Name: Manipulacja genetyczna patogenu roślinnego Ustilago maydis w celu zbadania biologii grzybów i interakcji mikroorganizmów roślinnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 42 s
Description: Poznaj strategię zastępowania genów w grzybie Ustilago maydis do tworzenia mutantów delecyjnych i badania fenotypów infekcyjnych. Ta metoda umożliwia precyzyjną weryfikację modyfikacji genetycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Specjalne podziękowania dla Dr. Benedikt Steuten za krytyczną lekturę manuskryptu. Oryginalne prace nad chitynazami zostały przeprowadzone przez dr Thorstena Langnera. Laboratorium VG jest wspierane przez Klaster Doskonałości w Naukach o Roślinach (CEPLAS, DFG EXC 1028) i BioSC, laboratorium KS jest wspierane przez BioSC. KB jest wspierany przez BioSC. Działalność naukowa Centrum Nauki Biogospodarka (BioSC) została wsparta finansowo przez Ministerstwo Innowacji, Nauki i Badań w ramach Strategieprojektu NRW BioSC (nr 313/323-400-00213). LF jest wspierany przez stypendium doktoranckie Międzynarodowej Grupy Badawczej DFG 1525 iGRADplant.

1. Generowanie konstrukcji usuwających
<ol>
	<li>Wygeneruj plazmid zawierający konstrukt delecji (rysunek 1) składający się z odpowiedniej flanki 1 kb w górę (UF) i w dół (DF) oraz odpowiedniej kasety oporowej otoczonej miejscami ograniczenia cięcia. 
	UWAGA: Można zastosować dowolną strategię klonowania (dla klonowania patrz odniesienie 22) zalecamy klonowanie Golden Gate dla takich plazmidów 9.</li>
	<li>Wyciąć konstrukt delecji z plazmidu za pomocą noża, aby uzyskać 1 μg DNA konstruktu delecji 9. Oczyść konstrukt delecji w celu wyeliminowania enzymu i buforu 22, np. przy użyciu dostępnych w handlu odczynników i postępuj zgodnie z instrukcjami producenta. 
	UWAGA: Szkielet wektora może pozostać w mieszaninie transformacyjnej.</li>
</ol>
2. Przygotowanie protoplastów
UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki przez cały czas trwania eksperymentu. Ściana komórkowa stanowi silną barierę ochronną, która ogranicza dostęp cząsteczek do błony komórkowej. Aby umożliwić wychwyt DNA zawierającego konstrukt delecji, ściana komórkowa musi zostać usunięta przez enzymy rozkładające ścianę komórkową w reakcji protolastowej. Krytycznymi etapami przygotowania protoplastów są: 1) stabilizacja osmotyczna pożywki i 2) unikanie naprężeń mechanicznych na protoplastach.
<ol>
	<li>Oznaczyć probówki o pojemności 2 ml okrągłym dnem, aby zamrozić protoplasty i schłodzić je w temperaturze -20 °C. Rozpocząć hodowlę wstępną w 3 ml YEPS-Light ze świeżej płytki szczepu o pożądanym tle genetycznym. Inkubować na obracającym się kole przez 24 godziny w temperaturze 28 °C. 
	UWAGA: Szczep może być solopatogennym szczepem SG200 10, szczepami typu dzikiego, szczepami testowymi, takimi jak AB33 23, lub dowolnym zmutowanym tłem do generowania podwójnych mutantów. Upewnij się, że odmiana jest wolna od pożądanego oporu.</li>
	<li>Rozcieńczyć kulturę w 50 ml YEPS-Light w kolbie z przegrodami i inkubować na wytrząsarce orbitalnej w temperaturze 28 °C z prędkością 200 obr./min. 
	UWAGA: Czas podwojenia wynosi około 2 godzin dla odmian typu dzikiego. Zezwalaj na co najmniej trzy duplikaty.</li>
	<li>Rosną aż do fazy wykładniczej. Upewnij się, że gęstość optyczna, mierzona przy długości fali 600 nm (OD600), wynosi około 0,8 (dopuszczalne jest 0,6 do 1,0). OD600 1,0 odpowiada około 1 do 2 x 107komórek U. maydis na ml.</li>
	<li>Sprawdź komórki pod kątem zanieczyszczeń pod mikroskopem. Użyj 40-krotnego powiększenia. Komórki pełnej kultury o pojemności 50 ml osadzać przez 5 minut, 1 500 x g i odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 25 ml cytrynianu sodu, roztworu sorbitolu (SCS), odwirować 5 minut, 1 500 x g i odrzucić supernatant. 
	UWAGA: Zanieczyszczenia bakteryjne można zidentyfikować jako małe i często poruszające się komórki. Zanieczyszczenia grzybicze można zidentyfikować na podstawie innego kształtu lub wielkości komórek w porównaniu z komórkami w kształcie cygara U. maydis.</li>
	<li>Podczas wirowania przygotować roztwór protoplastowy (12,5 mg/ml enzymów lizujących Trichoderma, w SCS; przygotować 3 ml na komórkę; przefiltrować wysterylizować przez filtr 22 μm; roztwór musi być świeży, aby uzyskać optymalną aktywność enzymatyczną). SCS jest stabilizatorem osmotycznym zapobiegającym pękaniu protoplastu po usunięciu ściany komórkowej.</li>
	<li>Zawiesić osad w 2 ml roztworu protoplastowego. Inkubować przez 5 do 20 minut w temperaturze pokojowej i sprawdzić pod mikroskopem, aż 30 do 40% komórek będzie okrągłych lub przypominających główki od szpilek (ryc. 2). 
	UWAGA: Od teraz wykonuj wszystkie kroki na lodzie i ostrożnie obchodź się z protoplastami!</li>
	<li>Przemyć 3x w 10 ml zimnego (4 °C) SCS, odwirować przy 1.000 x g przez 5 min.</li>
	<li>Zawiesić osad w 10 ml zimnego sorbitolu, TrisHCl, roztworu CaCl2 (STC), wirować w temperaturze 1 000 x g przez 5 minut, odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 1 ml zimnego STC, zrobić 100 μl porcji w schłodzonych probówkach. Zamrozić podwielokrotności w temperaturze -80 °C do czasu dalszego użycia.</li>
</ol>
3. Transformacja U. maydis
UWAGA: Transformacja protoplastów U. maydis opiera się na metodzie przemiany za pośrednictwem glikolu polietylenowego (PEG), która jest technicznie prosta i w przeciwieństwie do elektroporacji czy transformacji biolistycznej nie wymaga specjalistycznego sprzętu.
<ol>
	<li>Przygotować dwuwarstwowe płytki selekcyjne (2 płytki na reakcję przemiany). Dolna warstwa zawiera antybiotyk w podwojonym stężeniu. Odmierzyć pipetą 12 ml RegLight zawierającego 400 μg/ml higromycyny (lub 300 μg/ml nourseotrycyny lub 4 μg/ml karboksynany lub 1 mg/ml G418) na płytkę Petriego. Unikaj bąbelków. 
	UWAGA: Płyty dolnej warstwy mogą być przechowywane przez kilka dni w temperaturze 4 °C, ale górną warstwę należy przygotować na świeżo podczas przemiany (patrz poniżej).</li>
	<li>Rozmrozić protoplasty na lodzie (1 probówka/transformacja). Dodać 1 μl heparyny (15 mg/ml). Dodać 1 μg DNA (konstrukt linearyzowany) lub 10 μlH2O(kontrola wody). Inkubować przez 10 minut na lodzie.</li>
	<li>W tym czasie na górną warstwę rozprowadzić 12 ml upłynnionego RegLight (zagotować i schłodzić do 60 °C) na dolnej płytce RegLight. 
	UWAGA: Ta warstwa nie zawiera antybiotyków.</li>
	<li>Dodać 500 μl STC/PEG (glikolu polietylenowego) do probówki transformacyjnej (3.2) i dokładnie wymieszać, odwracając probówkę. Inkubować 15 minut na lodzie.</li>
	<li>Rozprowadź każdą reakcję przemiany na dwóch dwuwarstwowych płytkach RegLight. Rozprowadź ostrożnie i powoli szklaną pipetą. Inkubować płytki w pozycji pionowej w temperaturze 28 °C przez 5 do 7 dni, aż transformanty wyrosną jako kolonie. Zdobądź około 100-200 kolonii na talerzu. 
	UWAGA: Niższe liczby mogą być spowodowane przez "złe" protoplasty, które albo zawierają zbyt dużo ściany komórkowej i dlatego nie mogą pobierać DNA, albo nie mogą się regenerować. Te pierwsze można testować przez transformację z samoreplikującym się plazmidem, drugie przez testowanie regeneracji na płytkach bez antybiotyków.</li>
	<li>Przygotować płytki YEPS-Light zawierające odpowiedni antybiotyk o stężeniu 200 μg/ml higromycyny (lub 150 μg/ml nourseotrycyny lub 2 μg/ml karboksyny lub 500 μg/ml G418; stężenia te są równe połowie stężenia stosowanego dla płytek dennych). Ponownie oczyść co najmniej 24 domniemane kolonie transformantów na tych płytkach. Należy uzyskać pojedyncze kolonie. W tym samym czasie pozbądź się oryginalnego szczepu na podłożach nieselektywnych. 
	UWAGA: Płytki można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1-2 tygodnie.</li>
</ol>
4. Weryfikacja poprawnych zdarzeń usuwania
UWAGA: Mutacje są weryfikowane w trzyetapowej procedurze (Rysunek 1). Po pierwsze, kandydaci, którzy zawierają kopię genu typu dzikiego, są wykluczani przez PCR. Po drugie, integracja kasety rezystancyjnej z locus jest weryfikowana za pomocą PCR. Po trzecie, integracja kasety rezystancyjnej tylko z pożądanym locus jest weryfikowana przez analizę Southern blot. Staranna weryfikacja szczepu jest niezbędna, aby zmutowane fenotypy naprawdę korelowały z delecją.
<ol>
	<li>Pierwszy diagnostyczny PCR 20
	<ol>
		<li>Zaprojektuj parowanie starterów w genie, który ma zostać usunięty, co daje produkt o wartości 250-600 pz (ryc. 1). Takie małe produkty są łatwe do amplifikacji w PCR kolonii i wystarczająco długie, aby można je było wykryć w standardowej elektroforezie żelowej.</li>
		<li>Dla każdego kandydata i oryginalnego szczepu jako kontroli pozytywnej, ponownie zawiesić niewielką ilość (ilość główki od szpilki) materiału komórkowego pojedynczej kolonii za pomocą wykałaczki w 20 μl 0,02 M NaOH. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 min. 
		UWAGA: Używaj świeżych kolonii. Jeśli płytki są starsze niż 1 tydzień, powtórz smugę, aby uzyskać świeżą kolonię.</li>
		<li>Natychmiast zużyć 1 μl zawiesiny komórek do PCR. Uruchom standardową reakcję PCR i przeanalizuj powstałe fragmenty. 
		UWAGA: Te próbki nie mogą być przechowywane. 
