wspólna (CCA) po stronie operacji musi być trwale związana, jeśli włókno zostanie usunięte, aby zapobiec krwawieniu z nacięcia w CCA, podczas gdy w metodzie Longa to ECA musi być trwale związana5. W tym przypadku zostanie zastosowana metoda Longa, ponieważ uważamy, że jest to znacznie lepszy i bardziej istotny klinicznie chirurgiczny model udaru niedokrwiennego. Co więcej, zastosowanie żyłki z końcówką silikonową, zwłaszcza w metodzie Longa, daje bardzo powtarzalne MCAo w przeciwieństwie do monofilamentów stępionych płomieniowo, które często powodują niepełną okluzję i/lub krwotok podpajęczynówkowy6.
Metoda filamentu śródświetlnego może być użyta jako model stałej lub przejściowej okluzji4,6. Aby wykonać model przejściowy, włókno jest usuwane po okresie niedokrwienia (np. 30 min, 60 min lub 2 godziny) i dopuszcza się reperfuzję. Model ten do pewnego stopnia symuluje przywrócenie przepływu krwi po spontanicznej lub terapeutycznej interwencji (np. podaniu tPA) w celu lizy skrzepu zakrzepowo-zatorowego u ludzi. W przypadku modelu stałego filament jest po prostu pozostawiany na miejscu przez pewien czas (np. 24 godziny), więc nie dochodzi do reperfuzji. Kolejną zaletą metody filamentu śródświetlnego jest fakt, że nie trzeba wykonywać kraniotomii, co pozwala na pozostawienie czaszki w stanie nienaruszonym i uniknięcie jakichkolwiek zmian ciśnienia śródczaszkowego i temperatury.
W tym filmie pokazujemy, jak przeprowadzić metodę długotrwałego filamentu wewnątrzświetlnego w celu wywołania MCAo i reperfuzji. Pokazujemy również, jak wykonać 18-punktową ocenę neurologiczną i określić objętość zawału za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazaliowego (TTC).

<table><tbody><tr><td>Samce myszy C57BL/6</td><td>Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME</td><td>#000664</td><td></td></tr><tr><td>Chlorowodorek ketaminy</td><td>Morris & Dickson, Shreveport, LA</td><td>67457-108-10</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Akorn, Inc, Lake Forest, IL</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>System kontroli temperatury DC</td><td>FHC, Bowdoin, ME</td><td>40-90-8D</td><td></td></tr><tr><td>Mini sonda termistora doodbytniczego</td><td>FHC, Bowdoin, ME</td><td>40-80-5D-02</td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>FHC, Bowdoin, ME</td><td>40-90-2-06</td><td></td></tr><tr><td>Maszynki do strzyżenia</td><td>Amazonka, Bellevue, WA</td><td>#64800</td><td></td></tr><tr><td>70% etanol</td><td>Worldwide Medical Products, Bristol, PA</td><td>#51011023</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>Olympus, Center Valley, PA</td> Nożyczki do irysów <td>SZ40</td><td></td></tr><tr><td>(proste)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont (45 stopni wygiętej końcówki)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklips do naczyń</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe do mikropreparowania (proste)</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>14088-10</td><td></td></tr><tr><td>Retraktory ()</td><td>Fine Science Tools, Foster City, CA</td><td>18200-11 (Helen używana 17022-13)</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>Gąbki z gazy</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>#9023</td><td></td></tr><tr><td>7-0 jedwabny pleciony szew chirurgiczny</td><td>Braintree Scientific, Braintree, MA</td><td>SUT-S103</td><td></td></tr><tr><td>0,9% chlorek sodu</td><td>Morris & Dickson, Lake Forest, IL</td><td>0409-4888-20</td><td></td></tr><tr><td>6-0 średni szew MCAO (monofilament pokryty gumą silikonową)</td><td>Doccol Corporation, Sharon, MA</td><td>6023PKRe</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk 6-0 pleciony jedwab powlekany silikonem</td><td>Covidien, Mansfield, MA</td><td>SUT-14-1</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Pfizer, Nowy Jork, NY</td><td>NADA# 141-199</td><td></td></tr><tr><td>Puralube</td><td>Dechra, Norwich, Wielka Brytania</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Regulator temperatury Physitemp</td><td>Aparatura Harvarda, Holliston, MA</td><td>TCAT-2AC</td><td></td></tr><tr><td>Lampa grzewcza</td><td>Aparatura Harvarda, Holliston, MA</td><td>HL-1</td><td></td></tr><tr><td>Laserowa sonda dopplerowska</td><td>AD Instruments, Colorado Springs, CO</td><td>MSP100XP</td><td></td></tr><tr><td>24-dołkowe płytki</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>#353226</td><td></td></tr><tr><td>Buforowane fosforany sól fizjologiczna (PBS)</td><td>Life Technologies, Carlsbad, CA</td><td>20012-050</td><td></td></tr><tr><td>Żyletki jednoostrzowe</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek 2,3,5-trifenylotetrazalu (TTC)</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>T8877-50G</td><td></td></tr><tr><td>Krajalnica do matrycy mózgu myszy</td><td>Braintree Scientific, Braintree, MA</td><td>BS-A 5000C</td><td></td></tr><tr><td>Łaźnia wodna</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>#182</td><td></td></tr><tr><td>10% formalina</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td> Oprogramowanie do analizy <td>HT501128-4L</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH, Bethesda, MD</td><td>do pobrania</td><td></td>za darmo</tr><tr>Zakup<td>urządzenia medycznego do zwijaczy</td><td>, Newcastle, CA</td><td>MP-740</td><td></td></tr></tbody></table>

podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

Surgical Approach for Middle Cerebral Artery Occlusion and Reperfusion Induced Stroke in Mice

Udar mózgu jest główną przyczyną zgonów na całym świecie i nadal jest jedną z głównych przyczyn długotrwałej niepełnosprawności dorosłych. Około 87% udarów ma pochodzenie niedokrwienne i występuje na terenie tętnicy środkowej mózgu (MCA). Obecnie jedynym zatwierdzonym przez Agencję ds. Żywności i Leków (FDA) lekiem do leczenia tej wyniszczającej choroby jest tkankowy aktywator plazminogenu (tPA). Jednak tPA ma małe okno terapeutyczne do podania (3 - 6 godzin) i jest skuteczne tylko u 4% pacjentów, którzy faktycznie go otrzymują. Obecne badania koncentrują się na zrozumieniu patofizjologii udaru mózgu w celu znalezienia potencjalnych celów terapeutycznych. W związku z tym kluczowe znaczenie mają wiarygodne modele, a model okluzji MCA (MCAo) (określany również jako model wstęgi lub szwu śródświetlnego) jest uważany za najbardziej istotny klinicznie model chirurgiczny udaru niedokrwiennego i jest dość nieinwazyjny i łatwy do odtworzenia. Zazwyczaj model MCAo jest używany w przypadku gryzoni, zwłaszcza myszy ze względu na wszystkie warianty genetyczne dostępne dla tego gatunku. Tutaj opisujemy (i prezentujemy w filmie), jak skutecznie przeprowadzić model MCAo (z reperfuzją) u myszy, aby wygenerować wiarygodne i powtarzalne dane.

Myszy poddano 30-minutowemu niedokrwieniu mózgu indukowanemu przez MCAo (Rycina 1), po którym następował okres reperfuzji (tutaj przedstawiono 24 hr oraz 1 wk, ale czas reperfuzji może być zmienny). Śmiertelność podczas MCAo była minimalna (około 2%). Po niedokrwieniu wskaźnik śmiertelności (w ciągu pierwszych 24 hr) wynosił około 26%.
Do potwierdzenia perfuzji krwi w obszarze MCA przed i po MCAo/reperfuzji zast...

Aby zrozumieć patofizjologię udaru, ważne jest korzystanie z wiarygodnych modeli. W artykule opisano jeden z najczęściej stosowanych modeli udaru u myszy, określany jako model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) (określany również jako model włókna śródświetlnego lub szewu) z reperfuzją.

Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

Stroke is a leading cause of death worldwide and continues to be one of the major causes of long-term adult disabilities. About 87% of strokes are ...

