Name: Opracowanie i identyfikacja nowej subpopulacji ludzkich fagocytów olbrzymich pochodzących z neutrofili in vitro (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Poznaj metodę generowania i identyfikacji ludzkich fagocytów olbrzymich pochodzących z neutrofili in vitro. Technika ta umożliwia badanie aktywacji i plastyczności komórek układu odpornościowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują dr Edith Suss-Toby za jej nieocenioną pomoc w badaniach mikroskopii konfokalnej. Badanie to było wspierane przez Ministerstwo Absorpcji Imigracyjnej oraz Komitet ds. Planowania i Budżetowania Rady ds. Szkolnictwa Wyższego w ramach programu KAMEA (LD i AP). Wyrażamy również wdzięczność za wsparcie ze strony pracownika naukowego z Lady Davis Foundation Post-Doctoral Research Fellowship (OR).

Protokół został zatwierdzony przez lokalną Komisję Etyczną ds. Badań z Udziałem Ludzi zgodnie z deklaracją helsińską, a wszyscy uczestnicy podpisali formularz świadomej zgody.
1. Izolacja neutrofili i różnicowanie Gϕ w hodowli
UWAGA: Wszystkie etapy należy przeprowadzić przy użyciu sterylnych roztworów klasy tkankowej wolnych od lipopolisacharydu (LPS) w komorze z laminarnym przepływem powietrza (dygestorze). Do pożywki Roswell park memorial institute (RPMI)-1640 nie należy dodawać antybiotyków, cytokin ani czynników wzrostu.
<ol>
	<li>Pobierz co najmniej 40 ml krwi żylnej od młodych, zdrowych dorosłych osób, używając sterylnego zestawu do nakłuć żył (igły motylkowej). Krew pobierz do probówek typu vacutainer zawierających sól K3 kwasu etylendiaminotetraoctowego (K3EDTA) i delikatnie wymieszaj. Krew przechowuj w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wyizoluj neutrofile za pomocą dwustopniowego nieciągłego gradientu gęstości, stosując polisacharoza o gęstości 1,119 i 1,077 g/ml. Przed użyciem doprowadź roztwory do temperatury pokojowej. 
	UWAGA: Podczas wirowania erytrocyty (RBCs) są agregowane przez polisacharozę i szybko osiadają na dnie. Komórki mononuklearne (monocyty/limfocyty) znajdują się pomiędzy górnym interfejsem osocze/polisacharoza-1,077, natomiast neutrofile znajdują się tuż nad erytrocytami, na interfejsie polisacharoza-1,077/1,119 (patrz Rysunek 2). Metoda ta pozwala na jednoczesne oddzielenie komórek mononuklearnych i neutrofili od tego samego dawcy.</li>
</ol>
<img alt="Rozdział komórek krwi, schemat wirowania; gradient polisacharozy, osocze, warstwy komórek jedynojądrowych." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Izolacja neutrofili z pełnej krwi ludzkiej. Polisacharoza o gęstości 1,077 g/ml jest ostrożnie naniesiona na warstwę polisacharozy 1,119 g/ml w celu utworzenia gradientu nieciągłego. Następnie rozcieńczona pełna krew jest naniesiona na warstwę polisacharozy 1,077 g/ml. Probówki są bezzwłocznie poddawane wirowaniu przy 700 x g przez 30 min w temperaturze pokojowej bez hamowania. Obserwuje się trzy wyraźne pasma: (A) komórki jedynojądrowe, (B) komórki wielojądrowe (PMN) oraz (C) erytrocyty (RBC) na dnie probówki. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>Do dna sterylnej stożkowej probówki wirówkowej z polipropylenu o pojemności 50 ml należy dodać 12 ml polisacharozy-1119.</li>
	<li>Ostrożnie nanieś 12 ml polisukrozy-1077 warstwą na polisukrozę-1119.</li>
	<li>Rozcieńczyć 10–12 ml krwi pełnej do końcowej objętości 24 ml krwi za pomocą wolnego od jonów soli fizjologicznej z buforem fosforanowym (PBS) zawierającej 2% inaktywowanego ciepłem płodowego surowicy cielęcej (HI-FCS). Ostrożnie nanieść 24 ml rozcieńczonej krwi pełnej na górną warstwę gradientu w probówce.</li>
	<li>Wirować przy 700 x g przez 30 min w temperaturze pokojowej (20 - 24 °C) bez hamulca. 
	UWAGA: Wirowanie w niższych temperaturach może prowadzić do agregacji komórek i niskiej wydajności ich odzysku.</li>
	<li>Ostrożnie wyjmij probówki z wirówki, aby nie zakłócić gradientu. Powinny być widoczne dwie nieprzezroczyste warstwy (A: komórki mononuklearne i B: PMN, przedstawione w Rysunek 2).</li>
	<li>Odssać i usunąć ciecz do poziomu 0,5 cm powyżej warstwy A. Przenieść (lub usunąć) komórki z tej warstwy do probówki oznaczonej jako „Mononuclear”.</li>
	<li>Odssać i odrzucić pozostałą ciecz do poziomu 0,5 cm powyżej warstwy B. Przenieść komórki z tej warstwy do probówki oznaczonej jako „PMN”.</li>
	<li>Połączyć PMN z każdej z dwóch probówek z gradientem i przemyć buforem PBS zawierającym 2% HI-FCS do uzyskania końcowej objętości 30 ml. Wirować przez 12 min przy 200 x g, a następnie odlać i usunąć nadsącz.</li>
	<li>Aby usunąć zanieczyszczające czerwone krwinki (RBC), dodać 3 ml hipotonicznego, lodowatego, sterylnego roztworu NaCl o stężeniu 0,2%, resuspendując osad poprzez delikatne zasysanie i wypuszczanie cieczy za pomocą sterylnego końcówki do pipety o pojemności 1 ml. Przechowywać w lodzie przez 30 s.</li>
	<li>Po 30 s przywrócić izotoniczność, dodając do probówki 3 ml sterylnego, schłodzonego do temperatury lodowej 1,6% NaCl.</li>
	<li>Do 6 ml soli fizjologicznej dodać 6 ml uprzednio ogrzanej (37 °C) pożywka RPMI-1640 uzupełniona 2% HI-FCS i wirować przy 250 x g przez 12 min. Odrzucić nadsącz. Osad PMN nie powinien zawierać zanieczyszczeń z erytrocytów. 
	UWAGA: W przypadku zanieczyszczenia erytrocytami osad PMN ma czerwonawy kolor.</li>
	<li>Jeśli pozostały zanieczyszczające próbkę erytrocyty, powtórz kroki 9 i 10 jeszcze raz.</li>
	<li>Resuspender osad komórkowy w 4 ml pożywki RPMI-1640 uzupełnionej o 10% HI-FCS, a następnie policzyć komórki, aby określić ich stężenie i żywotność metodą wykluczania błękitu trypanowego.</li>
	<li>Dostosuj stężenie do wartości 1,25 - 1,5 x 106 PMN/ml (w zależności od potrzeb doświadczalnych) i nanieść 1,0 ml/dołek na płytkę 24-dołkową. 
	UWAGA: Czystość neutrofili w populacji granulocytów zawsze przekraczała 95%, co oceniono za pomocą barwienia metodą May-Grünwalda-Giemsy i mikroskopii świetlnej.</li>
	<li>Po wysianiu umieścić komórki w uwilżony 5% CO22 inkubator w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Wymieniaj pożywkę co 3 dni, delikatnie aspirując połowę objętości medium i dodając taką samą ilość świeżej pożywki RPMI-1640 uzupełnionej o 10% HI-FCS. Należy stosować roztwory i związki wolne od LPS oraz HI-FCS o niskim stężeniu LPS (0,05 ng/ml lub mniej). 
	UWAGA: Niezbędna jest delikatna wymiana medium, ponieważ Gϕ rozwijające się w hodowli nie przylegają ściśle do naczynia hodowlanego, a intensywne płukanie może doprowadzić do wypłukania rozwijających się komórek. Pojawienie się Gϕ jest zauważalne w 3. – 4. dniu hodowli PMN, w zależności od dawcy krwi. Większość opisanych tutaj analiz i testów wykonuje się między 6. a 7. dniem hodowli, kiedy Gϕ osiągają bardzo duże rozmiary. Należy zauważyć, że dodatek 1–10 ng/ml LPS do medium RPMI-1640 nie wpłynął na rozwój Gϕ w hodowli.14</li>
</ol>
2. Konfokalna mikroskopia skaningowa
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>Przygotować preparaty cytospinowe16 z nowo wyizolowanych neutrofili oraz z kultur Gϕ hodowanych przez 7 dni (przygotowanych w sekcji 1). 
	UWAGA: Aby zwiększyć stężenie Gϕ w naczyniu do celów poszczególnych analiz, należy delikatnie usunąć połowę medium. Należy upewnić się, że w usuniętym medium nie ma Gϕ, badając je pod mikroskopem świetlnym. Następnie intensywnie pipetować pozostałe medium, aby usunąć słabo przylegające Gϕ. Odwirować medium przez 10 min przy 200 x g i resuspender osad w 100 - 120 µl medium.
	<ol>
		<li>Użyć 100 - 120 µl medium z komórkami na każdy preparat. Przygotować duplikaty lub triplikaty preparatów dla każdego wariantu badania. Wirować przez 7 min przy 84 x g.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wysuszyć wirowane komórki i utrwalić je 4 % paraformaldehydem w temperaturze pokojowej przez 10 min pod dygestorium chemicznym. Przemyć 3x w PBS (~100 µl przez kilka sekund podczas każdego przemywania). W przypadku barwienia wewnątrzkomórkowego, przeprowadzić permeabilizację komórek 0,5% Tritonem X-100 w PBS w temperaturze pokojowej przez 10 min, a następnie przemyć 5x w PBS. 
	UWAGA: Na wszystkich etapach należy stosować odpowiednią objętość buforu/roztworu, aby pokryć obszar komórek na szkiełku. Do wyznaczenia obrysu komórek można użyć hydrofobowego pisaka do barier. 
	Ostrzeżenie: Paraformaldehyd jest toksyczny. Unikać kontaktu ze skórą i oczami. Stosować odpowiednie środki ochrony osobistej.</li>
	<li>Zablokować komórki 10% normalnym surowicą kozią w medium RPMI-1640 i inkubować przez noc w 4 ºC lub w temperaturze pokojowej przez 40 min. Przemyć w PBS.</li>
	<li>Inkubować z pojedynczym przeciwciałem (Ab) lub kombinacją mysich i króliczych przeciwciał pierwszorzędowych (Abs) w rozcieńczeniu 1:100 (~100 µl). Inkubować przez noc (18 - 20 h) w 4 °C. 
	UWAGA: W tym kroku zastosowano mysie przeciwciała monoklonalne: anty-CD14, anty-CD63, anty-CD66b, anty-CD1c, anty-CD15 oraz anty-łańcuch lekki cytochromu b-245 (identyfikacja p22-phox). Królicze przeciwciała poliklonalne obejmowały: anty-CD68, anty-CD36, anty-LC3B, anty-mieloperoksydazę, anty-elastazę neutrofilową (NE) oraz przeciwciała anty-Nox2/gp91-phox . Kontrole izotypowe obejmowały oczyszczone mysie IgG1 i IgG2 oraz królicze IgG. Przygotować przeciwciała zgodnie z instrukcją producenta i użyć odpowiedniej objętości (około 100 µl), aby pokryć obszar komórek.</li>
	<li>Przemyć komórki i inkubować z przeciwciałami wtórnymi w rozcieńczeniu 1/400: kozimi przeciwciałami anty-króliczymi IgG sprzężonymi z Cy2-CF (488A) (zielony) i/lub kozimi przeciwciałami anty-mysimi IgG sprzężonymi z Cy5 (CF 647) (czerwony) w temperaturze pokojowej przez 40 min. 
	UWAGA: Rozcieńczyć i przygotować przeciwciała zgodnie z instrukcją producenta.</li>
	<li>Po przemyciu zamontować szkiełka, nakładając jedną kroplę medium montażowego zawierającego 4',6-diamidino-2-fenyloindol (DAPI) do barwienia jąder, a następnie natychmiast nałożyć szkiełko nakrywkę.</li>
	<li>Przeanalizować preparaty za pomocą konfokalnego skanującego systemu laserowego przy użyciu mikroskopu fluorescencyjnego i immersyjnego obiektywu olejowego Plan Apo 40X. Analizę przeprowadzić od 30 min do 2 h po przygotowaniu preparatów lub przechowywać je w 4 °C przez noc.
	<ol>
		<li>Obliczyć pole powierzchni komórek i intensywność fluorescencji za pomocą oprogramowania do analizy obrazu (np. Image J). W przypadku kolokalizacji, przeprowadzić kwantyfikację za pomocą oprogramowania, stosując współczynnik nakładania Mandersa (MOC)17. 
		UWAGA: Tylko komórki z MOC &gt;0,6 można uznać za komórki z istotną kolokalizacją.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Transmigracja PMN przez komórki śródbłonka: wpływ IL-8 na tworzenie się gigantycznych fagocytów (Gϕ)
UWAGA: Do badania transmigracji komórek należy użyć przepuszczalnych wkładów do hodowli komórkowej z 24 dołkami.
<ol style="margin-left: 40px;">
	<li>Pokryć górną komorę wkładki 150 µl fibronektyny o stężeniu 50 µg/ml i pozostawić w temperaturze pokojowej na 30 min.</li>
	<li>Do górnej komory dodać 5 x 104 komórek śródbłonka EA.hy926/dołka, zawieszonych w 150 µl zmodyfikowanej pożywki Eagle'a Dulbecco (kompletna pożywka wzrostowa). 
	UWAGA: Przed użyciem należy upewnić się, że monowarstwa śródbłonka jest konfluentna.</li>
	<li>Do dolnej komory dodać 700 µL kompletnej pożywki wzrostowej.</li>
	<li>Umieścić przepuszczalne wkładki do hodowli komórkowych w tackach skupiających i hodować komórki śródbłonka EA.hy926 przez 2 dni w temperaturze 37 °C w 5% CO2. 
	UWAGA: Równolegle, drugiego dnia przygotować świeże PMN (zgodnie z opisem w sekcji 1).</li>
	<li>Po 2 dniach wymienić pożywkę w dolnych i górnych komorach wkładek.
	<ol>
		<li>Do dolnej komory dodać pożywkę RPMI-1640 uzupełnioną o 10% IH-FCS oraz interleukinę (IL)-8 w końcowym stężeniu 50 nM/ml. Do dolnych komór kontrolnych nie dodawać IL-8.</li>
		<li>Do każdej górnej komory dodać 106 świeżych PMN w 100 µl pożywki RPMI-1640 uzupełnionej o 10% IH-FCS.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Inkubować tacki skupiające w temperaturze 37 °C w 5% CO2 przez 90 min.</li>
	<li>Po 90 min inkubacji osobno pobrać komórki z górnej i dolnej komory i policzyć każdą subpopulację. Liczbę komórek w każdej komorze wyrazić jako procent całkowitej liczby dodanych komórek. 
	UWAGA: Komórki z górnej komory należy pobierać ostrożnie za pomocą pipety, aby uniknąć usunięcia komórek śródbłonka, i przenieść do sterylnej probówki. Komórki z dolnej komory należy pobrać poprzez pipetowanie i przemycie dolnej komory 500 µl, a następnie przenieść do drugiej sterylnej probówki.</li>
	<li>Połączyć 106 komórek z kilku dołków frakcji PMN transmigrujących (dolna komora) i nietransmigrujących (górna komora), a następnie hodować każdą z nich przez 7 dni bez czynników wzrostu, zgodnie z opisem w krokach 14 - 16 (sekcja 1).</li>
	<li>Wywirować komórki na szkiełka16 i przeanalizować rozwinięte komórki dla każdego warunku hodowli za pomocą mikroskopii konfokalnej, zgodnie z opisem w sekcji 2.</li>
</ol>

