Name: Wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 18 s
Description: Poznaj wieloetapową fotolitografię do tworzenia mikroprzepływowych urządzeń z zaworami i zmienną wysokością. Ta metoda umożliwia precyzyjną kontrolę przepływu cieczy w złożonych geometriach.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Scottowi Longwellowi za pomocne komentarze i edycje manuskryptu oraz Robertowi Puccinellemu za fotografię urządzenia. Autorzy dziękują za hojne wsparcie ze strony grantu na rozwój technologii Beckman Institute. K.B. jest wspierany przez stypendium NSF GFRP oraz komponent TLI Stanford Clinical and Translational Science Award to Spectrum (NIH TL1 TR 001084); P.F. potwierdza stypendium McCormick and Gabilan Faculty Fellowship.

<ol><li>Duncombe, T. A., Tentori, A. M., Herr, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics%3A+reframing+biological+enquiry%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Bio%22%5BJournal%5D)">Microfluidics: reframing biological enquiry.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Bio. 16 (9), (2015).</li>
<li>Squires, T. M., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://journals.aps.org/rmp/abstract/10.1103/RevModPhys.77.977">Microfluidics: Fluid physics at the nanoliter scale.</a> Rev.Mod. Phys. 77 (3), (2005).</li>
<li>Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origins+and+the+future+of+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The origins and the future of microfluidics.</a> Nature. 442 (7101), (2006).</li>
<li>Kalisky, T., Blainey, P., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+Analysis+at+the+Single-Cell+Level%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Rev.+of+Genetics%22%5BJournal%5D)">Genomic Analysis at the Single-Cell Level.</a> Ann. Rev. of Genetics. 45 (1), (2011).</li>
<li>Finkel, N. H., Lou, X., Wang, C., He, L. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ac0416463">Peer Reviewed: Barcoding the Microworld.</a> Anal. Chem. 76 (19), (2004).</li>
<li>Lecault, V., White, A. K., Singhal, A., Hansen, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+single+cell+analysis%3A+from+promise+to+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+in+Chem.+Bio%22%5BJournal%5D)">Microfluidic single cell analysis: from promise to practice.</a> Curr. Opin. in Chem. Bio. 16 (3-4), (2012).</li>
<li>White, A. K., Heyries, K. A., Doolin, C., VanInsberghe, M., Hansen, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Throughput+Microfluidic+Single-Cell+Digital+Polymerase+Chain+Reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">High-Throughput Microfluidic Single-Cell Digital Polymerase Chain Reaction.</a> Anal. Chem. 85 (15), (2013).</li>
<li>Hansen, C. L., Classen, S., Berger, J. M., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Microfluidic+Device+for+Kinetic+Optimization+of+Protein+Crystallization+and+In+Situ+Structure+Determination%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">A Microfluidic Device for Kinetic Optimization of Protein Crystallization and In Situ Structure Determination.</a> J. Am. Chem. Soc. 128 (10), (2006).</li>
<li>Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Systems+Approach+to+Measuring+the+Binding+Energy+Landscapes+of+Transcription+Factors%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A Systems Approach to Measuring the Binding Energy Landscapes of Transcription Factors.</a> Science. 315 (5809), (2007).</li>
<li>Fordyce, P. M., Gerber, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+identification+and+biophysical+characterization+of+transcription-factor+binding+sites+with+microfluidic+affinity+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotech%22%5BJournal%5D)">De novo identification and biophysical characterization of transcription-factor binding sites with microfluidic affinity analysis.</a> Nat. Biotech. 28 (9), (2010).</li>
<li>Fan, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+barcode+chips+for+rapid%2C+multiplexed+analysis+of+proteins+in+microliter+quantities+of+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotech%22%5BJournal%5D)">Integrated barcode chips for rapid, multiplexed analysis of proteins in microliter quantities of blood.</a> Nat. Biotech. 26 (12), (2008).</li>
