Name: Stosowanie cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie dla myszy i szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Poznaj cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie dla myszy i szczurów. Ta metoda zapewnia precyzyjną kontrolę dostawy izofluranu przy minimalnym zużyciu gazu anestetycznego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Wszystkie badania zostały zakończone zgodnie z wytycznymi regulacyjnymi i instytucjonalnymi. Zwierzęce aspekty tego badania zostały ocenione przez Kent Scientific Corporation Animal Use Program, zatwierdzony przez Purdue Animal Care and Use Committee (PACUC) i przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych22.
Uwaga: Cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie używany w tym protokole jest wyposażony w zintegrowany pulsoksymetr.
1. Konfiguracja systemu anestezjologicznego o niskim przepływie ze zintegrowanym pulsoksymetrem
<ol>
	<li>Do podawania izofluranu
	<ol>
		<li>Wybierz źródło gazu nośnego. Aby skorzystać z wewnętrznej pompy powietrza, odkręć port wlotowy z tyłu, umożliwiając pompie wewnętrznej zasysanie powietrza z pomieszczenia.</li>
		<li>Podłącz kanister na węgiel drzewny do portu wydechowego.</li>
		<li>Podłącz adapter Y z przodu cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie. Użyj kolorowych klipsów, aby połączyć białe gałęzie ze stożkiem nosowym, a niebieskie gałęzie z komorą indukcyjną.</li>
		<li>Zamknij biały zacisk clamps i otwórz niebieski zacisk zaciskowy, aby skierować przepływ powietrza do komory.</li>
		<li>Wybrać strzykawkę o pojemności 2 ml.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do monitorowania fizjologicznego za pomocą zintegrowanego pulsoksymetru
	<ol>
		<li>Podłącz czujnik łapy pulsoksymetru do portu z tyłu systemu anestezjologicznego o niskim przepływie, oznaczonego "AUX".</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Konfiguracja ustawień
<ol>
	<li>Do znieczulenia
	<ol>
		<li>Włącz system anestezjologiczny i uzyskaj dostęp do menu Konfiguracja. Naciśnij przycisk Ustawienia, aby uzyskać dostęp do menu głównego > opcji Anestezjo > konfiguracji w kolorze czerwonym.</li>
		<li>Wybierz środek znieczulający. Naciśnij przycisk Set Up, aby podświetlić opcję Type Anest na czerwono. Użyj strzałek w górę i w dół, aby wybrać izofluran.</li>
		<li>Ustawić rozmiar strzykawki. Naciśnij przycisk Set Up, aby podświetlić opcję Syr Size (Rozmiar syr). Użyj strzałek w górę i w dół, aby wybrać strzykawkę o pojemności 2 ml.</li>
		<li>Ustaw pustą pozycję. Naciśnij przycisk Konfiguruj, aby podświetlić opcję Ustaw pusty na czerwono. Zabezpiecz pustą, całkowicie wpuszczoną szklaną strzykawkę w bloku mocowania strzykawki, umieszczając strzykawkę tak, aby zacisk strzykawki był osadzony na metalowym kołnierzu strzykawki. Naciśnij strzałki w górę lub w dół, aby przesunąć blok popychacza tak, aby blok popychacza lekko zetknął się z górną częścią tłoka strzykawki. Naciśnij przycisk wybierz, aby ustawić pustą pozycję.</li>
		<li>Naciśnij przycisk Konfiguruj, aby podświetlić opcję Usuń na czerwono. Wyjąć strzykawkę i napełnić strzykawkę izofluranem za pomocą łącznika do butelki.</li>
		<li>Podłączyć strzykawkę do systemu znieczulającego.</li>
		<li>Zalać rurkę doprowadzającą środek znieczulający. Naciśnij przycisk Set Up, aby podświetlić Prime Tube na czerwono. Naciśnij w dół, aż środek znieczulający przejdzie przez strzykawkę i trafi do czarnej złączki na bloku parownika.</li>
		<li>Włącz znieczulenie. Naciśnij przycisk Konfiguruj, aby podświetlić opcję Włącz na czerwono. Użyj strzałek w górę i w dół, aby wybrać opcję Tak. Naciśnij Uruchom/Wstecz, aby powrócić do menu głównego.</li>
		<li>Wybierz dopływ powietrza i objętość minutową. Naciśnij przycisk Set Up, aby podświetlić opcję Air Supply (Zasilanie powietrzem) na czerwono. Użyj strzałek w górę i w dół, aby wybrać opcję Pompa wewnętrzna. Naciśnij przycisk Set Up, aby podświetlić pozycję Minute Vol na czerwono. Ustawić natężenie przepływu na 250 ml/min.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do monitorowania fizjologicznego
	<ol>