<ol><li>Borregaard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophils%2C+from+marrow+to+microbes%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Neutrophils, from marrow to microbes.</a> Immunity. 33, 657-670 (2010).</li>
<li>Silva, M. T., Correia-Neves, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophils+and+macrophages%3A+the+main+partners+of+phagocyte+cell+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Neutrophils and macrophages: the main partners of phagocyte cell systems.</a> Front. Immunol. 3, 174(2012).</li>
<li>Cowburn, A. S., Condliffe, A. M., Farahi, N., Summers, C., Chilvers, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+neutrophil+biology%3A+clinical+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Chest%22%5BJournal%5D)">Advances in neutrophil biology: clinical implications.</a> Chest. 134, 606-612 (2008).</li>
<li>Duffin, R., Leitch, A. E., Fox, S., Haslett, C., Rossi, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+granulocyte+apoptosis%3A+mechanisms%2C+models%2C+and+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Targeting granulocyte apoptosis: mechanisms, models, and therapies.</a> Immunol. Rev. 236, 28-40 (2010).</li>
<li>Silva, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+phagocytosis+of+neutrophils+at+inflammatory%2Finfectious+foci%3A+a+cooperative+mechanism+in+the+control+of+infection+and+infectious+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Macrophage phagocytosis of neutrophils at inflammatory/infectious foci: a cooperative mechanism in the control of infection and infectious inflammation.</a> J. Leukoc. Biol. 89, 675-683 (2011).</li>
<li>Witko-Sarsat, V., Pederzoli-Ribeil, M., Hirsch, E., Sozzani, S., Cassatella, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulating+neutrophil+apoptosis%3A+new+players+enter+the+game%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Immunol%22%5BJournal%5D)">Regulating neutrophil apoptosis: new players enter the game.</a> Trends Immunol. 32, 117-124 (2011).</li>
<li>Cassatella, M. A., Locati, M., Mantovani, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Never+underestimate+the+power+of+a+neutrophil%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Never underestimate the power of a neutrophil.</a> Immunity. 31, 698-700 (2009).</li>
<li>Zhang, X., Majlessi, L., Deriaud, E., Leclerc, C., Lo-Man, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coactivation+of+Syk+kinase+and+MyD88+adaptor+protein+pathways+by+bacteria+promotes+regulatory+properties+of+neutrophils%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Coactivation of Syk kinase and MyD88 adaptor protein pathways by bacteria promotes regulatory properties of neutrophils.</a> Immunity. 31, 761-771 (2009).</li>
<li>Araki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reprogramming+of+human+postmitotic+neutrophils+into+macrophages+by+growth+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Reprogramming of human postmitotic neutrophils into macrophages by growth factors.</a> Blood. 103, 2973-2980 (2004).</li>
<li>Iking-Konert, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Up-regulation+of+the+dendritic+cell+marker+CD83+on+polymorphonuclear+neutrophils+%28PMN%29%3A+divergent+expression+in+acute+bacterial+infections+and+chronic+inflammatory+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Exp.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Up-regulation of the dendritic cell marker CD83 on polymorphonuclear neutrophils (PMN): divergent expression in acute bacterial infections and chronic inflammatory disease.</a> Clin. Exp. Immunol. 130, 501-508 (2002).</li>
<li>Rydell-Tormanen, K., Uller, L., Erjefalt, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+cannibalism--a+back+up+when+the+macrophage+clearance+system+is+insufficient%5BTitle%5D)+AND+%22Resp.+Res%22%5BJournal%5D)">Neutrophil cannibalism--a back up when the macrophage clearance system is insufficient.</a> Resp. Res. 7, 143(2006).</li>
<li>Esmann, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytosis+of+apoptotic+cells+by+neutrophil+granulocytes%3A+diminished+proinflammatory+neutrophil+functions+in+the+presence+of+apoptotic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Phagocytosis of apoptotic cells by neutrophil granulocytes: diminished proinflammatory neutrophil functions in the presence of apoptotic cells.</a> J. Immunol. 184, 391-400 (2010).</li>
<li>Nordenfelt, P., Tapper, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagosome+dynamics+during+phagocytosis+by+neutrophils%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phagosome dynamics during phagocytosis by neutrophils.</a> J. Leukoc. Biol. 90, 271-284 (2011).</li>
<li>Dyugovskaya, L., Berger, S., Polyakov, A., Lavie, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+giant+phagocytes+in+long-term+neutrophil+cultures%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">The development of giant phagocytes in long-term neutrophil cultures.</a> J. Leukoc. Biol. 96, 511-521 (2014).</li>
<li>Dyugovskaya, L., Berger, S., Polyakov, A., Lavie, P., Lavie, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermittent+Hypoxia+Affects+the+Spontaneous+Differentiation+In+Vitro+of+Human+Neutrophils+into+Long-Lived+Giant+Phatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Oxid.+Med.+Cell.+Longev%22%5BJournal%5D)">Intermittent Hypoxia Affects the Spontaneous Differentiation In Vitro of Human Neutrophils into Long-Lived Giant Phatocytes.</a> Oxid. Med. Cell. Longev. , 9636937(2016).</li>
<li>Mihalache, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammation-associated+autophagy-related+programmed+necrotic+death+of+human+neutrophils+characterized+by+organelle+fusion+events%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Inflammation-associated autophagy-related programmed necrotic death of human neutrophils characterized by organelle fusion events.</a> J. Immunol. 186, 6532-6542 (2011).</li>
<li>Manders, E. M. M., Verbeek, F. J., Aten, J. A. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1365-2818.1993.tb03313.x/abstract">Measurement of Colocalization of Objects in Dual-Color Confocal Images.</a> J. Microsc. 169, 375-382 (1993).</li>
<li>Matsushima, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+differentiation+into+a+unique+hybrid+population+exhibiting+dual+phenotype+and+functionality+of+neutrophils+and+dendritic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Neutrophil differentiation into a unique hybrid population exhibiting dual phenotype and functionality of neutrophils and dendritic cells.</a> Blood. 121, 1677-1689 (2013).</li>
<li>Oehler, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutrophil+granulocyte-committed+cells+can+be+driven+to+acquire+dendritic+cell+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Neutrophil granulocyte-committed cells can be driven to acquire dendritic cell characteristics.</a> J. Exp. Med. 187, 1019-1028 (1998).</li>
<li>Berton, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Editorial%3A+Gigantism%3A+a+new+way+to+prolong+neutrophil+life%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Leukoc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Editorial: Gigantism: a new way to prolong neutrophil life.</a> J. Leukoc. Biol. 96, 505-506 (2014).</li>
<li>Milde, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multinucleated+Giant+Cells+Are+Specialized+for+Complement-Mediated+Phagocytosis+and+Large+Target+Destruction%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Rep%22%5BJournal%5D)">Multinucleated Giant Cells Are Specialized for Complement-Mediated Phagocytosis and Large Target Destruction.</a> Cell. Rep. 13, 1937-1948 (2015).</li>
<li>Deretic, V., Saitoh, T., Akira, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+in+infection%2C+inflammation+and+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Autophagy in infection, inflammation and immunity.</a> Nat. Rev. Immunol. 13, 722-737 (2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Fagocyty olbrzymie (Gφ) to nowo zdefiniowana subpopulacja komórek pochodzących z neutrofili wykazujących ekspresję podstawowych i specyficznych markerów neutrofilowych, takich jak CD66b/CD15/CD63/MPO/NE. Ten typ fagocytów pochodzących z neutrofili nie był wcześniej opisywany w literaturze. W przeciwieństwie do neutrofili, które żyją krótko i ulegają apoptozie, Gφ są aneksynami V-ujemnymi i wykazują wydłużoną żywotność. Jednak, podobnie jak neutrofile, Gφ również internalizują cząstki i wytwarzają ROS zależne od oksydazy NADPH w odpowiedzi na te cząstki i PMA. Jednak ich zdolności do internalizacji OxLDL, a w konsekwencji do produkcji ROS, są unikalnymi cechami Gφ. 14
Wykazano, że na ich rozwój w kulturze wpływa szereg czynników. Niezbędny jest brak zewnętrznych cytokin lub czynników wzrostu w pożywce wzrostowej (w szczególności GM-CSF/IL-4). Jednak migracja neutrofili w kierunku IL-8 okazała się czynnikiem odróżniającym te, które rozwinęły się w Gφ, i te, które tego nie zrobiły. Wykazano również, że internalizacja szczątków powstających z apoptotycznych neutrofili, ekspresja białek autofagii (LC3B) i funkcjonalna oksydaza NADPH są niezbędne do ich rozwoju, ponieważ ich hamowanie zapobiegało tworzeniu się Gφ (ryc. 1). Najwyraźniej rozwój tych gigantycznych komórek powstających z neutrofili różni się od tego, który charakteryzuje tworzenie się gigantycznych komórek w linii monocytów/makrofagów. Te ostatnie tworzą wielojądrzaste olbrzymie komórki związane z różnymi przewlekłymi chorobami zapalnymi,20,21 podczas gdy opisane tutaj neutrofilowe Gφ rozwijają się poprzez autofagocytozę, pochłaniając resztki komórek i pozostają w większości jednojądrowe przez cały okres ich rozwoju,14 (rzadko jednak, czasami można zaobserwować drugie jądro). Co więcej, szereg osób kontrolnych ustaliło ich neutrofilowe pochodzenie: (1) ekspresję specyficznych markerów neutropilicznych i brak markerów linii dendrytycznej i monocytowej, (2) ich utrudniony rozwój w kokulturach monocytów/PMN, (3) ich różne wzorce ruchu w hodowli od makrofagów (o czym świadczy obrazowanie żywych komórek i mikroskopia poklatkowa),14 (4) ich lekkie przyleganie do plastikowych naczyń oraz (5) ich rozwój z czystego CD15+/CD14- PMN uzyskany metodą cytometrii przepływowej.
Niektóre z funkcji zidentyfikowanych in vitro mogą dać nam wskazówki co do ich potencjalnych funkcji in vivo. Na przykład zdolność Gφ do zużywania dużych ilości granulek i szczątków neutrofili, obecność dużych wakuoli i ekspresja LC3B - białka autofagii, które przyczynia się do zmniejszenia stanu zapalnego poprzez interakcje regulacyjne z wrodzonymi szlakami sygnalizacji immunologicznej,22 - z których wszystkie wspierają zdolności wymiatające. W związku z tym odkrycia te wskazują również, że Gφ może funkcjonować w miejscach zapalnych, w których system Mφ/DC jest niewystarczający lub przeciążony, a tym samym przyczyniać się do ustąpienia stanu zapalnego. Za tym stwierdzeniem może przemawiać fakt, że w mieszanych kulturach monocytów/neutrofili rozwój Gφ jest utrudniony. 14 Ponadto, biorąc pod uwagę, że Gφ wyrażają receptory zmiatające oxLDL (CD36, CD68), internalizują oxLDL i wytwarzają ROS w odpowiedzi na to, może to wskazywać, że są one zaangażowane w procesy miażdżycowe w celu rozwiązania stanu zapalnego. Ponieważ Gφ rozwinął się tylko z neutrofili, które migrowały w kierunku IL-8, a transmigracja neutrofili przez monowarstwy śródbłonka w kierunku IL-8 reprezentuje rekrutację neutrofili do ostrych miejsc zapalnych, odkrycie to może również wspierać funkcje przeciwzapalne. I odwrotnie, działanie Gφ w niektórych stanach zapalnych może umożliwić im rozładowanie składników ziarnistości i ROS, przyczyniając się w ten sposób do uporczywego stanu zapalnego i uszkodzenia tkanek. 20 Jednak ogólnie rzecz biorąc, ich zdolności autofagiczne wskazują, że Gφ są prawdopodobnie zaangażowane w zmniejszanie reakcji zapalnej, a nie jej utrwalanie.
Co ciekawe, niedawno zidentyfikowaliśmy obecność Gφ w blaszkach miażdżycowych u ludzi. (w przygotowaniu). Jednak wiele pytań pozostaje jeszcze nierozwikłanych. Na przykład, czy Gφ są pro- czy przeciwzapalne? Jakie czynniki decydują o ich powstawaniu i funkcjonowaniu in vitro lub in vivo? Która konkretna subpopulacja neutrofili jest ich komórką prekursorową, która ułatwia ich rozwój do Gφ? Czy są one związane z pewnymi patologiami, a które z nimi? Zbiorowo, stawiając interesujące pytania dotyczące ich pochodzenia i potencjalnych funkcji.
Należy jednak pamiętać o krytycznych krokach i pułapkach w protokole. Kluczowym krokiem w rozwoju Gφ jest hodowla czystych neutrofili w pożywce pozbawionej cytokin, czynników wzrostu lub antybiotyków. Kolejnym krytycznym krokiem jest wykluczenie, że Gφ rozwijają się z zanieczyszczających monocytów i ustalenie neutrofilowego pochodzenia Gφ. Tak więc, po separacji krwi za pomocą nieciągłego gradientu, neutrofile poddano dodatkowemu etapowi oczyszczania za pomocą cytometrii przepływowej z wykorzystaniem bramkowania granulocytów i markerów CD15+/CD14- . Opracowane Gφ uzyskane z neutrofili, które zostały dodatkowo oczyszczone przez separację metodą cytometrii przepływowej, nie różniły się od tych, które nie zostały poddane temu etapowi oczyszczania. Dlatego większość eksperymentów przeprowadzono bez etapu oczyszczania metodą cytometrii przepływowej ze względu na dodatkową utratę komórek. Warto zauważyć, że w niektórych rzadkich przypadkach w kulturze odnotowano niektóre eozynofile. Ich wielkość pozostała niezmieniona przez cały okres kultury. Powinniśmy również zauważyć, że chociaż istnieje wiele metod separacji neutrofili od ludzkiej krwi, opisana tutaj metoda jest jedyną zastosowaną przez nas metodą i dlatego nie możemy porównywać rozwoju Gφ z innymi dostępnymi metodami separacji neutrofili.
Poważna pułapka w badaniu Gφ wynika z niemożności uzyskania wystarczającej liczby czystej populacji Gφ odpowiedniej do różnych testów biochemicznych. Jest to w zasadzie niemożliwe w warunkach, w jakich przeprowadzano nasze eksperymenty. Po pierwsze, wydajność Gφ jest niska. Od 1,0 x 106 PMN wysianych około 100 - 200 Gφ rozwija się po siedmiu dniach w hodowli, w zależności od dawcy krwi. Po drugie, w tej chwili w zasadzie trudno jest oddzielić rozwinięte w kulturze Gφ od pozostałych szczątków neutrofili w naczyniu. Ograniczenia te praktycznie uniemożliwiły analizę komórek metodami biochemicznymi lub biologii molekularnej. Dlatego protokół ten koncentruje się na opisie identyfikacji i funkcji Gφ za pomocą mikroskopii świetlnej i konfokalnej. Ich morfologiczna transformacja z neutrofili do Gφ w hodowli była również śledzona za pomocą obrazowania żywych komórek i mikroskopii poklatkowej. 14 Wydaje się, że do zastosowania metod biologii biochemicznej lub biologii molekularnej i przezwyciężenia niskiej wydajności uzyskanej oraz oddzielenia żywotnych Gφ od szczątków neutrofili w naczyniu może być potrzebne znacznie większe objętości krwi.
Podsumowując, niedawno po raz pierwszy opisaliśmy rozwój Gφ w kulturze, subpopulacji długowiecznych fagocytów pochodzenia neutrofilowego. Dlatego jest to jedyna obecnie dostępna metoda otrzymywania Gφ w hodowli, chociaż należy przezwyciężyć dwa główne ograniczenia wymienione powyżej (niska wydajność Gφ uzyskanego w kulturze i niemożność oddzielenia rozwiniętego Gφ od szczątków neutrofili w szalce hodowlanej). Mimo to ich przygotowanie i identyfikacja, przedstawione w tym protokole, jest niezbędne dla naukowców zainteresowanych reakcjami zapalnymi oraz biologią i plastycznością neutrofili, w celu dalszego zbadania potencjalnego znaczenia i funkcji Gφ.

