Name: Określanie kinetyki metabolizmu glukozy za pomocą 18F-FDG Micro-PET/CT (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: Poznaj metodę 18F-FDG Micro-PET/CT do badania kinetyki metabolizmu glukozy w tkankach myszy. Technika umożliwia pomiar w czasie rzeczywistym oraz długoterminowe badania metaboliczne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez National Imaging Facility Subsydiowany Grant Dostępu dla BJC, grant programu National Health and Medical Research Council of Australia (482800) dla KAR i PJB. Autorzy pragną podziękować Andrew Arthurowi, Hasarowi Hazme i Marie-Claude Gregoire za wsparcie w opracowaniu tej metody.

Wszystkie procedury opisane w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Lokalny Okręg Zdrowia w Sydney i Komitety Etyki Zwierząt Uniwersytetu w Sydney i były zgodne z Przewodnikiem NIH dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych, wydanie ósme (2011).
1. Przygotowanie zwierząt
UWAGA: W tym protokole samce myszy db/db (BKS.Cg-Dock7m +/+ Leprdb/J) były trzymane w pomieszczeniach grupowych z dostępem ad libitum do karmy i wody do 6 tygodnia życia. W momencie obrazowania myszy ważyły ~ 30 g. Wszystkie myszy użyte w tym protokole miały poziom glukozy we krwi na czczo od 10 do 14 mmol/L.
<ol>
	<li>W razie potrzeby pościć myszy. W tym przykładzie myszy poszczą przez 5 godzin przed procedurą eksperymentalną.</li>
	<li>Potraktuj myszy pożądanym środkiem (np. lekiem, białkiem, peptydem) przed rozpoczęciem obrazowania. W tym przykładzie należy podać podskórne wstrzyknięcie insuliny (3 j./kg insuliny ludzkiej) lub równoważnej objętości PBS na 30 minut przed rozpoczęciem obrazowania.</li>
</ol>
2. Konfiguracja przepływu pracy
UWAGA: Ten protokół został zaimplementowany na skanerze PET/CT. Najpierw należy pozyskać dane PET, a następnie dane z tomografii komputerowej.
<ol>
	<li>Ustawienia PET:
	<ol>
		<li>Wybierz izotop jako 18F, ustaw czas skanowania na 3,600 s, a dyskryminację energii górnego i dolnego poziomu na 350 keV - 650 keV (domyślnie) z oknem czasowym koincydencji 3,432 ns (domyślnie). Dane w trybie listy histogramu w 16 klatkach (6 × 10 s, 4 × 60 s, 1 × 300 s, 5 × 600 s) przez okres 0 - 60 min po wstrzyknięciu znacznika. Rekonstrukcja sinogramów emisyjnych za pomocą 2D-FBP z zoomem 1.5. 
		UWAGA: Zrekonstruowane obrazy składały się z 16 dynamicznych klatek, każda o długości 128 × 128 × 159 wokselach i rozmiarze woksela 0,52 × 0,52 × 0,796mm3.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustawienia CT:
	<ol>
		<li>W przypadku tomografii komputerowej całego ciała ustaw prąd na 500 A, napięcie na 50 kV, czas ekspozycji 500 ms i 200 projekcji w ciągu obrotu o 360 stopni. Ustaw pole widzenia detektora (FoV) na 30722048, liczbę pozycji łóżka na 3 (aby pokryć pełny zakres PET FoV), nakładanie się pozycji łóżka = 30,234713% i binning detektora na 4, 
		UWAGA: Rekonstrukcję tomografii komputerowej wykonano przy użyciu oprogramowania do rekonstrukcji obrazu tomografii wiązki stożkowej z kalibracją HU, interpolacją dwuliniową i filtrem Sheppa-Logana.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>18 F-FDG:
	<ol>
		<li>Zamów wystarczającą ilość 18F-FDG (na przykład 450 MBq w 0,5 ml) u lokalnego dostawcy, aby dotrzeć ~ 30 minut przed pierwszym wstrzyknięciem. Podwielokrotność i rozcieńczyć 18F-FDG tak, aby zwierzęta otrzymały ~ 10 MBq z 18F-FDG w końcowej objętości 0,1 ml.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Protokół obrazowania
<ol>
	<li>Przetrzyj komorę indukcyjną i stół obrazowania 80% (v/v) etanolem, aby utrzymać warunki aseptyki. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i znieczulenie 5% izofluranem w tlenie.</li>
	<li>Umieść mysz na stole do obrazowania wyposażonym w elektryczną poduszkę grzewczą do utrzymywania temperatury ciała i precyzyjny stożek nosowy parownika, który dostarcza izofluran (utrzymanie, 1,5 - 2%) z szybkością przepływu 1 l/min. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Ustaw mysz w pozycji leżącej na podkładce sensorycznej, aby monitorować oddech i zapewnić utrzymanie odpowiedniej płaszczyzny znieczulenia.</li>
	<li>Ogrzej ogon za pomocą okładu grzewczego przez 1-2 minuty, aby rozszerzyć boczną żyłę ogonową. Cewnikować boczną żyłę ogonową, wprowadzając igłę o rozmiarze 30 do bocznej żyły ogonowej. Zabezpiecz igłę na miejscu za pomocą kleju chirurgicznego i zabezpiecz cewnik.</li>
	<li>Załaduj łóżko do obrazowania do skanera i przesuń łóżko przez urządzenie tak, aby dostęp do cewnika był możliwy z tyłu urządzenia.</li>
