Name: Zastosowanie techniki miękkiego nakładki agarowej do badań przesiewowych pod kątem związków hamujących wytwarzanych przez bakterie (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 38 s
Description: Poznaj technikę miękkiego nakładki agarowej do przesiewowego wykrywania bakteriocyn hamujących inne szczepy bakteryjne. Ta prosta i ekonomiczna metoda umożliwia badanie antagonistycznych interakcji mikroorganizmów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

To badanie było wspierane przez konkurencyjny grant Agriculture and Food Research Initiative 2015-67012-22773 od USDA National Institute of Food and Agriculture dla K.L.H.

1. Przygotowanie supernatantu do badania aktywności
<ol>
	<li>Przygotować roztwór podstawowy mitomycyny C o stężeniu 0,5 mg/ml, rozpuszczając odpowiednią ilość w sterylnym buforze 0,1 MMgSO4 (np. 1 mg mitomycyny C/2 ml buforu). Przechowywać bulion w temperaturze 4 °C w pojemniku zabezpieczonym przed światłem (mitomycyna C jest wrażliwa na światło).</li>
	<li>Zaszczepić pojedynczą kolonię P. syringae w 3 ml bulionu King's Medium B (KB)14. Inkubować przez noc z wytrząsaniem (200 obr./min) w temperaturze pokojowej (21-25 °C).</li>
	<li>Następnego ranka rozcieńczyć kulturę bulionową w proporcji 1/100 w 3 ml świeżego bulionu KB. Inkubować przez 3-4 godziny z wytrząsaniem w temperaturze pokojowej. Dodać mitomycynę C (0,5 μg/ml, stężenie końcowe). Inkubuj kulturę przez noc, wstrząsając w temperaturze pokojowej. 
	UWAGA: Mitomicyna C powoduje dwuniciowe pęknięcia DNA, stymulując w ten sposób odpowiedź SOS komórki, prowadząc do produkcji zarówno bakteriofagów, jak i bakteriocyn.</li>
	<li>Osad 1-2 ml kultur indukowanych mitomycyną C przez odwirowanie przy 20 000 x g przez 5 minut w mikrowirówce stołowej.</li>
	<li>Usunąć i wysterylizować supernatanty hodowlane, przepuszczając supernatant przez filtr o wielkości porów 0,22 μm lub traktując supernatant chloroformem (100 μl chloroformu na 1 ml supernatantu).
	<ol>
		<li>Jeśli używasz chloroformu, mieszaj mieszaninę przez 15 sekund i pozostaw do inkubacji w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę. Po inkubacji odwirować mieszaninę przy 20 000 x g przez 5 min. 
		UWAGA: Chloroform skutecznie zabija komórki poprzez solubilizację ich błon. Zaletą stosowania chloroformu w porównaniu ze sterylizacją filtrów jest to, że jest ona tańsza i łatwiejsza do zwiększenia w przypadku przetwarzania wielu (>20) próbek jednocześnie. Może istnieć możliwość, że dana czynność zabijania zostaje utracona w wyniku poddania działaniu chloroformu w wyniku podziału na fazę organiczną.</li>
		<li>Usunąć górną, wodną fazę za pomocą pipety o pojemności 1 ml do świeżej, sterylnej probówki o pojemności 1,5 lub 2,0 ml. Należy uważać, aby nie przenieść żadnej dolnej warstwy chloroformu (lepiej jest usunąć mniej fazy wodnej, aby uniknąć przeniesienia).</li>
		<li>Przenieść przeniesiony supernatant bez korka w dygestorium, aby umożliwić odparowanie pozostałości chloroformu (kilka godzin). Przechowywać supernatanty w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Separacja i koncentracja związków bakteriobójczych o dużej masie cząsteczkowej przez wytrącanie glikolu polietylenowego (PEG)
<ol>
	<li>Do sterylnego supernatantu dodać NaCl i PEG 8000 odpowiednio do 1 M i 10% stężeń końcowych. Kilkakrotnie odwracać próbkę, aż zarówno NaCl, jak i PEG całkowicie się rozpuszczą. Próbki należy inkubować w łaźni lodowej przez 1 godzinę lub przez noc w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Odwirować próbki o masie 16 000 x g przez 30 minut w temperaturze 4 °C. Na dnie probówki wirówkowej powinien uformować się osad. Zdekantować supernatant i ponownie zawiesić osad w żądanej objętości (np. 1/10 lub 1/100 pierwotnej objętości supernatantu) buforu (10 mM Tris, 10 mMMgSO4, pH 7,0) przez wielokrotne pipetowanie.</li>
	<li>Usunąć resztki PEG przez dwie sekwencyjne ekstrakcje równą objętością chloroformu.
	<ol>
		<li>Połączyć chloroform z zawieszonym osadem i wirować przez 10 do 15 sekund, a następnie odwirować mieszaninę przy 20 000 x g przez 5 minut. Przenieś górną, wodną fazę do świeżej probówki do mikrofuge. Powtarzaj tę ekstrakcję, aż nie będzie widoczna biała granica między fazą wodną a organiczną (zwykle łącznie 2 ekstrakcje). Pozostawić resztki chloroformu do odparowania z wyekstrahowanych supernatantów w dygestorium.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie nakładki i testowanie supernatantów do aktywności
<ol>
	<li>Zaszczepić pojedynczą kolonię szczepu P. syringae w celu zbadania wrażliwości w 3 ml KB, inkubować przez noc z wytrząsaniem w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Następnego ranka ponownie rozcieńczyć kulturę w proporcji 1/100 do świeżego KB. Inkubować 3-4 godziny z wytrząsaniem w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Przygotuj wysterylizowany agar wodny przez autoklawowanie zawiesiny 0,35-0,7% (w/v) agaru w ultraczystej wodzie. 
	UWAGA: Zapas agaru z miękką wodą można stopić w kuchence mikrofalowej i wielokrotnie używać, świeża nakładka nie musi być przygotowywana do każdego eksperymentu. Jeśli agar wodny jest ponownie używany, bardzo ważne jest, aby upewnić się, że jest całkowicie stopiony po podgrzaniu w kuchence mikrofalowej. Jeśli nie, nakładka będzie miała ziarnistą teksturę po zestaleniu, co utrudni interpretację. Jeśli tak się stanie, topić agar w kuchence mikrofalowej przez kilka minut dłużej niż wcześniej.</li>
	<li>Przed użyciem należy przechowywać stopiony miękki agar w łaźni wodnej o temperaturze 60 °C. Za pomocą sterylnej pipety serologicznej przenieść 3 ml miękkiego agaru do sterylnej probówki hodowlanej. Umieść probówkę hodowlaną w łaźni wodnej, aby utrzymać ją w stanie stopionym.</li>
	<li>Aby wlać nakładkę, najpierw pozwól stopionemu agarowi ostygnąć (powinien być ciepły, ale nie gorący w dotyku), ale nie pozwól mu zastygnąć.</li>
	<li>W sterylnym kapturze zaszczepij 100 μl kultury szczepu testera do miękkiego agaru i zwiruj w celu wymieszania. Obracaj kulturę ręcznie przez 10-15 sekund, a następnie wylej na dolny agar (agar KB). Przechyl płytkę we wszystkich kierunkach, aby upewnić się, że miękki agar równomiernie pokrywa dolny agar. 
	UWAGA: Dolny agar może być dowolnym zestalonym (1,5% agarem) podłożem, na którym szczep testowy rośnie energicznie. W przypadku standardowej szalki Petriego o średnicy 100 mm użyj ~20 ml stopionej pożywki. Dolny agar można przygotować z kilkutygodniowym wyprzedzeniem (jeśli utrzymuje się go w temperaturze 4 °C bez suszenia) lub można go przygotować tego samego dnia. Jeśli zostanie przygotowana tego samego dnia, w którym wykonana jest nakładka, najlepiej zrobić to przed wykonaniem kroku 3.4.</li>
	<li>Przykryj płytkę i pozwól jej zastygnąć na 20-30 minut. Uważaj, aby nie naruszyć płytki podczas krzepnięcia.</li>
	<li>Po zestaleniu naniec 2-5 μl supernatantu (wygenerowanego w sekcjach 1 i 2 powyżej) na nakładkę. Pozostawić płytki do inkubacji przez noc w temperaturze pokojowej. Obserwuj i zapisuj wyniki następnego dnia rano. 
	UWAGA: Może być użyteczne wykonanie i wykrycie na podstawie seryjnego rozcieńczenia supernatantu. Umożliwi to naukowcom rozróżnienie między działaniem bakteriofagów a usuwaniem bakteriocyny. W takim przypadku zaleca się wykonanie rozcieńczeń 1:5 lub 1:10.</li>
</ol>