		UWAGA: Ten PCR testuje obecność genu typu dzikiego, a tym samym umożliwia szybką identyfikację ujemnych kandydatów, w których gen będący przedmiotem zainteresowania nie został zastąpiony. Klony dające prążki w tej reakcji PCR zostaną odrzucone. Jeden taki negatywny klon i tak powinien być przenoszony jako dodatkowa kontrola negatywna. Kandydaci, którzy nie posiadają produktu PCR, muszą zostać poddani dalszej analizie. W przypadku genów bez szkodliwych skutków około połowa kandydatów powinna zawierać gen typu dzikiego, podczas gdy druga połowa nie powinna prowadzić do powstania prążka. Odpowiadałoby to współczynnikowi rekombinacji homologicznej wynoszącemu 50%.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Drugi diagnostyczny PCR
	<ol>
		<li>Przygotowanie genomowego DNA. 
		UWAGA: Genomowe DNA (gDNA) można przygotować przy użyciu dwóch różnych protokołów. Pierwszy z nich obejmuje odczynniki toksyczne, takie jak fenol i chloroform, dlatego powinien być obsługiwany tylko przez doświadczonych badaczy (opisanych w 4.2.1.1 do 4.2.1.5), podczas gdy drugi może być również obsługiwany przez mniej doświadczonych studentów (opisany w 4.2.1.6 do 4.2.1.11). Oba protokoły działają niezawodnie. Krok 4.2.1.1 jest identyczny dla obu protokołów.
		<ol>
			<li>Zaszczepić 5 ml YEPS-Light każdym kandydatem i inkubować na obracającym się kole przez 24 godziny w temperaturze 28 °C. Upuść 2 μl kultury na płytkę CM. Utrzymuj kulturę w sterylności. 
			UWAGA: Poniżej znajduje się standardowy protokół (UWAGA: kroki toksyczne).</li>
			<li>Umieść 1 miarkę (~200 μl) szklanych kulek przemytych HCl do probówek o pojemności 2 ml. Dodać 2 ml kultury U. maydis. Wirowanie 12 000 x g przez 5 min. Odrzucić supernatant (na tym etapie osad można zamrozić). Dodać 500 μl fenolu/chloroformu/alkoholu izoamylowego (25:24:1) do granulki. OSTROŻNOŚĆ! FENOL JEST TOKSYCZNY!</li>
			<li>Dodać 500 μl buforu do lizy Usti 1. Wstrząsaj przez 6 do 10 minut na wibraxie przy 1,000 obr./min. Sprawdź, czy osad komórkowy jest całkowicie zawieszony, ale unikaj długotrwałego potrząsania, aby zapobiec ścinaniu gDNA. Wirować z prędkością 12 000 x g przez 15 minut. Przenieść 400 μl fazy wodnej do nowej probówki reakcyjnej (nie dotykać interfazy).</li>
			<li>Dodać 1 ml 100 % (v/v) etanolu. Odwróć probówkę 3x, aby wymieszać, obserwuj chmurę DNA, która wkrótce się pojawi. Wirować z prędkością 12 000 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant i przemyć 200 μl 70% EtOH. Na tym etapie nie należy ponownie zawieszać osadu.</li>
			<li>Całkowicie usunąć supernatant (nie dopuścić do całkowitego wyschnięcia osadu). Dodać 50 μl TE/RNazy. Rozpuścić gDNA przez wytrząsanie z prędkością 400 obr./min w temperaturze 50°C przez 10 min. Przeanalizować 2 μl gDNA w 0,8 % żelu agarozowym 20, 
			UWAGA: Poniższe kroki obejmują alternatywny nietoksyczny protokół.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Alternatywne przygotowanie genomowego DNA
		<ol>
			<li>Umieść 1 miarkę (~200 μl) umytych szklanych kulek HCl do probówek o pojemności 2 ml. Dodać 2 ml kultury U. maydis i wirować w 12 000 x g przez 5 minut. Wyrzuć supernatant (na tym etapie granulki można zamrozić).</li>
			<li>Dodać 500 μl buforu Usti Lysis 2 do osadu. Wstrząsaj przez 5 do 15 minut na wibraxie przy 1,000 obr./min. Sprawdź, czy osad ogniwa jest całkowicie zawieszony.</li>
			<li>Inkubować probówki w temperaturze 65 °C przez 15 do 20 minut. Kluczowe znaczenie ma użycie odpowiednich inkubatorów przeznaczonych do przechowywania probówek o pojemności 2 ml. Następnie umieść go na lodzie na 5 minut.</li>
			<li>Dodać 100 μl 8 M octanu potasu, odwirować lub odwrócić 8 do 10 razy. Wiruj 12 000 x g przez 15 minut przy RT.</li>
			<li>Przenieść 500 μl supernatantu do świeżej probówki o pojemności 1,5 ml i dodać 400 μl izopropanolu. Wiruj lub odwróć 8 do 10 razy. Wirowanie 12 000 x g przez 15 min. Usunąć supernatant i przemyć 500 μl 70% EtOH. Wirowanie 12 000 x g przez 5 min.</li>
			<li>Całkowicie zmoczyć supernatant! Na koniec dodaj krótkie wirowanie (10 sekund), aby usunąć resztki płynu. Pozostaw osad DNA do wyschnięcia na 3 do 5 minut. Dodać 50 μl TE/RNAazy i inkubować w temperaturze 50 °C przez 10 do 15 minut przy 400 obr./min.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Metoda PCR
		<ol>
			<li>Zaprojektuj dwie pary spłonek, z których jedna wiąże się na zewnątrz boków, a odpowiadająca jej w kasecie oporowej (UF-f, RC-r; RC-f, DF-r, Rysunek 1) 9.</li>
			<li>Użyj 1 μl rozcieńczenia gDNA każdego kandydata w stosunku 1:10 jako matrycę w 2 reakcjach PCR weryfikujących poprawność insercji przed i za 9.</li>
			<li>Użyj standardowych reakcji PCR dla każdego kandydata i przeanalizuj otrzymane fragmenty 22, 
			UWAGA: Te PCR testują wprowadzenie kasety oporności do właściwego locus genomowego. Jeśli produkty są uzyskiwane dla obu stron, kandydat jest prawdopodobnie prawidłowym wstawieniem. Jednak również kandydaci, w przypadku których można było potwierdzić tylko jedną stronę (w górę lub w dół), powinni zostać przewiezieni do dalszej analizy w przypadku, gdy reakcje PCR po prostu nie powiodły się dla jednej flanki.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Weryfikacja prawidłowej insercji genomowej za pomocą analizy Southern Blot 22
	<ol>
		<li>Strawić 15 μl gDNA (4.2.1) zmutowanych kandydatów i odpowiadającego im dzikiego typu/szczepu progenitorowego za pomocą odpowiedniego enzymu, który wycina poza locus/konstrukt, a ponadto przecina albo gen, albo w kasecie oporności, prowadząc do wyraźnie rozróżnialnych wzorców (Figura 1) 8, 
		UWAGA: Żadne z oczekiwanych prążków nie powinno być większe niż 10 kb, tak aby można je było wyraźnie odróżnić od niestrawionego DNA.</li>
		<li>Użyj górnej i dolnej flanki jako sond. Aby je oznaczyć, na przykład, użyj zestawu do etykietowania PCR DIG lub innej podobnej standardowej metody. Wymieszaj oznakowane sondy w stosunku molekularnym 1:1 i przeprowadź Southern blot. Zachowaj co najmniej dwa niezależne poprawne transformanty. 
		UWAGA: Wzór typu dzikiego powinien być wyraźnie wykrywalny w oryginalnym szczepie, a prawidłowe klony powinny zawierać tylko oczekiwane prążki. Dodatkowe prążki obecne tylko u kandydatów wskazują na inne insercje konstruktu w niewłaściwym locus. Takie klony należy wyrzucić. Ujemny kandydat zidentyfikowany w pierwszym diagnostycznym PCR powinien zawierać prążki typu dzikiego i prążki (nieprzewidywalne pod względem wielkości) błędnie zintegrowanego konstruktu delecji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapasy glicerolu 
	UWAGA: Zapasy glicerolu służą do utrzymania klonów przez lata w kolekcjach szczepów. Na każdego mutanta powinny przypadać co najmniej dwa niezależne transformanty. Pozwala to na porównanie fenotypów, które powinny być identyczne.
	<ol>
		<li>Hodować 5 ml kultur potwierdzonych zmutowanych szczepów w YEPS-Light na obracającym się kole przez 24 godziny w temperaturze 28 °C Wymieszać 500 μl każdej kultury z 500 μl pożywki NSY-glicerolu. Odwróć probówkę, aż kultura i podłoże dobrze się wymieszają. Glicerol w pożywce zapobiega tworzeniu się kryształków lodu.</li>
		<li>Zamrażać w temperaturze -80 °C. Ponownie poddać próbkę części zamrożonej kultury, aby sprawdzić, czy wywar jest funkcjonalny.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Mikroskopijne fenotypy
<ol>
	<li>Hoduj 5 ml kultur dzikich i zmutowanych szczepów w YEPS-Light na obracającym się kole przez 12 godzin w temperaturze 28 °C.</li>
	<li>Następnego dnia rozcieńczyć kulturę do OD600 około 0,1 i uprawiać ją do OD600 między 0,5 a 0,7. OD600 1,0 odpowiada około 1 do 2 x 107 komórek U. maydis na ml.</li>
	<li>Sprawdź morfologię komórki pod mikroskopem. 
	UWAGA: Zdrowe komórki mają kształt cygara (ryc. 4, WT). Wyraźne wakuole lub tworzenie włókien wskazują, że komórki są zestresowane. 
	UWAGA: W zależności od oczekiwanego zmutowanego fenotypu, analiza może być dostosowana, np. jeśli stosowane są szczepy reporterowe, na tym etapie można przeprowadzić odpowiedni test. W przypadku zmiany morfologii komórki należy przeprowadzić analizę statystyczną, np. w celu określenia średniej długości komórki.</li>
</ol>
6. Test infekcji
UWAGA: Test infekcji sadzonek został już wcześniej zobrazowany w tym czasopiśmie 11. Można to przeprowadzić przy użyciu haploidalnego, solopatogennego tła szczepu, takiego jak SG200 10, lub poprzez zmieszanie kompatybilnych partnerów godowych, którzy obaj są nosicielami mutacji.
<ol>
	<li>Uprawiaj co najmniej 40 sadzonek kukurydzy na odmianę przez 7 dni w cyklu świetlnym trwającym 16 godzin, 200 μE, 28 °C/22 °C (dzień/noc). Powinny być w fazie 3 liści i mieć 10-15 cm wysokości w dniu infekcji</li>.
	<li>Dwa dni przed zakażeniem należy rozpocząć wstępną hodowlę szczepów w 5 ml YEPS-Light na obracającym się kole przez 24 godziny w temperaturze 28 °C. Wyhoduj główną kulturę w 50 ml YEPS-Light do OD600 = 1,0 (szybkość podziału komórek = 2 godziny, należy pozostawić minimum 3 podziały, można wykonać O/N).</li>
	<li>Odwirować komórki 50 ml kultury o sile 1 500 x g przez 5 minut i odrzucić supernatant. Przemyć 3x sterylnymH2O. Zawiesić komórki w sterylnymH2Odo OD600 3,0. W razie potrzeby wymieszaj partnerów do krycia.</li>
	<li>Wstrzyknąć 250 - 500 μl zawiesiny komórkowej do łodygi 7-dniowych siewek kukurydzy za pomocą małej strzykawki. Stosować sterylny H2O jako kontrolę. Trzymaj zainfekowane sadzonki przez dodatkowe 7-14 dni w tych samych warunkach świetlnych i temperaturowych. Oceń fenotyp każdej rośliny według zdrowego, chlorozy, tworzenia antocyjanów, małych guzów, dużych guzów, martwych roślin 10, 
	UWAGA: Ocenę można wykonać już po 7 dniach i powtórzyć po 14 dniach, aby śledzić infekcję w czasie.</li>
</ol>