	<li>Podłączyć cewnik do strzykawki 18F-FDG w sterowniku strzykawkowym. Obliczyć dokładną dawkę 18F-FDG (10 MBq) na podstawie aktywności w strzykawce przed wstrzyknięciem i objętości do podania (< 100 μl, wstrzykiwana przez 10 sekund).</li>
	<li>Aby zminimalizować wpływ znieczulenia na zmienność wychwytu glukozy, należy zapewnić stały czas między indukcją znieczulenia a wstrzyknięciem 18F-FDG (na przykład 30 minut).</li>
	<li>Badanie PET należy rozpocząć bezpośrednio przed wstrzyknięciem 18F-FDG. Po zakończeniu badania PET (3 600 s) należy wykonać tomografię komputerową (~ 10 min), aby umożliwić jednoczesną rejestrację wychwytu radioznacznika z tkankami.</li>
	<li>Przesuń stół obrazowania do pozycji wyjściowej, wyjmij zwierzę z łóżka.</li>
	<li>W tym momencie poddaj zwierzę eutanazji lub pozwól mu wyzdrowieć:
	<ol>
		<li>W przypadku eutanazji należy wykonać zwichnięcie szyjki macicy jeszcze pod narkozą i pobrać interesujące nas narządy do późniejszej analizy.</li>
		<li>Jeśli pozwalasz myszy na powrót do zdrowia, umieść mysz w pojedynczej obudowie na poduszce grzewczej lub przed lampą grzewczą. Monitoruj mysz, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Pozwól myszy dojść do siebie przez 1 godzinę przed powrotem do pomieszczenia grupowego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Przetwarzanie obrazu PET
UWAGA: Rekonstrukcja obrazu została przeprowadzona przy użyciu oprogramowania do akwizycji w miejscu pracy v1.5.0.28 i analizy w oprogramowaniu do badań w wersji 4.2.
<ol>
	<li>Jednoczesna rejestracja obrazów CT i PET oraz upewnienie się, że wyrównanie jest prawidłowe we wszystkich 3 wymiarach.
	<ol>
		<li>W menu "Plik" wybierz "Wyszukiwanie folderów/Importuj" i wybierz folder zawierający dane. Wybierz żądane dane PET i CT i kliknij zakładkę "Analiza ogólna".</li>
		<li>Posortuj dane tak, aby CR był oznaczony jako "Źródło", a PET był oznaczony jako "Cel". W menu "Workflow" wybierz "Rejestracja". Jeśli obrazy wymagają korekty, aby zostały poprawnie zarejestrowane, użyj narzędzi w menu "Rejestracja".</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W menu "Workflow" (Przepływ pracy) wybierz opcję "Quantification ROI" (Kwantyfikacja zwrotu z inwestycji).
	<ol>
		<li>Użyj funkcji "Przesuń" i "Powiększenie" w zakładce "Obraz", aby zlokalizować żądany region. W menu "Narzędzia" wybierz zakładkę "Utwórz" i kliknij ikonę pędzla. Narysuj ROI na obrazie</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyodrębnij krzywe czasowo-aktywne, wybierając opcję "Zapisz kwantyfikację zwrotu z inwestycji" z menu "Zapisz". Zapisz dane jako plik CSV.</li>
	<li>Określić ilościowo wychwyt radioaktywności jako Bq nacm3 tkanki. Przelicz wartości na procent wstrzykniętej dawki nacm3 (% ID/ cm3), ładując plik CSV do arkusza kalkulacyjnego.</li>
</ol>
5. Funkcja wejściowa
<ol>
	<li>Aby skorygować systemową funkcję rozpiętości punktów, zdekonwolucjonizuj szacowaną systemową wartość PSF dla 5 iteracji za pomocą ponownie rozmytej metody dekonwolucji Van Citterta, jak opisano wcześniej9. 
	UWAGA: Jest to wymagane ze względu na mały rozmiar żyły głównej u myszy.</li>
	<li>Użyj obrazów po dekonwolucji, aby wygenerować krzywą czasowo-aktywność funkcji wprowadzania krwi, jak opisano powyżej.</li>
</ol>
6. Modelowanie kinetyczne
UWAGA: Model dwutkankowy FDG (Rysunek 1) wymaga funkcji wprowadzania plazmy.
<ol>
	<li>Przekonwertuj funkcję wprowadzania krwi w pliku CSV na funkcję wprowadzania osocza, używając następującego równania10: Input_plasma = Input_blood × (0,386e−0,191t + 1,165).</li>
	<li>W narzędziu do modelowania kinetycznego kliknij przycisk "Kinetyczny". Zaimportuj pliki CSV z całkowitą liczbą aktywności tkanek i osocza do narzędzia do modelowania kinetycznego, wybierając opcję "Krzywa aktywności w czasie ładowania" z "Menu".</li>
	<li>W menu "Model" wybierz 2 przedziały tkankowe. Upewnij się, że pole obok k4 nie jest zaznaczone i wprowadź wartość 0. W przypadku pierwszego dopasowania odznacz pole vB (frakcja objętości krwi) i wprowadź wartość 2%.</li>
	<li>Kliknij przycisk "Dopasuj do bieżącego regionu". Popraw wyodrębniony obszar zainteresowania pod kątem dyspersji11,12. Osiągnij to, minimalizując wartość chi-kwadrat dla modelu FDG dla różnych czasów dyspersji.</li>
	<li>Wykonaj drugie dopasowanie, używając zmiennej wartości vB (zaznacz pole obok pola vB) i zoptymalizowanej wartości dyspersji, aby obliczyć regionalne stałe szybkości (k1-k 3). Oblicz regionalną stałą napływu jako Ki = (k1 × k3) / (k2 + k3).</li>
</ol>