<li>Kovarik, M. L., Gach, P. C., Ornoff, D. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro+total+analysis+systems+for+cell+biology+and+biochemical+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Micro total analysis systems for cell biology and biochemical assays.</a> Anal. Chem. , (2011).</li>
<li>Stroock, A. D., Dertinger, S. K. W., Ajdari, A., Mezić, I., Stone, H. A., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chaotic+Mixer+for+Microchannels%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Chaotic Mixer for Microchannels.</a> Science. 295 (5555), 647-651 (2002).</li>
<li>Unger, M. A., Chou, H. -P., Thorsen, T., Scherer, A., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithic+Microfabricated+Valves+and+Pumps+by+Multilayer+Soft+Lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Monolithic Microfabricated Valves and Pumps by Multilayer Soft Lithography.</a> Science. 288 (5463), 113-116 (2000).</li>
<li>Thorsen, T., Maerkl, S. J., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://science.sciencemag.org/content/298/5593/580">Microfluidic Large-Scale Integration.</a> Science. 298 (5593), (2002).</li>
<li>Li, N., Sip, C., Folch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+Chips+Controlled+with+Elastomeric+Microvalve+Arrays%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays.</a> JoVE. (8), e296(2007).</li>
<li>Kim, P., et al. <a target="_blank" href="http://s-space.snu.ac.kr/bitstream/10371/9558/1/85.(2-1)42-20080331162245.pdf">Soft lithography for microfluidics: a review.</a> Biochip. J. 2 (1), 1-11 (2008).</li>
<li>Studer, V., Hang, G., Pandolfi, A., Ortiz, M., Anderson, W. F., Quake, S. R. <a target="_blank" href="http://aip.scitation.org/doi/10.1063/1.1629781">Scaling properties of a low-actuation pressure microfluidic valve.</a> J. Appl. Phys. 95 (1), 393-398 (2004).</li>
<li>Kartalov, E. P., Scherer, A., Quake, S. R., Taylor, C. R., Anderson, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimentally+validated+quantitative+linear+model+for+the+device+physics+of+elastomeric+microfluidic+valves%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Phys%22%5BJournal%5D)">Experimentally validated quantitative linear model for the device physics of elastomeric microfluidic valves.</a> J. Appl. Phys. 101 (6), 064505(2007).</li>
<li>Gerver, R. E., Gómez-Sjöberg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmable+microfluidic+synthesis+of+spectrally+encoded+microspheres%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Chip%22%5BJournal%5D)">Programmable microfluidic synthesis of spectrally encoded microspheres.</a> Lab. Chip. 12 (22), 4716-4723 (2012).</li>
<li>Fordyce, P. M., Diaz-Botia, C. A., DeRisi, J. L., Gómez-Sjöberg, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+characterization+of+feature+dimensions+and+closing+pressures+for+microfluidic+valves+produced+via+photoresist+reflow%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Chip%22%5BJournal%5D)">Systematic characterization of feature dimensions and closing pressures for microfluidic valves produced via photoresist reflow.</a> Lab. Chip. 12 (21), 4287-4295 (2012).</li>
<li>Li, C. -W., Cheung, C. N., Yang, J., Tzang, C. H., Yang, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PDMS-based+microfluidic+device+with+multi-height+structures+fabricated+by+single-step+photolithography+using+printed+circuit+board+as+masters%5BTitle%5D)+AND+%22The+Analyst%22%5BJournal%5D)">PDMS-based microfluidic device with multi-height structures fabricated by single-step photolithography using printed circuit board as masters.</a> The Analyst. 128 (9), 1137-1142 (2003).</li>
<li>Romanowsky, M. B., Abate, A. R., Rotem, A., Holtze, C., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+throughput+production+of+single+core+double+emulsions+in+a+parallelized+microfluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Chip%22%5BJournal%5D)">High throughput production of single core double emulsions in a parallelized microfluidic device.</a> Lab. Chip. 12 (4), 802-807 (2012).</li>
<li>Mata, A., Fleischman, A. J., Roy, S. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0960-1317/16/2/012/meta">Fabrication of multi-layer SU-8 microstructures.</a> JMM. 16 (2), 276(2006).</li>