<ol><li>Cavera, V. L., Arthur, T. D., Kashtanov, D., Chikindas, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteriocins+and+their+position+in+the+next+wave+of+conventional+antibiotics%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+of+Antimicrob+Agents%22%5BJournal%5D)">Bacteriocins and their position in the next wave of conventional antibiotics.</a> Int J of Antimicrob Agents. 46 (5), 494-501 (2015).</li>
<li>Blaser, M. J., Cardon, Z. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+a+Predictive+Understanding+of+Earth%27s+Microbiomes+to+Address+21st+Century+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22MBio%22%5BJournal%5D)">Toward a Predictive Understanding of Earth's Microbiomes to Address 21st Century Challenges.</a> MBio. 7 (3), e00714-e00716 (2016).</li>
<li>Hibbing, M. E., Fuqua, C., Parsek, M. R., Peterson, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+competition%3A+surviving+and+thriving+in+the+microbial+jungle%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Bacterial competition: surviving and thriving in the microbial jungle.</a> Nat Rev Microbiol. 8 (1), 15-25 (2010).</li>
<li>Michel-Briand, Y., Baysse, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pyocins+of+Pseudomonas+aeruginosa%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimie%22%5BJournal%5D)">The pyocins of Pseudomonas aeruginosa.</a> Biochimie. 84 (5-6), 499-510 (2002).</li>
<li>Ghequire, M. G. K., De Mot, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ribosomally+encoded+antibacterial+proteins+and+peptides+from+Pseudomonas%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Ribosomally encoded antibacterial proteins and peptides from Pseudomonas.</a> FEMS Microbiol Rev. 38 (4), 523-568 (2014).</li>
<li>Cascales, E., Buchanan, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colicin+Biology%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol+and+Mol+Biol+Rev%22%5BJournal%5D)">Colicin Biology.</a> Microbiol and Mol Biol Rev. 71 (1), 158-229 (2007).</li>
<li>Brown, S. P., Le Chat, L., De Paepe, M., Taddei, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecology+of+Microbial+Invasions%3A+Amplification+Allows+Virus+Carriers+to+Invade+More+Rapidly+When+Rare%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Ecology of Microbial Invasions: Amplification Allows Virus Carriers to Invade More Rapidly When Rare.</a> Curr Biol. 16 (20), 2048-2052 (2006).</li>
<li>Grinter, R., Roszak, A. W., Cogdell, R. J., Milner, J. J., Walker, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Crystal+Structure+of+the+Lipid+II-degrading+Bacteriocin+Syringacin+M+Suggests+Unexpected+Evolutionary+Relationships+between+Colicin+M-like+Bacteriocins%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">The Crystal Structure of the Lipid II-degrading Bacteriocin Syringacin M Suggests Unexpected Evolutionary Relationships between Colicin M-like Bacteriocins.</a> J Biol Chem. 287 (46), 38876-38888 (2012).</li>
<li>Hockett, K. L., Renner, T., Baltrus, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Independent+Co-Option+of+a+Tailed+Bacteriophage+into+a+Killing+Complex+in+Pseudomonas%5BTitle%5D)+AND+%22MBio%22%5BJournal%5D)">Independent Co-Option of a Tailed Bacteriophage into a Killing Complex in Pseudomonas.</a> MBio. 6 (4), (2015).</li>
<li>Iacobellis, N. S., Lavermicocca, P., Grgurina, I., Simmaco, M., Ballio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phytotoxic+properties+of+Pseudomonas+syringae+pv.+syringae+toxins%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Mol+Plant+Pathol%22%5BJournal%5D)">Phytotoxic properties of Pseudomonas syringae pv. syringae toxins.</a> Physiol Mol Plant Pathol. 40 (2), 107-116 (1992).</li>
<li>Baltrus, D. A., Hendry, T. A., Hockett, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+Genomics+of+Pseudomonas+syringae%5BTitle%5D)+AND+%22Genomics+of+Plant-Associated+Bacteria%22%5BJournal%5D)">Ecological Genomics of Pseudomonas syringae.</a> Genomics of Plant-Associated Bacteria. , 59-77 (2014).</li>
<li>Panec, M., Katz, D. S. Plaque Assay Protocols. , Available from:
 <a target="_blank" href="Microbelibrary.org at http://www.microbelibrary.org/component/resource/laboratory-test/3073-plaque-assay-protocols">Microbelibrary.org at http://www.microbelibrary.org/component/resource/laboratory-test/3073-plaque-assay-protocols</a> (2013).</li>
<li>Gratia, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Numerical+Relationships+between+Lysogenic+Bacteria+and+Particles+of+Bacteriophage%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Inst+Pasteur%22%5BJournal%5D)">Numerical Relationships between Lysogenic Bacteria and Particles of Bacteriophage.</a> Ann Inst Pasteur. 57, 652(1936).</li>
<li>King, E. O., Ward, M. K., Raney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+simple+media+for+the+demonstration+of+pyocyanin+and+fluorescin%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lab+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Two simple media for the demonstration of pyocyanin and fluorescin.</a> J Lab Clin Med. 44, 301-307 (1954).</li>
<li>Heng, N. C. K., Wescombe, P. A., Burton, J. P., Jack, R. W., Tagg, J. R. The Diversity of Bacteriocins in Gram-Positive Bacteria . <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHeng%2C+NCK+%22Bacteriocins%22">Bacteriocins</a>. (Chapter 4), 45-92 (2007).</li>