		<li>Ustaw minimalne wykryte tętno na Mysz (240). Naciśnij przycisk Konfiguruj, aby uzyskać dostęp do menu głównego > MouseStat. Użyj strzałek w górę i w dół, aby ustawić minimalne tętno.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Rozpocznij podawanie znieczulenia
<ol>
	<li>Nakłonić mysz
	<ol>
		<li>Naciśnij dwukrotnie Run/Back, aby przejść do trybu pracy i rozpocząć przepływ powietrza.</li>
		<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej, szczelnie zamykając pokrywę. Ustaw pokrętło stężenia środka znieczulającego na 3%.</li>
		<li>Monitoruj, aż mysz osiągnie pożądaną płaszczyznę znieczulenia, określoną przez utratę odruchu prostowania. W razie potrzeby dostosuj stężenie środka znieczulającego.</li>
		<li>Gdy zwierzę straci odruch prostowania i zostanie wystarczająco znieczulone, przekręć pokrętło stężenia znieczulenia na 0%. Autorzy odkryli wcześniej, że pozwolenie przepływowi powietrza na przepłukanie komory indukcyjnej przez 30-60 sekund jest wystarczające do oczyszczenia komory bez odwrócenia głębokości znieczulenia1.</li>
		<li>Szybko otwórz białe zaciski, aby skierować powietrze do maski na twarz, i zamknij niebieskie zaciski prowadzące do komory indukcyjnej.</li>
		<li>Otwórz komorę z dala od badacza, wyjmij mysz i natychmiast załóż stożek nosowy.</li>
		<li>Wyśrodkuj zwierzę na podkładce grzewczej na podczerwień, ustawionej tak, aby utrzymywała temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą sondy doodbytniczej w pętli sprzężenia zwrotnego.</li>
		<li>Gdy mysz jest stabilnie na stożku nosowym, dostosuj stężenie izofluranu do 1.5% lub w razie potrzeby do konserwacji, obracając pokrętło Stężenie środka znieczulającego.</li>
		<li>Zmniejsz objętość minutową na konserwację. Minimalne natężenie przepływu do podtrzymania zwierzęcia jest równe 1,5-2,2-krotności objętości minutowej zwierzęcia (dla myszy o wadze 30 g minimum 52 ml/min). Zapoznaj się z instrukcjami producenta, aby uzyskać zalecane ustawienie natężenia przepływu specyficzne dla stylu stożka nosowego i wyreguluj w razie potrzeby. Naciśnij przycisk Konfiguruj, aby uzyskać dostęp do menu głównego, a następnie naciskaj przycisk Konfiguruj, aż pozycja Minuta głośności zostanie podświetlona na czerwono. Użyj strzałek w górę i w dół, aby dostosować przepływ docelowy. Naciśnij Uruchom/Wstecz, aby powrócić do ekranu głównego.</li>
		<li>Potwierdź głębokość znieczulenia określoną na podstawie braku odruchu odstawienia podczas szczypania międzypalcowego. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Rozpocznij monitorowanie fizjologiczne
<ol>
	<li>Umieść czujnik na opuszku tylnej łapy. Ustaw czujnik tak, aby czerwone światło znajdowało się pod łapą i oświetlało łapę. Użyj strzałek w górę iw dół na ekranie, aby wyświetlić oxiwave. Zwierzę jest teraz bezpiecznie znieczulane za pomocą cyfrowego waporyzatora o niskim przepływie, napędzanego strzykawką.</li>
</ol>
5. Usuń zwierzę
<ol>
	<li>Wyłącz podawanie znieczulenia.
	<ol>
		<li>Aby zatrzymać podawanie środka znieczulającego, przekręć pokrętło stężenia środka znieczulającego na Min (lub 0%) i zdejmij zwierzę z maski na twarz.</li>
		<li>Monitoruj mysz podczas rekonwalescencji anestezjologicznej. Gdy mysz stanie się w pełni zdolna do poruszania się, włóż ją z powrotem do klatki.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians</a>. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335(2011).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+animal+anaesthesia%22">Laboratory animal anaesthesia</a>. , Academic Press, Elsevier. London, UK. (2009).</li>
<li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Brit+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li>
<li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physical+principles+and+maintenance%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthetic+equipment%22%5BJournal%5D)">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , W. B. Saunders. London. (1985).</li>
<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Clin.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anes+Analg%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anes+Analg%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Pharm+Bull%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
</ol>