<ol><li>Dean, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Top+10+fungal+pathogens+in+molecular+plant+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Plant+Pathology%22%5BJournal%5D)">The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology.</a> Molecular Plant Pathology. 13, 414-430 (2012).</li>
<li>Vollmeister, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+development+of+the+plant+pathogen+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Fems+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Fungal development of the plant pathogen Ustilago maydis.</a> Fems Microbiol Rev. 36, 59-77 (2012).</li>
<li>Banuett, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ustilago+maydis%2C+the+delightful+blight%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Genetics%22%5BJournal%5D)">Ustilago maydis, the delightful blight.</a> Trends in Genetics. 8, 174-180 (1992).</li>
<li>Holloman, W. K., Schirawski, J., Holliday, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+homologous+recombination+system+of+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genetics+and+Biology%22%5BJournal%5D)">The homologous recombination system of Ustilago maydis.</a> Fungal Genetics and Biology. 45, S31-S39 (2008).</li>
<li>Feldbrügge, M., Kämper, J., Steinberg, G., Kahmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+mating+and+pathogenic+development+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Regulation of mating and pathogenic development in Ustilago maydis.</a> Current Opinion in Microbiology. 7, 666-672 (2004).</li>
<li>Ökmen, B., Doehlemann, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inside+plant%3A+Biotrophic+strategies+to+modulate+host+immunity+and+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Inside plant: Biotrophic strategies to modulate host immunity and metabolism.</a> Current Opinion in Plant Biology. 20, 19-25 (2014).</li>
<li>Brachmann, A., König, J., Julius, C., Feldbrügge, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reverse+genetic+approach+for+generating+gene+replacement+mutants+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Genetics+and+Genomics%22%5BJournal%5D)">A reverse genetic approach for generating gene replacement mutants in Ustilago maydis.</a> Molecular Genetics and Genomics. 272, 216-226 (2004).</li>
<li>Kämper, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+PCR-based+system+for+highly+efficient+generation+of+gene+replacement+mutants+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Genetics+and+Genomics%22%5BJournal%5D)">A PCR-based system for highly efficient generation of gene replacement mutants in Ustilago maydis.</a> Molecular Genetics and Genomics. 271, 103-110 (2004).</li>
<li>Terfrüchte, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+versatile+Golden+Gate+cloning+system+for+genetic+engineering+in+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genetics+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Establishing a versatile Golden Gate cloning system for genetic engineering in fungi.</a> Fungal Genetics and Biology. 62, 1-10 (2014).</li>
<li>Kämper, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+from+the+genome+of+the+biotrophic+fungal+plant+pathogen+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Insights from the genome of the biotrophic fungal plant pathogen Ustilago maydis.</a> Nature. 444, 97-101 (2006).</li>
<li>Chavan, S., Smith, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Rapid+and+Efficient+Method+for+Assessing+Pathogenicity+of+Ustilago+maydis+on+Maize+and+Teosinte+Lines%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Rapid and Efficient Method for Assessing Pathogenicity of Ustilago maydis on Maize and Teosinte Lines.</a> Journal of Visualized Experiments. (83), e50712(2014).</li>
<li>Khrunyk, Y., Münch, K., Schipper, K., Lupas, A. N., Kahmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+FLP-mediated+recombination+for+the+functional+analysis+of+an+effector+gene+family+in+the+biotrophic+smut+fungus+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">The use of FLP-mediated recombination for the functional analysis of an effector gene family in the biotrophic smut fungus Ustilago maydis.</a> New Phytologist. 187, 957-968 (2010).</li>
<li>van Peer, A. F., de Bekker, C., Vinck, A., Wösten, H. A. B., Lugones, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phleomycin+Increases+Transformation+Efficiency+and+Promotes+Single+Integrations+in+Schizophyllum+commune%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microb%22%5BJournal%5D)">Phleomycin Increases Transformation Efficiency and Promotes Single Integrations in Schizophyllum commune.</a> Appl Environ Microb. 75, 1243-1247 (2009).</li>
<li>Sarkari, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+expression+of+single-chain+antibodies+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Improved expression of single-chain antibodies in Ustilago maydis.</a> Journal of Biotechnology. 191, 165-175 (2014).</li>
<li>Schirawski, J., Heinze, B., Wagenknecht, M., Kahmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mating+type+loci+of+Sporisorium+reilianum%3A+Novel+pattern+with+three+a+and+multiple+b+specificities%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryotic+Cell%22%5BJournal%5D)">Mating type loci of Sporisorium reilianum: Novel pattern with three a and multiple b specificities.</a> Eukaryotic Cell. 4, 1317-1327 (2005).</li>
<li>Cervantes-Chavez, J. A., Ali, S., Bakkeren, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+to+Environmental+Stresses%2C+Cell-wall+Integrity%2C+and+Virulence+Are+Orchestrated+Through+the+Calcineurin+Pathway+in+Ustilago+hordei%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Plant+Microbe+In%22%5BJournal%5D)">Response to Environmental Stresses, Cell-wall Integrity, and Virulence Are Orchestrated Through the Calcineurin Pathway in Ustilago hordei.</a> Mol Plant Microbe In. 24, 219-232 (2011).</li>
<li>Yu, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+efficient+genetic+manipulation+protocol+for+Ustilago+esculenta%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiology+Letters%22%5BJournal%5D)">An efficient genetic manipulation protocol for Ustilago esculenta.</a> FEMS Microbiology Letters. 362, (2015).</li>
<li>Ninomiya, Y., Suzuki, K., Ishii, C., Inoue, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+efficient+gene+replacements+in+Neurospora+strains+deficient+for+nonhomologous+end-joining%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Highly efficient gene replacements in Neurospora strains deficient for nonhomologous end-joining.</a> P Natl Acad Sci USA. 101, 12248-12253 (2004).</li>
<li>Colot, H. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+gene+knockout+procedure+for+Neurospora+reveals+functions+for+multiple+transcription+factors%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">A high-throughput gene knockout procedure for Neurospora reveals functions for multiple transcription factors.</a> P Natl Acad Sci USA. 103, 10352-10357 (2006).</li>
<li>Langner, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitinases+Are+Essential+for+Cell+Separation+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryot+Cell%22%5BJournal%5D)">Chitinases Are Essential for Cell Separation in Ustilago maydis.</a> Eukaryot Cell. 14, 846-857 (2015).</li>
<li>Langner, T., Göhre, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+chitinases%3A+function%2C+regulation%2C+and+potential+roles+in+plant%2Fpathogen+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Genetics%22%5BJournal%5D)">Fungal chitinases: function, regulation, and potential roles in plant/pathogen interactions.</a> Current Genetics. , (2015).</li>
<li>Sambrook, J., Fritsch, E. F., Maniatis, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSambrook%2C+J+%22Molecular+Cloining%3A+a+laboratry+manual%22">Molecular Cloining: a laboratry manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1989).</li>
<li>Brachmann, A., Weinzierl, G., Kämper, J., Kahmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+genes+in+the+bW%2FbE+regulatory+cascade+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Identification of genes in the bW/bE regulatory cascade in Ustilago maydis.</a> Molecular Microbiology. 42, 1047-1063 (2001).</li>
<li>Becht, P., Vollmeister, E., Feldbrügge, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+for+RNA-binding+proteins+implicated+in+pathogenic+development+of+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Eukaryotic+Cell%22%5BJournal%5D)">Role for RNA-binding proteins implicated in pathogenic development of Ustilago maydis.</a> Eukaryotic Cell. 4, 121-133 (2005).</li>
<li>Vollmeister, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tandem+KH+domains+of+Khd4+recognize+AUACCC+and+are+essential+for+regulation+of+morphology+as+well+as+pathogenicity+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22RNA%22%5BJournal%5D)">Tandem KH domains of Khd4 recognize AUACCC and are essential for regulation of morphology as well as pathogenicity in Ustilago maydis.</a> RNA. 15, 2206-2218 (2009).</li>
<li>Stock, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applying+unconventional+secretion+of+the+endochitinase+Cts1+to+export+heterologous+proteins+in+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Applying unconventional secretion of the endochitinase Cts1 to export heterologous proteins in Ustilago maydis.</a> Journal of Biotechnology. 161, 80-91 (2012).</li>
<li>Baumann, S., Pohlmann, T., Jungbluth, M., Brachmann, A., Feldbrügge, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinesin-3+and+dynein+mediate+microtubule-dependent+co-transport+of+mRNPs+and+endosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Kinesin-3 and dynein mediate microtubule-dependent co-transport of mRNPs and endosomes.</a> Journal of Cell Science. 125, 2740-2752 (2012).</li>
<li>Pohlmann, T., Baumann, S., Haag, C., Albrecht, M., Feldbrügge, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+FYVE+zinc+finger+domain+protein+specifically+links+mRNA+transport+to+endosome+trafficking%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">A FYVE zinc finger domain protein specifically links mRNA transport to endosome trafficking.</a> eLife. 4, (2015).</li>
<li>Kronstad, J. W., Leong, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+two+Alleles+of+the+b-Locus+of+Ustilago%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Isolation of two Alleles of the b-Locus of Ustilago.</a> P Natl Acad Sci USA. 86, 978-982 (1989).</li>
<li>Koepke, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RNA-binding+protein+Rrm4+is+essential+for+efficient+secretion+of+endochitinase+Cts1%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+%26+cellular+proteomics%22%5BJournal%5D)">The RNA-binding protein Rrm4 is essential for efficient secretion of endochitinase Cts1.</a> Molecular & cellular proteomics. 10, (2011).</li>
<li>Schuler, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hxt1%2C+a+monosaccharide+transporter+and+sensor+required+for+virulence+of+the+maize+pathogen+Ustilago+maydis%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist+206%22%5BJournal%5D)">Hxt1, a monosaccharide transporter and sensor required for virulence of the maize pathogen Ustilago maydis.</a> New Phytologist 206. , 1086-1100 (2015).</li>
<li>Schuster, M., Schweizer, G., Reissmann, S., Kahmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+editing+in+Ustilago+maydis+using+the+CRISPR-Cas+system%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genetics+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Genome editing in Ustilago maydis using the CRISPR-Cas system.</a> Fungal Genetics and Biology. , (2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten opisuje, w jaki sposób generować mutanty delecyjne do odwrotnych badań genetycznych u U. maydis. Punktem wyjścia jest konstrukt delecji, który zawiera sekwencje flankujące genu będącego przedmiotem zainteresowania, zawierające sekwencje o wielkości około 1 kb przed początkiem i za kodonem stop, a także odpowiednią kasetę rezystancyjną, ponieważ została ona wcześniej zoptymalizowana 7,9. Konstrukty muszą być generowane indywidualnie dla każdego genu i dokładnie weryfikowane pod kątem błędó...