<li>Kawai, Y., Saito, T., Uemura, J., Itoh, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Detection+Method+for+Bacteriocin+and+Distribution+of+Bacteriocin-producing+Strains+in+Lactobacillus+acidophilusGroup+Lactic+Acid+Bacteria+Isolated+from+Human+Feces%5BTitle%5D)+AND+%22Biosci+Biotechnol+Biochem%22%5BJournal%5D)">Rapid Detection Method for Bacteriocin and Distribution of Bacteriocin-producing Strains in Lactobacillus acidophilusGroup Lactic Acid Bacteria Isolated from Human Feces.</a> Biosci Biotechnol Biochem. 61 (1), 179-182 (2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana tutaj technika nakładania miękkiego agaru jest szeroko stosowana od wielu dziesięcioleci przez badaczy zainteresowanych bakteriofagami lub bakteriocynami. Główną zaletą tego podejścia jest to, że jest proste, tanie i stosunkowo łatwe w interpretacji. Łącząc nakładkę z miękkim agarem z wytrącaniem PEG i seryjnym rozcieńczaniem, środki przeciwdrobnoustrojowe można podzielić na środki o wysokiej i niskiej masie cząsteczkowej oraz środki replikacyjne i niereplikacyjne (tj. odpowiednio bakteriofag i tailocyna). Wreszcie, włączenie ukierunkowanej manipulacji genetycznej (delecji i komplementacji) przypuszczalnych loci bakteriocyny lub profagów może mocno ustalić tożsamość danego antagonistycznego związku. Niedawno zastosowaliśmy tę metodę do opisania nowej bakteriocyny pochodzącej z bakteriofagów, rozpowszechnionej wśród szczepów Pseudomonas syringae 9.
Pożywki wzrostowe i warunki wskazane w tym protokole działają dobrze w przypadku Pseudomonas syringae i prawdopodobnie wystarczą dla innych bakterii Gram-ujemnych, które rosną energicznie w tych warunkach. Jednak naukowcy korzystający z tej metody będą chcieli zoptymalizować czas, pożywkę hodowlaną, metodę indukcji i temperaturę inkubacji dla swojego systemu. Parametry krytyczne obejmują indukcję kultury produkcyjnej w fazie wzrostu logarytmicznego, a także wysiewanie miękkiej nakładki agarowej wystarczającą kulturą w fazie logarytmicznej, aby zapewnić równomierne rozmieszczenie bakterii, ale nie nadmierną hodowlę, która zasłania potencjalne strefy oczyszczania. Istnieje wiele bakteriocyn, które nie są indukowane w ramach odpowiedzi SOS, ale raczej są indukowane przez systemy quorum sensing oparte na peptydach (w szczególności bakteriocyny Gram-dodatnie15), dlatego badacz może chcieć przebadać kilka różnych metod indukcji (takich jak modyfikacja zawartości składników odżywczych w pożywce indukującej lub umożliwienie przedłużonej inkubacji szczepu produkcyjnego).
W przypadku stosowania tej techniki, miękka nakładka agarowa musi być dokładnie stopiona i utrzymywana w temperaturze 55-60 °C przed dodaniem szczepu siewnego. Przeprowadziliśmy kilka eksperymentów, w których miękki agar nie został dokładnie stopiony (choć wizualnie wydawało się, że jest) i zaowocował nałożeniem o ziarnistym wyglądzie. Wyniki z ziarnistej nakładki mogą być nadal ogólnie interpretowane, jednak zależy to od siły hamowania (słabsze hamowanie będzie trudniejsze do zaobserwowania). Ostatnią, mylącą zmienną, którą należy wziąć pod uwagę przy stosowaniu tej techniki, jest to, że temperatura stopionego agaru ma wystarczająco dużo czasu na ostygnięcie przed inokulacją szczepem wysiewającym, aby uniknąć zabicia szczepu wysiewającego. Aby uniknąć tego problemu, upewniamy się, że miękki agar jest ciepły, ale nie gorący w dotyku. Idąc tym tropem, zaobserwowaliśmy również, że jeśli damy kulturze siewnej niewystarczająco dużo czasu na zaaklimatyzowanie się w stopionym agarze, przed wylaniem nakładki, odzyskujemy ogólnie słaby wzrost bakterii, co sprawia, że interpretacja specyficznego zahamowania jest trudna lub niemożliwa do zinterpretowania. Dlatego pozwalamy na 10-15 dodatkowych sekund inkubacji między wirowaniem a nalewaniem nakładki. Kompromis między utrzymaniem agaru w stanie całkowicie stopionym (cieplejszy jest lepszy), ale nie śmiertelny dla szczepu siewnego (cieplejszy nie jest lepszy) jest prawdopodobnie musiał zostać określony przez badacza metodą prób i błędów.
Jeżeli stosuje się etap wytrącania PEG, korzystne byłoby włączenie kontroli ujemnej, w której sterylne podłoże bulionowe jest przetwarzane identycznie jak supernatant hodowlany. Zapewni to, że aktywność uśmiercająca nie jest wynikiem pozostałości PEG lub chloroformu w supernatancie próbki.
Ponieważ zarówno bakteriofagi, jak i bakteriocyny są zwykle wysoce specyficzne, nierzadko nie spotyka się widocznej aktywności zabijającej przy danej kombinacji szczepów. Może to wynikać z różnych mechanizmów oporności specyficznych dla szczepu, z których jednym jest to, że szczep testowy albo nie ma, albo ma nierozpoznaną wersję receptora potrzebnego do celowania przez daną bakteriocynę lub bakteriofaga.
Alternatywna metoda, metoda przesiewowa bakteriocyny, została opisana przez Kawai i wsp., ale ma wady i nie została powszechnie przyjęta16. W szczególności technika ta wymaga obserwacji próbek bulionu w odstępach czasu, które mogą być uciążliwe i nie pozwalają na rozróżnienie między czynnościami zabijania pochodzącymi z bakteriofagów i bakteriocyny.
Głównym ograniczeniem tej techniki jest to, że nie nadaje się ona dobrze dla organizmów, które nie rosną solidnie (a zatem nie będą miały łatwo rozpoznawalnych stref oczyszczania) lub które są siedliskiem profagów lub bakteriocyn, które nie są solidnie wytwarzane w warunkach laboratoryjnych. Zastosowanie tej techniki do wykrywania bakteriocyn wytwarzanych w próbkach środowiskowych zarówno zwiększyłoby użyteczność tej techniki, jak i ułatwiłoby lepszy wgląd w rolę bakteriocyn w środowisku naturalnym.