Projekt ten był wspierany sprzętem i funduszami przez Kent Scientific Corporation, American Heart Association dla CJ Goergena (SDG18220010) i Purdue University. Autorki Krista Bigiarelli i Irina Toore są pracownicami Kent Scientific Corporation, która produkuje sprzęt wykorzystany w tym artykule. Publikacja tego artykułu w otwartym dostępie jest sponsorowana przez Kent Scientific Corporation.

Cyfrowy system znieczulenia o niskim przepływie pozwala użytkownikowi skutecznie znieczulać myszy przy bardzo niskich natężeniach przepływu bez użycia sprężonego gazu. Różni się to znacznie od standardowych waporyzatorów pasywnych, z których większość wymaga źródła sprężonego gazu o minimalnym natężeniu przepływu około 500 ml/min. Standardowe waporyzatory wykorzystują pokrętła, którym brakuje precyzji między gradacjami i muszą być serwisowane co roku, aby zachować dokładność. System anestezjologiczny napędzany strzykawką może zapewnić określone stężenie środka znieczulającego przy ustawionym natężeniu przepływu w celu obliczenia dokładnej niezbędnej prędkości pompy strzykawkowej. Rutynowe kalibracje nie są konieczne, co skutkuje dodatkowymi kosztami i oszczędnością czasu.
Zalecane minimalne natężenie przepływu do utrzymania zwierzęcia w obiegu bez ponownego oddychania wynosi 1,5-2,2 razy mniejsza objętość minutowa zwierzęcia. Natężenie przepływu wynoszące 100 ml/min użyte w tym badaniu przekroczyło to minimum, aby zapewnić zwierzętom wystarczającą ilość środka znieczulającego. Ustawienia szybkości przepływu mają kluczowe znaczenie dla tej techniki podawania środka znieczulającego, ponieważ natężenie przepływu jest bezpośrednio związane z ilością izofluranu użytego w danym przedziale czasowym. W przypadku stosowania przy niskich natężeniach przepływu, technika ta może znacznie zmniejszyć ilość izofluranu wymaganego podczas użytkowania, podczas gdy zwierzę jest nadal skutecznie znieczulone1,19-21.
Koszty nowego sprzętu między tradycyjnymi waporyzatorami a cyfrowymi waporyzatorami o niskim przepływie są porównywalne. Jednak cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie ma możliwość dostarczania izofluranu lub sewofluranu. Eliminuje to potrzebę stosowania dedykowanych waporyzatorów izofluranu i sewofluranu precyzyjnego, zmniejszając początkowe koszty sprzętu dla grup stosujących oba środki znieczulające. Niedawno opublikowane porównania między technologiami waporyzatorów sugerują oszczędności kosztów w czasie przy użyciu cyfrowego waporyzatora o niskim przepływie1,19,20. Wyniki tych porównań mogą być wykorzystane do przybliżenia potencjalnych oszczędności kosztów w ciągu roku. Zakładając typowe ustawienia użytkowania wykonywane w odstępach 2-godzinnych, 5 dni w tygodniu przez 52 tygodnie, tradycyjny waporyzator izofluranu zużyje 3,8 l izofluranu, czyli dwanaście butelek o pojemności 250 ml. Waporyzator cyfrowy o niskim przepływie używany z tą samą częstotliwością zużywałby zaledwie 0,32 l, czyli dwie butelki o pojemności 250 ml. Zmniejsza się również zużycie kanistrów z węglem drzewnym. Zakładając, że każdy kanister mieści 50 g odchmielonego gazu odpadowego, tradycyjny waporyzator wypełni około 21 kanistrów z węglem drzewnym w ciągu roku. Dla porównania, waporyzator cyfrowy o niskim przepływie będzie wymagał 6 lub mniej. Tradycyjny waporyzator wymagałby około 5 dużych butli gazowych rocznie, każda o pojemności 9 500 l. Wewnętrzna pompa powietrza, dostępna w niektórych modelach cyfrowych parowników o niskim przepływie, eliminuje konieczność stosowania sprężonego gazu. Gdyby zastosowano sprężony gaz, system zużywałby tylko 1 butlę rocznie1.
Technika może być modyfikowana w zależności od potrzeb. Waporyzatory cyfrowe o niskim przepływie pozwalają użytkownikowi szybko i precyzyjnie dostosować głębokość znieczulenia. Jeśli głębokość znieczulenia musi zostać zwiększona lub zmniejszona, użytkownik może zwiększyć stężenie środka znieczulającego w krokach co 0,1% za pomocą pokrętła na górze systemu. Natężenie przepływu można również regulować w zależności od potrzeb w trakcie całej procedury. Protokół ten wykorzystuje strzykawkę o pojemności 2 ml, chociaż do dłuższych procedur dostępne są większe rozmiary strzykawek. Wewnętrzna pompa powietrza oferuje użytkownikom możliwość znieczulania zwierząt bez konieczności korzystania ze źródła sprężonego gazu. W przypadku zabiegów wymagających sprężonego gazu lub dodatkowego tlenu użytkownik ma możliwość podłączenia źródła gazu do systemu o niskim przepływie zamiast korzystania z otaczającego powietrza. Użytkownik może kontynuować dostarczanie wybranego źródła powietrza przez cały czas trwania procedury lub w razie potrzeby przełączać się między pompą wewnętrzną a źródłem sprężonego gazu. Na przykład użytkownik może ustawić system tak, aby dostarczał powietrze z pomieszczenia przez pompę wewnętrzną podczas indukcji i konserwacji, ale dostarczał dodatkowy tlen podczas rekonwalescencji.
Chociaż korzystanie z waporyzatora cyfrowego o niskim przepływie ma wiele zalet, istnieją również ograniczenia. Ponieważ zawór spłukujący nie jest dołączony, ręczne przepłukanie komory czystym powietrzem przed otwarciem jest jedynym sposobem na oczyszczenie komory indukcyjnej. System ten jest przeznaczony do pracy tylko przy niskich natężeniach przepływu i nie dostarcza znieczulenia powyżej natężenia przepływu 800 ml/min, podczas gdy tradycyjne waporyzatory mogą być używane z natężeniem przepływu do 10 l/min. Ten konkretny system jest zatem odpowiedni tylko dla małych gatunków zwierząt. Dodatkowo system zawiera mniej środka znieczulającego w porównaniu z tradycyjnym waporyzatorem. Mogą wystąpić sytuacje, w których strzykawka będzie musiała zostać ponownie napełniona podczas zabiegu. Opóźnienia podczas napełniania można jednak zmniejszyć, wstępnie napełniając drugą strzykawkę w pobliżu, aby zastąpić pustą strzykawkę. Dostępne są strzykawki o pojemności do 10 ml, aby zmniejszyć potrzebę ponownego napełniania strzykawek w trakcie zabiegu. Wreszcie, w przeciwieństwie do tradycyjnego waporyzatora, waporyzator cyfrowy o niskim przepływie wymaga energii elektrycznej. Baterie są dostępne do użytku w przypadkach, gdy energia elektryczna jest niedostępna lub w przypadku przerwy w dostawie prądu.
Wcześniejsze badania wykazały, że systemy cyfrowe o niskim przepływie zużywają mniej izofluranu, gazu nośnego i kanistrów z węglem drzewnym w porównaniu z tradycyjnym systemem anestezjologicznym1,19,20. Zmniejszenie ilości wyczyszczonego gazu znieczulającego może również oznaczać zmniejszenie ilości odpadowego gazu znieczulającego, chociaż potrzebne są dalsze prace w tych obszarach. Spektroskopia gazowa w podczerwieni może być wykorzystana do monitorowania produkcji izofluranu w odpadach, a plakietki dozymetryczne mogą być wykorzystane do ilościowego określenia narażenia na izofluran dla personelu laboratoryjnego w przyszłych porównaniach.
Podsumowując, ta technika podawania znieczulenia będzie korzystna dla grup wykonujących znieczulenie gryzoni ze względu na większe bezpieczeństwo, skuteczność i precyzję w porównaniu z tradycyjnymi systemami.

