Name: Model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 42 s
Description: Poznaj model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy wykorzystujący elektromagnetyczny system uderzeniowy. Ta metoda pozwala badać wpływ urazów na funkcje mózgu w lekkim urazie mózgu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez fundusze z grantu Florida Health (Brain and spinal cord injury research fund) (KKW).

Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z protokołami #201207692 zatwierdzonymi przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Florydy oraz zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.
1. Opieka nad zwierzętami
<ol>
	<li>Użyj 3–4-miesięcznych samców myszy C57BL/6J. Zapewnij ściółkę, materiał do gniazdowania, jedzenie i wodę ad libitum. Utrzymuj myszy w temperaturze otoczenia kontrolowanej na poziomie 20 - 22 °C ze stałymi 12-godzinnymi cyklami światła/12-godzinnymi ciemnościami.</li>
</ol>
2. Przygotowanie przed wprostowaniem
<ol>
	<li>Przymocuj wykonaną na zamówienie metalową końcówkę pokrytą gumą silikonową do elektromagnetycznego stereotaktycznego urządzenia udarowego. Upewnij się, że płaski spód końcówki jest równoległy do powierzchni końcówki sondy (Rysunek 1A).</li>
	<li>Znieczulij mysz 4% izofluranem, a następnie znieczuleniem podtrzymującym 2,5% izofluranu. Sprawdź znieczulenie za pomocą przepływomierza. Monitoruj poziom znieczulenia, aż zwierzę osiągnie chirurgiczny poziom znieczulenia, wykazując utratę odruchu wycofania pedału.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej. Użyj stożka nosowego w kształcie lejka, aby utrzymać mysz pod narkozą. Całkowicie ogol głowę za pomocą trymera. Użyj maści petrolatum okulistycznej na oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
</ol>
3. Ustawienie parametrów wpływu
UWAGA: System uderzeniowy zawiera skrzynkę kontrolną do ustawiania parametrów uderzenia, siłownik do wykonywania uderzenia oraz cyfrową ramę stereotaktyczną z 3-ruchowymi osiami.