Ostatnio pojawiło się duże zainteresowanie pogłębieniem naszego zrozumienia ekologii mikrobiologicznej (szczególnie mikrobiomów różnych środowisk), a także nowych związków przeciwbakteryjnych do wykorzystania w zwalczaniu patogenów opornych na antybiotyki1,2. Tematem łączącym te zainteresowania jest zrozumienie antagonistycznych interakcji między szczepami bakterii w ich naturalnym środowisku. Istnieje wiele sposobów, w jakie bakterie antagonizują konkurentów3. Bakteriocyny, zróżnicowana grupa białkowych, przeciwbakteryjnych związków, od dawna są badane pod kątem ich roli w pośredniczeniu w antagonizmie międzybakteryjnym, przy czym dwa z najczęściej badanych gatunków to Pseudomonas aeruginosa4,5 i Escherichia coli6, ważne patogeny dla ludzi. Oprócz bakteriocyn, indukowane profagi mogą również działać jako czynniki antykonkurencyjne, umożliwiając szczepowi inwazję w niszę, która jest już skolonizowana7. Pseudomonas syringae jest patogenem roślinnym, o którym wiadomo, że wytwarza szereg środków przeciwdrobnoustrojowych, w tym bakteriocyny jednobiałkowe8 , bakteriocyny pochodzące z ogona bakteriofaga9 (zwane tailocynami), a także niebiałkowe metabolity wtórne10. Ostatnio pojawiło się zainteresowanie zrozumieniem, w jaki sposób te środki przeciwdrobnoustrojowe wpływają na ekologię tego organizmu, a także w jaki sposób można je wykorzystać do zwalczania chorób roślin11.
Powszechnie stosowaną metodą badania zarówno bakteriocyn, jak i bakteriofagów jest technika nakładania miękkiego agaru. Metoda ta została po raz pierwszy opisana przez Gratię w 1936 roku, aby pomóc w zliczeniu bakteriofagów12,13.
Tutaj opisujemy zastosowanie metody miękkiego agaru, w połączeniu z ukierunkowaną manipulacją genetyczną i wytrącaniem glikolu polietylenowego (PEG), w rozróżnianiu trzech różnych środków przeciwdrobnoustrojowych (bakteriofag, bakteriocyna o wysokiej masie cząsteczkowej i bakteriocyna o niskiej masie cząsteczkowej) wytwarzanych przez pojedynczy szczep bakterii. Zaletą tego podejścia jest to, że jest ono stosunkowo proste i tanie, dlatego pomimo tego, że jest zdecydowanie "low-tech", nadal jest szeroko stosowane.