Ogólnym celem metody Longi jest wywołanie niedokrwienia u nasady środkowej tętnicy mózgowej (MCA), ponieważ udary niedokrwienne u ludzi najczęściej występują w wyniku zamknięcia MCA. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie udarów, takie jak sposób znalezienia odpowiedniego celu terapeutycznego do leczenia tej choroby. Główną zaletą metody Longi w porównaniu z alternatywnymi technikami jest wskaźnik przeżywalności.W tej technice obserwuje się również zwiększenie interakcji między leukocytami a komórkami śródbłonka oraz wzrost objętości zawału. Procedurę tę zaprezentuje Shantel Vital, kierownik mojego laboratorium. Po wprowadzeniu znieczulenia u samca myszy C57 black six zgodnie z protokołem tekstowym, należy monitorować głębokość znieczulenia poprzez uciśnięcie łapy i zastosować sterylną maść do oczu, aby zapobiec wysychaniu.Następnie ogol szyję zwierzęcia. Umieść mysz w pozycji grzbietowej na macie z regulacją temperatury i wprowadź sondę rektalną, aby monitorować i utrzymywać temperaturę ciała na poziomie 36,5 ± 0,1 °C. Następnie odkaź skórę, używając 70% alkoholu etylowego.Następnie, używając prostych nożyczek typu Iris, wykonaj nacięcie w linii środkowej i odsunie miękkie tkanki, aby odsłonić naczynia. Za pomocą pęsety Dumont wypreparuj wspólną tętnicę szyjną (CCA) oraz zewnętrzną tętnicę szyjną (ECA) z otaczających tkanek, uważając, aby nie uszkodzić nerwu błędnego. Używając nici jedwabnej 7-0, wykonaj tymczasową szwą, zawiązując luźny węzeł wokół CCA.Następnie wykonaj trwałe przeszycie wokół ECA oraz mniejszych naczyń od niego odchodzących, poprzez ciasne podwiązanie naczyń. Teraz wykonaj przeszycie wokół ECA proksymalnie w stosunku do rozwidlenia CCA. Następnie załóż klips naczyniowy na tętnicę szyjną wewnętrzną (ICA) oraz tętnicę jarzmowo-podniebienną (PPA).Za pomocą mikrochirurgicznych nożyczek sprężynowych wykonaj małe nacięcie w ECA jak najbliżej szwu stałego i wprowadź monofilament z silikonowym końcem o średnicy 180 µm. Po wprowadzeniu filamentu zaciśnij szew tymczasowy wokół ECA i zdejmij klips naczyniowy. Użyj mikrochirurgicznych nożyczek sprężynowych, aby przeciąć ECA pomiędzy dystalnym szwem stałym a punktem wprowadzenia filamentu.Przesuń filament przez ICA, aż poczujesz opór w MCA. Dodatkowe szczegóły znajdują się w protokole tekstowym. Po 30-minutowym okresie okluzji usuń filament, używając pęsety Dumonta do jego delikatnego wyciągnięcia, a następnie zabezpiecz szew wokół otwartego końca ECA.Usuń tymczasową szwę wokół CCA, ostrożnie rozluźniając wiązanie, aby przywrócić przepływ krwi przez CCA. Usuń rozstępniki, a następnie za pomocą ciągłego szwu chirurgicznego zamknij nacięcie. Wstrzyknij myszy podskórnie jeden mililitr soli fizjologicznej w celu uzupełnienia objętości oraz lek przeciwbólowy karprofen, aby złagodzić ból i dyskomfort związany z procedurą chirurgiczną.Obserwować mysz przez cały czas wybudzania z narkozy w dedykowanej klatce podgrzanej do 30 °C i umieścić rozgniecioną karmę w szalce Petriego na dnie klatki, aby zachęcić zwierzę do jedzenia. Po odpowiednim okresie reperfuzji przeprowadzić ocenę neurologiczną myszy w oparciu o 18-punktową skalę, oceniając parametry ogólne, motoryczne, sensoryczne oraz propriocepcję. Wyższy wynik neurologiczny odpowiada pogorszeniu funkcji neurologicznych.Aby zmierzyć objętość zawału mózgu, po wprowadzeniu znieczulenia i monitorowaniu jego głębokości zgodnie z protokołem tekstowym, umieść mysz w pozycji grzbietowej i za pomocą prostych nożyczek Iris przetnij skórę od brzucha do szyi, a następnie przetnij otrzewną. Używając pęsety Dumont, unieś mostek i przetnij żebra. Następnie użyj dwóch par kleszczyków hemostatycznych, aby otworzyć lewą i prawą stronę klatki piersiowej, odsłaniając serce.Wprowadź igłę o rozmiarze 26 G przymocowaną do strzykawki o pojemności 5 ml do lewej komory i przetnij prawy przedsionek. Następnie, używając soli fizjologicznej w temperaturze pokojowej lub PBS, przepłucz serce aż do momentu, gdy płyn stanie się przejrzysty. Za pomocą prostych nożyczek Iris oraz pęsety odetnij głowę zwierzęcia i ostrożnie wyjmij mózg z czaszki.Następnie za pomocą żyletki odetnij opuszki węchowe oraz móżdżek, aby mózg zmieścił się w matrycy. Po schłodzeniu matrycy umieść w niej mózg i pozostaw go na lodzie. Następnie żyletką wykonaj pierwsze cięcie w mózgu w odległości dwóch milimetrów od góry i pozostaw ostrze w miejscu cięcia.Za pomocą drugiej żyletki wykonaj kolejne cięcie o szerokości 2 mm za pierwszym. Następnie usuń pierwszą żyletkę wraz z przyczepioną do niej tkanką. Powtarzaj ten proces, aż cała tkanka zostanie pocięta.Umieść każdy segment w kolejności, w jakiej zostały wycięte, do osobnej studni płytki 24-dołkowej zawierającej 2% chlorku trifenylotetrazolium (TTC), a następnie umieść płytkę w płytkiej łaźni wodnej w temperaturze 37 °C na 20 minut. Po 10 minutach inkubacji obróć plasterki. Następnie wlej niewielką ilość 10% formaliny do studni nowej płytki 24-dołkowej i przenieś segmenty do studni z formaliną w kolejności, w jakiej zostały wycięte.Po zeskanowaniu przekrojów do komputera, należy użyć oprogramowania analitycznego ImageJ, aby przeanalizować wielkość zawału jako procent całego przekroju mózgu, obrysowując obszar zawału w celu wygenerowania pomiaru powierzchni. Następnie należy zmierzyć całą przeciwległą półkulę, aby określić jej powierzchnię. Na koniec należy podzielić powierzchnię zawału przez powierzchnię przeciwległej półkuli i pomnożyć wynik przez 100, aby określić objętość zawału.Jak pokazano tutaj, do potwierdzenia perfuzji krwi w obszarze MCA zastosowano laserową dopplerometrię przepływu przed i po reperfuzji MCA. Po zwolnieniu tymczasowego podwiązania CCA po 30 minutach niedokrwienia w celu usunięcia filamentu i doprowadzenia do reperfuzji następuje gwałtowny wzrost perfuzji, która w piątej minucie reperfuzji osiągnęła poziom nieco poniżej 100% perfuzji wyjściowej. W poniższej tabeli przedstawiono skale neurologiczne dotyczące oceny deficytów ogólnych, sensorycznych, motorycznych i proprioceptywnych.Wykres ten obrazuje, że wynik dla 27 myszy po 24 godzinach wynosił 12,56 ± 0,7 i pozostał wysoki tydzień później, osiągając wartość 11,50 ± 1,5. Wyższy wynik neurologiczny oznacza obniżoną funkcję neurologiczną. Objętości zawałów wykazały wzorce podobne do wyników neurologicznych po 24 godzinach.Jak pokazano w niniejszym opracowaniu, 24 godziny po MCAo u myszy wystąpiły duże objętości zawałów, które zwiększyły się tydzień po udarze. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu 15 minut, pod warunkiem właściwego przeprowadzenia procedury. Podczas wykonywania tego zabiegu ważne jest utrzymanie temperatury na poziomie 36,5 °C.Po przeprowadzeniu tej procedury można zastosować również inne metody, takie jak podwiązanie i nakłucie kątnicy. Pozwala to na udzielenie odpowiedzi na dodatkowe pytania, na przykład dotyczące wpływu sepsy przed i po udarze. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak wywołać niedokrwienie poprzez wprowadzenie monofilamentu do środkowej tętnicy mózgowej i jego usunięcie w celu umożliwienia reperfuzji.Należy pamiętać, że praca z takimi narzędziami jak nożyczki irydowe i pęsety może być niebezpieczna i zawsze należy zachować odpowiednie środki ostrożności.