<ol><li>Jensen, M. M., Kjaer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+of+anti-cancer+treatment+with+%2818%29F-FDG+and+%2818%29F-FLT+PET%3A+a+comprehensive+review+of+pre-clinical+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Nucl+Med+Mol+Imaging%22%5BJournal%5D)">Monitoring of anti-cancer treatment with (18)F-FDG and (18)F-FLT PET: a comprehensive review of pre-clinical studies.</a> Am J Nucl Med Mol Imaging. 5, 431-456 (2015).</li>
<li>Duncan, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%2818%29F-FDG-PET%2FCT+imaging+in+an+IL-6-+and+MYC-driven+mouse+model+of+human+multiple+myeloma+affords+objective+evaluation+of+plasma+cell+tumor+progression+and+therapeutic+response+to+the+proteasome+inhibitor+ixazomib%5BTitle%5D)+AND+%22Blood+Cancer+J%22%5BJournal%5D)">(18)F-FDG-PET/CT imaging in an IL-6- and MYC-driven mouse model of human multiple myeloma affords objective evaluation of plasma cell tumor progression and therapeutic response to the proteasome inhibitor ixazomib.</a> Blood Cancer J. 3, e165(2013).</li>
<li>Wang, Y., Kung, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((18F-FDG-PET%2FCT+imaging+of+drug-induced+metabolic+changes+in+genetically+engineered+mouse+lung+cancer+models%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">18F-FDG-PET/CT imaging of drug-induced metabolic changes in genetically engineered mouse lung cancer models.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2015, 176-179 (2015).</li>
<li>Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+imaging+of+brown+fat+in+mice+with+18F-FDG+micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2012).</li>
<li>Radu, C. G., Shu, C. J., Shelly, S. M., Phelps, M. E., Witte, O. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positron+emission+tomography+with+computed+tomography+imaging+of+neuroinflammation+in+experimental+autoimmune+encephalomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Positron emission tomography with computed tomography imaging of neuroinflammation in experimental autoimmune encephalomyelitis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 1937-1942 (2007).</li>
<li>Toba, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-natal+treatment+by+a+blood-brain-barrier+permeable+calpain+inhibitor%2C+SNJ1945+rescued+defective+function+in+lissencephaly%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Post-natal treatment by a blood-brain-barrier permeable calpain inhibitor, SNJ1945 rescued defective function in lissencephaly.</a> Sci Rep. 3, 1224(2013).</li>
<li>Halseth, A. E., Bracy, D. P., Wasserman, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+hexokinase+II+increases+insulinand+exercise-stimulated+muscle+glucose+uptake+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Overexpression of hexokinase II increases insulinand exercise-stimulated muscle glucose uptake in vivo.</a> Am J Physiol. 276, E70-E77 (1999).</li>
<li>Defronzo, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Banting+Lecture.+From+the+triumvirate+to+the+ominous+octet%3A+a+new+paradigm+for+the+treatment+of+type+2+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Banting Lecture. From the triumvirate to the ominous octet: a new paradigm for the treatment of type 2 diabetes mellitus.</a> Diabetes. 58, 773-795 (2009).</li>
<li>Tohka, J., Reilhac, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deconvolution-based+partial+volume+correction+in+Raclopride-PET+and+Monte+Carlo+comparison+to+MR-based+method%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Deconvolution-based partial volume correction in Raclopride-PET and Monte Carlo comparison to MR-based method.</a> NeuroImage. 39, 1570-1584 (2008).</li>
<li>Wu, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((et+al.+In+vivo+quantitation+of+glucose+metabolism+in+mice+using+small-animal+PET+and+a+microfluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">et al. In vivo quantitation of glucose metabolism in mice using small-animal PET and a microfluidic device.</a> J Nucl Med. 48, 837-845 (2007).</li>
<li>Oikonen, V. Model equations for the dispersion of the input function in bolus infusion PET studies. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.turkupetcentre.net/reports/tpcmod0003.pdf">http://www.turkupetcentre.net/reports/tpcmod0003.pdf</a> (2002).</li>
<li>Iida, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Error+analysis+of+a+quantitative+cerebral+blood+flow+measurement+using+H2%2815%29O+autoradiography+and+positron+emission+tomography%2C+with+respect+to+the+dispersion+of+the+input+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Error analysis of a quantitative cerebral blood flow measurement using H2(15)O autoradiography and positron emission tomography, with respect to the dispersion of the input function.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 6, 536-545 (1986).</li>
<li>Cochran, B. J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27193916">In vivo PET imaging with [18F]FDG to explain improved glucose uptake in an apolipoprotein A-I treated mouse model of diabetes.</a> Diabetologia. 59, 1977-1984 (2016).</li>
<li>Kobayashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+db%2Fdb+mouse%2C+a+model+for+diabetic+dyslipidemia%3A+molecular+characterization+and+effects+of+Western+diet+feeding%5BTitle%5D)+AND+%22Metabolism%22%5BJournal%5D)">The db/db mouse, a model for diabetic dyslipidemia: molecular characterization and effects of Western diet feeding.</a> Metabolism. 49, 22-31 (2000).</li>
<li>Yue, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+of+progressive+cardiomyopathic+changes+in+the+db%2Fdb+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging of progressive cardiomyopathic changes in the db/db mouse.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292, H2106-H2118 (2007).</li>
<li>Hagberg, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+VEGF-B+as+a+novel+treatment+for+insulin+resistance+and+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Targeting VEGF-B as a novel treatment for insulin resistance and type 2 diabetes.</a> Nature. 490, 426-430 (2012).</li>
<li>Alf, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+brain+glucose+metabolism+by+18F-FDG+PET+with+real-time+arterial+and+image-derived+input+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">Quantification of brain glucose metabolism by 18F-FDG PET with real-time arterial and image-derived input function in mice.</a> J Nucl Med. 54, 132-138 (2013).</li>
<li>Tantawy, M. N., Peterson, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+%5B18F%5DFDG+image-derived+input+function+using+the+left+ventricle%2C+liver%2C+and+one+venous+blood+sample%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+imaging%22%5BJournal%5D)">Simplified [18F]FDG image-derived input function using the left ventricle, liver, and one venous blood sample.</a> Molecular imaging. 9, 76-86 (2010).</li>
<li>Thorn, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeatable+noninvasive+measurement+of+mouse+myocardial+glucose+uptake+with+18F-FDG%3A+evaluation+of+tracer+kinetics+in+a+type+1+diabetes+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">Repeatable noninvasive measurement of mouse myocardial glucose uptake with 18F-FDG: evaluation of tracer kinetics in a type 1 diabetes model.</a> J Nucl Med. 54, 1637-1644 (2013).</li>
<li>Wagner, R., Zimmer, G., Lacko, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+interspecies+approach+to+the+investigation+of+the+red+cell+membrane+glucose+transporter%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">An interspecies approach to the investigation of the red cell membrane glucose transporter.</a> Biochim Biophys Acta. 771, 99-102 (1984).</li>
<li>Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetic+agent+and+carrier+gas+on+blood+glucose+and+tissue+uptake+in+mice+undergoing+dynamic+FDG-PET+imaging%3A+sevoflurane+and+isoflurane+compared+in+air+and+in+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen.</a> Mol Imaging Biol. 10, 192-200 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisany tutaj protokół stanowi solidną, nieinwazyjną metodologię określania kinetyki wychwytu glukozy z krwiobiegu do tkanek i późniejszego metabolizmu u myszy.
Mysz db / db jest dobrze ugruntowanym zwierzęcym modelem cukrzycy typu 214 , który był szeroko stosowany do badania insulinooporności i odpowiednich interwencji. Jednak wcześniejsze badania określały ilościowo tylko wychwyt punktu końcowego wsercu15 oraz mięśniach sercowych i szkieletowyc...