<table><tbody><tr><td>Mitomycyna C</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-3514</td><td>Rakotwórczy. używać odpowiednich środków ochrony osobistej (tj. rękawic , ochrony oczu i maski na twarz), szczególnie podczas przygotowywania roztworu podstawowego.</td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34854</td><td>Silnie toksyczny, zagrożenie dla układu oddechowego. Używaj odpowiednich środków ochrony osobistej (rękawice i osłona oczu), obsługuj otwarte pojemniki w osłonie oparów chemicznych.&nbsp;</td></tr><tr><td>Glikol polietylenowy (PEG)</td><td>Amresco</td><td>0159</td><td></td></tr><tr><td>Agar klasy bakteriologicznej</td><td>Genesee Scientific</td><td>20-274</td><td></td></tr></tbody></table>

zastosowanie techniki miękkiego nakładki agarowej do badań przesiewowych pod kątem związków hamujących wytwarzanych przez bakterie

Use of the Soft-agar Overlay Technique to Screen for Bacterially Produced Inhibitory Compounds

Technika nakładania miękkiego agaru została pierwotnie opracowana ponad 70 lat temu i była szeroko stosowana w kilku obszarach badań mikrobiologicznych, w tym w pracy z bakteriofagami i bakteriocynami, białkowymi środkami przeciwbakteryjnymi. Takie podejście jest stosunkowo niedrogie, przy minimalnym zapotrzebowaniu na zasoby. Technika ta polega na nakrapianiu supernatantu ze szczepu dawcy (potencjalnie zawierającego toksyczny związek) na zestaloną miękką nakładkę agarową, która jest zasiana testowym szczepem bakteryjnym (potencjalnie wrażliwym na toksyczny związek). Wykorzystaliśmy tę technikę do przesiewania biblioteki szczepów Pseudomonas syringae pod kątem zabijania wewnątrzgatunkowego. Łącząc to podejście z etapem wytrącania i celowanymi delecjami genów, można różnicować wiele toksycznych związków wytwarzanych przez ten sam szczep. Dwa czynniki antagonistyczne powszechnie wykrywane przy użyciu tej techniki to bakteriofagi i bakteriocyny. Te dwa czynniki można rozróżnić za pomocą dwóch prostych testów dodatkowych. Przeprowadzanie seryjnego rozcieńczania supernatantu zawierającego bakteriofaga spowoduje, że liczba pojedynczych blaszek stanie się mniejsza przy większym rozcieńczeniu, podczas gdy seryjne rozcieńczenie supernatantu zawierającego bakteriocynę spowoduje powstanie strefy oczyszczania, która staje się jednolicie bardziej mętna przy większym rozcieńczeniu. Dodatkowo, bakteriofag wytworzy strefę oczyszczania, gdy zostanie zauważony na świeżej miękkiej nakładce agarowej wysianej tym samym szczepem, podczas gdy bakteriocyna nie wytworzy strefy oczyszczania po przeniesieniu na świeży miękki trawnik agarowy, ze względu na rozcieńczenie bakteriocyny.