Wielojądrowe neutrofile (PMN) stanowią najliczniejszą populację leukocytów we krwi, pełniąc rolę pierwszej linii obrony przed naciekającymi patogenami poprzez produkcję szerokiego spektrum cząsteczek cytotoksycznych. Tradycyjny pogląd zakładał, że są to krótko żyjące, wyspecjalizowane fagocyty krążące we krwi, które jako pierwsze docierają do miejsc ostrego stanu zapalnego, aby zwalczać infekcje oraz pomagać w usuwaniu patogenów i szkodliwych cząsteczek.1 W stanie nieaktywowanym neutrofile są konstytutywnie zaprogramowane do apoptozy. Podczas migracji z krwi do ognisk zapalnych neutrofile ulegają aktywacji w celu wygaszenia stanu zapalnego. Fagocytują i zabijają naciekające mikroorganizmy, produkując szereg cząsteczek cytotoksycznych, takich jak reaktywne formy tlenu (ROS), enzymy lityczne, m.in. elastazę neutrofilową (NE) i katepsyny o silnym działaniu mikrobójczym. Aby uwięzić patogeny, neutrofile uwalniają również zewnątrzkomórkowe pułapki neutrofilowe (NETs), które składają się z nici chromatyny jądrowej zawierających peptydy przeciwbakteryjne i różne enzymy lityczne. Jednak niekontrolowane uwalnianie tych cząsteczek cytotoksycznych z neutrofili może również podtrzymywać odpowiedzi zapalne i prowadzić do uszkodzenia otaczających tkanek.2 Dlatego skuteczne usuwanie apoptotycznych neutrofili przez makrofagi (Mϕ) i komórki dendrytyczne (DC) jest kluczowe dla wygaszenia stanu zapalnego.3,4,5,6
W ostatnich latach staje się jednak coraz bardziej oczywiste, że neutrofile są komórkami niezwykle wszechstronnymi, których funkcje wykraczają daleko poza fagocytozę i zabijanie patogenów.6,7 Dzięki procesom primingu lub aktywacji, plastyczność neutrofili stopniowo zyskuje uznanie. Wykazano na przykład, że neutrofile poddane działaniu bakterii i mykobakterii wydzielają interleukinę (IL)-10 i kontrolują odpowiedź zapalną, co sugeruje obecność odpowiedzi immunoregulacyjnych.8 Wykazano, że neutrofile pomitotyczne mogą transdiferencjować w komórki typu Mϕ lub komórki typu DC, trawiąc i prezentując fragmenty antygenów pod wpływem cytokin i czynników wzrostu,9,10 pełniąc tym samym kluczową rolę w integrowaniu odpowiedzi wrodzonej i nabytej.3,6 Aktywacja czynnikami wzrostu promowała pochłanianie apoptotycznych neutrofili lub szczątków komórkowych, co ułatwiało usuwanie zanieczyszczeń z miejsc zapalnych oraz wygaszanie stanu zapalnego,3,9 szczególnie w sytuacjach, gdy system oczyszczania Mϕ/DC jest niewystarczający lub przeciążony,11,12 co sugeruje potencjalną „samoregulację” pomagającą w rozdzieleniu odpowiedzi zapalnej. Wynika to z faktu, że apoptoza jest formą regulowanej śmierci komórkowej, która może hamować pozakomórkowe uwalnianie związków cytotoksycznych, a tym samym zapobiegać uszkodzeniu sąsiednich tkanek.6
Wydłużone przeżycie jest kolejną cechą aktywacji neutrofili, co zostało wykazane poprzez zastosowanie różnych czynników pochodzenia gospodarza, takich jak czynnik stymulujący kolonie granulocytów (G-CSF), czynnik stymulujący kolonie granulocytów i makrofagów (GM-CSF), cytokiny zapalne, takie jak interferon (IFN)-γ, czynnik martwicy nowotworu (TNF)-α oraz/lub produkty pochodzenia patogenów, co pozwala neutrofilom modulować odpowiedź przeżyciową.6 W rzeczywistości przeżycie neutrofili jest warunkiem wstępnym ich plastyczności i wiąże się z ich zdolnością do fagocytozy.6,13 Wykazano również, że wiąże się ono ze zmianami fenotypowymi i funkcjonalnymi, które zależały od zwiększonej ekspresji genów poprzez indukcję syntezy nowych białek zaangażowanych w wydłużenie czasu życia neutrofili oraz zmniejszenie apoptozy.10
W przeciwieństwie do neutrofili, które żyją krótko i konstytutywnie ulegają apoptozie w hodowli, lub opisanych powyżej neutrofili aktywowanych cytokinami/czynnikami wzrostu, które mają wydłużony czas życia, zidentyfikowaliśmy niedawno nową, niewielką subpopulację neutrofili, która rozwija się spontanicznie w przedłużonych standardowych warunkach hodowli z nowo wyizolowanych neutrofili ludzkiej krwi, bez zewnętrznego dodawania cytokin lub czynników wzrostu.14 Komórki te, pochodzące z neutrofili i wcześniej nieopisane w literaturze, nazwano fagocytami olbrzymimi (Gϕ). Gϕ mają wydłużony czas życia w hodowli, są w pełni rozwinięte w ciągu 5-7 dni i charakteryzują się unikalnymi cechami morfologicznymi, ekspresją fenotypową oraz funkcjami. Są one znacznie powiększone z powodu autofagocytozy szczątków martwych neutrofili, są wakuolizowane i zawierają fagolizosomy. Gϕ wykazują ekspresję specyficznego markera ziarnistości neutrofili – klastra różnicowania (CD)66b, markerów ziarnistości azurofilnych – CD63 i mieloperoksydazy (MPO) oraz dodatkowych markerów neutrofili, takich jak CD11b, NE, CD15, podjednostek NADPH oksydazy gp91-phox i p22-phox oraz markera autofagii – LC3BII.14,15 Funkcjonalnie aktywnie pochłaniają kuleczki lateksowe i cząsteczki zymosanu oraz generują ROS w odpowiedzi na stymulację zymosanem i forbolem 12-mirystynianem 13-octanem (PMA). Co ciekawe, w przeciwieństwie do świeżych neutrofili, Gϕ intensywnie wykazują również ekspresję receptorów scavengerowych CD68 i CD36, pochłaniają utlenione lipoproteiny o niskiej gęstości (oxLDL) i generują ROS w odpowiedzi na stymulację oxLDL. Ponadto Gϕ są pozbawione markerów linii monocytowej CD14, CD16 i CD163 oraz markerów dendrytycznych CD1c i CD141. Co więcej, fagocytoza, autofagia oraz prawdopodobnie funkcjonalna NADPH oksydaza są warunkami niezbędnymi do ich rozwoju. Wskazuje na to fakt, że inhibitor fagocytozy cytochalazyna B, inhibitory autofagii 3-metyloadenina (3-MA) i bafilomycyna (BafA1) oraz inhibitor NADPH oksydazy – jodki diphenylenowe (DPI) – zapobiegały ich rozwojowi. Dodatkowo kokultury monocytów/neutrofili, jak i ekspozycja na przerywaną hipoksję utrudniały ich rozwój, podczas gdy adaptacja neutrofili do trwałej hipoksji była wyraźna.14,15 Sugerowany mechanizm ich rozwoju w hodowli przedstawiono na Rysunku 1. Protokół w niniejszej pracy opisuje krok po kroku przygotowanie Gϕ z nowo wyizolowanych krążących neutrofili ludzkiej krwi, ich rozwój, identyfikację oraz niektóre podstawowe charakterystyki. Protokół ten może być wykorzystany do dalszych badań i odkrywania szerokiego spektrum oraz ról tych nowo opisanych i intrygujących Gϕ pochodzących z neutrofili, w celu scharakteryzowania ich znaczenia i potencjalnych funkcji.
<img alt="Proces apoptozy neutrofili, schemat; przedstawia apoptozę, szczątki apoptyczne oraz neutrofile olbrzymie." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schematyczne przedstawienie rozwoju komórek olbrzymich w 7-dniowych kulturach neutrofili. Sugeruje się, że w miejscach stanu zapalnego (1) neutrofile ulegają apoptycznej śmierci komórkowej i (2) uwalniają otoczone błoną fragmenty zawierające szczątki jądrowe, ziarnistości (kropki zielone i czerwone) oraz inne składniki subkomórkowe, które uruchamiają mechanizmy autofagii. (3) Fagocyty olbrzymie (Gϕ) rozwijają się w długoterminowych kulturach neutrofili pozbawionych cytokin lub czynników wzrostu poprzez internalizację ciał apoptotycznych i szczątków neutrofili, zachowując przy tym funkcjonalnąy NADPH oksydazę. Charakteryzują się one różnymi markerami neutrofilowymi CD66b+/CD63+/MPO+/ CD15+/CD11b+/NE, dużymi fagosomami zawierającymi ziarnistości i szczątki komórkowe oraz receptorami scavenger CD36 i CD68. Gϕ są głównie komórkami jednojądrowymi, zdolnymi do internalizacji również różnych cząsteczek i utlenionego LDL oraz do generowania ROS. Błony wakuoli wypełniających Gϕ zawierają LC3B (zaznaczone na ciemnoniebiesko), marker błony autofagosomu, co sugeruje ścisły związek między autofagią a formowaniem się fagocytów olbrzymich. Gϕ nie rozwijają się w medium zawierającym GM-CSF/IL-4. Ponadto inhibitory, takie jak inhibitor NADPH oksydazy – jodopek diphenylenowy (DPI), inhibitory autofagii 3-metyladenina (3-MA) i bafilomycyna (BafA1) oraz inhibitor fagocytozy cytochalazyna B (Cyto. B), znoszą ich powstawanie. (4) Potencjalne funkcje Gϕ in vivo mogą obejmować właściwości przeciw- lub prozapalne oraz udział w procesach miażdżycowych (rysunek oparty na naszych wynikach14,15 i zmodyfikowany z towarzyszącego komentarza redakcyjnego Bertona20). <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