<ol>
	<li>Wstępnie ustaw prędkość urządzenia udarowego na 4 m/s i czas oczekiwania na 240 ms na skrzynce sterowniczej.</li>
</ol>
4. Umiejscowienie centrum uderzenia
<ol>
	<li>Umieść miękką poduszkę grzewczą pod ciałem zwierzęcia, aby utrzymać temperaturę ciała w pobliżu 39 °C. Zamontuj mysz w ramce stereotaktycznej w pozycji leżącej za pomocą nauszników.</li>
	<li>Opuść końcówkę udarową blisko głowy myszy, przesuwając sterownik Z. Wyreguluj płaską końcówkę udarową (średnica 9 mm), przesuwając przetworniki X i Y w połowie współrzędnych celu powyżej szwu strzałkowego.</li>
	<li>Upewnij się, że jedna krawędź końcówki udarowej jest pionowo równoległa do wyimaginowanej poziomej linii narysowanej między dwoma uszami (Rysunek 1C). Środek uderzenia odpowiada centralnemu szwowi strzałkowemu w połowie drogi między szwami międzyczołowymi i lambdoidalnymi (międzyuszne 9 mm do międzyusznych 0 mm, boczne 4,5 mm).</li>
</ol>
5. Ustawienie głębokości uderzenia
<ol>
	<li>Aby prawidłowo ustawić głębokość uderzenia, użyj dodatkowej końcówki sondy, aby zastąpić izolowaną końcówkę udarową pokrytą gumą silikonową.</li>
	<li>Aby upewnić się, że po przełączeniu końcówek nie nastąpi przesunięcie środka uderzenia, przed przełączeniem końcówek ustaw kanały X i Y na cyfrowym stereotaktycznym panelu sterowania.</li>
	<li>Przesuń końcówkę sondy do środka obszaru uderzenia, ręcznie przesuwając napędy X i Y.</li>
	<li>Przypnij czujnik kontaktowy do ogona myszy.</li>
	<li>Przesuń impaktor (napęd Z) w dół, aż końcówka sondy dotknie powierzchni miejsca uderzenia.</li>
	<li>Ustaw kanał Z na stereotaktycznym panelu sterowania na zero.</li>
	<li>Przesuń końcówkę udarową z powrotem do obszaru uderzenia, ręcznie regulując przetworniki X i Y (NIE przyciski zerowe na cyfrowym stereotaktycznym panelu sterowania), aż przetworniki X i Y osiągną zero (w miejscu, w którym wcześniej znajdowała się końcówka udarowa).</li>
	<li>Wycofaj siłownik, przesuwając przełącznik cofania na skrzynce sterowniczej. Ręcznie przesunąć impaktor w dół (sterownik Z) o 4 mm.</li>
</ol>
6. Wpływ
<ol>
	<li>Wyzwól uderzenie, klikając przełącznik udarowy na skrzynce sterowniczej i osiągnij głębokość odkształcenia 4 mm.</li>
</ol>
7. Po zaklinowaniu
<ol>
	<li>Zmierz czas od uderzenia do pierwszego oddechu myszy za pomocą timera.</li>
	<li>Wyjmij zwierzę z instrumentu i połóż je na ciepłej podkładce, aby utrzymać temperaturę ciała. Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą w mostku.</li>
	<li>Poczekaj na regenerację przed powrotem zwierzęcia do czystej klatki. Nie należy zwracać zwierzęcia do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje w pełni.</li>
	<li>Obserwuj i waż myszy codziennie. Jeśli myszy wykazują oznaki bólu, należy wstrzyknąć im meloksykam w dawce 1-2 mg/kg mc. co 12-24 godziny.</li>
</ol>
8. Powtarzające się zaklinowanie
<ol>
	<li>Daj myszom dodatkowe obrażenia w 4, 7 i 10 dniu po początkowym urazie (72-godzinny odstęp między uderzeniami).</li>
</ol>
9. Immunohistochemia (IHC)
<ol>
	<li>Perfuzja przezsercowa
	<ol>
		<li>Znieczulić myszy poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe z pentobarbitalem o stężeniu 200 m/kg.</li>
		<li>Oceń i zapewnij znieczulenie na płaszczyźnie chirurgicznej przez uszczypnięcie palca u nogi. Zabezpiecz mysz w pozycji leżącej, delikatnie przyklejając przednie i tylne łapy taśmą do styropianowej powierzchni roboczej wewnątrz okapu oparów chemicznych.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie przez skórę wzdłuż linii środkowej klatki piersiowej od momentu tuż pod wyrostkiem mieczykowatym do obojczyka. Wykonaj dwa dodatkowe nacięcia skóry w wyrostku mieczykowatym i postępuj wzdłuż podstawy brzusznej klatki piersiowej z boku.</li>
		<li>Otwórz klatkę piersiową i odsłoń serce, przecinając mięśnie klatki piersiowej i klatkę piersiową.</li>
		<li>Zabezpiecz bijące serce kleszczami i wykonaj 1 - 2 mm nacięcie w lewej komorze.</li>
		<li>Natychmiast włóż igłę motylkową do prawego przedsionka. Rozpocząć infuzję 20 ml soli fizjologicznej, powoli popychając strzykawkę.</li>
		<li>Zamień sól fizjologiczną na 4% paraformaldehydu. Kontynuuj perfuzję z 20 ml paraformaldehydu.</li>
		<li>Odetnij głowę myszy i usuń skórę nożyczkami. Odizoluj mózg od czaszki za pomocą noża do kości.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Cięcie kriostatu
	<ol>
		<li>Osadzać tkanki mózgowe w preparacie o optymalnej temperaturze cięcia (O.C.T.) i zamrażać w temperaturze -80 °C. Umieść mózg w kriostacie w orientacji strzałkowej. Wytnij skrawki mózgu o grubości 5 μm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienia
	<ol>
		<li>Suszyć zamrożone sekcje w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.</li>
		<li>Inkubować szkiełka ze 100 μl 2% koziej surowicy i 0,1% Triton X-100 w buforowanym fosforanem soli fizjologicznej (PBS) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Umyj szkiełka 3 razy 300 μl PBS. Następnie inkubować szkiełka z przeciwciałem anty-GFAP (1:200) lub przeciwciałem anty-ferrytynowym (1:200) oddzielnie przez noc w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Umyj szkiełka 3 razy 300 μl PBS. Następnie inkubować szkiełka przez 2 godziny w temperaturze pokojowej z przeciwciałem drugorzędowym sprzężonym z biotyną.</li>
		<li>Umyj szkiełka 3 razy 300 μl PBS. Następnie inkubować szkiełka z roztworem kompleksu awidyny-biotyny (ABC) (1:50) w temperaturze pokojowej przez 30 minut.</li>