Połączenie metody nakładania miękkiego agaru oraz wytrącania PEG może być wykorzystane do identyfikacji i charakterystyki różnych czynników przeciwdrobnoustrojowych produkowanych przez ten sam szczep. Rysunek 1 przedstawia dwa szczepy P. syringae (A i B), które są hamowane przez trzeci szczep tego samego gatunku. Te dwa szczepy są jednak hamowane przez różne bakteriocyny. Strefa przejaśnienia na szczepie A wykazuje ostrą krawędź, natomiast strefa przejaśnienia na szczepie B jest większa i posiada nieostrą granicę. Manipulacje genetyczne w szczepie produkującym, które specyficznie inaktywują albo tailocynę (defekt tailocyny), albo bakteriocynę o niskiej masie cząsteczkowej (defekt bakteriocyny), potwierdzają, że szczepy A i B są wrażliwe na odmienne bakteriocyny. Rysunek 2 pokazuje, że zabijanie zapośredniczone przez bakteriofagi można odróżnić od innych niereplikujących się czynników przeciwdrobnoustrojowych poprzez porównanie serii rozcieńczeń. Ponieważ zarówno bakteriocyny, jak i profagi mogą być indukowane przez traktowanie mitycyną C, aktywności tych dwóch czynników mogą być do siebie bardzo podobne (szczególnie jeśli aktywowany fagi są liczne). W przypadku przejaśnienia zapośredniczonego przez bakteriofagi, rozcieńczenie supernatantu doprowadzi do powstania pojedynczych placków (stref przejaśnienia), podczas gdy przejaśnienie zapośredniczone przez bakteriocyny nie rozpadnie się na takie placki.
<img alt="Analiza wzrostu bakterii z porównaniem szczepów typu dzikiego, szczepów z niedoborem tailocyn oraz szczepów z niedoborem bakteriocyn; efekt wytrącania PEG." src="/files/ftp_upload/55064/55064fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Wyróżnienie fenotypowe wielu czynników przeciwdrobnoustrojowych produkowanych przez ten sam szczep. Szczep A jest wrażliwy na bakteriocynę o wysokiej masie cząsteczkowej (tailocynę), ale nie na alternatywną bakteriocynę o niskiej masie cząsteczkowej, co potwierdza brak strefy zahamowania wzrostu w przypadku szczepu z niedoborem tailocyn, natomiast obecność takiej strefy w przypadku szczepu z niedoborem bakteriocyn. Z kolei szczep B jest niewrażliwy na tailocynę, ale wrażliwy na bakteriocynę o niskiej masie cząsteczkowej. Tailocyna jest skutecznie odzyskiwana po wytrącaniu PEG, podczas gdy bakteriocyny o niższej masie cząsteczkowej nie są. WT = typ dziki. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55064/55064fig1large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wynik eksperymentu z zastosowaniem stref hamowania wzrostu bakterii na agarze, porównujący próbki A i B pod kątem działania przeciwdrobnoustrojowego." src="/files/ftp_upload/55064/55064fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Rozróżnianie między niereplikacyjnymi środkami przeciwdrobnoustrojowymi a bakteriofagami. (A) Rozcieńczenie wysokiego miana bakteriofagów prowadzi do powstania pojedynczych plam przejaśnienia, których liczba maleje (wysokie miano na górze, niskie miano na dole). (B) Rozcieńczenie bakteriocyn skutkuje jednolitym, mniejszym przejaśnieniem, które nie rozdziela się na pojedyncze plamy. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55064/55064fig2large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć tę rycinę w większym rozmiarze, kliknij tutaj.</a>

Opisujemy prostą metodę badania kultur bakteryjnych pod kątem produkcji związków hamujących inne bakterie.

Zastosowanie techniki miękkiego nakładki agarowej do badań przesiewowych pod kątem związków hamujących wytwarzanych przez bakterie

The soft-agar overlay technique was originally developed over 70 years ago and has been widely used in several areas of microbiological research, ...