Ustilago maydis to fitopatogenny grzyb modelowy, który był intensywnie badany przez dziesięciolecia 1,2. Występuje w dwóch morfologiach, stadium drożdżopodobnym, niepatogennym i nitkowatej, zakaźnej formie 3. Uniwersalne przełomowe odkrycia, takie jak rekombinacja homologiczna i mechanizmy naprawy DNA, zostały dokonane w drożdżopodobnym stadium wzrostu tego grzyba 4. Ponadto dobrze scharakteryzowano morfologiczne przełączenie na filament zakaźny i czynniki wirulencji ważne dla infekcji 5,6. Rosnąca wiedza molekularna na temat biologii i zjadliwości tego grzyba głowni opiera się na prostej strategii wymiany genów 7-9 popartej doskonałą adnotacją genomu 10 oraz łatwości genetyki odwrotnej przy użyciu np. dobrze zorganizowanej kolekcji plazmidów w naszym instytucie (http://www.mikrobiologie.hhu.de/ustilago-community.html). Standaryzowane, szybkie testy infekcji w siewkach kukurydzy pozwalają na szczegółowe badania czynników chorobotwórczości 11.
Genom U. maydis zawiera około 6 900 genów 10. Aby zbadać ich funkcję, można je usuwać pojedynczo lub w połączeniu dzięki wydajnemu systemowi rekombinacji homologicznej. Obszary flankujące o długości około 1 kb zawierające idealnie homologiczne końce są idealne dla szybkości rekombinacji homologicznej większej niż 50%, ale już 250 pz z niehomologicznymi końcami pozwala na pewien stopień poprawnej integracji konstruktu 9. Obecnie do selekcji transformantów 7,9 stosuje się pięć różnych kaset oporowych, hygR, cbxR, natR, G418R i fleoR pośredniczących w oporności na higromycynę, karboksynę, nourseotrycynę, G418 i fleomycynę. Ponadto oporność na higromycynę została opracowana w kasecie nadającej się do recyklingu (FRT-hygR), która może być usunięta przez przejściową ekspresję heterologicznej rekombinazy FLP 12. Pozwala to na usunięcie kasety oporowej, a tym samym teoretycznie nieograniczone modyfikacje genetyczne. Fleomycyna jest mutagenna 13, tak więc w przypadku nowych kaset, w szczególności kasety hygR nadającej się do recyklingu, stosowanie fleoR maleje. Poczwórne mutanty można zatem wytworzyć przy użyciu pozostałych czterech kaset, ale w przypadku mutantów pięciokrotnych zalecany jest system FRT-hygR 14.
Ta ogólna strategia delecji genów została pomyślnie przeniesiona na inne grzyby smutne, takie jak Sporisorium reilianum 15, U. hordei 16 lub U. esculenta 17 i dlatego oferuje potencjał do dalszych zastosowań w organizmach jeszcze genetycznie nierozwiązywalnych z wydajnym systemem rekombinacji homologicznej. Co więcej, organizmy pozbawione rekombinacji homologicznej mogą być modyfikowane w celu poprawy inżynierii genetycznej, czego przykładem jest delecja genów zaangażowanych w niehomologiczne łączenie końców u Neurospora crassa 18,19.
Tutaj opisujemy opublikowaną strategię delecji genu dla U. maydis 7,9 w szczegółach eksperymentalnych, koncentrując się na szybkiej i dokładnej weryfikacji kandydatów. Jako przykład używamy chitynaz grzybów i przedstawiamy generowanie pojedynczych mutantów, a także szczepów z wielokrotną delecją 20,21. Chitynazy są ciekawymi przykładami, ponieważ działają na chitynę w sztywnej ścianie komórkowej. Przebudowa ściany komórkowej jest wymagana do zmian morfologicznych podczas podziału komórki, przejścia na wzrost nitkowaty i tworzenia zarodników. W związku z tym w przypadku mutantów delecyjnych można spodziewać się fenotypów w całym cyklu życia.