<table><tbody><tr><td>Sterylny zestaw żył skóry głowy (21GX3/4)&nbsp;</td><td>Biodiagnostyka Sp. z o.o.</td><td># 20080312</td><td>Igła do żyły</td></tr><tr><td>VACUETTE HOLDEX Jednorazowy uchwyt PP</td><td>Greiner Bio-One</td><td># 450263</td><td>Do zabezpieczania podczas nakłucia żyły&nbsp;</td></tr><tr><td>Probówka VACUETTE K3E K3EDTA (16 x 100/9 mL)</td><td>Greiner Bio-One</td><td># 455036</td><td>Sterylna probówka do pobierania krwi</td></tr><tr><td>Nunclon MultiDish (24 dołki x 1 ml)</td><td>Thermo Scientific</td><td># 142475</td><td></td></tr><tr><td>Polipropylenowa stożkowa probówka wirówkowa (50 ml)</td><td>Greiner Bio-One</td><td># E14103PJ</td><td></td></tr><tr><td>Transwell-24 studzienka (test transmigracji)</td><td>Corning</td><td># CA-3415</td><td>Membrana poliwęglanowa, średnica 6,5 mm, 3 &mu; m pory)&nbsp;</td></tr><tr><td>RPMI-1640 medium</td><td>BioIndustries</td><td># 01-100-1A</td><td>Nie dodawaj antybiotyków&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>EA.hy926 (CRL2922 ATCC)&nbsp; &nbsp;</td><td>BioIndustries</td><td># CRL-2922</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco opracowany przez ATCC s&nbsp; Zmodyfikowany orzeł" s Medium</td><td>BioIndustries</td><td># 302002</td><td>kompletne podłoże</td></tr><tr><td>wzrostowe Polisaroza - Histopaque1119</td><td>Sigma-Aldrich</td> <td># 1119-1</td><td>Polisaroza klasy kulturowej</td></tr><tr><td>tkankowej - Histopaque1077</td><td>Sigma-Aldrich</td> <td># 1077-1</td><td>Klasa kultury tkankowej&nbsp;</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) - bez jonów</td><td>BioIndustries</td><td># 02-023-1A</td><td>Klasa biologii komórki i biologii molekularnej</td></tr><tr><td>Inaktywowana termicznie Surowica cielęca płodu (HI-FCS)</td><td>BioIndustries</td><td># 04-121-1B</td><td>Klasa biologii komórki lub klasa hodowli tkankowej, niska klasa LPS</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td> <td># S3014</td><td>Klasa biologii molekularnej, odpowiednia do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd, 16%</td> <td>Mikroskopia elektronowa Nauki</td><td># 15710</td><td>Klasa bologii komórkowej lub klasa hodowli tkankowej (tylko 16% PFA)</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td># 9002-93-1</td><td>Klasa biologii molekularnej&nbsp;</td></tr><tr><td>Normalna surowica kozia</td><td>BioIndustries</td><td># 04-009-1</td><td>Biologia komórki i biologia molekularna klasa</td></tr><tr><td>Trypan blue</td><td>BioIndustries</td><td># 031021B</td><td>Klasa hodowli tkankowej&nbsp;</td></tr><tr><td>Może-Gr&uuml; nwald</td><td>Sigma-Aldrich</td><td># MG500</td><td>Klasa biologii komórki-(procedura nr GS-10)</td></tr><tr><td>Zestaw barwników Giemsa</td><td>Sigma</td> <td># 48900</td><td>Klasa biololgii komórek-(procedura nr GS-10)</td></tr><tr><td>Fibronectin</td><td>BioIndustries</td><td># 03090105</td><td></td></tr><tr><td>Ludzka interleukina-8 (CXCL8)</td><td>PeproTech</td><td># 200-08-5</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD14 (klon 5A3B11B5)</td><td>Santa Cruz Biotechnologies</td><td># sc-58951</td><td>Mysz IgG2b; wyrażony przez&nbsp; monocyty</td></tr><tr><td>Anty-CD63 (klon MX-49.129.5)</td><td>Santa Cruz Biotechnologies</td><td># sc-5275</td><td>Mysz IgG1; wyrażony przez neutrofile</td></tr><tr><td>Anty-CD66b (klon 80H3)</td><td>AbD Serotec</td><td># MCA216</td><td>Mysz IgG1; wyrażony przez neutrofile</td></tr><tr><td>Anty-CD1c (BDCA-1) (klon AD5-8E7)</td><td>MACS Miltenyi Biotec</td><td># 130-090-695</td><td>Mysz IgG2a; wyrażony przez&nbsp; komórki dendrytyczne</td></tr><tr><td>Anty-CD15 (klon MY-1)</td><td>Abcam</td><td># ab754</td><td>Mysia IgM; wyrażane przez neutrofile</td></tr><tr><td>Łańcuch lekki antycytochromu b-245 (p22-phox) (klon 44.1)</td><td>BioLegend</td><td># 650001</td><td>IgG2a myszy; rozpoznawanie kompleksu oksydazy neutrofilowej NADPH</td></tr><tr><td>Białko anty-CD68</td><td>Tech</td><td># 16192-1-AP</td><td>IgG królika; rozpoznanie receptora wymiatającego oxLDL&nbsp;</td></tr><tr><td>Anty-LC3B</td><td>Sigma</td><td># L7543</td><td>Królik IgG&nbsp;</td></tr><tr><td>Anty-mieloperoksydaza</td><td>Abcam</td><td># ab45977</td><td>IgG królika</td></tr><tr><td>Elastaza antyneutrofilowa</td><td>Calbiochem</td><td># 481001</td><td>IgG królika&nbsp;</td></tr><tr><td>Anty-NOX2 (gp91-phox)</td><td>Abcam</td><td># ab131083</td><td>IgG królika</td></tr><tr><td>anty-CD36 (SR-B3)</td><td>Novus Biologicals</td><td># NB400-144</td><td>IgG</td></tr><tr><td>królika oczyszczona mysz IgG1, &kappa; Kontrola izotypu (klon MG1-45)</td><td>BioLegend</td><td># 401401</td><td>Przeciwciało stosowane jako kontrola izotypu</td></tr><tr><td>Oczyszczona mysz IgG2a, &kappa; Kontrola izotypu (klon MOPC-173)</td><td>BioLegend</td><td># 400263</td><td>Przeciwciało stosowane jako kontrola izotypu</td></tr><tr><td>Normalna królicza IgG</td><td>Santa Cruz Biotechnologies</td><td># sc-2027</td><td>Przeciwciało stosowane jako kontrola izotypu</td></tr><tr><td>CF488A Kozia anty-królicza IgG (H+L)</td><td>Biotium&nbsp;</td><td># 20012</td><td>Anti-Rabbit IgG z zielonym barwnikiem fluorescencyjnym CF488A</td></tr><tr><td>CF647 Kozia IgG Anty-Królicza (H+L)</td><td>Biotium&nbsp;</td><td># 20043</td><td>Anti-Rabbit IgG z czerwonym barwnikiem fluorescencyjnym CF647</td></tr><tr><td>CF488A Kozia IgG Anty-Mysia IgG (H+L)</td><td>Biotium&nbsp;</td><td># 20010</td><td>Anti-Mouse IgG z zielonym barwnikiem fluorescencyjnym CF488A</td></tr><tr><td>CF647 Goat Anti-Mouse IgG (H+L)</td><td>Biotium&nbsp;</td><td># 20040</td><td>Anti-Mouse IgG z czerwonym barwnikiem fluorescencyjnym CF647</td></tr><tr><td>Fluorescencyjne podłoże montażowe z DAPI</td><td>Vectashield H-1000; Vector Lab Inc.</td><td># E19-18</td> Konfokalny laserowy mikroskop skaningowy <td>do barwienia jądrowego</td></tr><tr><td>(LSM 700)&nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td>Carl Zeiss</td><td>Ser.# 3523000380</td><td>Cel olejku immersyjnego Plan Apo 40X&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Zeiss CLSM (ZEN 2010)</td><td>Carl Zeiss MicroImaging GmbH</td><td>wersja 6.0</td><td>Do analizy kolokalizacyjnej</td></tr><tr><td>Oprogramowanie ImageJ</td><td>Wayne Rasband, NIH, USA</td><td>wersja 1.49k</td><td>Do oznaczania powierzchni komórek i intensywności fluorescencji</td></tr><tr><td>Mikroskop świetlny (Axiovert 25)</td><td>Carl Zeiss</td><td>Ser.# 201060153</td><td>Badanie komórek w hodowli</td></tr><tr><td>Wirówka (Megafuge 1.0 R)</td><td>Heraeus Instruments</td><td># D-37520</td><td>Separacja komórek od krwi; przygotowanie cytospinów</td></tr><tr><td>Odwrócony mikroskop fluorescencyjny (Zeiss Axio Observer Z.1)</td><td>Carl Zeiss</td><td>Ser.# 3834001470</td><td>Demonstracja rozwoju gigantycznych fagocytów</td></tr><tr><td>System inkubacji z kontrolowaną temperaturą (Cube& Box)</td><td>Life Imaging Services</td><td></td><td>System kontroli temperatury dla mikroskopów</td></tr><tr><td>Wysoki&nbsp; Cyfrowa kamera CCD o rozdzielczości (AxioCam HRm)</td><td>Carl Zeiss</td><td>Ser.# 117090279</td><td>Do przechwytywania danych obrazowych o wysokim kontraście z badanych obiektów komórkowych</td></tr><tr><td>Długopis bariery hydrofobowej (Elite PAP Pen)</td><td>Diagnostic Biosystems</td><td># K039</td><td>Do określania obwodu komórek do barwienia immunofluorescencyjnego</td></tr></tbody></table>