Istnieje wiele precyzyjnych waporyzatorów dostępnych do użytku weterynaryjnego, które działają w zakresie natężeń przepływu 0,5-10 l/min2. Te natężenia przepływu nie są idealne dla gryzoni, ponieważ zakres jest wysoki w porównaniu z ich małą objętością oddechową na minutę. Wysokie prędkości przepływu nie są zalecane w praktyce weterynaryjnej ze względu na sprzyjanie hipotermii i wysuszaniu dróg oddechowych3,4. Co więcej, wiele popularnych instrukcji producentów parowników weterynaryjnych ostrzega, że wysokie natężenia przepływu mogą powodować wzrost występowania wahań ciśnienia zwrotnego. Wykazano również, że wiele standardowych waporyzatorów staje się niedokładnych poniżej natężenia przepływu 500 ml/min, a szybkość ta jest uważana za minimalne natężenie przepływu w dziedzinie weterynarii5-7.
Zwierzę może być utrzymywane na obwodzie trójnika lub zmodyfikowanym obiegu bain, używając natężenia przepływu tak niskiego jak 1,5-2,2 razy objętości minutowej zwierzęcia8-10. Te natężenia przepływu uważa się za wystarczające, aby zapobiec ponownemu wdychaniu wydychanych gazów i zapobiec wzrostowi stężenia dwutlenku węgla we krwi8. Korzystając z tego zalecenia dotyczącego natężenia przepływu, mysz o wadze 30 g może być utrzymywana na poziomie zaledwie 52 ml/min, czyli prawie dziesięć razy mniej niż akceptowane minimum 500 ml/min w tradycyjnym waporyzatorze.
Podczas gdy tradycyjny waporyzator zależy od przepływu gazu i ciśnienia atmosferycznego dla pasywnej waporyzacji znieczulającej, parownik z bezpośrednim wtryskiem mierzy całkowity przepływ świeżego gazu i wtryskuje parę bezpośrednio do strumienia gazu2. Niektóre waporyzatory z wtryskiem bezpośrednim wykorzystują pompę strzykawkową do podawania środka znieczulającego do strumienia gazu. Skomputeryzowane sterowanie umożliwia tym systemom automatyczną regulację prędkości pompy strzykawkowej w celu wstrzyknięcia ilości płynnego środka wymaganej do osiągnięcia pożądanego stężenia środka znieczulającego. Waporyzatory napędzane strzykawkami są dostępne i zatwierdzone do użytku klinicznego i pediatrycznego, a wiele podobnych konfiguracji jest uważanychw praktyce klinicznej za urządzenia oszczędzające środki znieczulające. Wkrótce po ich zatwierdzeniu, urządzenia do oszczędzania środków znieczulających z parownikami z pompką strzykawkową zostały przystosowane do stosowania w badaniach na zwierzętach8,17,18. W przeciwieństwie do tradycyjnego waporyzatora, system bezpośredniego wtrysku wykorzystujący pompę strzykawkową nie jest ograniczony minimalnym natężeniem przepływu, aby zachować dokładność. Z tego powodu technologia ta jest idealna do stosowania w znieczuleniu gryzoni i innych przypadkach, w których konieczne są niskie natężenia przepływu. Korzyści i potencjalne oszczędności związane z tą konstrukcją waporyzatora zainspirowały opracowanie nowych systemów anestezjologicznych zaprojektowanych specjalnie dla gryzoni1,19,20. Ten nowy system zawiera również wbudowaną pompę powietrza, dzięki czemu użytkownik może podawać znieczulenie bez konieczności korzystania ze źródła sprężonego gazu. Dodatkową korzyścią jest to, że system jest wstępnie skalibrowany do stosowania zarówno z izofluranem, jak i sewofluranem. Wraz z wprowadzeniem tej technologii parowników do hodowli zwierząt laboratoryjnych, możliwe jest teraz znieczulanie małych zwierząt laboratoryjnych przy natężeniach przepływu bliższych zalecanym poziomom bez konieczności stosowania sprężonego gazu.