<table><tbody><tr><td>Kwas aminobenzoeinowy (wolny kwas)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A-9878</td><td></td></tr><tr><td>Agar Bacto&nbsp;</td><td>BD</td><td>214010</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Bacto pepton</td><td>BD</td><td>211677</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Ekstrakt drożdżowy Bacto&nbsp;</td><td>BD</td><td>212750</td><td>alternatywnie korzystaj z lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>CaCl2*2H2O</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>10234</td><td>alternatywnie skorzystaj z lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Ca-Pantothenat (Hemi-Ca. sól)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-2250</td><td></td></tr><tr><td>Carboxin&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>45371</td><td></td></tr><tr><td>Casaminokwasy&nbsp;</td><td>BD</td><td>223050</td><td></td></tr><tr><td>Cholinchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C-1879</td><td></td></tr><tr><td>Kwas cytrynowy</td><td>ChemSolute</td><td>24,321,000</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>CuSO4*5H2O</td><td>Fluka</td><td>61240</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>D(+)Sacharoza&nbsp;</td><td>Roth</td><td>4621.1</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>DNA degr. wolny kwas&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D-3159</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>FeCl3*6H2O</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>10288</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Geneticin (G418) sól dwusiarczanowa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A1720</td><td></td></tr><tr><td>Trichoderma enzymy lizujące</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L1412</td><td></td></tr><tr><td>D(+) Glukoza</td><td>Caelo</td><td>2580</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Gliceryna&nbsp;</td><td>Fisher Chemical</td><td>G065015</td><td>alternatywnie korzystać z lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>H3BO3</td><td>AppliChem</td><td>A2940</td><td>Substancja niebezpieczna. Prosimy o zapoznanie się z instrukcjami bezpieczeństwa producenta.</td></tr><tr><td>Heparyna sól sodowa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3393-50KU</td><td></td></tr><tr><td>Hygromycyna B-roztwór</td><td>Roth</td><td>1287.2</td><td>Substancja niebezpieczna.&nbsp;</td></tr><tr><td>KCl</td><td>VWR</td><td>26764298</td><td>alternatywnie korzystać z lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>AppliChem</td><td>A3620</td><td>alternatywnie korzystać z lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>MgSO4 bezwodny</td><td>Merck</td><td>7487-88-9</td> Brak <td>wody ma kluczowe znaczenie. Alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>MnCl2*4H2O</td><td>AppliChem</td><td>A2087</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>myo-Inositol</td><td>Sigma</td><td>Aldrich I-5125</td><td></td></tr><tr><td>Na2-EDTA*2H2O</td><td>AppliChem</td><td>A2937</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Na2MoO4*2H2O</td><td>Roth</td><td>0274.2</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Na2SO4</td><td>Gr&uuml; ssing GmbH</td><td>12174</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fisher Chemical</td><td>S316060</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>ChemSolute</td><td>13 751 000</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>NH4NO3</td><td>Roth</td><td>K299.1</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Kwas nikotynowy (wolny kwas)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>N-4126</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan diwodoru Nourseothricin&nbsp; &nbsp;</td><td>Werner BioAgents</td><td>5 001 000</td><td></td></tr><tr><td>Bulion odżywczy&nbsp;</td><td>Lokalni dostawcy</td> <td>Difco</td><td></td></tr><tr><td>Fenol:Chloroform:Alkohol izoamylowy (25:24:1) pH 6,7</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3803</td><td>Substancja niebezpieczna. Prosimy o zapoznanie się z instrukcjami bezpieczeństwa producenta.</td></tr><tr><td>glikol polietylenowy (PEG)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-3640</td><td></td></tr><tr><td>Octan potasu</td><td>AppliChem</td><td>121479</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Pirydoksyna (monochlorochlorek)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-9755</td><td></td></tr><tr><td>Ryboflawina&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R4500</td><td></td></tr><tr><td>RNaseA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R5503</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>Roth</td><td>Cn30.3</td><td>alternatywnie użyj</td></tr><tr><td>małej strzykawki</td> lokalnego dostawcy <td>BD</td><td>300300</td><td>alternatywnie użyj sterylnego filtra lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>, 22 i mikro; m</td><td>VWR</td><td>28145-477</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Sorbitol</td><td>Roth</td><td>6213.1</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Chlorowodorek tiaminy</td><td>Serva</td><td>36020.02</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>tri-Na-cytrynian Fisher</td><td>Chemical</td><td>S332060</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Tris- (hydroksymetylo)aminometan</td><td>VWR</td><td>103156X</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Tris chlorowodorek Roth</td><td></td><td>9090.4</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Triton X-100&nbsp;</td><td>Serva&nbsp;</td><td>37240</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>ZnCl2</td><td>Fluka</td><td>96470</td><td>alternatywnie użyj lokalnego dostawcy</td></tr><tr><td>Skład roztworów/przygotowanie materiału</td><td></td><td></td><td>Skład roztworów</td></tr><tr><td>Karboksyna</td><td></td><td></td><td>Zapas: 5 mg/ml w metanolu, stężenie końcowe: 2 i mikro; g/ml</td></tr><tr><td>CM płytki</td><td></td><td></td><td>0,25 % (m/v) Casaminokwasy, 0,1 % (m/v) ekstrakt drożdżowy, 1,0 % (v/v) roztwór witaminy Holliday, 6,25 % (v/v); Roztwór soli Holliday, 0,05 % (m/v) degr. DNA wolny kwas, 0,15 % (m/v) NH4NO3, 2,0 % (w/v) bakto agar; dostosować do pH 7,0 przy użyciu 5 M NaOH; po autoklawowaniu dodać 1 % glukozy&nbsp;</td></tr><tr><td>Geneticin (G418)</td><td></td><td></td><td>Podstawa: 50 mg / ml w H2O, końcowe stężenie: 500 &mikro; g/ml</td></tr><tr><td>Koraliki szklane przemyte HCl (0,35-0,45 mm)</td><td></td><td></td><td>Przykryj szklane kulki skoncentrowanym HCl (25 %, 7,8 M) i inkubuj przez 60 minut. Kołysz się kilka razy. Zdekantować HCl (przechowywać zdekantowany płyn) i umyć szklane kulki 3 M HCl (przechowywać zdekantowany płyn). Umyj szklane kulki kilkakrotnie podwójnie destylowanym H2O, aż pH wyniesie 7 (płyn nie powinien być już żółto-zielony). Podzielić szklane kulki na części i wysuszyć je w temperaturze 180 stopni Celsjusza. Zdekantowany HCl musi zostać zneutralizowany przed utylizacją.</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td></td><td></td><td>Zapas: 15 mg/ml</td></tr><tr>roztwór <td></td><td></td><td>soli Holliday</td><td>16,0 &permil; (w/v) KH2PO4, 4.0 i permil; (w/v) Na2SO4, 8.0 &permil; (w/v) KCl, 1.32 &promil; (w/v) CaCl2*2H2O, 8.0 &permil; (v/v) pierwiastki śladowe, 2,0 i permil; (w/v) MgSO4; sterylny filtrat</td></tr><tr><td>Holliday roztwór witaminy&nbsp;</td><td></td><td></td><td>0,1 i permil; (w/v) Tiamina, 0,05 permil; (w/v) Ryboflawina, 0,05 i promil; (w/v) Pirydoksyna, 0,2 i permil; (w/v) Ca-Pantothenat, (0,05&permil; (w/v) Kwas aminobenzoeinowy, 0,2 permil; (w/v) Kwas nikotynowy, 0,2 i permil; (w/v) Cholinchlorek, 1,0 i permil; (w/v) mio-inozytol; może być przechowywany w temperaturze -20 & C</td></tr><tr><td>Higromycyna</td><td></td><td></td><td>Zapas: 50 mg / ml w PBS, końcowe stężenie: 200 &mikro; g/ml</td></tr><tr><td>Nourseothricin</td><td></td><td></td><td>Zapas: 200 mg/ml w H2O, stężenie końcowe: 150 &mikro; g/ml</td></tr><tr><td>NSY-pożywka</td><td></td><td></td><td>glicerynowa 0,8 % (w/v) Pożywka Bulion, 0,1 % (w/v) Ekstrakt drożdżowy, 0,5 % (w/v) Sacharoza,&nbsp; 80,0 % (v/v) 87% Gliceryna (f.c. 69,6%)&nbsp;</td></tr><tr><td>RegLight</td><td></td><td></td><td>1,0% (w/v) Ekstrakt drożdżowy&nbsp; 0,4 % (w/v) Pepton baktowy, 0,4 % (w/v) Sacharoza, 18,22 % (w/v) Sorbitol, 1,5% (w/v) Agar</td></tr><tr><td>SCS, pH 5,8</td><td></td><td></td><td>Roztwór 1: 20 mM cytrynianu tri-Na, 1 M sorbitolu; kolucja 2: 20 mM Kwas cytrynowy, 1 M Sorbitol, dodać roztwór 2 do roztworu 1 aż do osiągnięcia pH 5,8; autoklaw</td></tr><tr><td>STC, pH 8</td><td></td><td></td><td>1 M Sorbitol, 10 mM Tris-HCl pH 7,5, 100 mM CaCl2; filtr sterylny</td></tr><tr><td>STC/PEG</td><td></td><td></td><td>40 % (v/v) PEG w buforze STC&nbsp;</td></tr><tr><td>Bufor TE, pH 8</td><td></td><td></td><td>1,31 mM Tris-Base, 8,69 mM Tris-HCl, 10 mM Na2-EDTA*2H2O</td></tr><tr><td>TE/RNaza</td><td></td><td></td><td>10 &mikro; g/ml RNazaA w buforze TE</td></tr><tr><td>Pierwiastki śladowe</td><td></td><td></td><td>0,06&permil; (w/v) H3BO3, 0,14&permil; (w/v) MnCl*4H2O, 0,4 &permil; (w/v) ZnCl2, 0,4 &permil; (w/v) Na2MoO4*H2O:2, 0.1 &permil; (w/v) FeCl3*6H2O, 0,04&permil; (w/v) CuSO4*5H2O</td></tr><tr><td>Trichoderma roztwór</td><td></td><td></td> enzymów lizujących <td>12,5 mg/ml SCS; filtr sterylny; przygotować na krótko przed użyciem</td></tr><tr><td>Tris-HCl pH 7,5</td><td></td><td></td><td>806 mM Tris-HCl, 194 mM Tris-Base; sprawdzić pH i w razie potrzeby dostosować za pomocą HCl; autoklaw</td></tr><tr><td>Bufor do lizy ustnej 1, pH 8</td><td></td><td></td><td>10 mM Tris-HCl (pH 8,0), 10 mM NaCl, 1% (w/v) SDS, 2% (v/v) TritonX-100, 1 mM EDTA. Nie mierz pH za pomocą pH-metru.&nbsp;</td></tr><tr><td>Bufor do lizy ustnej 2</td><td></td><td></td><td>mix Bufor do lizy Usti 1 z 1x TE w stosunku 1:1</td></tr><tr><td>YEPS-Light medium</td><td></td><td></td><td>1,0% (w/v) Ekstrakt drożdżowy, 0,4% (w/v) Pepton baktowy, 0,4% (w/v) Sacharoza, na płytki: 1,5% (w/v) Bacto Agar</td></tr></tbody></table>