		<li>Umyj szkiełka 3 razy 300 μl PBS. Następnie inkubować w roztworze substratu 3,3′-diaminobenzydyny (DAB) (50 ml PBS, 10 μlH2O2, tabletka 10 mg DAB, przefiltrować przed użyciem) przez 5 - 8 minut. Obserwuj szkiełka pod mikroskopem, aż pojawią się komórki dodatnie.</li>
		<li>Opłucz szkiełka w wolno płynącej wodzie z kranu przez 5 minut. Wyczyść szkiełka chusteczką laboratoryjną. Następnie zamontuj sekcje za pomocą podłoża montażowego i szkiełka nakrywkowego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Baugh, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+traumatic+encephalopathy%3A+neurodegeneration+following+repetitive+concussive+and+subconcussive+brain+trauma%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Imaging+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic traumatic encephalopathy: neurodegeneration following repetitive concussive and subconcussive brain trauma.</a> Brain Imaging Behav. 6 (2), 244-254 (2012).</li>
<li>McKee, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+traumatic+encephalopathy+in+athletes%3A+progressive+tauopathy+after+repetitive+head+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuropathol+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Chronic traumatic encephalopathy in athletes: progressive tauopathy after repetitive head injury.</a> J. Neuropathol Exp Neurol. 68 (7), 709-735 (2009).</li>
<li>Petraglia, A. L., Dashnaw, M. L., Turner, R. C., Bailes, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+mild+traumatic+brain+injury%3A+translation+of+physiological+and+anatomic+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Models of mild traumatic brain injury: translation of physiological and anatomic injury.</a> Neurosurgery. 75 Suppl (4), S34-S49 (2014).</li>
<li>Goldstein, L. E., McKee, A. C., Stanton, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Considerations+for+animal+models+of+blast-related+traumatic+brain+injury+and+chronic+traumatic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Alzheimers+Res+Ther%22%5BJournal%5D)">Considerations for animal models of blast-related traumatic brain injury and chronic traumatic encephalopathy.</a> Alzheimers Res Ther. 6 (5), 64(2014).</li>
<li>Gold, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+assessment+of+long-term+deficits+in+rodent+models+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22RegenMed%22%5BJournal%5D)">Functional assessment of long-term deficits in rodent models of traumatic brain injury.</a> RegenMed. 8 (4), 483-516 (2013).</li>
<li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Animal models of traumatic brain injury.</a> Nat Rev Neurosci. 14 (2), 128-142 (2013).</li>
<li>Luo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+cognitive+impairments+and+pathological+alterations+in+a+mouse+model+of+repetitive+mild+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurol%22%5BJournal%5D)">Long-term cognitive impairments and pathological alterations in a mouse model of repetitive mild traumatic brain injury.</a> Front Neurol. , 5-12 (2014).</li>
<li>Yang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+MRI+characterization%2C+neurobiochemical+and+neurobehavioral+changes+in+a+mouse+repetitive+concussive+head+injury+model%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model.</a> Sci Rep. 10 (5), 11178(2015).</li>
<li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+monoacylglycerol+lipase+prevents+chronic+traumatic+encephalopathy-like+neuropathology+in+a+mouse+model+of+repetitive+mild+closed+head+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Inhibition of monoacylglycerol lipase prevents chronic traumatic encephalopathy-like neuropathology in a mouse model of repetitive mild closed head injury.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 35 (3), 443-453 (2015).</li>
<li>Petraglia, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+spectrum+of+neurobehavioral+sequelae+after+repetitive+mild+traumatic+brain+injury%3A+a+novel+mouse+model+of+chronic+traumatic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy.</a> J Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).</li>
<li>Lumpkins, K. M., Bochicchio, G. V., Keledjian, K., Simard, J. M., McCunn, M., Scalea, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+fibrillary+acidic+protein+is+highly+correlated+with+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Glial fibrillary acidic protein is highly correlated with brain injury.</a> J Trauma. 65 (4), 778-782 (2008).</li>
<li>Yang, Z., Wang, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+fibrillary+acidic+protein%3A+from+intermediate+filament+assembly+and+gliosis+to+neurobiomarker%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Glial fibrillary acidic protein: from intermediate filament assembly and gliosis to neurobiomarker.</a> Trends Neurosci. 38 (6), 364-374 (2015).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+expression+of+ferritin+in+cerebral+cortex+after+human+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Sci%22%5BJournal%5D)">Increased expression of ferritin in cerebral cortex after human traumatic brain injury.</a> Neurol Sci. 34 (7), 1173-1180 (2013).</li>
<li>Jordan, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinical+spectrum+of+sport-related+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurol%22%5BJournal%5D)">The clinical spectrum of sport-related traumatic brain injury.</a> Nat Rev Neurol. 9 (4), 222-230 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnego interesu finansowego do ujawnienia.