<table><tbody><tr><td>Sprzęt anestezjologiczny em</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Zawiera adapter do butelki z filtrem zapobiegającym rozlewaniu i parom; Rurka adaptera Y; filtr oczyszczający węgiel drzewny</td></tr><tr><td>Pulsoksymetr MouseSTAT i Monitor pracy serca</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>Moduł SS-MSTAT-Zintegrowany</td><td>z czujnikiem łapy myszy SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Szklana strzykawka</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Niskokosztowa komora indukcyjna, 0,5 l</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Niskoprofilowa maska na twarz, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>Animal Warming</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite System monitorowania fizjologicznego z homeotermicznym ociepleniem RightTemp</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Zawiera podkładkę rozgrzewającą na podczerwień, sondę doodbytniczą i sondę temperatury podkładki</td></tr><tr><td>Środki znieczulające i leki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Izofluran (butelka 250 ml)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Maść okulistyczna</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

stosowanie cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie dla myszy i szczurów

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Tradycyjny waporyzator zależy od przepływającego gazu i ciśnienia atmosferycznego do pasywnej waporyzacji znieczulającej. Nowo opracowane waporyzatory z wtryskiem bezpośrednim wykorzystują pompę strzykawkową do bezpośredniego podawania lotnych środków znieczulających do strumienia gazu. W przeciwieństwie do tradycyjnego waporyzatora, może być używany przy bardzo niskich natężeniach przepływu, dzięki czemu idealnie nadaje się do stosowania u myszy i szczurów. 
Zdolność sprzętu do korzystania z niskich natężeń przepływu może skutkować znacznymi oszczędnościami kosztów ze względu na zmniejszone zapotrzebowanie na środki znieczulające, sprężony gaz i filtry przedmuchujące węgiel drzewny1. Mniejsze natężenie przepływu oznacza mniejsze straty gazu znieczulającego i prawdopodobnie zmniejsza ryzyko narażenia personelu laboratoryjnego na działanie środka znieczulającego. W związku z tym wysoki poziom precyzji i bezpieczeństwa związany z waporyzatorami z wtryskiem bezpośrednim, wraz ze zmniejszonym zapotrzebowaniem na środki znieczulające, sprężony gaz i filtry węglowe, są korzystne dla badań wymagających znieczulenia małych zwierząt. 
Celem tego protokołu jest zademonstrowanie użycia napędzanego strzykawką parownika do bezpośredniego wtrysku jako części cyfrowego systemu znieczulenia o niskim przepływie. Parownik z bezpośrednim wtryskiem jest w stanie dokładnie dostarczyć znieczulenie przy bardzo niskich prędkościach przepływu w porównaniu z tradycyjnym waporyzatorem, co czyni go obiecującą alternatywą dla kontrolowanego podawania znieczulenia gazowego gryzoniom.