<li>Microchem. SU-8 2000 Series Data Sheet. , Microchem. Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.microchem.com/pdf/SU-82000DataSheet2025thru2075Ver4.pdf">http://www.microchem.com/pdf/SU-82000DataSheet2025thru2075Ver4.pdf</a> (2016).</li>
<li>Fordyce, P. M., DeRisi, J. L., Gómez-Sjöberg, R. AZ50 XT Feature Height Calculator. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://derisilab.ucsf.edu/software/AZ50XT/AZ50XTToolInput.html">http://derisilab.ucsf.edu/software/AZ50XT/AZ50XTToolInput.html</a> (2016).</li>
<li>Foundry, S. M. Stanford Microfluidics Foundry Website. , Available from:
 > <a target="_blank" href="http://web.stanford.edu/group/foundry/Microfluidic%20valve%20technology.html">http://web.stanford.edu/group/foundry/Microfluidic%20valve%20technology.html</a> (2016).</li>
<li>Sjöberg, R. Rafael's Microfluidics Site. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://sites.google.com/site/rafaelsmicrofluidicspage/valve-controllers">https://sites.google.com/site/rafaelsmicrofluidicspage/valve-controllers</a> (2016).</li>
<li>Wanat, S., Plass, R., Sison, E., Zhuang, H., Lu, P. -H. <a target="_blank" href="http://adsabs.harvard.edu/abs/2003SPIE.5039.1281W">Optimized Thick Film Processing for Bumping Layers.</a> Proc. SPIE. , 1281-1288 (2003).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Praca ta demonstruje kompletny, wieloetapowy protokół fotolitograficzny dla wielowarstwowego urządzenia mikroprzepływowego z zaworami i geometrią o zmiennej wysokości, które można dostroić do dowolnego zastosowania za pomocą prostych modyfikacji parametrów produkcyjnych w oparciu o nasze narzędzie online26 i instrukcje producenta25. Protokół ten ma na celu wyjaśnienie wielowarstwowej fotolitografii dla badaczy chcących konstruować urządzenia mikroprzepływowe poza prostymi, ...

W ciągu ostatnich 15 lat mikrofluidyka jako dziedzina nauki przeszła gwałtowny rozwój, któremu towarzyszył wysyp nowych technologii umożliwiających manipulację cieczami w skali mikrometrów1. Systemy mikrofluidyczne stanowią atrakcyjne platformy dla funkcjonalności laboratoriów mokrych, ponieważ małe objętości dają potencjał do zwiększenia szybkości i czułości, jednocześnie drastycznie zwiększając przepustowość i obniżając koszty dzięki wykorzystaniu korzyści skali2,3. Systemy mikrofluidyczne wielowarstwowe wywarły szczególnie znaczący wpływ na aplikacje w wysokoprzepustowej analizie biochemicznej, takie jak analiza pojedynczych komórek4,5,6, analiza pojedynczych cząsteczek (np. cyfrowy PCR7), krystalografia białek8, testy wiązania czynników transkrypcyjnych9,10 oraz przesiewanie komórkowe11.
Głównym celem mikrofluidyki było opracowanie urządzeń typu „lab on a chip”, zdolnych do przeprowadzania złożonych manipulacji płynami w obrębie jednego urządzenia w celu pełnej analizy biochemicznej12. Rozwój technik wielowarstwowej litografii miękkiej pomógł w realizacji tego celu, umożliwiając tworzenie zintegrowanych z układem zaworów, mieszalników i pomp do aktywnego sterowania płynami w małych objętościach13,14,15. Pomimo ich zalet i zademonstrowanych zastosowań, wiele z tych technologii mikrofluidycznych pozostaje w dużej mierze niewykorzystanych przez użytkowników niebędących specjalistami. Powszechne wdrożenie było utrudnione częściowo ze względu na ograniczony dostęp do zaplecz mikrowytwarzania, ale także z powodu niewystarczającego przekazywania informacji na temat technik fabrykacji. Dotyczy to szczególnie wielowarstwowych urządzeń mikrofluidycznych posiadających struktury zaworów lub złożone geometrie: brak szczegółowych, praktycznych informacji o istotnych parametrach projektowych i technikach wytwarzania często zniechęca nowych badaczy do podejmowania projektów związanych z projektowaniem i tworzeniem takich urządzeń.
Niniejszy artykuł ma na celu wypełnienie tej luki w wiedzy poprzez przedstawienie kompletnego protokołu tworzenia wielowarstwowych urządzeń mikrofluidycznych z zaworami i elementami o zmiennej wysokości, począwszy od parametrów projektowych, aż po wszystkie etapy wykonania. Skupiając się na początkowych etapach fotolitografii w procesie produkcji, protokół ten uzupełnia inne protokoły mikrofluidyczne16, które opisują kolejne etapy odlewania urządzeń z form oraz przeprowadzania konkretnych eksperymentów.