Aby naśladować urazy mózgu morfologicznie podobne do stanu klinicznego, oczekuje się objawów po wstrząśnieniu mózgu. Objawy po wstrząśnieniu mózgu na ogół obejmują bóle głowy, zawroty głowy, zawroty głowy, zmęczenie, problemy z pamięcią i snem, problemy z koncentracją, a także lęk i obniżony nastrój. Ponieważ objawy somatyczne mogą nie być jeszcze mierzalne w modelach zwierzęcych, zmiany funkcji motorycznych i poznawczych oraz zachowania emocjonalnego są wykorzystywane jako kryteria racjonalnej oceny wstrząsu mózgu w mod...

Wstrząs mózgu, zwany również łagodnym urazowym uszkodzeniem mózgu (mTBI), jest najczęstszym występowaniem urazowego uszkodzenia mózgu (TBI) i dotyka miliony ludzi w Stanach Zjednoczonych. Wstrząśnienie mózgu może być trudne do zdiagnozowania i nie ma konkretnego lekarstwa na wstrząs mózgu. Coraz częściej wiadomo i istnieją dowody na to, że łagodne urazy mechaniczne wynikające z urazów sportowych, walki wojskowej i innych fizycznie angażujących zajęć mogą mieć skumulowane i przewlekłe konsekwencje neurologiczne1,2. Wciąż jednak brakuje wiedzy na temat wstrząśnień mózgu i ich skutków. Obecna metodologia ogranicza badania patomorfologiczne i leczenie u ludzi, ponieważ do diagnozy klinicznej dostępna jest tylko ocena neurologiczna i ocena obrazowa. Modele zwierzęce dostarczają środków do badania wstrząsów mózgu w skuteczny, rygorystyczny i kontrolowany sposób z nadzieją na dalszą diagnostykę i leczenie mTBI.
Badania dostosowały tradycyjne modele TBI, takie jak kontrolowane uderzenie korowe (CCI), uderzenie płynu i uderzenie płynem (FPI), uraz spowodowany spadkiem masy ciała i uraz spowodowany wybuchem, aby wykonać mTBI i stymulować niską dotkliwość urazów poprzez zmianę parametrów urazu. Modele te są korzystne w użyciu ze względu na ich zdolność do replikowania urazów mózgu morfologicznie podobnych do stanu klinicznego; Mają jednak też swoje ograniczenia. Stopień urazu spowodowanego urazem spowodowanym przyspieszeniem (spadek masy ciała) jest często bardzo zmienny. Dwa wyniki łagodnego CCI – krwotok podpajęczynówkowy i stłuczenie ogniskowe – nie są porównywalne z typowymi wstrząśnieniami mózgu u ludzi. CCI i FPI wymagają kraniotomii, która nie ma znaczenia klinicznego, podczas gdy uraz spowodowany wybuchem jest bardziej kontrowersyjnym modelem w odniesieniu do różnych pomiarów pozycji ekspozycji i ciśnienia szczytowego, a także zmiennych urazów wtórnych podczas ekspozycji3-6. W badaniach niezbędny jest zaktualizowany model zwierzęcy wstrząsowy, który może przełożyć badania przedkliniczne na warunki kliniczne.
Kluczowym problemem w modelowaniu łagodnego TBI jest zdefiniowanie eksperymentalnej ciężkości urazu, która najbardziej odwzorowuje uraz w warunkach klinicznych. Ostatnio różne grupy badawcze opracowały model zamkniętego urazu głowy lub wstrząsowego urazu głowy (CHI)7-10. CHI jest modyfikacją CCI bez kraniotomii, ale nadal wykorzystuje tradycyjny elektroniczny magnetyczny system uderzeniowy do generowania uderzenia głową. CHI może wywołać wstrząs mózgu w zakresie od łagodnego do umiarkowanego poprzez dostosowanie parametrów uderzenia. Utratę przytomności (LOC) można zaobserwować bezpośrednio po zderzeniu, wykrywając zmniejszenie częstości oddechów lub przejściowe zakończenie oddychania. Okres LOC służy do określenia ciężkości urazu. Ten artykuł zawiera nieco ulepszoną i zaktualizowaną wersję powtarzalnego modelu CHI (rCHI) u myszy, wraz ze szczegółowym protokołem krok po kroku i reprezentatywnymi wynikami. Strategie badawcze modelu rCHI są korzystne w określaniu efektów mTBI i potencjalnych metod leczenia, zwłaszcza że nie ma indywidualnego modelu zwierzęcego zdolnego do naśladowania wszystkich zmian patologicznych wywołanych wstrząsem mózgu.