Ogólnym celem tej procedury jest przesiewowe wyłonienie substancji wytwarzanych przez jeden szczep bakteryjny, które wykazują działanie hamujące wobec drugiego szczepu bakteryjnego. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na pytania w wielu dziedzinach mikrobiologii, lecz jest szczególnie użyteczna w ekologii drobnoustrojów przy badaniu antagonistycznych interakcji bakteryjnych. Główną zaletą tej techniki jest to, że jest ona niedroga, łatwa w wykonaniu oraz interpretacji.Procedurę zademonstruje Aretha, studentka w laboratorium. Aby rozpocząć eksperyment, zaszczep pojedynczą kolonię P syringae do 3 mililitrów pożywki King's Medium B, lub KB. Inkubuj kulturę przez noc. Następnego ranka rozcieńcz kulturę w bulionie w stosunku 1:100 w 3 mililitrach świeżej pożywki KB.Inkubować hodowlę przez trzy do czterech godzin w temperaturze pokojowej przy ciągłym wytrząsaniu. Upewnić się, że mętność hodowli wyraźnie wzrosła, a następnie dodać Mitomycin C. Następnie inkubować hodowlę przez noc w temperaturze pokojowej przy wytrząsaniu. Następnego dnia odwirować jeden do dwóch mililitrów kultur indukowanych Mitomycin C w mikrocentry fudze laboratoryjnej w celu uzyskania osadu.Usunąć i wysterylizować nadsączki hodowlane, przepuszczając je przez filtr o rozmiarze porów 0,22 µm. Do sterylnej nadsączki dodać chlorek sodu do uzyskania stężenia 1 M oraz glikol polietylenowy (PEG 8000) do stężenia końcowego 10%. Wielokrotnie odwracać probówki z próbkami aż do całkowitego rozpuszczenia chlorku sodu i PEG.Inkubować próbki w łaźni lodowej przez jedną godzinę. Następnie odwirować próbki. Po wirowaniu zdekantować nadsącz i ponownie zawiesić osad w buforze, wielokrotnie pipetując.Usunąć pozostały PEG poprzez dwie sekwencyjne ekstrakcje równą objętością chloroformu. Połączyć chloroform z resuspensowanym osadem i mieszać na wirówce typu vortex przez 15 sekund. Następnie odwirować mieszaninę z prędkością 20, 000 ×g przez pięć minut.Przenieś górną fazę wodną do nowej probówki do wirówki. Powtórz tę ekstrakcję dwukrotnie, aż do momentu, gdy między fazą wodną a organiczną przestanie być widoczna biała granica faz. Pozostaw nadnadłożne ekstrakty w dygestorium do odparowania pozostałości chloroformu.Zaszczep pojedynczą kolonię szczepu P syringae do 3 mL pożywki KB i inkubuj kulturę przez noc z wytrząsaniem w temperaturze pokojowej. Następnego ranka rozcieńcz kulturę 1:100 w świeżej pożywce KB. Inkubuj kulturę od trzech do czterech godzin z wytrząsaniem w temperaturze pokojowej. Następnie przygotuj sterylny agar wodny poprzez autoklawowanie zawiesiny agaru w wodzie ultraczystej.Przed użyciem należy utrzymywać roztopiony agar miękki w kąpieli wodnej o temperaturze 60 °C. Za pomocą sterylnej pipety serologicznej przenieść 3 mL agaru miękkiego do sterylnej probówki do hodowli. Umieścić probówkę z powrotem w kąpieli wodnej, aby utrzymać go w stanie roztopionym.Przed wylaniem warstwy nakładkowej należy pozwolić stopionej agarowi ostygnąć, lecz nie dopuścić do jego zestalenia. Jest kluczowe, aby agar pozostał w stanie gorącym i całkowicie stopionym przed inokulacją. W przeciwnym razie warstwa nakładkowa będzie miała ziarnisty wygląd, co utrudni jej interpretację.W sterylnej komorze z laminarnym przepływem powietrza zaszczepić 100 µl kultury szczepu testowego do miękkiego agaru i wymieszać za pomocą wibratora vortex. Obracać kulturę ręcznie przez 10 do 15 sekund, a następnie wylać ją na dno płytki z agarem. Przechylać płytkę we wszystkich kierunkach, aby upewnić się, że miękki agar równomiernie pokrywa dno agaru.Przykryj płytkę i odstaw ją na 20 do 30 minut w celu zastygnięcia. Należy uważać, aby nie poruszać płytką podczas procesu zastygania. Po zastygnięciu nanieś kropelkowo od 2 do 5 µL supernatantu na warstwę wierzchnią.Pozostaw płytki do inkubacji przez noc w temperaturze pokojowej. Obserwuj i zapisuj wyniki następnego ranka. Stosując tę metodę, dwa szczepy P syringae są hamowane przez różne bakteriocyny.Szczep A jest wrażliwy na wysokocząsteczkową bakteriocynę Tailocin, ale nie wykazuje wrażliwości na alternatywną, niskocząsteczkową bakteriocynę. Odwrotnie, szczep B jest niewrażliwy na Tailocin, lecz jest wrażliwy na niskocząsteczkową bakteriocynę. Tailocin jest skutecznie odzyskiwany po precypitacji PEG, podczas gdy niskocząsteczkowe bakteriocyny nie są.Zabijanie pośredniczone przez bakteriofagi odróżnia się od działania innych niereplikujących się środków przeciwdrobnoustrojowych poprzez porównanie serii rozcieńczeń. W przypadku przejaśnienia pośredniczonego przez bakteriofagi, rozcieńczenie supernatantu prowadzi do powstania pojedynczych plak, czyli stref przejaśnienia, podczas gdy przejaśnienie pośredniczone przez bakteriocyny nie prowadzi do powstania takich plak. Procedurę tę można zastosować jako wstępny screening w celu identyfikacji czynników hamujących, a następnie połączyć ją z dalszymi manipulacjami genetycznymi, aby zidentyfikować lub potwierdzić źródło tej aktywności.

use-soft-agar-overlay-technique-to-screen-for-bacterially-produced

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Podczas pracy z pożywkami i odczynnikami używanymi do hodowli mikroorganizmów, należy stosować technikę aseptyczną, aby zminimalizować zanieczyszczenie. Do izolacji, namnażania lub oznaczania liczby bakterii i fagów rutynowo stosuje się różne metody posiewu, z których wszystkie obejmują procedury utrzymujące sterylność materiałów eksperymentalnych.