opracowanie i identyfikacja nowej subpopulacji ludzkich fagocytów olbrzymich pochodzących z neutrofili in vitro

Development and Identification of a Novel Subpopulation of Human Neutrophil-derived Giant Phagocytes In Vitro

Neutrofile (PMN) są najbardziej znane ze swoich funkcji fagocytarnych przeciwko atakującym patogenom i mikroorganizmom. Mają najkrótszy okres półtrwania wśród leukocytów, a w stanie nieaktywowanym są konstytutywnie zaangażowane w apoptozę. Po rekrutacji do miejsc zapalnych w celu rozwiązania stanu zapalnego, wytwarzają szereg cząsteczek cytotoksycznych o silnym działaniu przeciwbakteryjnym. Jednak gdy te silne cząsteczki cytotoksyczne są uwalniane w niekontrolowany sposób, mogą uszkodzić otaczające tkanki. Jednak w ostatnich latach coraz częściej potwierdza się wszechstronność neutrofili, wykazując plastyczność i funkcje immunoregulacyjne. Niedawno zidentyfikowaliśmy nową subpopulację pochodzącą z neutrofili, która rozwija się spontanicznie w standardowych warunkach hodowli bez dodatku cytokin / czynników wzrostu, takich jak czynnik stymulujący tworzenie kolonii granulocytów (GM-CSF) / interleukina (IL)-4. Ich zdolności fagocytarne pozostałości neutrofili w dużej mierze przyczyniają się do ogromnego zwiększenia ich rozmiaru; dlatego nazwano je gigantycznymi fagocytami (Gφ). W przeciwieństwie do neutrofili, Gφ są długowieczne w kulturze. Wyrażają one klaster markerów różnicowania (CD) neutrofili CD66b/CD63/CD15/CD11b/mieloperoksydaza (MPO)/elastaza neutrofilowa (NE) i są pozbawione markerów linii monocytowej CD14/CD16/CD163 i markerów dendrytycznych CD1c/CD141. Pobierają również lateks i zymozan i reagują wybuchem oksydacyjnym na stymulację opsonizowanym zymozanem i PMA. Gφ wyrażają również receptory zmiataczy CD68 / CD36 i, w przeciwieństwie do neutrofili, internalizują utlenioną lipoproteinę o niskiej gęstości (oxLDL). Co więcej, w przeciwieństwie do świeżych neutrofili lub hodowanych monocytów, reagują na wychwyt oxLDL zwiększoną produkcją reaktywnych form tlenu (ROS). Dodatkowo fagocyty te zawierają wakuole pokryte białkiem lekkim 3B (LC3B) związanym z mikrotubulami, co wskazuje na aktywację autofagii. Stosując specyficzne inhibitory, oczywiste jest, że zarówno fagocytoza, jak i autofagia są warunkami wstępnymi ich rozwoju i prawdopodobnego ROS zależnego od oksydazy NADPH. Opisujemy tutaj metodę przygotowania tej nowej subpopulacji długowiecznych komórek fagocytarnych pochodzących z neutrofili w hodowli, ich identyfikację i obecnie znane cechy. Protokół ten jest niezbędny do uzyskania i scharakteryzowania Gφ w celu dalszego zbadania ich znaczenia i funkcji.

Autofagocytoza i rozwój neutrofili w hodowli
Autofagocytoza neutrofili oraz ich przekształcanie się w Gϕ w ciągu 7 dni hodowli zostało przedstawione w Rycina 3 i 4W dniach 4–7 ich rozmiar znacznie się zwiększył.,15 autofagosytoza była widoczna już 90 min po ko-kulturze neutrofili z barwnikami membranowymi fluorescencyjnymi (PKH-26, czerwony; PKH-67, zielony).14 Jako kontrolę dla tej subpopulacji neutrofili, część kultur neutrofili poddano również działaniu GM-CSF/IL-4. Komórki traktowane cytokinami zwiększyły swój rozmiar w ciągu 7–14 dni hodowli, zgodnie z wcześniejszymi opisami.18,19 Jednak były one mniejsze od Gϕ i posiadały wypustki cytoplazmatyczne przypominające komórki typu DC (Rysunek 5), zgodnie z wcześniejszymi doniesieniami Oehlera i wsp..19 Ponadto komórki traktowane GM-CSF/IL-4 nie wykazywały ekspresji CD66b lub wykazywały jej niski poziom,15 wyraźnie wykazując również różnice morfologiczne i potencjalnie funkcjonalne.
<img alt="Mikroskopia time-lapse, fluorescencja komórkowa, schemat; śledzenie lokalizacji białek, markery czerwono-zielone." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Autofagocytoza w rozwijających się gigantycznych fagocytach (Gϕ) w hodowli. Świeżo wyizolowane, oczyszczone neutrofile zostały w czasie zero oznakowane fluorescencyjnymi barwnikami błonowymi PKH-67 (zielony) lub PKH-26 (czerwony), a następnie poddane współhodowli i obserwacji przez siedem dni. Komórki naniesiono na szkiełka przedmiotowe za pomocą wirowania, jądra barwiono DAPI, a próbki analizowano za pomocą mikroskopii konfokalnej. Autofagocytoza jest zauważalna już po 90 min współhodowli. Połączenie koloru czerwonego i zielonego w żółty i pomarańczowy jest wyraźnie widoczne w rozwijających się Gϕ. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Proces różnicowania komórek w ciągu siedmiu dni, obrazy mikroskopowe, zmiany morfologii komórkowej, skala 20 μm." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Rozwój gigantycznych fagocytów (Gϕ) w hodowli. Świeżo wyizolowane, oczyszczone neutrofile monitorowano przez 7 dni w hodowli. Komórki wirowano na szkiełka przedmiotowe w określonych odstępach czasu, barwiono metodą May-Grunwalda-Giemsy i analizowano za pomocą mikroskopii pola jasnego. Dla porównania przedstawiono osobę z niewielką liczbą eozynofilów. Należy zauważyć, że wielkość eozynofilów w hodowli pozostaje bez zmian. Powiększenie 100X, imersja olejowa. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig4large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Barwienie May-Grunwald-Giemsa; mikroskopia fluorescencyjna komórek traktowanych GM-CSF/IL-4, skala 20 μm." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig5.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Porównanie rozwoju gigantycznych fagocytów (Gϕ) i neutrofili traktowanych GM-CSF/IL w hodowli. (A) Neutrofile barwione metodą May-Grunwald-Giemsa hodowane bez (Gϕ) i z GM-CSF/IL-4 przez 7 dni. Próbki analizowano za pomocą mikroskopii w polu jasnym. Powiększenie, X40. Komórki rozwinięte w hodowlach w pożywce uzupełnionej o GM-CSF/IL-4 wykazują liczne wypustki cytoplazmatyczne, lecz są mniejsze niż Gϕ. (B) Świeżo izolowane neutrofile oznakowano barwnikiem PKH-26 (czerwony) i hodowano w pożywce bez cytokin przez 7 dni lub oznakowano barwnikiem PKH-67 (zielony) i hodowano w pożywce uzupełnionej o GM-CSF/IL-4 przez 7 dni. Następnie rozwinięte komórki zmieszano w stosunku 1:1 i poddano współhodowli przez 2 hr. Komórki utrwalono i przeanalizowano za pomocą mikroskopii konfokalnej. Rycina została zmodyfikowana na podstawie publikacji15. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Aby dokładniej zbadać przebieg rozwoju Gϕ, ich zmiany morfologiczne monitorowano również za pomocą mikroskopii poklatkowej. Video-1 (dzień 3 do dnia 4) oraz video-2 (dzień 4 do dnia 5) przedstawiają ich rozwój w oczyszczonych kulturach neutrofili. Komórki Gϕ te są nieprzylegające lub słabo przylegające, o ograniczonej zdolności do ruchu, i aktywnie pochłaniają otaczające szczątki oraz debris neutrofili. W video-3 porównano ruch Mϕ pochodzących z monocytów oraz Gϕ w mieszanej kulturze monocytów i neutrofili. Mϕ aktywnie pełza (po lewej, nieznakowana komórka). Gϕ (po prawej) to jasno świecąca komórka znakowana PKH-26.
<img alt="Obraz mikroskopowy komórek, pokazujący strukturę komórkową w skali szarości, analiza badań biologicznych." src="/files/ftp_upload/54826/54826mov1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Wideo-1: Prezentacja rozwoju gigantycznych fagocytów w oczyszczonych kulturach PMN w dniach 3. - 4. za pomocą mikroskopii poklatkowej.Neutrofile monitorowano w kulturze od 3. do 4. dnia przy użyciu mikroskopii poklatkowej. System mikroskopii poklatkowej składa się z odwróconego zmotoryzowanego mikroskopu fluorescencyjnego oraz czarno-białej kamery CCD o wysokiej rozdzielczości z inkubatorem na stoliku przedmiotowym. Przechwytywanie obrazów w trybie poklatkowym odbywało się co 10 min. Pierwotnie opublikowano w źródle14 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54826/Video-1.mpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby obejrzeć to wideo.</a>