Urządzenia mikroprzepływowe z monolitycznymi zaworami na chipie składają się z dwóch warstw: warstwy „przepływu”, w której analizowany płyn jest manipulowany w mikrokanałach, oraz warstwy „kontrolnej”, w której mikrokanały zawierające powietrze lub wodę mogą selektywnie modulować przepływ płynu w warstwie przepływu14. Obie warstwy są wytwarzane na osobnych krzemowych matrycach formierskich, które są następnie wykorzystywane do odlewania replik z polidimetylosiloksanu (PDMS) w procesie zwanym „miękką litografią17”. Aby stworzyć urządzenie wielowarstwowe, każda z warstw PDMS jest odlewana na odpowiedniej matrycy, a następnie warstwy są względem siebie wyrównywane, tworząc w ten sposób kompozytowe urządzenie z PDMS z kanałami w każdej warstwie. Zawory powstają w miejscach, w których kanały przepływu i kontrolne przecinają się i są oddzielone jedynie cienką membraną; zwiększenie ciśnienia w kanale kontrolnym powoduje odgięcie tej membrany, co zamyka kanał przepływu i lokalnie przemieszcza płyn (Rycina 1).
Aktywne zawory na chipie można wytwarzać na wiele sposobów, w zależności od zamierzonego końcowego zastosowania. Zawory mogą być skonfigurowane w geometrii typu „push down” (nacisk w dół) lub „push up” (nacisk w górę), w zależności od tego, czy warstwa sterująca znajduje się nad czy pod warstwą przepływową (Rysunek 1)15. Geometrie „push up” pozwalają na stosowanie niższych ciśnień zamykających i zapewniają wyższą stabilność urządzenia przeciwko delaminacji, podczas gdy geometrie „push down” umożliwiają bezpośredni kontakt kanałów przepływowych z przyklejonym podłożem, co daje korzyść w postaci możliwości selektywnej funkcjonalizacji lub wzorowania powierzchni podłoża w celu uzyskania późniejszej funkcjonalności18,19.
Zawory mogą być albo celowo nieszczelnymi zaworami typu „sito”, albo w pełni uszczelniającymi, w zależności od profilu przekroju kanału przepływowego. Zawory typu sito są użyteczne do wychwytywania kulek, komórek lub innych makroanalitów1 i są wytwarzane przy użyciu typowych negatywowych fotorezystów (tzn. seria SU-8), które mają profile prostokątne. Gdy kanał sterujący w obszarach tych zaworów zostaje poddany nadciśnieniu, membrana PDMS pomiędzy warstwą sterującą a przepływową odkształca się izotropowo w prostokątny profil zaworu bez uszczelniania narożników, co umożliwia przepływ cieczy, ale zatrzymuje cząstki w skali makro (Rycina 1). Z kolei w pełni uszczelniające zawory mikrofluidyczne są wytwarzane poprzez wprowadzenie niewielkiego obszaru zaokrąglonego fotorezystu w miejscach położenia zaworów. Przy takiej geometrii nadciśnienie w kanale sterującym dociska membranę do zaokrąglonej warstwy przepływowej, aby całkowicie zamknąć kanał i zatrzymać przepływ cieczy. Zaokrąglone profile w warstwie przepływowej są generowane poprzez topnienie i reflow pozytywowego fotorezystu (np. AZ50 XT lub SPR 220) po typowych etapach fotolitografii. Wykazaliśmy wcześniej, że wysokość obszarów zaworowych po procesie reflow zależy od wybranych wymiarów struktur21. Niniejszy protokół przedstawia wytwarzanie obu geometrii zaworów w urządzeniu do syntezy kulek.