Aseptyczne techniki laboratoryjne: metody galwanizacji

Źródło: Rugjee, K. N., et al. Opracowanie wysokoprzepustowego zestawu do badań przesiewowych małych cząsteczek, które modulują sygnalizację c-di-GMP u Pseudomonas aeruginosa.  J. Vis. Exp. (2016).Ten film przedstawia badania przesiewowe cyklicznych modulatorów di-GMP przy użyciu genetycznie zmodyfikowanych bakterii, które eksprymują białko zielonej fluorescencji (GFP) pod kontrolą promotora wrażliwego na c-di-GMP. Fluorescencję mierzy się na płytce wielodołkowej zawierającej różne badane...

Badania przesiewowe cyklicznych modulatorów di-GMP z wykorzystaniem bakterii wyrażających fluorescencyjne białko reporterowe 

Źródło: Hockett, K. L. i Baltrus, D. A. Zastosowanie techniki nakładki miękkiego agaru do wykrywania związków hamujących produkowanych przez bakterie. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje procedurę wykrywania zabijania podpłynionego bakteriocyną poprzez wykrycie supernatantu szczepu dawcy wywołanego antybiotykiem na miękkiej warstwie agaru zawierającej szczep testowy. Strefy przezroczyste powstałe po inkubacji wskazują na hamowanie bakterii.

Miękki test agarowy do wykrywania zabijania podsycaniego bakteriocyną u strzykawek Pseudomonas

Ten film prezentuje test odroczonego hamowania wzrostu, używany do zbadania, jak związki przeciwdrobnoustrojowe wytwarzane przez jeden typ bakterii wpływają na inny konkurencyjny szczep bakteryjny.

Test odroczonego hamowania wzrostu w celu oceny wpływu związków przeciwdrobnoustrojowych pochodzenia bakteryjnego

Konkurencja w Streptococcus pneumoniae jest wywoływana przez bakteriocyny, małe peptydy przeciwdrobnoustrojowe o działaniu hamującym w stosunku do pneumokoków i innych pokrewnych gatunków. Tutaj opisujemy zoptymalizowany test nakładki bakteryjnej, który pozwala na scharakteryzowanie aktywności bakteriocyny i spektrum hamowania, odporności specyficznej dla bakteriocyny oraz wykrywania wydzielanych peptydów quorum sensing.

Wykorzystanie testu nakładkowego do jakościowego pomiaru produkcji bakterii i wrażliwości na bakterie pneumokokowe

Ten artykuł opisuje test o wysokiej przepustowości, który został z powodzeniem opracowany do badania dużych bibliotek małych cząsteczek pod kątem ich potencjalnej zdolności do manipulowania poziomami komórkowymi cyklicznego di-GMP u Pseudomonas aeruginosa, dostarczając nowego potężnego narzędzia do odkrywania leków przeciwbakteryjnych i testowania związków.

Opracowanie wysokowydajnego zestawu do badań przesiewowych małych cząsteczek, które modulują sygnalizację c-di-GMP u Pseudomonas aeruginosa

Test odroczonego hamowania wzrostu może być użyty do oceny wpływu konkurencji jednego izolatu bakteryjnego na drugi. Hamowanie określa się ilościowo, mierząc strefę oczyszczania wokół izolatu wytwarzającego inhibitor, lub ocenia się jakościowo, określając widoczny zakres hamowania.

Test odroczonego hamowania wzrostu w celu ilościowego określenia wpływu środków przeciwdrobnoustrojowych pochodzenia bakteryjnego na konkurencję

To badanie przedstawia rozwój powtarzalnych metodologii badania inhibitorów biofilmu i ich wpływu na wielokomórkowość Bacillus subtilis.

Metodologie badania biofilmów B. subtilis jako modelu charakteryzującego małocząsteczkowe inhibitory biofilmu

Testy interakcji międzykulturowych przedstawione w tym protokole są niedrogie, mają wysoką przepustowość i są proste. Testy te można wykorzystać do obserwacji interakcji mikrobiologicznych w kokulturze, identyfikacji wzorców interakcji i scharakteryzowania potencjału hamującego badanego szczepu drobnoustrojów przeciwko patogenom ludzkim i środowiskowym.

Wysokoprzepustowe testy kokultur do badania interakcji mikrobiologicznych

W tym artykule metodycznym prezentujemy strategię wysokoprzepustowych badań przesiewowych w celu identyfikacji związków chemicznych, takich jak osmolity, które mają znaczący wpływ na trwałość bakterii.

Wysokoprzepustowe badania przesiewowe związków chemicznych w celu wyjaśnienia ich wpływu na trwałość bakterii

Poznaj technikę miękkiego nakładki agarowej do przesiewowego wykrywania bakteriocyn hamujących inne szczepy bakteryjne. Ta prosta i ekonomiczna metoda umożliwia badanie antagonistycznych interakcji mikroorganizmów.

Zastosowanie techniki miękkiego nakładki agarowej do badań przesiewowych pod kątem związków hamujących wytwarzanych przez bakterie (Wideo) | JoVE Journal

Zastosowanie techniki miękkiego nakładki agarowej do badań przesiewowych pod kątem związków hamujących wytwarzanych przez bakterie

Przeglądaj więcej filmów