Zwierzęta
3 dorosłe samice myszy C57/BL6NTac (Taconic, wiek 6-7 tygodni; masa 15+/-1 g) zostały poddane anestezji i utrzymano je w niej za pomocą 1,3-1,5% izofluranu, monitorując jednocześnie częstotliwość akcji serca, saturację tlenową oraz częstość oddychania. Wszystkie myszy były wolne od patogenów mysich (Murine Pathogen Free), co potwierdzono w rutynowych testach dostawcy przed transportem do placówki. Zwierzęta przebywały w grupach w klatkach do mikroizolacji z nielimitowanym dostępem do standardowej karmy dla gryzoni oraz wody z butelek.
Stosowanie izofluranu
System anestezji o niskim przepływie mierzy ilość środka anestetycznego pozostałego w strzykawce podczas użytkowania. Objętość w strzykawce, zmierzona przez system anestezji, została odnotowana w momencie przeniesienia zwierzęcia do stożka nosowego oraz ponownie po zakończeniu okresu utrzymywania znieczulenia. Objętość końcową odjęto od objętości początkowej, aby określić ilość środka anestetycznego zużytego podczas okresu utrzymywania znieczulenia (Rycina 1).
Parametry fizjologiczne
Częstość akcji serca, SpO2 oraz częstość oddechów monitorowano podczas utrzymywania znieczulenia za pomocą pulsoksymetrii (Ryc. 2-4). Temperaturę ciała utrzymywano na poziomie 37,5 °C przy użyciu podgrzewacza podczerwonego. Każda mysz była pomyślnie utrzymywana przy niskim przepływie powietrza pokojowego wynoszącym 10 ml/min w płaszczyźnie znieczulenia chirurgicznego przez 60 min, co stwierdzono na podstawie braku odruchu wycofania po uciśnięciu przestrzeni międzycyfrowych. Myszy nie budziły się ani nie reagowały na przerywane uciśnięcia przestrzeni międzycyfrowych wykonywane w okresie utrzymywania znieczulenia. Częstość akcji serca zwierząt (Ryc. 2), utlenowanie krwi (Ryc. 3) i częstość oddechów (Ryc. 4) pozostawały stosunkowo stabilne przez cały czas trwania badania. Ze względu na ułożenie zwierząt i czujników, sygnał częstości oddechów z Myszy 1 i Myszy 3 był przerywany, a pomiar został przerwany. Po skorygowaniu ułożenia zwierzęcia sygnał uległ poprawie, a zmierzona częstość oddechów była porównywalna z wynikami innych osobników w podobnych punktach czasowych. Cyfrowy system znieczulenia o niskim przepływie zużył średnio 0,63 ml izofluranu podczas 60-minutowego okresu utrzymywania znieczulenia (Ryc. 1).
<img alt="Analiza zużycia izofluranu, wykres słupkowy, objętość znieczulenia, badanie trzech myszy w ciągu jednej godziny." src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Stosowanie izofluranu. Ilość izofluranu zużyta w ml dla trzech różnych myszy podczas 1 godziny utrzymywania znieczulenia przy użyciu cyfrowego systemu znieczulenia o niskim przepływie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres porównawczy częstotliwości uderzeń serca trzech myszy w ciągu 60 minut, przedstawiający zmiany bpm po indukcji." src="/files/ftp_upload/54436/54436fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Częstość akcji serca. Częstość akcji serca trzech myszy w uderzeniach na minutę (bpm) w czasie od 5 do 60 min po początkowym wprowadzeniu w znieczulenie przy użyciu cyfrowego systemu znieczulenia o niskim przepływie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Wykres wysycenia tlenem u myszy w czasie 60 min; przedstawia stabilność SpO2% po indukcji; analiza danych." src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rycina 3: Saturacja tlenem. Poziomy wysycenia krwi tlenem (%) trzech myszy w odstępie od 5 do 60 min po początkowym wprowadzeniu w znieczulenie z użyciem cyfrowego systemu znieczulenia niskoprzepływowego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Wykres częstości oddechów; myszy po indukcji; czas vs. częstość oddechów; analiza porównawcza 3 osobników." src="/files/ftp_upload/54436/54436fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 4"> 
Rysunek 4: Tempo oddychania. Częstość oddechów trzech myszy w oddechach na minutę (bpm) w czasie od 5 do 60 min po początkowym wprowadzeniu w znieczulenie z użyciem cyfrowego systemu znieczulenia o niskim przepływie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego schematu.</a>

Tutaj prezentujemy protokół do bezpieczniejszego i skuteczniejszego podawania myszom gazu znieczulającego za pomocą cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie, wykorzystującego napędzany strzykawką parownik do bezpośredniego wtrysku.

Stosowanie cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie dla myszy i szczurów