<img alt="Schemat geometrii zaworów typu push-up; kontrola przepływu w zaworze sitowym i pełnym, projekt mikrofluidyczny, warstwa przepływu." src="/files/ftp_upload/55276/55276fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Geometrie wielowarstwowych zaworów mikrofluidycznych. Typowe architektury urządzeń typu „push up” dla zaworów sitowych i w pełni szczelnych przed (góra) i po (dół) podaniem ciśnienia. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55276/55276fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Urządzenia mogą również zawierać złożone elementy pasywne, takie jak miksery chaotyczne13 i rezystory zintegrowane w układzie20, które wymagają struktur o wielu różnych wysokościach w obrębie jednej warstwy przepływowej. Aby uzyskać warstwę przepływową o zmiennej wysokości, różne grupy badawcze stosowały wiele metod, w tym trawienie płytek drukowanych22, wielowarstwowe wyrównywanie reliefów z PDMS23 lub wieloetapową fotolitografię24. Nasz zespół uznał wieloetapową fotolitografię na pojedynczej formie odlewniczej za metodę skuteczną i powtarzalną. W tym celu stosuje się prostą technikę fotolitograficzną polegającą na budowaniu grubych kanałów z negatywowego fotorezystu (np. fotorezysty z serii SU-8) w warstwach, bez wywoływania pomiędzy nakładaniem poszczególnych warstw. Każdą warstwę negatywowego fotorezystu nanosi się metodą wirowania na krzemowej formie, dostosowując parametry do wymaganej grubości zgodnie z instrukcjami producenta25. Następnie struktury o danej wysokości są wzorowane na warstwie przy użyciu specyficznej maski transparentnej (Rycina 2) przymocowanej do szklanej płyty maskującej i wyrównanej względem wcześniej naniesionej warstwy przed naświetlaniem. W fotolitografii wieloetapowej precyzyjne wyrównanie między warstwami jest kluczowe dla uformowania kompletnego kanału przepływowego o zmiennej wysokości. Po wyrównaniu każda warstwa jest poddawana wygrzewaniu po naświetlaniu, zależnemu od jej grubości. Bez wywoływania następna warstwa jest wzorowana w analogiczny sposób. W ten sposób, za pomocą wielu masek, na pojedynczej warstwie płytki przepływowej można nadbudowywać wysokie struktury warstwa po warstwie. Poprzez pominięcie etapu wywoływania między kolejnymi krokami, poprzednie warstwy fotorezystu mogą być wykorzystane do generowania struktur o złożonej wysokości (tzn. dwie warstwy o grubości 25 µm mogą utworzyć strukturę o wysokości 50 µm)24. Dodatkowo, struktury dna kanału, takie jak rowki w kształcie jodełki w mikserach chaotycznych13, mogą być tworzone przy użyciu warstw z uprzednio naświetlonymi elementami. Proces kończy finalny etap wywoływania, w wyniku którego powstaje pojedyncza płytka przepływowa ze strukturami o zmiennej wysokości (Rycina 3).
W niniejszym opracowaniu przedstawiono kompletny protokół wieloetapowej fotolitografii, obejmujący przykłady wszystkich procedur niezbędnych do wytworzenia zintegrowanych zaworów i kanałów przepływowych o różnych wysokościach. Protokół wykonania został zaprezentowany w kontekście wielowarstwowego mikrofluidycznego syntezatora kulek, którego funkcjonalność wymaga zastosowania zaworów i elementów o zmiennej wysokości. Urządzenie to zawiera złącza T do generowania kropel wody w osłonie olejowej, zintegrowane rezystory do modulowania szybkości przepływu poprzez kontrolę oporu Poiseuille'a, mikser chaotyczny do homogenizacji składników kropel oraz zawory całkowicie uszczelniające i zawory sitowe, umożliwiające zautomatyzowane cykle pracy z wieloma wlotami odczynników. Dzięki zastosowaniu wieloetapowej fotolitografii, poszczególne elementy te są wytwarzane w różnych warstwach, w zależności od wymaganej wysokości lub rodzaju fotorezystu; w tym protokole tworzone są następujące warstwy: (1) warstwa zaworów Flow Round (55 µm, AZ50 XT), (2) warstwa Flow Low (55 µm, SU-8 2050), (3) warstwa Flow High (85 µm, SU-8 2025, wysokość addytywna 30 µm) oraz (4) rowki typu Herringbone (125 µm, SU-8 2025, wysokość addytywna 40 µm) (Rycina 3).