manipulacja genetyczna patogenu roślinnego ustilago maydis w celu zbadania biologii grzybów i interakcji mikroorganizmów roślinnych

Genetic Manipulation of the Plant Pathogen Ustilago maydis to Study Fungal Biology and Plant Microbe Interactions

Delecja genu odgrywa ważną rolę w analizie funkcji genu. Jedną z najskuteczniejszych metod zakłócania genów w sposób ukierunkowany jest zastąpienie całego genu selektywnym markerem w drodze rekombinacji homologicznej. Podczas rekombinacji homologicznej zachodzi wymiana DNA między sekwencjami o dużym podobieństwie. W związku z tym liniowe sekwencje genomowe otaczające gen docelowy mogą być wykorzystane do specyficznego skierowania wybieralnego markera do pożądanego miejsca integracji. końce konstruktu delecji aktywują systemy naprawy DNA komórki, a tym samym sprzyjają integracji konstruktu poprzez rekombinację homologiczną lub łączenie końców niehomologicznych. W organizmach z wydajną rekombinacją homologiczną wskaźnik udanej delecji genu może osiągnąć ponad 50%, co czyni tę strategię cennym systemem rozrywania genów. Grzyb smutku Ustilago maydis jest modelowym mikroorganizmem eukariotycznym wykazującym tak wydajną rekombinację homologiczną. Spośród około 6900 genów, wiele zostało funkcjonalnie scharakteryzowanych za pomocą mutantów delecyjnych, a powtarzające się niepowodzenia prób wymiany genów wskazują na podstawową funkcję genu. Późniejsza charakterystyka funkcji genu poprzez znakowanie markerami fluorescencyjnymi lub mutacjami przewidywanych domen również opiera się na wymianie DNA poprzez rekombinację homologiczną. W tym miejscu szczegółowo przedstawiamy strategię generowania szczepu U. maydis na najprostszym przykładzie, jakim jest delecja genu.