<img alt="Obraz mikroskopowy monowarstwy komórek ilustrujący morfologię komórek do badań biologicznych." src="/files/ftp_upload/54826/54826mov2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 1"> 
Wideo 2: Przedstawia rozwój gigantycznych fagocytów w oczyszczonej kulturze PMN w dniach 4. – 5. za pomocą mikroskopii poklatkowej. Neutrofile monitorowano w hodowli od 4. do 5. dnia za pomocą mikroskopii poklatkowej. System mikroskopii poklatkowej składa się z odwróconego zmotoryzowanego mikroskopu fluorescencyjnego oraz czarno-białej kamery CCD o wysokiej rozdzielczości, z inkubatorem na stoliku przedmiotowym. Akwizycja obrazów w trybie poklatkowym odbywała się co 10 min. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54826/Video-2.mp4" target="_blank">Prosimy o kliknięcie tutaj, aby obejrzeć ten film.</a>
<img alt="Obraz mikroskopowy mikroorganizmów, struktur komórkowych, analiza mikroskopowa, badania biologiczne." src="/files/ftp_upload/54826/54826mov3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Wideo-3: Gigantyczny fagocyt i makrofag rozwinięte w ko-kulturze. Ko-kulturę monocytów/neutrofili monitorowano od 4. do 5. dnia za pomocą mikroskopii time-lapse. Makrofag pochodzenia monocytarnego (po lewej); jasny (komórka barwiona PKH-26) gigantyczny fagocyt pochodzenia neutrofilnego (po prawej). System mikroskopii time-lapse wykorzystany w wideo składa się z odwróconego zmotoryzowanego mikroskopu fluorescencyjnego oraz czarno-białej kamery CCD o wysokiej rozdzielczości z inkubatorem na stole mikroskopu. Akwizycja obrazów w trybie time-lapse odbywała się co 10 min. Pierwotnie opublikowano w referencji14 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54826/Video-3.mp4" target="_blank">Kliknij tutaj, aby obejrzeć to wideo.</a>
Ekspresja markerów w fagocytach olbrzymich
Neutrofilne pochodzenie Gϕ potwierdzono poprzez pozytywną ekspresję następujących markerów neutrofili: CD66b/CD63/MPO/NE/CD15 (Rysunek 6). Gϕ wykazywały również ekspresję NADPH oksydazy, receptorów scavenger dla oxLDL – CD68 i CD36, a także zawierały wakuole i agregaty pokryte LC3B (zidentyfikowane metodą Western blotting jako LC3BII15), co świadczy o obecności markera autofagii. Jednakże komórki te były negatywne pod kątem markerów linii monocytarnej (CD14, CD16 i CD163) oraz komórek dendrytycznych (CD1c i CD141), co sugeruje, że Gϕ nie powstały z zanieczyszczających próbkę monocytów.
<img alt="Markery ziarnistości neutrofili, obrazy z mikroskopii immunofluorescencyjnej, uwydatniające białka komórkowe." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig6.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Ekspresja różnych markerów neutrofili, monocytów i komórek dendrytycznych w gigantycznych fagocytach (Gϕ) po 7 dniach hodowli. Pozytywna ekspresja swoistego dla neutrofili markera ziarnistości CD66b, markerów ziarnistości azurofilnych CD63 i MPO, elastazy neutrofilowej oraz CD15. Negatywna ekspresja markerów CD1c i CD141 komórek dendrytycznych oraz markerów linii monocytowej CD14, CD16 i CD163. Dodatkowo Gϕ wykazywały ekspresję markera autofagii LC3B, receptorów scavenger CD68 i CD36 oraz podjednostek NADPH oksydazy gp91-phox/p22-phox. Jądra komórkowe barwiono DAPI, a próbki analizowano za pomocą mikroskopii konfokalnej. Rysunek zmodyfikowano na podstawie referencji14,15. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Funkcje Gϕ – aktywacja NADPH oksydazy, produkcja ROS i fagocytoza:
Fagocytoza kulek lateksowych oraz opsonizowanego zymosanu była widoczna w Gϕ. Gϕ generowały również podstawowy poziom ROS (Ryc. 7A) i reagowały na stymulację zymosanem oraz PMA poprzez wyrzut oksydacyjny (Ryc. 7B-D). Jednak w przeciwieństwie do monocytów lub neutrofili, Gϕ generowały ROS również w odpowiedzi na stymulację oxLDL i były barwione Oil Red O (Ryc. 7B, F). Warto zauważyć, że traktowanie świeżych neutrofili inhibitorem NADPH oksydazy – DPI, nie tylko hamowało produkcję ROS, ale także zapobiegało tworzeniu się Gϕ w hodowli, co sugeruje, że sygnalizacja ROS jest niezbędna do powstawania Gϕ.14,15
<img alt="Mikroskopia fluorescencyjna komórek poddanych działaniu preparatów; barwienie na ROS i LysoTracker, testy fagocytozy." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig7.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Przerzut tlenowy, fagocytoza i wychwyt oxLDL przez gigantyczne fagocyty (Gϕ). (A) W lizosomach Gϕ widoczna jest bazalna produkcja ROS. (B) Produkcja ROS w odpowiedzi na utlenione LDL (oxLDL), PMA i zymosan (cząsteczki zymosanu są wyraźnie zaznaczone). (C) Test nitrobłękitu tetrazolium (NBT) w Gϕ wykazujący aktywność przerzutu oddechowego bez i z dodatkiem PMA (preparaty są niebarwione, natomiast wstawki są barwione metodą May-Grünwalda-Giemsy). (D) Test NBT i Gϕ barwione metodą May-Grünwalda-Giemsy z dodatkiem PMA oraz PMA/DPI, który hamował oksydazę NADPH i ROS. (E) Fagocytoza lateksu i zymosanu opsonizowanego IgG w komórkach barwionych PKH-26 (czerwony). (F) Barwienie Oil Red O w Gϕ nieleczonych oraz traktowanych oxLDL. Rycina została zmodyfikowana na podstawie referencji14,15 <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Transmigracja PMN przez komórki śródbłonka
W celu zidentyfikowania potencjalnych subpopulacji neutrofili, z których mogą powstać Gϕ, określono migrację neutrofili przez monowarstwy komórek śródbłonka (Rysunek 8A). Po 90 min 62,3 ± 12,2% neutrofili przemiegrowało przez komórki śródbłonka w kierunku IL-8 w dolnej komorze. Należy odnotować, że Gϕ wykazujące pozytywny wynik dla CD66b/CD15/LC3B rozwinęły się wyłącznie z populacji neutrofili, które przemiegrowały, natomiast komórki powstałe z frakcji neutrofili niemigrujących były mniejsze i negatywne pod kątem markerów neutrofilowych CD66b/CD15 (Rysunek 8B, 8C).
<img alt="Schemat transmigracji; wpływ IL-8 na neutrofile. Obrazy konfokalne: ekspresja LC3B/CD66b, CD15." src="/files/ftp_upload/54826/54826fig8.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8: Wpływ zależnej od IL-8 transmigracji PMN przez komórki śródbłonka na powstawanie gigantycznych fagocytów (Gϕ). (A) Schemat ilustrujący test transmigracji neutrofili przez monowarstwy komórek śródbłonka (ECs) w kierunku IL-8. Test ten może być uznany za model rekrutacji neutrofili do miejsc ostrego stanu zapalnego. (B-C) W teście migracji komórek (opisanym w protokole 3), frakcje neutrofili transmigrujących (B) i nietransmigrujących (C) hodowano przez siedem dni bez czynników wzrostu (zgodnie z protokołem 1). Następnie komórki naniesiono przez wirowanie na szkiełka przedmiotowe i poddano analizie za pomocą mikroskopii konfokalnej. Utrwalone komórki wybarwiono na CD66b (czerwony), LC3B (zielony) oraz CD15 (czerwony). Jądra komórkowe wybarwiono DAPI (niebieski). <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/54826/54826fig8large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Opisujemy tutaj metodę uzyskiwania i identyfikowania nowo scharakteryzowanej subpopulacji gigantycznych fagocytów pochodzących z neutrofili. Komórki te rozwijają się w hodowli ze świeżych neutrofili ludzkiej krwi i charakteryzują się fagocytozą, autofagią, niezwykle dużymi rozmiarami i wydłużoną żywotnością. Metoda ta jest niezbędna do dalszego badania tej unikalnej subpopulacji pochodzącej z neutrofili.