<table><tbody><tr><td>aparat anestezjologiczny</td><td>Eagle Eye Anesthesia, Inc</td><td>Model 150&nbsp;</td><td>znieczulenie</td></tr><tr><td>Impaktor elektromagnetyczny</td><td>LeicaBiosystems</td><td>Impact One Impaktor stereotaktyczny</td><td>wykonuje impkcję</td></tr><tr><td>Cyfrowy instrument stereotaktyczny</td><td>LeicaBiosystems</td><td>39462501</td><td>mocowanie myszy i końcówki pozycjonujące</td></tr><tr><td>Metalowa końcówka pokryta gumą Sicilone</td><td>Precyzyjne narzędzie i Inżynieria, Gainesvill FL</td><td>wykonana na zamówienie</td><td>końcówka udarowa</td></tr><tr><td>Trymer litowo-jonowy All-in-One</td><td>WAHL Home Produkty</td><td>9854-600</td><td>golenie włosów myszy</td></tr><tr><td>spinacze do papieru</td><td>wykonana na</td><td></td> zamówienie <td>końcówka sondy</td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Głowica</td> peelingująca MEDLINE <td>MDS202055</td><td>z solą fizjologiczną</td></tr><tr><td>Tissue Tek OCT</td><td>ASKURA FINETEK USA INC</td><td>4583</td> przeciwciało anty-GFAP Dako CA93013 do <td>zatapiania w tkankach</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>dla przeciwciała IHC</td></tr><tr><td>anty Ferritin</td><td>Sigma</td><td>F6136</td><td>dla IHC</td></tr><tr><td>VECTASTAIN Elite ABC&nbsp; zestaw</td><td>Laboratoria wektorowe</td><td>PK-6100</td><td>System detekcji IHC</td></tr><tr><td>Podłoże montażowe Permount</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP15-100</td><td></td></tr><tr><td>Skaner Aperio XT ScanScope</td><td>Leica Microsystems Inc,</td><td></td> skanowanie <td>slajdów</td></tr><tr><td>Leica AutoStainer XL</td><td>Leica firma patologiczna</td><td>ST2010</td><td>H& Barwienie E</td></tr><tr><td>DAB&nbsp;</td><td>System detekcji IHC</td> <td>sigma</td><td>D3939</td></tr></tbody></table>

model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Pomimo tego, że wstrząs mózgu / łagodne urazowe uszkodzenie mózgu (mTBI) jest najczęstszym występowaniem urazowego uszkodzenia mózgu, nadal brakuje wiedzy na temat tego urazu i jego skutków. Aby lepiej zrozumieć wstrząsy mózgu, często wykorzystuje się zwierzęta, ponieważ zapewniają one kontrolowany, rygorystyczny i wydajny model. W badaniach dostosowano tradycyjne modele zwierzęce do wykonywania mTBI w celu stymulowania łagodnego nasilenia urazu poprzez zmianę parametrów urazu. Modele te zostały wykorzystane, ponieważ mogą powodować morfologicznie podobne uszkodzenia mózgu do stanu klinicznego i zapewniają spektrum ciężkości urazów. Mają one jednak ograniczoną zdolność do prezentowania identycznych cech urazów u pacjentów. Wykorzystując tradycyjny system uderzeniowy, model powtarzającego się urazu wstrząsowego (rCHI) może wywołać łagodne lub umiarkowane wstrząs mózgu podobny do ludzkiego. Stopień urazu można określić, mierząc okres utraty przytomności (LOC) ze znakiem przejściowego zakończenia oddychania. Model rCHI jest korzystny w użyciu ze względu na jego dokładność i prostotę w określaniu efektów mTBI i potencjalnych metod leczenia.