Konstrukcje delecyjne dla wszystkich czterech genów chitynolitycznych zakodowanych w genomie U. maydis zostały wytworzone metodą klonowania Golden Gate, wykorzystując kasetę hygR do delecji cts1, natR do delecji cts2, kasetę G418R do delecji cts3 oraz cbxR do delecji cts4 20. Ogólny przegląd strategii wymiany genów przedstawiono na przykładzie delecji cts3 (Rycina 1). Poje...

Opisujemy solidną strategię wymiany genów w celu genetycznego manipulowania grzybem Ustilago maydis. Ten protokół wyjaśnia, jak generować mutanty delecji w celu zbadania fenotypów infekcji. Można go rozszerzyć o modyfikację genów w dowolny sposób, np. poprzez dodanie sekwencji kodującej znacznik białka fluorescencyjnego.

Manipulacja genetyczna patogenu roślinnego Ustilago maydis w celu zbadania biologii grzybów i interakcji mikroorganizmów roślinnych

Gene deletion plays an important role in the analysis of gene function. One of the most efficient methods to disrupt genes in a targeted manner is the ...

Ogólnym celem tego protokołu jest genetyczna modyfikacja grzyba smutku, ustilago maydis. Ta metoda generowania szczepów pozwala na funkcjonalną charakterystykę genów na różne sposoby. Na przykład, możemy usunąć geny, możemy wymienić promotus, lub możemy wygenerować konstrukty fuzyjne.Główną zaletą tej metody jest to, że możemy precyzyjnie zweryfikować modyfikację, dzięki czemu każdy fenotyp może być bezpośrednio powiązany ze zmianą w interesującym nas genie. Wizualna demonstracja tej metody jest niezbędna, ponieważ wiedza o tym, kiedy zatrzymać reakcję protoplastyczną, ma kluczowe znaczenie dla udanej transformacji. W przygotowaniu ostudzić dwie mililitrowe rurki z okrągłym dnem w temperaturze minus 20 stopni Celsjusza.Następnie zaszczepij trzymililitrową prekulturę w YEPS-Light za pomocą świeżej płytki. Inkubuj go przez 24 godziny na obracającym się kole w temperaturze 28 stopni Celsjusza. Następnego dnia dodaj 25 mikrolitrów kultury wstępnej do 50 mililitrów YEPS-Light w przegrodzie z przegrodą.Następnie hoduj kulturę na wytrząsarce orbitalnej, aż osiągnie fazę wykładniczą. Gęstość optyczna 1,0 odpowiada od 1 do dwóch razy 10 siódmym komórkom w ustilago maydis. Sprawdź gęstość optyczną przy 600 nanometrach.Dopuszczalna jest wartość od 0,6 do 1,0. Następnie sprawdź komórki pod kątem zanieczyszczenia pod 40-krotnym powiększeniem. Zanieczyszczenia bakteryjne można zidentyfikować jako małe i często poruszające się komórki.Zanieczyszczenia grzybicze można zidentyfikować na podstawie ich kształtu lub rozmiaru. Zawsze odrzucaj zanieczyszczone kultury i pracuj tylko z czystych. Po granulowaniu komórek przez pięć minut w temperaturze 1 500 G, wyrzucić supernantant.Następnie ponownie zawiesić granulat w 25 mililitrach SCS. Powtórzyć wirowanie. A tymczasem przygotuj trzy mililitry roztworu protoplastowego na granulkę komórki.Przepuść ten roztwór przez filtr 22 mikronów. Teraz wyrzuć supernatant i ponownie zawiesić osad w dwóch mililitrach roztworu protoplastycznego. Następnie pozwól komórkom odpocząć w temperaturze pokojowej, aż 30 do 40% z nich będzie okrągłych lub w kształcie główki od szpilki.Reakcja może trwać od pięciu do 20 minut. Zacznij obserwować go pod mikroskopem po pięciu minutach. Aby uzyskać maksymalną wydajność przemiany, reakcja protoplastyczna musi zostać zatrzymana w odpowiednim momencie.A potem z protoplastami trzeba obchodzić się bardzo ostrożnie, jakby były bańkami mydlanymi. Postępuj zgodnie z protokołem, zawsze trzymając protoplasty na lodzie. Następnym krokiem jest umycie ich 10 mililitrami zimnego SCS, a następnie zebranie ich z pięciominutowym wirowaniem w temperaturze 1 000 G. Powtórz ten krok prania w sumie trzy razy.Po umyciu ponownie zawiesić granulat w 10 mililitrach zimnego STC. Następnie ponownie zbierz komórki, obracając je przez kolejne pięć minut w temperaturze 1 000 G, a następnie ponownie zawieszając je w 1 mililitrze zimnego STC. Teraz zrób 100 mikrolitrów porcji w zimnych probówkach i przechowuj te porcje w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza.Aby przekształcić protoplasty ustilago maydis, przygotuj dwa wybory na transformację. Najpierw rozpuść agar RegLight i ostudź go do 60 stopni Celsjusza. Następnie, do części stopionego agaru, dodaj selektywny antybiotyk o podwójnym stężeniu roboczym i dodaj 12 mililitrów do każdej płytki, aby utworzyć dolną warstwę.Próbkę należy dokładnie wymieszać. Unikaj robienia bąbelków. Pozostałą część RegLight należy przechowywać bez antybiotyków w temperaturze 60 stopni Celsjusza.Następnie rozmrozić jedną rurkę protoplastów na lodzie dla każdej przemiany. Po rozmrożeniu dodaj jeden mikrolitr roztworu heparyny i jeden mikrogram zlinearyzowanego konstruktu DNA. Następnie trzymaj je na lodzie przez 10 minut.Czekając, rozprowadź 12 mililitrów RegLight bez antybiotyków na RegLight z antybiotykami. Następnie dodaj 500 mikrolitrów STC/PEG do każdej probówki transformacyjnej i ostrożnie wymieszaj je z inwersjami. Następnie kontynuuj inkubację na lodzie przez kolejne 15 minut.Teraz rozprowadź każdą reakcję przemiany na dwóch oddzielnych selektywnych płytkach RegLight. Zanim przejdziesz dalej, upewnij się, że cały płyn wsiąkł w talerze. Następnie inkubuj płytki pionowo w temperaturze 28 stopni Celsjusza przez pięć do siedmiu dni, aby uzyskać od 100 do 200 kolonii.Jeśli rośnie tylko kilka kolonii, protoplasty mogą zawierać zbyt dużo ściany komórkowej, co można przetestować, przekształcając je za pomocą plazmy wytwarzającej komórki lub mogą nie być w stanie się zregenerować, co można sprawdzić, sadząc je na płytkach bez antybiotyków. Później wybierz 24 transformatory do testowania. Oczyść je ponownie za pomocą selektywnego YEPS-Light, aby uzyskać pojedyncze kolonie.Na każdej płytce wyrzuć również trochę oryginalnego szczepu, aby upewnić się, że antybiotyki są wybierane w stosunku do nietransformantów. Bardzo ważne jest, aby zweryfikować mutacje za pomocą trzyetapowego procesu, który obejmuje dwa PCR i analizę Southern Blot. Są one szczegółowo opisane w protokole tekstowym.W niniejszej sekcji wyjaśniono, w jaki sposób przygotować genomowe DNA potrzebne do tych analiz. Najpierw zaszczepij pięć mililitrów YEPS-Light kandydującym transformantem i inkubuj go na obracającym się kole przez 24 godziny w temperaturze 28 stopni Celsjusza. Następnego dnia upuść dwa mikrolitry kultury na talerz CM.Utrzymuj kulturę w sterylności. Następnie przygotuj dwumililitrową probówkę z około 200 mikrolitrami szklanych kulek przemytych kwasem solnym i dwoma mililitrami 24-godzinnej kultury. Po obracaniu probówki pod ciśnieniem 12 000 G przez pięć minut, odessać i wyrzucić supernatant.Do osadu, który może być zamrożony do przechowywania, dodać 500 mikrolitrów drugiego buforu do lizy. Następnie potrząsaj rurką z prędkością 1 000 obr./min na Vibrax przez pięć do 15 minut. Upewnij się, że komórki są całkowicie ponownie zawieszone, a następnie inkubuj probówkę w temperaturze 65 stopni Celsjusza przez 15 do 20 minut.Następnie umieść rurkę na lodzie na pięć minut. Po ostygnięciu dodaj 100 mikrolitrów 8-molowego octanu potasu i zastosuj krótki wir lub dziesięć inwersji. Następnie wiruj probówkę pod ciśnieniem 12 000 G przez 15 minut w temperaturze pokojowej.Następnie podwielokrotność 500 mikrolitrów supernatantu do probówki o pojemności 1,5 mililitra i dodanie 400 mikrolitrów izopropanolu do podwielokrotności. Po wymieszaniu wirować probówkę przez pięć minut przy 12 000 G. Wyrzucić supernatant i przemyć granulowane DNA 500 mikrolitrami 70% etanolu. Teraz odwiruj przez pięć minut i całkowicie usuń supernatant.Po kolejnym krótkim wirowaniu pozostaw granulkę DNA do wyschnięcia na powietrzu przez kilka minut, a następnie dodaj 50 mikrolitrów RNazy NTE. Po dodaniu RNazy inkubować z wytrząsaniem, a następnie przystąpić do wykorzystania DNA do analiz. Pojedyncze i podwójne mutanty chintynazy cts3 delta oraz wielokrotne mutanty z maksymalnie trzema innymi genami chitynazy zostały wygenerowane sekwencyjnie z tymi samymi konstruktami w dwóch różnych tłach genetycznych.Transformanty potwierdzono metodą PCR, a następnie analizą Southern Blot. W przypadku genu cts3 szybkość rekombinacji homologicznej wynosiła 70% w szczepie SG200, co sugeruje, że cts3 pełni nieistotną funkcję. Niektóre mutacje prowadzą do oczywistych wad wzrostu.Na przykład podwójny mutant cts1/2 miał wyraźny defekt separacji komórek. Barwienie przegród wykazało, że cytokineza zostanie zakończona, ale komórki pozostaną połączone. Aby zbadać udział chitynaz w zjadliwości, przeprowadzono testy infekcji sadzonek przy użyciu mutantów szczepu SG200.Podczas gdy mutacja kontrolowanego genu, khd4, zmniejszyła zjadliwość, delecja wszystkich chitynaz nie wpłynęła na infekcję siewek kukurydzy. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak genetycznie modyfikować grzyby smutku, takie jak ustilago maydis. Po opanowaniu szczepy można łatwo wytworzyć w ciągu około czterech tygodni.Podczas korzystania z tej procedury bardzo ważne jest, aby zaplanować szczegółową weryfikację szczepu przy użyciu przyszłych programów do klonowania. Zrób to, zanim zaczniesz pracować z kulturami grzybów. Przy niewielkich modyfikacjach tej procedury można genetycznie modyfikować inne grzyby smutku, takie jak Sporsorium reilianum lub ustilago esculenta, a nawet grzyby strzępkowe, takie jak piriformospora indica.Nie zapominaj, że praca z organizmami modyfikowanymi genetycznie musi być prowadzona zgodnie z przepisami obowiązującymi w Twoim kraju.