surgical-approach-for-middle-cerebral-artery-occlusion-reperfusion

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

Wewnątrzświateł okluzja włókien środkowej tętnicy mózgowej jest najczęściej używanym modelem in vivo eksperymentalnego udaru mózgu u gryzoni. Wykonuje się tutaj alternatywne podejście chirurgiczne umożliwiające naprawę tętnicy szyjnej wspólnej, które umożliwia reperfuzję tętnicy szyjnej wspólnej i pełną reperfuzję do obszaru tętnicy środkowej mózgu.

Niedrożność tętnicy środkowej mózgu umożliwiająca reperfuzję poprzez wspólną naprawę tętnicy szyjnej u myszy

Mysi model niedokrwienia i reperfuzji mózgu został stworzony w celu zbadania patofizjologii udaru. Podwiązujemy dystalnie prawą środkową tętnicę mózgową i prawą tętnicę szyjną wspólną i przywracamy przepływ krwi po 10 lub 40 minutach niedokrwienia.

Mysi model zamknięcia dwóch naczyń niedokrwienia mózgu-reperfuzji

Protokół ma na celu dostarczenie metod dla encefalomiozyangiozy - przeszczepu płata mięśnia skroniowego naczynia krwiotwórczego na powierzchni niedokrwionej tkanki mózgowej - do leczenia ostrego udaru niedokrwiennego bez Moyamoya. Skuteczność tego podejścia w zwiększaniu angiogenezy ocenia się przy użyciu przejściowego modelu niedrożności tętnicy środkowej mózgu u myszy.

Model leczenia encefalomiozyangiozy po udarze wywołanym niedrożnością środkowej tętnicy mózgowej u myszy

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Ten protokół opisuje proces przygotowania do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu przez tętnicę szyjną wspólną.

Zmodyfikowany model preparatu do reperfuzji niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Poznaj metodę Longa do wywoływania niedrożności tętnicy środkowej mózgu u myszy w badaniach udaru. Technika ta charakteryzuje się wysoką przeżywalnością zwierząt i pozwala identyfikować nowe cele terapeutyczne.

Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

Przeglądaj więcej filmów