Opracowanie i identyfikacja nowej subpopulacji ludzkich fagocytów olbrzymich pochodzących z neutrofili in vitro

Neutrophils (PMN) are best known for their phagocytic functions against invading pathogens and microorganisms. They have the shortest half-life amongst ...

Ogólnym celem tej metody jest wygenerowanie i identyfikacja hodowanych in vitro gigantycznych fagocytów pochodzących z krążących ludzkich neutrofili w celu zbadania ich roli w zapalnych i przeciwzapalnych odpowiedziach immunologicznych. Metoda ta może być wykorzystana do uzyskania i zidentyfikowania nowej subpopulacji gigantycznych fagocytów, które rozwijają się z ludzkich neutrofili w celu utrzymania długotrwałych warunków hodowli. Technika ta może być wykorzystana do dalszego badania znaczenia i funkcji gigantycznych fagocytów, a także do udzielenia odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące ich aktywacji i plastyczności.Procedurę zademonstrują Eva Leder, nasza asystentka naukowa, i Oksana Rogovoy, postdoc, obie z mojego laboratorium. Użyj sterylnego zestawu żył skóry głowy, aby uzyskać co najmniej 40 mililitrów krwi żylnej od zdrowego, młodego ochotnika. Następnie delikatnie wymieszaj krew w kapturze z przepływem laminowym bezpieczeństwa biologicznego.Rozcieńczyć od 10 do 12 mililitrów podwielokrotności próbki krwi pełnej do końcowej objętości 24 mililitrów wstępnie podgrzanym bezjonowym PBS zawierającym 2% inaktywowany cieplnie FCS. Następnie dodaj 12% mililitrów polisacharozy 1119 na dno jednej 50-mililitrowej sterylnej stożkowej probówki wirówkowej z polipropylenu na podwielokrotność próbki krwi, a następnie ostrożnie ułóż warstwy 12 mililitrów polisacharozy 1077 na wierzchu roztworu gradientowego polisacharozy 1119. Ostrożnie odpipetować 24 mililitry rozcieńczonej krwi na poszczególne probówki roztworów gradientu gęstości i oddzielić komórki przez odwirowanie.Należy obserwować dwie powstałe nieprzezroczyste warstwy. Wyrzuć płyn do 0,5 centymetra powyżej warstwy komórek jednojądrzastych w każdej probówce. Następnie przenieś komórki jednojądrzaste z każdej próbki do jednej nowej probówki.Następnie wyrzuć pozostały płyn do 0,5 centymetra powyżej komórki wielojądrowej lub warstwy PMN i przenieś PMN z każdej próbki do innej nowej probówki. Przemyć PMN w końcowej objętości 30 mililitrów PBS zawierającej 2% inaktywowanego cieplnie FCS, a następnie zliczyć czerwone krwinki trzema mililitrami sterylnego, lodowatego, hipotonicznego 0,2% chlorku sodu. Po 30 sekundach na lodzie przywróć izotoniczność za pomocą trzech mililitrów sterylnego lodowatego 1,6% chlorku sodu.Następnie dodaj sześć mililitrów pożywki RPMI 1640 o temperaturze 37 stopni Celsjusza uzupełnionej inaktywowanym termicznie FCS i zbierz komórki przez odwirowanie. Ponownie zawiesić pelety w czterech mililitrach RPMI 1640 uzupełnionych 10% inaktywowanym ciepłem FCS. Po zliczeniu dostosuj stężenie do 1,25 do 1,5 razy 10 do szóstego PMN na mililitr pożywki hodowlanej i umieść jeden mililitr komórek na studzienkę w poszczególnych dołkach 24-dołkowej płytki.Następnie umieść płytkę w nawilżonym inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza, karmiąc kultury poprzez delikatną wymianę połowy pożywki na świeżą pożywkę RPMI 1640 uzupełnioną 10% inaktywowanym ciepłem FCS co trzy dni. Neutrofile różnicują się w gigantyczne fagocyty w ciągu siedmiu dni od hodowli. W siódmym dniu hodowli ostrożnie usuń połowę pożywki z każdej studzienki.Następnie delikatnie odpipetować pozostałą pożywkę, aby usunąć lekko przylegające gigantyczne fagocyty. Przenieś odłączone komórki z dwóch do czterech studzienek z każdej grupy poddawanej działaniu substancji do pojedynczych stożkowych probówek o średnicy 15 milimetrów i zbierz komórki przez odwirowanie, ponownie zawieszając granulki w 100 do 120 mikrolitrach pożywki na probówkę. Następnie wyposaż dwie do trzech posiadaczy na każdą grupę zabiegową w szkiełka mikroskopowe, karty filtracyjne i lejki.Następnie dodaj całą objętość komórek z każdej probówki do odpowiedniego lejka Cytospin. Następnie załaduj uchwyty na Cytospin i obróć komórki na szkiełkach. Suszyć wirowane szkiełka przez 10 minut.Następnie użyj stabilnego dla wody markera, aby narysować hydrofobową barierę wokół komórek i utrwalić próbki za pomocą 4% paraformaldehydu pod kapturem chemicznym w temperaturze pokojowej. Po 10 minutach krótko spłukać szkiełka trzy razy około 100 mikrolitrami PBS na pranie. Następnie przepuszczaj komórki 0,5% Triton X-100 w PBS przez 10 minut w temperaturze pokojowej, a następnie wykonaj pięć płukań PBS, jak właśnie pokazano.Zablokuj niespecyficzne wiązanie za pomocą 10% normalnej koziej surowicy w RPMI 1640 Medium przez odpowiedni okres czasu, a następnie wykonaj pojedyncze płukanie PBS. Teraz dodaj niewielką ilość wody do pudełka, aby utrzymać wilgotność, a następnie oznacz komórki około 100 mikrolitrami odpowiedniego pierwotnego przeciwciała przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza w wilgotnej ciemnej komorze. Następnie wykonaj pojedyncze płukanie PBS, a następnie dodaj odpowiednie przeciwciało drugorzędowe sprzężone z fluorescencją.Po 40 minutach w temperaturze pokojowej chronionej przed światłem, umyć próbki w celu usunięcia nadmiaru przeciwciał i zamocować szkiełka z jedną kroplą podłoża montażowego na próbkę i szkiełkiem nakrywkowym. Analizuj szkiełka za pomocą konfokalnej laserowej skaningowej mikroskopii fluorescencyjnej w ciągu 30 do 120 minut pod obiektywem z olejem emersyjnym 40X. Następnie oblicz powierzchnię komórki, intensywność fluorescencji i kolokalizację za pomocą odpowiedniego oprogramowania.Na tych obrazach można zaobserwować rozwój neutrofili w gigantyczne fagocyty w ciągu siedmiu dni od hodowli. Autofagocytoza jest widoczna już po 90 minutach od hodowli neutrofili z fluorescencyjnymi barwnikami błonowymi o znacznie powiększonej średnicy komórek, widocznymi po czterech do siedmiu dniach. Jeśli jednak kultury neutrofili zostaną uzupełnione GM-CSF i IL-4, komórki wykazują ogólnie mniejszą średnicę i projekcje cytoplazmatyczne przypominające komórki dendrytyczne.Mikroskopia poklatkowa gigantycznych fagocytów w dniach hodowli od trzeciego do czwartego i od czwartego do piątego ujawnia brak lub słabo przylegające komórki o ograniczonej zdolności ruchowej, które aktywnie połykają otaczające resztki neutrofili i szczątki. W tej mieszanej hodowli neutrofili monocytów migrację aktywnie pełzającego makrofaga można porównać do prawie stacjonarnego ruchu znakowanego fluorescencyjnie gigantycznego fagocytu w tej samej studni. Neutrofilowe pochodzenie gigantycznych fagocytów można zweryfikować na podstawie ich pozytywnej ekspresji markerów braku neutrofili i braku ekspresji markerów komórek monocytowych i dendrytycznych.Gigantyczne fagocyty wytwarzają również podstawowe reaktywne formy tlenu i reagują na stymulację zymozanem i PMA przez wybuch oksydacyjny. Jednak w przeciwieństwie do monocytów lub neutrofili, reagują one również wybuchami oksydacyjnymi na utlenioną stymulację lipoprotein o niskiej gęstości. Po opanowaniu tej techniki można ją ukończyć w ciągu sześciu do siedmiu dni.Próbując wykonać tę procedurę, należy pamiętać o delikatnej wymianie połowy pożywki podczas karmienia kultur neutrofili. Po tej procedurze można wykonać inne techniki barwienia, aby odpowiedzieć na pytania dotyczące dodatkowych funkcji tych intrygujących komórek zarówno in vitro, jak i in vivo. Technika ta może utorować drogę naukowcom zajmującym się biologią neutrofili do zbadania aktywacji i plastyczności neutrofili oraz do identyfikacji tych komórek in vivo w warunkach fizjologicznych i patofizjologicznych u ludzi.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak uzyskać i zidentyfikować gigantyczne fagocyty w hodowli. Nie zapominaj, że praca z ludzką krwią może być potencjalnie zakaźna i że podczas wykonywania tej procedury konieczne jest zachowanie środków ostrożności, takich jak noszenie rękawiczek i wyrzucanie wszystkich płynów oraz używanie jednorazowego sprzętu do odpowiednich pojemników na zagrożenia biologiczne.