Celem tego badania było opracowanie metodologii opartej na pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT) do ilościowego określenia in vivo, w czasie rzeczywistym wychwytu glukozy z krwiobiegu do określonych tkanek u myszy. Osiągnięto to przy użyciu 18fluorodeoksyglukozy znakowanej F (FDG) do pomiaru wychwytu glukozy i modelowania kinetycznego w celu oszacowania szybkości wychwytu 18F-FDG z osocza do przestrzeni wewnątrzkomórkowej, szybkości transportu z przestrzeni wewnątrzkomórkowej do osocza oraz szybkości fosforylacji 18F-FDG.
U gryzoni, 18F-FDG został wykorzystany w przedklinicznej ocenie licznych metod leczenia raka1, badaniach progresji nowotworu2 i metabolizmie nowotworów3 oraz obrazowaniu brązowych magazynów tłuszczu4, neuroinflamation5 i metabolizmie mózgu6.
Tradycyjne metody używane do badania specyficznego dla tkanek wychwytu glukozy u myszy (i szczurów) zazwyczaj obejmują leczenie 2-deoksyglukozą znakowaną radioaktywnie za pomocą 3H lub 14C, a następnie eutanazję, pobranie tkanek i pomiar radioaktywności w każdej tkance7. Zastosowanie PET/CT pozwala na nieinwazyjne określenie wychwytu i metabolizmu glukozy w wielu narządach i regionach jednocześnie u żywych zwierząt. Dodatkowo, ponieważ eutanazja nie jest wymagana, technika ta nadaje się do stosowania w badaniach podłużnych.
Cukrzyca typu 2 (T2DM) charakteryzuje się zaburzonym metabolizmem glukozy i hiperglikemią wtórną do zmniejszonej reakcji tkanek na insulinę (insulinooporność) oraz niezdolnością komórek trzustki do wytwarzania odpowiedniej ilości insuliny8. Analiza kinetyczna wychwytu i metabolizmu glukozy może dostarczyć ważnych informacji na temat mechanizmu działania i skuteczności interwencji terapeutycznych, a także umożliwić zaawansowane monitorowanie postępu choroby.