genetic-manipulation-plant-pathogen-ustilago-maydis-to-study-fungal

Research

JoVE Journal

Genetics

Genetyka

Tutaj przedstawiamy metodę wykorzystania szczepów Δku80 typu I i II Toxoplasma gondii do efektywnego generowania docelowych delecji genów i zamienników genów do funkcjonalnej analizy genomowej.

Manipulacja genetyczna w szczepach Δku80 do funkcjonalnej analizy genomowej Toxoplasma gondii

Opisano użycie metody iniekcji igłą do inokulacji roślin kukurydzy i teosinte biotroficznym patogenem Ustilago maydis.  Metoda inokulacji igłowej ułatwia kontrolowane dostarczanie patogenu grzybowego między liście rośliny, gdzie patogen dostaje się do rośliny poprzez tworzenie appresorii. Metoda ta jest bardzo skuteczna, umożliwiając powtarzalne inokulacje U. maydis.

Szybka i skuteczna metoda oceny patogenności Ustilago maydis na liniach kukurydzy i teosinte

Opisany system kouprawy hydroponicznej wspiera nienaruszone rośliny za pomocą metalowych siatek i współhoduje je z bakteriami. Tkanki roślinne, bakterie i wydzielane cząsteczki mogą być następnie oddzielnie zbierane do dalszych analiz, co jednocześnie pozwala na zbadanie odpowiedzi molekularnych zarówno gospodarzy roślinnych, jak i oddziałujących na siebie mikroorganizmów lub mikrobiomów.

Hydroponiczny system wspólnej uprawy do jednoczesnej i systematycznej analizy interakcji molekularnych między roślinami a mikroorganizmami oraz sygnalizacji

Grzyby smutku powodują wiele niszczycielskich chorób rolniczych. Są rozproszone jako uśpione teliospory, które kiełkują w odpowiedzi na sygnały środowiskowe. Przedstawiamy dwie metody badania zmian molekularnych podczas kiełkowania: pomiar wzrostu oddychania w celu wykrycia aktywacji metabolicznej i ocenę zmieniających się zdarzeń molekularnych poprzez izolację teliospory na różnych etapach morfologicznych.

Badanie kiełkowania teliosporu za pomocą analizy mikrooddychania i mikrodysekcji

Tutaj prezentujemy protokół do testowania zjadliwości roślin z patogenem roślinnym Magnaporthe grisea. Raport ten przyczyni się do zakrojonych na szeroką skalę badań przesiewowych patotypów izolatów grzybów i posłuży jako doskonały punkt wyjścia do zrozumienia mechanizmów oporności roślin podczas hodowli molekularnej.

Test infekcji roślin: inokulacja w sprayu i za pośrednictwem ran patogenem roślinnym Magnaporthe Grisea

Ta praca opisuje klonowanie szczepu konia trojańskiego Ustilago maydis w celu dostarczania in situ wydzielanych białek kukurydzy do trzech różnych typów tkanek kukurydzy.

Wykorzystanie Ustilago maydis jako konia trojańskiego do dostarczania białek kukurydzianych in situ

Tutaj prezentujemy protokół do analizy wzrostu Aspergillus flavus i produkcji aflatoksyn w ziarnach kukurydzy wyrażających białko przeciwgrzybicze. Używając szczepu A. flavus wykazującego ekspresję GFP, monitorowaliśmy infekcję i rozprzestrzenianie się grzyba w dojrzałych ziarnikach w czasie rzeczywistym. Test jest szybki, wiarygodny i powtarzalny.

Hamowanie wzrostu Aspergillus flavus i produkcji aflatoksyn w transgenicznej kukurydzy z ekspresją inhibitora α-amylazy z Lablab purpureus L.

System edycji genomu CRISPR-Cas9 to łatwy w użyciu edytor genomu, który był używany w gatunkach modelowych i niemodelowych. Tutaj prezentujemy białkową wersję tego systemu, która została wykorzystana do wprowadzenia przedwczesnego kodonu stop do genu kojarzenia niemodelowego nitkowatego grzyba workowca.

Edycja genomu za pośrednictwem CRISPR-Cas9 u nitkowatego workowca Huntiella omanensis

Ze względu na nieprzezroczystość gleby, interakcje między jej składowymi mikroorganizmami nie mogą być łatwo zobrazowane za pomocą rozdzielczości komórkowej. Zaprezentowano tu dwa narzędzia mikroprzepływowe, które dają nowe możliwości badania interakcji grzybowo-mikrobiologicznych. Urządzenia są wszechstronne i proste w użyciu, umożliwiając wysoką kontrolę czasoprzestrzenną i obrazowanie w wysokiej rozdzielczości na poziomie komórkowym.

Narzędzia mikroprzepływowe do badania interakcji grzybowo-mikrobiologicznych na poziomie komórkowym

Przedstawiamy prosty, skuteczny i powtarzalny protokół transformacji Phytophthora palmivora, pośredniczonego przez Agrobacterium, który jest również stosowany do P. capsici.

Uproszczona metoda transformacji Phytophthora palmivora za pośrednictwem bakterii agrobakterii

Poznaj strategię zastępowania genów w grzybie Ustilago maydis do tworzenia mutantów delecyjnych i badania fenotypów infekcyjnych. Ta metoda umożliwia precyzyjną weryfikację modyfikacji genetycznych.

Manipulacja genetyczna patogenu roślinnego Ustilago maydis w celu zbadania biologii grzybów i interakcji mikroorganizmów roślinnych (Wideo) | JoVE Journal

Manipulacja genetyczna patogenu roślinnego Ustilago maydis w celu zbadania biologii grzybów i interakcji mikroorganizmów roślinnych

Przeglądaj więcej filmów