Kuleczki hydrożelowe mogą być wykorzystywane w wielu zastosowaniach, w tym do selektywnej funkcjonalizacji powierzchni w analizach następczych, enkapsulacji leków, w badaniach radiopodążania i obrazowania oraz do inkorporacji komórek; wcześniej wykorzystaliśmy bardziej złożoną wersję tych urządzeń do produkcji spektralnie kodowanych kuleczek hydrożelowych z PEG zawierających nanofosfory lantanowców20. Projekty omówione w niniejszym tekście są dostępne w Materiałach Dodatkowych, aby każde laboratorium mogło wykorzystać je w swoich badaniach, jeśli zajdzie taka potrzeba. Przewidujemy, że niniejszy protokół stanie się otwartym zasobem zarówno dla specjalistów, jak i osób niebędących specjalistami, zainteresowanych tworzeniem wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami lub złożoną geometrią, co obniży próg wejścia w dziedzinę mikroprzepływów i zwiększy szanse na sukces w ich wykonaniu.

<table><tbody><tr><td>Materials</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mylar Maski przezroczyste, 5"</td><td>FineLine Plotting</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5" Płytki kwarcowe</td><td>United Silica&nbsp;</td><td>Niestandardowe</td><td></td></tr><tr><td>4-calowe wafle krzemowe,</td><td>wafel uniwersytecki</td> klasy testowej <td>452</td><td></td></tr><tr><td>SU8 2005, 2025, 2050 fotorezystor</td><td>Microchem</td><td>Y111045, Y111069, Y111072</td><td></td></tr><tr><td>Az50XT&nbsp;</td><td>Zintegrowane mikromateriały</td><td>AZ50XT-Q</td><td></td></tr><tr><td>SU8 Developer</td><td>Microchem</td><td>Y020100</td><td></td></tr><tr><td>AZ400K Developer 1:3</td><td>Zintegrowane mikromateriały</td><td>AZ400K1:3-CS</td><td></td></tr><tr><td>Szklana miska Pyrex 150 mm</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS3140150-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Waflowa szalka Petriego, 150 mm</td><td>VWR</td><td>25384-326</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta waflowa&nbsp;</td><td>Mikroskopia elektronowa Nauki (EMS)</td><td>78410-2W</td><td></td></tr><tr><td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan (PFOTS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>448931-10G</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka szklane 2" x 3"</td><td>Thomas Scientific&nbsp;</td><td>6686K20</td><td></td></tr><tr><td>RTV 615 elastomerowa baza i utwardzacz PDMS zestaw</td><td>Momentive&nbsp;</td><td>RTV615-1P</td><td></td></tr><tr><td>Rurka Tygon, 0.02" OD&nbsp;</td><td>Fischer Naukowy&nbsp;</td><td>14-171-284</td><td></td></tr><tr><td>Rurka kapilarna PEEK, 510 &#956; m OD, 125 &#956; m ID</td><td>Zeus</td><td>Niestandardowe</td><td>360 &#956; m PEEK jest łatwo dostępny przez Idex (numer katalogowy: 1571)</td></tr><tr><td>Cyro 4 ml tubka</td><td>Greiner Bio-One</td><td>127279</td><td></td></tr><tr><td>Epoxy, 30 min</td><td>Permatex</td><td>84107</td><td></td></tr><tr><td>Metalowe kołki, 0,025 "OD, .013" ID</td><td>New England Small Tube</td><td>NE-1310-02</td><td></td></tr><tr><td>Diakrylan poli(glikolu etylenowego), Mn 700</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>455008-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Fotoinicjator fosfinianu fenylo(2,4,6-trimetylobenzoilo)fosfinianu litu&nbsp;</td><td>Tokijski przemysł chemiczny Co.</td><td>L0290</td><td>Zazwyczaj syntetyzujemy LAP we własnym zakresie.