development-identification-novel-subpopulation-human-neutrophil

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Zewnątrzkomórkowe pułapki neutrofilowe (NETs) stanowią istotny mechanizm odporności wrodzonej służący do zwalczania patogennych bakterii, grzybów i pasożytów. W niniejszym opracowaniu opisujemy metody izolacji granulocytów neutrofilowych z krwi ludzkiej oraz ich aktywacji w celu tworzenia NETs. Przedstawiamy techniki przygotowania próbek umożliwiające wizualizację NETs w mikroskopii świetlnej i elektronowej.

Zewnątrzkomórkowe pułapki neutrofilowe: Jak je generować i wizualizować

Przedstawiamy sposób wykorzystania mikroskopii dwufotonowej do obserwacji dynamiki granulocytów neutrofilnych w zainfekowanych płucach podczas fagocytowania patogenów lub wytwarzania zewnątrzkomórkowych pułapek neutrofilowych (NETs).

Bezpośrednia obserwacja fagocytozy i tworzenia sieciy z neutrofili (NET) w zakażonych płucach przy użyciu mikroskopii dwufotonowej

Ten film demonstruje technikę in vitro do generowania i izolowania neutrofili w pułapkach zewnątrzkomórkowych (NET). Neutrofile są izolowane z krwi obwodowej i stymulowane octanem mirystynianu forbolu (PMA) w celu wytworzenia NET. Podczas inkubacji neutrofile przechodzą proces śmierci komórki (NETosis) w celu uwolnienia NET zawierających zdekondensowaną chromatynę zmieszaną z ziarnistymi białkami cytoplazmatycznymi.

Technika in vitro do generowania ludzkich pułapek zewnątrzkomórkowych neutrofilów

Neutrofile odgrywają ważną rolę nie tylko w obronie gospodarza przed atakującymi mikroorganizmami, ale są również zaangażowane w immunologiczny nadzór nad komórkami nowotworowymi. W tym miejscu opisano techniki związane z izolacją neutrofili o właściwościach przeciwnowotworowych oraz metody monitorowania funkcji przeciwnowotworowych neutrofili in vitro i in vivo.

Izolacja i charakterystyka neutrofili o właściwościach przeciwnowotworowych

Neutrofile to najliczniejszy rodzaj białych krwinek. Opisano tutaj izolację neutrofili z krwi ludzkiej metodą separacji w gradinie gęstości i różnicowanie ludzkich komórek promielocytowych (HL60) wzdłuż szlaku granulocytarnego; w celu zbadania ich roli we wrażliwości komórek chłoniaka na leki przeciwchłoniakowe.

Izolacja i analiza neutrofili w celu określenia ich roli we wrażliwości komórek chłoniaka na środki terapeutyczne

Ten manuskrypt opisuje prostą metodę pomiaru pH i powierzchni fagosomalnej oraz cytoplazmatycznego pH neutrofili ludzkich i mysich za pomocą wskaźnika ratiometrycznego seminaphthorhodafluor (SNARF)-1 lub S-1. Osiąga się to za pomocą konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej żywych komórek i analizy obrazu.

Obrazowanie fagosomu neutrofili i cytoplazmy za pomocą ratiometrycznego wskaźnika pH

Tutaj prezentujemy protokół wykrywania obecności neutrofili w stałych/permeabilizowanych odcinkach histologicznych i oceny stanu aktywacji żywych, oczyszczonych neutrofili. W szczególności peptyd MUB40 wiąże laktoferynę obecną w ziarnistościach specyficznych dla neutrofili i trzeciorzędowych. Ekspozycja zawartości granulek poprzez przepuszczalność lub aktywację neutrofili pozwala na znakowanie neutrofili.

Peptyd MUB40 do stosowania w wykrywaniu zdarzeń zapalnych za pośrednictwem neutrofili

Ten protokół szczegółowo opisuje metodę izolacji neutrofili z krwi pełnej, kożuchów lub błon leukaferezy, osiągając dobrą wydajność, wysoką czystość i minimalną aktywację komórek. Wykorzystujemy oczyszczanie gradientowe, sedymentację czerwonych krwinek (RBC) i lizę RBC, aby uzyskać wysokiej jakości / czysty preparat neutrofili.

Izolacja ludzkich neutrofili z krwi pełnej i kożuchów

Ten protokół zawiera zestaw testów funkcjonalnych neutrofili, które mają być używane jako metoda przesiewowa w celu pokrycia funkcji z różnych ścieżek sygnałowych. Protokół zawiera wstępną i prostą ocenę żywotności komórek, czystości, produkcji reaktywnych form tlenu, migracji w czasie rzeczywistym, fagocytozy oraz wstępną sugestię pułapek zewnątrzkomórkowych neutrofili.

Zestaw technik przesiewowych do szybkiego przeglądu funkcji neutrofili

Ten manuskrypt przedstawia protokół przygotowania biblioteki ATAC-seq neutrofili z mysiego szpiku kostnego, mający na celu zagwarantowanie optymalnej żywotności neutrofili i wysokiej jakości biblioteki. Oferuje instrukcje krok po kroku dotyczące przygotowania BMC, sortowania immunomagnetycznego i budowy biblioteki, służąc jako cenny przewodnik, szczególnie dla nowicjuszy w badaniu neutrofili.

Przygotowanie biblioteki ATAC-Seq mysich neutrofili pochodzących ze szpiku kostnego

Neutrofile o niskiej gęstości (LDN) znacznie wzrastają w kilku chorobach. LDN są zwykle izolowane poprzez sortowanie komórek. Przedstawiamy praktyczną metodę uzyskania czystego i skutecznego LDN. Po wirowaniu krwi obwodowej z gradientem gęstości komórki są inkubowane za pomocą mikrogranulek magnetycznych, a następnie LDN rozdzielane przez kolumny magnetyczne.

Szybka metoda magnetyczno-mikrokulkowa do efektywnego oczyszczania neutrofilów o niskiej gęstości

Poznaj metodę generowania i identyfikacji ludzkich fagocytów olbrzymich pochodzących z neutrofili in vitro. Technika ta umożliwia badanie aktywacji i plastyczności komórek układu odpornościowego.

Opracowanie i identyfikacja nowej subpopulacji ludzkich fagocytów olbrzymich pochodzących z neutrofili in vitro

Przeglądaj więcej filmów