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Niniejszy protokół demonstruje zastosowanie parownika z bezpośrednim wtryskiem sterowanym strzykawką jako elementu cyfrowego systemu anestezji niskoprzepływowej. Parownik z bezpośrednim wtryskiem precyzyjnie podaje środek anestetyczny przy bardzo niskich przepływach w porównaniu do tradycyjnego parownika, co czyni go obiecującą alternatywą dla kontrolowanego podawania znieczulenia gryzoniom. Dostępnych jest wiele precyzyjnych parowników do użytku weterynaryjnego, które pracują w zakresie od 5 do 10 litrów na minutę.Te przepływy nie są idealne dla gryzoni, ponieważ zakres ten znacznie przekracza ich niewielką minutową objętość oddechową. Główną zaletą tego parownika jest możliwość utrzymania zwierzęcia z maską nosową przy przepływie wynoszącym zaledwie 1 1/2 razy minutową objętość oddechową zwierzęcia. Zatem mysz o masie 30 g może być utrzymywana przy przepływie tak niskim jak 52 ml/min.W pierwszej kolejności należy wybrać źródło gazu nośnego. Aby skorzystać z wewnętrznej pompy powietrza, odkręć tylny port wlotowy, umożliwiając pompie pobieranie powietrza z otoczenia. Następnie podłącz kanister z węglem aktywnym do portu wylotowego.Następnie podłącz przewody doprowadzające do systemu anestezjologicznego. Użyj kolorowych klipsów, aby oznaczyć odnogi prowadzące do stożka nosowego i komory indukcyjnej. Otwórz zaciski, aby skierować przepływ powietrza do komory.W celu monitorowania parametrów fizjologicznych podłącz czujnik pulsoksymetryczny dla łapy do tylnego panelu niskoprzepływowego systemu anestezjologicznego. Włącz system niskoprzepływowy, aby skonfigurować ustawienia. Przejdź do menu Anesthesia Setup i wybierz izofluran.Następnie ustaw rozmiar strzykawki, naciskając Set Up, aby podświetlić pole Syringe Size. Użyj przycisków kierunkowych, aby wybrać strzykawkę o pojemności 2 ml. Ważne jest zastosowanie strzykawki o rozmiarze odpowiednim dla danego zwierzęcia oraz czasu trwania procedury.System ten jest kompatybilny ze strzykawkami o pojemności 2, 5 i 10 ml, aby umożliwić zastosowanie w różnych aplikacjach. Po wyborze rozmiaru strzykawki należy ustawić jej pozycję pustą. Następnie należy przymocować pustą, całkowicie wciśniętą strzykawkę szklaną w bloku mocującym strzykawkę.Umieść strzykawkę tak, aby zacisk mocujący spoczywał na metalowym kołnierzu strzykawki. Dostosuj blok popychacza tak, aby lekko stykał się z górną częścią tłoka strzykawki. Zapisz pozycję pustą.Wyjąć strzykawkę. Następnie napełnić ją izofluranem, korzystając z adaptera do nakrętki butelki. Po napełnieniu umieścić strzykawkę z powrotem w bloku mocującym i podłączyć rurkę doprowadzającą.Następnie należy odpowietrzyć przewody doprowadzające środek znieczulający, naciskając przyciski kierunkowe. System będzie dociskać tłok strzykawki, aż środek znieczulający przedostanie się do bloku parownika. Ważne jest, aby nie doprowadzić do nadmiernego odpowietrzenia strzykawki.Po wprowadzeniu wszystkich ustawień, włącz podawanie znieczulenia. Następnie ustaw dopływ powietrza (Air Supply) na powietrze pokojowe, a objętość minutową (Minute Volume) na 250 milliliters per minute. W celu monitorowania parametrów fizjologicznych ustaw minimalną wykrywaną częstotliwość akcji serca na Mouse.Uruchom przepływ powietrza, aby wprowadzić mysz w stan znieczulenia. Umieść mysz w komorze indukcyjnej, szczelnie zamknij pokrywę i ustaw pokrętło stężenia środka znieczulającego (Anesthetic Agent Concentration) na 3%. Monitoruj mysz do momentu osiągnięcia pożądanej głębokości znieczulenia, określanej przez utratę odruchu prostowania. Gdy zwierzę będzie odpowiednio znieczulone, przekręć pokrętło stężenia środka znieczulającego na 0%. Następnie otwórz zaciski, aby skierować przepływ powietrza do maski nosowej, i zamknij zaciski prowadzące do komory indukcyjnej.Wyjmij mysz z komory i natychmiast umieść ją na stożku nosowym. Następnie wycentruj zwierzę na podgrzewaczce podczerwonej, ustawionej tak, aby utrzymywała temperaturę ciała na poziomie 37 °C za pomocą sondy rektalnej w pętli sprzężenia zwrotnego. Gdy mysz znajduje się na stożku nosowym, dostosuj stężenie izofluranu do 1.5%. Teraz zmniejsz objętość minutową, aby zapewnić utrzymanie znieczulenia.Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez sprawdzenie braku odruchu wycofania podczas ucisku między palcami. Nałóż maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu podczas znieczulenia. Rozpocznij monitorowanie parametrów fizjologicznych, umieszczając czujnik na poduszce tylnej łapy.Ustaw czujnik tak, aby czerwone światło oświetlało łapę. Wyświetl oxiwave, aby zwizualizować sygnał z czujnika. Przekręć pokrętło stężenia środka znieczulającego (Anesthetic Agent Concentration) do pozycji Minimum, aby podać 0%, a następnie wyjmij zwierzę z maski nosowej.Uważnie monitoruj mysz podczas wybudzania z narkozy. Gdy mysz odzyska pełną zdolność poruszania się, przenieś ją z powrotem do klatki. Ten rysunek przedstawia ilość izofluranu zużytą w mililitrach dla trzech różnych samic myszy C57 Black 6 w wieku od sześciu do siedmiu tygodni podczas jednej godziny podtrzymywania znieczulenia z użyciem cyfrowego systemu anestezjologicznego niskiego przepływu.Ze względu na niskie przepływy, cyfrowy waporyzator niskoprzepływowy sterowany strzykawką zużył mniej niż jeden mililitr izofluranu w ciągu jednej godziny. Przedstawiono tutaj tętno trzech myszy mierzone w uderzeniach na minutę za pomocą pulsoksymetrii od 5 do 60 minut po indukcji. Tętno zwierząt pozostało stosunkowo stabilne i spójne przez cały okres podtrzymania znieczulenia.Rycina ta przedstawia poziomy nasycenia tlenem u trzech myszy w tym samym przedziale czasowym. Na koniec przedstawiono tutaj częstość oddechów myszy w oddechach na minutę w czasie od pięciu do 60 minut po indukcji z zastosowaniem cyfrowego systemu znieczulania niskoprzepływowego. Wewnętrzna pompa powietrza umożliwia użytkownikom znieczulenie zwierząt bez konieczności korzystania ze źródła gazu sprężonego.W przypadku procedur wymagających sprężonego gazu lub dodatkowego tlenu, użytkownik ma możliwość podłączenia źródła gazu do waporyzatora niskoprzepływowego zamiast korzystania z powietrza. Waporyzatory niskoprzepływowe sterowane strzykawką są zdolne do utrzymania przepływów na poziomie nawet 10 milliliters per minute, zapewniając jednocześnie dokładne stężenia anestetyków. Zatem technika ta będzie korzystna dla grup przeprowadzających znieczulenia u gryzoni ze względu na poprawę bezpieczeństwa, skuteczności i precyzji w porównaniu z systemami tradycyjnymi.