<table><tbody><tr><td>Skaner PET/CT</td><td>Siemens</td><td>Inveon&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>18F-FDG</td><td>PETNET Solutions</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmachem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 gauge igła</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>oprogramowanie do modelowania PMOD</td><td>Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BKS. Cg-Dock7m&nbsp;+/+&nbsp; Leprdb/J myszy</td><td>Jackson Laboratory</td><td>000642</td><td></td></tr><tr><td>Insulina ludzka</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

określanie kinetyki metabolizmu glukozy za pomocą 18f-fdg micro-pet/ct

Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT

Ten artykuł opisuje użycie 18obrazowania F-FDG i mikro-PET/CT do określenia kinetyki metabolizmu glukozy in vivo u myszy (i można ją przenieść na szczury). Upośledzony wychwyt i metabolizm glukozy w wielu układach narządowych z powodu insulinooporności jest cechą charakterystyczną cukrzycy typu 2. Zdolność tej techniki do wyodrębnienia funkcji wejściowej pochodzącej z obrazu z żyły głównej przy użyciu iteracyjnej metody dekonwolucji eliminuje konieczność pobierania próbek krwi tętniczej. Dopasowanie krzywych aktywności tkankowej i żyły głównej w czasie do modelu dwutkankowego, trójkompartmentowego pozwala na oszacowanie mikroparametrów kinetycznych związanych z wychwytem 18F-FDG z osocza do przestrzeni wewnątrzkomórkowej, szybkości transportu z przestrzeni wewnątrzkomórkowej do osocza oraz szybkości fosforylacji 18F-FDG. Metodologia ta pozwala na wiele pomiarów wychwytu glukozy i kinetyki metabolizmu w kontekście badań podłużnych, a także zapewnia wgląd w skuteczność interwencji terapeutycznych.