W tym modelu (Rysunek 1 A-C) wystąpiły krótkie okresy głośnego łapania powietrza i płytkiego oddychania. Utratę przytomności (stan nieprzytomności) zdefiniowano jako spadek częstości oddechów lub przejściowe zaprzestanie oddychania przed powrotem do normalnej respiracji. Uderzenie w środek głowy spowodowało krótkotrwałą utratę przytomności (odpowiednio 7,5 ± 4,7, 7,8 ± 5,5, 10,2 ± 8,8, 9,5 ± 8,0 s przy każdym uderzeniu osobno, Rysunek 1D). Mózgi myszy wyk...

Wstrząśnienie mózgu jest najczęstszym rodzajem urazowego uszkodzenia mózgu. W związku z tym powtarzalny model zwierzęcy wstrząsu mózgu, który odtwarza ważne cechy urazu u pacjentów, może zapewnić środki do badania wstrząsu mózgu w rygorystyczny, kontrolowany i skuteczny sposób.

Model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

Ogólnym celem tej procedury jest stworzenie powtarzalnego modelu wstrząśnienia mózgu u myszy z wykorzystaniem tradycyjnego systemu uderzeniowego. Myszy te mogą pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie modelowania łagodnych urazów czaszkowo-mózgowych (mTBI) dotyczące wpływu wstrząśnienia mózgu na funkcje mózgu. Główną zaletą tej techniki jest fakt, że elektroniczny magnetyczny system uderzeniowy jest łatwy w obsłudze, a proces dostarczania uderzeń może być kontrolowany.Rozpocznij od przymocowania wykonanej na zamówienie metalowej końcówki pokrytej gumą silikonową do elektromagnetycznego urządzenia do uderzeń stereotaktycznych, dbając o to, aby płaska podstawa pokrytej końcówki była równoległa do powierzchni końcówki sondy urządzenia. Następnie umieść znieczuczoną mysz w pozycji brzusznej na podkładce grzewczej i potwierdź brak reakcji na uciśnięcie palca u stopy. Następnie za pomocą trymera do włosów całkowicie ogól głowę i zastosuj maść do oczu zwierzęcia.Gdy zwierzę jest gotowe, ustaw na panelu sterowania prędkość urządzenia uderzeniowego na 4 m/s oraz czas przebywania na 240 ms. Pod ciałem zwierzęcia umieść miękką podkładkę grzewczą, aby utrzymać temperaturę

a-repetitive-concussive-head-injury-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Źródło: Yang, Z., et.al. Model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy. J. Vis. Exp. (2016). Ten film demonstruje wywoływanie powtarzających się wstrząsowych urazów głowy u myszy za pomocą elektromagnetycznego urządzenia uderzeniowego. Zabieg polega na umieszczeniu końcówki uderzenia między szwami międzyczołowymi i lambdoidalnymi na czaszce znieczulonej myszy i użyciu końcówki sondy w celu precyzyjnego ustawienia głębokości uderzenia. Uderzenie jest dostarczane z kontrolowaną prędkością i...

Modelowanie powtarzających się wstrząsowych urazów głowy w modelu mysim

Sportowcy każdego roku doświadczają kilkuset łagodnych urazowych urazów mózgu (mTBI)/wstrząśnień mózgu; jednak ich konsekwencje dla mózgu są słabo poznane. W związku z tym zwierzęcy model pojedynczego i powtarzalnego mTBI, który konsekwentnie replikuje klinicznie istotne objawy, zapewnia środki do postępu w badaniach nad mTBI i wstrząsem mózgu.