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisujemy metodę kierowania leków do ośrodkowego układu nerwowego poprzez wszczepienie cewnika lub wykonanie wstrzyknięcia bolusa do prawej bocznej komory u myszy. Skupiamy się w szczególności na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych. Technika ta można łatwo dostosować do innych leków i szczurów.

Bezpośrednie dokomorowe dostarczanie leków do ośrodkowego układu nerwowego gryzoni

Nieograniczająca radiotelemetria EEG jest cennym podejściem metodologicznym do rejestrowania in vivo długoterminowych elektroencefalogramów od swobodnie poruszających się gryzoni. Ten szczegółowy protokół opisuje stereotaktyczne znieczulenie zewnątrzoponowe i głębokie domózgowe umieszczenie elektrod w różnych obszarach mózgu w celu uzyskania wiarygodnych zapisów rytmiczności OUN i etapów behawioralnych związanych z OUN.

Nieskrępowana radiotelemetria EEG: zewnątrzoponowe i głębokie śródmózgowe stereotaktyczne umieszczenie elektrod EEG

Ten artykuł instruuje użytkowników skanerów do mikrotomografii komputerowej in vivo (μCT), jak znieczulać, prawidłowo ustawiać i krępować tylną kończynę szczura w celu zminimalizowania ruchu podczas obrazowania kości piszczelowej w wysokiej rozdzielczości. Rezultatem są wysokiej jakości obrazy, które można przetworzyć w celu dokładnego określenia ilościowego mikroarchitektury kości.

Prawidłowe ułożenie i unieruchomienie tylnej kończyny szczura w celu zogniskowanego obrazowania mikroarchitektury kości w wysokiej rozdzielczości za pomocą mikrotomografii komputerowej in vivo

To badanie opisuje uproszczoną procedurę chirurgiczną i technikę wykonywania stymulacji nerwów jamistych z izolacją kompleksu nerwowo-elektrodowego za pomocą kleju silikonowego i pomiarem ciśnienia w jamie jamistym.

Stymulacja nerwów jamistych i rejestracja ciśnienia w ciałach jamistych u szczura

Ten protokół opisuje wszczepienie szklanego okienka do rdzenia kręgowego myszy w celu ułatwienia wizualizacji za pomocą mikroskopii przyżyciowej.

Laminektomia i implantacja okienka rdzenia kręgowego u myszy

Dotchawicze (IT) podawanie eksperymentalnych środków myszom często powoduje asymetryczne dostarczanie do dystalnych płuc. W tym raporcie opisujemy bezpośrednie podejście dooskrzelowe (IB) do kanniulacji każdego płuca u żywych myszy bez operacji. To podejście może być stosowane do selektywnego podawania środków do jednego płuca lub może być dostosowane do poprawy symetrycznego dostarczania środka do obu płuc.

Bezpośrednie podanie dooskrzelowe w celu poprawy selektywnego odkładania się czynnika w płucach myszy

Tutaj prezentujemy protokół bezpiecznego i skutecznego podawania myszom gazu znieczulającego za pomocą cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie ze zintegrowanym respiratorem i modułami monitorowania fizjologicznego.

Stosowanie zintegrowanego parownika anestezjologicznego o niskim przepływie, respiratora i systemu monitorowania fizjologicznego dla gryzoni

Tutaj prezentujemy protokół, który demonstruje technikę i niezbędne kontrole dla laserowego obrazowania perfuzjowego Dopplera do pomiaru przepływu krwi w tylnej kończynie myszy.

Laserowe obrazowanie perfuzji dopplerowskiej w tylnej kończynie myszy

Przedstawiamy protokół odsłaniania pnia mózgu dorosłej myszy od strony brzusznej. Dzięki zastosowaniu soczewki o indeksie gradientowo-refrakcyjnym z miniaturowym mikroskopem, obrazowanie wapnia można wykorzystać do zbadania aktywności somatów nerwowych dolnych oliwek in vivo.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapnia u myszy z oliwek dolnych

Ten protokół opisuje metodę uzyskiwania danych z funkcjonalnego rezonansu magnetycznego (rs-fMRI) w stabilnym stanie spoczynku od szczura przy użyciu niskiej dawki izofluranu w połączeniu z niską dawką deksmedetomidyny.

Akwizycja danych z funkcjonalnego rezonansu magnetycznego w stanie spoczynku u szczura

Poznaj cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływie dla myszy i szczurów. Ta metoda zapewnia precyzyjną kontrolę dostawy izofluranu przy minimalnym zużyciu gazu anestetycznego.

Stosowanie cyfrowego systemu anestezjologicznego o niskim przepływie dla myszy i szczurów

Przeglądaj więcej filmów