Wcześniej wykorzystaliśmy model myszy db/db do zbadania wpływu zwiększenia poziomu apoA-I w osoczu na kinetykę wychwytu i metabolizmu glukozy13. W niniejszym badaniu zastosowaliśmy myszy db/db leczone insuliną, aby wykazać użyteczność obrazowania PET/CT w monitorowaniu wychwytu 18F-FDG z osocza do mięśnia brzuchatego w czasie rzeczywistym.
Sześciotygodniowe myszy db/db poddano znieczuleniu i po...

To badanie opisuje protokół, który wykorzystuje obrazowanie 18F-FDG i pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej (PET/CT), wraz z modelowaniem kinetycznym, do ilościowego określenia in vivo, w czasie rzeczywistym wychwytu 18F-FDG do tkanek.

Określanie kinetyki metabolizmu glukozy za pomocą 18F-FDG Micro-PET/CT

This paper describes the use of 18F-FDG and micro-PET/CT imaging to determine in vivo glucose metabolism kinetics in mice (and is transferable to rats). ...

Ogólnym celem niniejszego protokołu obrazowania jest ilościowe określenie w czasie rzeczywistym in vivo pobierania glukozy z krwiobiegu do określonych tkanek u myszy. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie cukrzycy i metabolizmu, takie jak wpływ poszczególnych terapii cukrzycy na pobieranie i metabolizm glukozy. Główną zaletą tej techniki jest możliwość przeprowadzania eksperymentów podłużnych w celu oceny na przykład wpływu wieku lub diety na metabolizm glukozy.Opanowanie tej metody dostarcza informacji o metabolizmie glukozy w mięśniach szkieletowych. Jest ona również przydatna w badaniu innych tkanek, takich jak wątroba i mózg, a także może być zastosowana u szczurów. Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, ponieważ akwizycja obrazów oraz etapy analizy muszą zostać wykonane prawidłowo, aby zapewnić dokładność wyników.Najpierw przemyj komorę indukcyjną, stół obrazujący oraz matę grzewczą 80% etanolem. Umieść mysz w komorze indukcyjnej i podaj znieczulenie w postaci 5% izofluranu w tlenie. Zamocuj elektryczną matę grzewczą oraz matę z czujnikiem na stole obrazującym.Umieść mysz w pozycji brzusznej i kontynuuj podawanie 1 l/min 1,5 do 2% isofluranu za pomocą stożka nosowego. Nałóż maść weterynaryjną na oczy myszy, aby zapobiec ich wysuszeniu. Następnie ogrzewaj ogon myszy przez jedną do dwóch minut.Po rozszerzeniu bocznej żyły ogonowej wprowadź do niej igłę o rozmiarze 30G. Przymocuj igłę klejem chirurgicznym i podłącz do niej cewnik. Wsuń stół obrazujący do skanera PET/CT i ustaw go tak, aby cewnik był dostępny z tyłu urządzenia.Przymocuj strzykawkę zawierającą dawkę F18-FDG do cewnika. Po upływie określonego czasu od indukcji znieczulenia rozpocznij jednogodzinne badanie PET i wstrzyknij dawkę F18-FDG. Po zakończeniu badania PET wykonaj 10-minutowe badanie CT.Po zakończeniu badania CT przesuń stół obrazujący do pozycji wyjściowej i zdejmij mysz ze stołu. Mysz należy poddać eutanazji poprzez zwichnięcie stawów szyjnych w znieczuleniu lub pozwolić jej na wybudzenie w pojedynczej klatce pod obserwacją. Aby rozpocząć przetwarzanie obrazów, wczytaj zrekonstruowane obrazy PET i CT.Wyznacz dane CT jako źródłowe, a dane PET jako docelowe. Przeprowadź korejestrację danych i wyrównaj obrazy w razie potrzeby. Następnie wybierz kwantyfikację ROI.Użyj narzędzi panowania i powiększania, aby zlokalizować interesujący obszar na obrazie. Przejdź do karty tworzenia i wybierz narzędzie pędzla. Obrysuj ROI odpowiadający mięśniowi brzuchowemu łydki.Następnie należy użyć funkcji zapisu kwantyfikacji ROI, aby wyeksportować dane o aktywności tkankowej w czasie do pliku CSV. Odfiltruj szacowaną funkcję rozproszenia punktowego systemu (PSF) przez pięć iteracji, stosując metodę dekonwolucji Van Citterta. W kolejnym kroku wyznacz ROI odpowiadające żyłowej części głównej.Wyeksportuj dane o czasie aktywności funkcji wejściowej krwi z obrazów po dekonwolucji do pliku CSV. Zaimportuj pliki CSV do programu arkuszy kalkulacyjnych. Zapisz dane jako nowe pliki CSV i przelicz wartości pobrania na procent wstrzykniętej dawki na centymetr sześcienny.Wykreśl krzywe aktywności w czasie za pomocą programu do arkuszy kalkulacyjnych. Następnie zapisz przetworzone dane z żyły głównej w nowym pliku CSV. Przekształć dane z żyły głównej w funkcję wejściową osocza.W narzędziu do modelowania kinetycznego wybierz opcję kinetic. Zaimportuj pliki z danymi całkowitej aktywności tkanki i osocza. Wybierz model dwutkankowy z trzema przedziałami.Upewnij się, że pole szybkości defosforylacji F18-FDG, K4, jest odznaczone i ma wartość zero. Ustaw frakcję objętości krwi, VB, na 2%. Aby dodać dyspersję do funkcji wejściowej pochodzącej z żyły głównej, użyj programu takiego jak disp4dft, aby utworzyć wiele funkcji wejściowych z różnymi czasami dyspersji. Następnie ładuj po kolei funkcje wejściowe z dyspersją i wybieraj opcję dopasowania do aktualnego obszaru.Powtórz czynność, aby znaleźć funkcję wejściową z dyspersją, która posiada najniższą wartość ChiSquared. Korzystając z zoptymalizowanej funkcji wejściowej, ustaw ułamkową objętość krwi jako wartość zmienną. Ponownie dopasuj region, aby wyznaczyć regionalne stałe szybkości.Następnie oblicz stałą napływu regionalnego. Metodą tą obrazowano sześciotygodniowe myszy DBDB traktowane insuliną lub solą fosforanową (PBS). U myszy traktowanych insuliną zaobserwowano zwiększoną aktywność F18-FDG w mięśniu brzuchatym łydki w porównaniu z myszami kontrolnymi.Nie zaobserwowano zwiększonej aktywności w żyle głównej. Do modelowania kinetycznego wykorzystano model dwutkankowy z trzema przedziałami. Nie stwierdzono istotnych różnic w porównaniu z grupą kontrolną w szybkości transportu F18-FDG z osocza tętniczego do przestrzeni wewnątrzkomórkowej lub odwrotnie.Jednakże szybkość fosforylacji F18-FDG była znacznie wyższa u myszy leczonych insuliną. Stała napływu była odpowiednio wyższa dla myszy leczonych insuliną. Po obejrzeniu filmu powinni Państwo dobrze rozumieć, jak prawidłowo obrazować myszy, wyznaczać obszary zainteresowania oraz obliczać parametry kinetyczne.Należy pamiętać, że praca z promieniowaniem może być niebezpieczna; podczas wykonywania tej procedury zawsze należy przestrzegać środków ostrożności, takich jak odpowiednie przeszkolenie, stosowanie osłon oraz monitorowanie poziomu ekspozycji.