Mysi model pojedynczego i powtarzalnego łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu

Zmiana neuroprzekaźnika to mechanizm dysfunkcji neuronalnej, który występuje po wstrząśnieniu mózgu i przyczynia się do czasami katastrofalnych długoterminowych konsekwencji. Ten model szczurzy łączy w sobie mikrodializę, umożliwiającą kwantyfikację neuroprzekaźników in vivo, z techniką spadku masy ciała, wywierającą gwałtowne przyspieszanie i zwalnianie głowy i tułowia, co jest ważnym czynnikiem urazów czaszkowo-mózgowych u ludzi.

Nowatorski i translacyjny szczurzy model wstrząsu mózgu łączący siłę i rotację z mikrodializą mózgową in vivo

Protokół opisuje łagodne urazowe uszkodzenie mózgu w modelu mysim. W szczególności w pełni wyjaśniony jest protokół krok po kroku mający na celu wywołanie łagodnego urazu głowy w linii środkowej oraz charakterystyka modelu zwierzęcego.

Elektromagnetycznie sterowany model zamkniętej głowy łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu u myszy

Ten protokół przedstawia zmodyfikowany mysi model powtarzalnego łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu (rmTBI) wywołanego metodą zamkniętego urazu głowy (CHI). Podejście to obejmuje cieńsze okienko czaszki i płynną stymulację w celu zmniejszenia stanu zapalnego często spowodowanego ekspozycją opon mózgowych, a także lepszą odtwarzalność i dokładność w modelowaniu rmTBI u gryzoni.

Zmodyfikowany mysi model powtarzającego się łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu z przerzedzonym okienkiem czaszki i płynną stymulacją

Wstrząsy mózgu u dzieci mogą powodować długotrwałe następstwa z fizjologicznymi i psychologicznymi zaburzeniami. Ten pediatryczny model myszy ze wstrząsem mózgu powoduje długotrwałe zapalenie nerwów, zmiany istoty białej i modyfikacje neuronów z dysfunkcją behawioralną. Model można dostosować do różnych miejsc uderzeń lub powtarzających się wstrząsów mózgu w celu oceny zmian w całym okresie użytkowania.

Model wstrząsu mózgu u dzieci: zamknięty uraz głowy z długotrwałymi zaburzeniami (CHILD)

Opisano tutaj model zwierzęcy Spared Nerve Injury jako mysi model obwodowego bólu neuropatycznego po częściowej denerwacji nerwu kulszowego poprzez uszkodzenie gałęzi nerwu piszczelowego i wspólnego strzałkowego, przy zachowaniu nienaruszonego nerwu podszywkowego. Modyfikację behawioralną wynikającą z allodynii mechanicznej ilościowo określono za pomocą włókien von Freya.

Model Spared Nerve Injury (SNI) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy

Opisano nowatorską technikę tworzenia powtarzalnego modelu in vivo uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u myszy.  Technika ta opiera się na stabilizacji kręgosłupa poprzez unieruchomienie fasetek szyjnych i uszkodzenie rdzenia kręgowego za pomocą oscylującego ostrza z dokładnością do ±0,01 mm.

Kontrolowane uszkodzenie szyjki macicy u myszy

Opisujemy modele umiarkowanego i ciężkiego uszkodzenia nerek wywołanego niedokrwieniem i reperfuzją, w których myszy przechodzą jednostronne zaciskanie szypułki nerki, po którym następuje równoczesna lub opóźniona nefrektomia przeciwległa. Modele te konsekwentnie powodują dysfunkcję nerek i zwłóknienie pourazowe, ale ciężkość urazu i przeżycie zależą od pochodzenia myszy, wieku i sprzętu chirurgicznego.

Model niedokrwienno-reperfuzyjny ostrego uszkodzenia nerek i zwłóknienia pourazowego u myszy

Ta metoda została opracowana w celu dostarczenia stałego roztworu leku przez tętnicę szyjną, aby ocenić farmakokinetykę nowych leków w modelach mysich.

Wlewy z tętnic szyjnych do analizy farmakokinetycznej i farmakodynamicznej taksanów u myszy

Poznaj model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy wykorzystujący elektromagnetyczny system uderzeniowy. Ta metoda pozwala badać wpływ urazów na funkcje mózgu w lekkim urazie mózgu.

Model powtarzającego się wstrząsu głowy u myszy

Przeglądaj więcej filmów