determining-glucose-metabolism-kinetics-using-18f-fdg-micro-petct

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Istnieje ogromna potrzeba nieinwazyjnego rozpoznawania miażdżycy; w niniejszej pracy demonstrujemy, w jaki sposób badanie FDG-PET/CT może zostać wykorzystane do wykrywania i ilościowego określania aktywności blaszki miażdżycowej oraz stanu zapalnego naczyń.

Ilościowe oznaczanie aktywności blaszki miażdżycowej i stanu zapalnego naczyń krwionośnych za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej z tomografią komputerową z użyciem [18-F] fluorodeoksyglukozy (FDG-PET/CT)

Opisano metodę obrazowania funkcjonalnego brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) u myszy, w której pobór 18F-fluorodeoksygukozy (FDG) przez BAT stymulowany zimnem jest oceniany nieinwazyjnie przy użyciu standaryzowanego protokołu micro-PET/CT. Metoda ta jest wiarygodna i czuła w wykrywaniu różnic w aktywności BAT w modelach mysich.

Obrazowanie funkcjonalne brunatnej tkanki tłuszczowej u myszy z wykorzystaniem micro-PET/CT z 18F-FDG

Ten artykuł opisuje multimodalność obrazowania tkanek nowotworowych za pomocą diagnostyki PET i CT przy użyciu radioznacznika 18F-FDG. Tkanka nowotworowa o wysokiej aktywności glikolitycznej wychwytuje więcej 18F-FDG.

Skan PET/CT oparty na FDG: metoda wykorzystania radioznacznika do nieinwazyjnego obrazowania metabolizmu guza

Pozytonowa tomografia emisyjna dla małych zwierząt umożliwia ocenę dwóch głównych substratów energetycznych mózgu: glukozy i ketonów. W niniejszej metodzie 11C-acetooctan i 18F-fluorodeoksyglukoza są wstrzykiwane sekwencyjnie każdemu zwierzęciu, a ich wychwyt jest mierzony ilościowo w określonych obszarach mózgu określonych na podstawie obrazów rezonansu magnetycznego.

Protokół PET-MRI z podwójnym znacznikiem do ilościowego pomiaru wychwytu regionalnych substratów energetycznych mózgu u szczura

W tym protokole opisujemy, jak wykorzystać pozytonową tomografię emisyjną [18F]-2-fluoro-2-deoksy-D-glukozy i obrazowanie tomografii komputerowej (18F-FDG PET/CT) do pomiaru odpowiedzi metabolicznej guza na terapię celowaną MLN0128 w mysim modelu raka płuc z mutacją Kras/Lkb1 oraz obrazowania sprzężonego z autoradiografią ex vivo o wysokiej rozdzielczości i histologią ilościową.

Wykorzystanie obrazowania PET/CT 18F-FDG i histologii ilościowej do pomiaru dynamicznych zmian w metabolizmie glukozy w mysich modelach raka płuc

[18F]-fluorodeoksyglukoza (FDG) pozytonowa tomografia emisyjna-tomografia komputerowa jest przydatna do badania metabolizmu glukozy związanego z funkcjonowaniem mózgu. W tym miejscu przedstawiamy protokół konfiguracji znacznika [18F] FDG i półilościowej oceny analizy regionu zainteresowania dla docelowych obszarów mózgu związanych z objawami klinicznymi u pacjentów z ciężkim urazowym uszkodzeniem mózgu.

Ocena półilościowa przy użyciu znacznika FDG [18F] u pacjentów z ciężkim uszkodzeniem mózgu

Optymalna bramkowanie oddechowe (ORG) oparte na amplitudzie skutecznie usuwa wywołane przez oddychanie rozmycie ruchu z klinicznych 18obrazów pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) F-fluorodeoksyglukozy (FDG). Korekcja obrazów FDG-PET dla tych artefaktów ruchu oddechowego poprawia jakość obrazu, dokładność diagnostyczną i ilościową. Usunięcie artefaktów ruchu oddechowego jest ważne dla odpowiedniego postępowania klinicznego z pacjentami stosującymi PET.

Zarządzanie artefaktami ruchu oddechowego w 18pozytonowej tomografii emisyjnej F-fluorodeoksyglukozy przy użyciu algorytmu optymalnego bramkowania oddechowego opartego na amplitudzie

Ten manuskrypt opisuje dwa protokoły podawania radioznaczników dla FDG-PET (infuzja stała i bolus plus infuzja) i porównuje je do podawania w bolusie. Rozdzielczości czasowe 16 s są osiągalne przy użyciu tych protokołów.

Podawanie radioznacznika w pozytonowej tomografii emisyjnej ludzkiego mózgu o wysokiej rozdzielczości czasowej: zastosowanie do FDG-fPET

Funkcjonalne obrazowanie i ilościowe określanie termogenicznych magazynów tłuszczu u myszy przy użyciu podejścia opartego na obrazowaniu mikro-PET/MR.

Wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [18F]FDG Micro-PET/MR

Tutaj prezentujemy eksperymentalny protokół obrazowania do ilościowego oznaczania funkcji i morfologii serca za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości dla małych zwierząt. Pod uwagę brane są zarówno myszy, jak i szczury, omawiając różne wymagania dotyczące środków kontrastowych w tomografii komputerowej dla tych dwóch gatunków.

Pozytonowa tomografia emisyjna serca o wysokiej rozdzielczości/tomografia komputerowa dla małych zwierząt

Akwizycja danych z dynamicznej pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i rekonstrukcja w przedziałach czasowych pozwala na analizę metabolicznej łączności mózgu na poziomie pojedynczego podmiotu. Opisujemy metodę pozyskiwania [18F]FDG dynamicznych danych PET mózgu szczura i uzyskania macierzy połączeń poprzez ekstrakcję krzywych czasowo-aktywnych o interesujących nas objętościach.

Badanie metabolicznych połączeń mózgu za pomocą dynamicznej pozytonowej tomografii emisyjnej 2-deoksy-2-[18F]fluoro-D-glukozy na poziomie pojedynczego obiektu

Poznaj metodę 18F-FDG Micro-PET/CT do badania kinetyki metabolizmu glukozy w tkankach myszy. Technika umożliwia pomiar w czasie rzeczywistym oraz długoterminowe badania metaboliczne.

Określanie kinetyki metabolizmu glukozy za pomocą ¹⁸F-FDG Micro-PET/CT

Przeglądaj więcej filmów