&nbsp;</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034-25G</td><td></td></tr><tr><td>Lekki olej mineralny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>330779-1L</td><td></td></tr><tr><td>Span-80</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>85548</td><td></td></tr><tr><td>ABIL EM 90</td><td>UPI Chem</td><td>420095</td><td>&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Nazwa&nbsp;</td><td>Company<</td><td>strong>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Equipment</td><td>Equivalent equiptation lub domowe zestawy będą działać równie</td><td></td><td></td></tr> dobrze <tr><td>Mask Aligner</td><td>Karl Suss</td><td>MA6</td><td></td></tr><tr><td>Profilometr</td><td>KLA-Tencor</td><td>Alpha-Step D500</td><td></td></tr><tr><td>Spin Powlekarka</td><td>Laurell Technologies</td><td>WS-650-23</td><td>Można użyć dowolnej powlekarki, która akceptuje wafle 100 mm</td></tr><tr><td>Eksykator próżniowy, Bell-Jar Style</td><td>Bel-Art</td><td>420100000</td><td></td></tr><tr><td>Piekarnik</td><td>Cole-Palmer</td><td>WU-52120-02</td><td></td></tr><tr><td>System utwardzania punktowego UV z opcją 3 mm LLG</td><td>Diody LED UV Dymax</td><td>41015</td>, <td>ksenonowe lampy łukowe lub inne źródła UV o tej samej intensywności działają równie dobrze</td></tr><tr><td>MFCS Microfluidic Fluid Control System</td><td>Można</td> również stosować pompy strzykawkowe <td>Fluidgent MFCS-EZ</td><td>, niestandardowe pneumatyki lub inne systemy sterowania</td></tr><tr><td>Zautomatyzowane skrypty sterujące</td><td>MATLAB</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Płyta grzewcza</td><td>Tory Pines Scientific</td><td>HP30</td><td>Wystarczy dowolna płyta grzewcza z równomiernym ogrzewaniem (tj. , płyty aluminiowe lub ceramiczne).</td></tr></tbody></table>

wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Systemy mikroprzepływowe umożliwiły nowe, potężne podejścia do wysokoprzepustowej analizy biochemicznej i biologicznej. Nadal jednak istnieje bariera wejścia dla osób niebędących specjalistami, które odniosłyby ogromne korzyści z możliwości opracowania własnych urządzeń mikroprzepływowych w celu odpowiedzi na pytania badawcze. Szczególnie brakowało otwartego rozpowszechniania protokołów związanych z fotolitografią, która jest kluczowym krokiem w rozwoju formy repliki do produkcji urządzeń z polidimetylosiloksanu (PDMS). Podczas gdy wytwarzanie wzorców krzemowych o pojedynczej wysokości było szeroko badane w literaturze, etapy produkcji bardziej skomplikowanych funkcji fotolitografii niezbędnych dla wielu interesujących funkcji urządzeń (takich jak zaokrąglanie funkcji w celu tworzenia struktur zaworów, wzór pojedynczej formy o wielu wysokościach lub definicja wysokiego współczynnika proporcji) często nie są wyraźnie nakreślone. 
Tutaj udostępniamy kompletny protokół do tworzenia wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami i skomplikowanymi geometriami o różnych wysokościach, dostosowanych do każdego zastosowania. Te procedury produkcyjne są przedstawione w kontekście mikroprzepływowego syntezatora kulek hydrożelowych i demonstrują wytwarzanie kropelek zawierających glikol polietylenowy (diakrylan PEG) i fotoinicjatora, który można polimeryzować w stałe kulki. Protokół ten i towarzysząca mu dyskusja stanowią podstawę zasad projektowania i metod wytwarzania, które umożliwiają rozwój szerokiej gamy urządzeń mikroprzepływowych. Zawarte tu szczegóły powinny pozwolić osobom niebędącym specjalistami na projektowanie i wytwarzanie nowatorskich urządzeń, a tym samym na wprowadzenie wielu niedawno opracowanych technologii do ich najbardziej ekscytujących zastosowań w laboratoriach biologicznych.

W niniejszej pracy prezentujemy wykonanie zaworowych, wielowarstwowych form mikroprzepływowych o zmiennej wysokości poprzez stworzenie urządzeń zdolnych do generowania kulek hydrożelu z glikolu polietylenowego (PEG) z kropel (Rysunek 2). Przegląd pełnego procesu wykonania przedstawiono na Rysunku 3. Wykorzystując elementy projektowe z poprzednich prac, syntezator kulek posiada 4 wysokości w swojej warstwie przepływu, w tym (1) zaokrąglone...

Wielowarstwowe urządzenia mikroprzepływowe często wiążą się z wytwarzaniem form wzorcowych o skomplikowanej geometrii dla funkcjonalności. W tym artykule przedstawiono kompletny protokół wieloetapowej fotolitografii z zaworami i funkcjami o zmiennej wysokości, które można dostosować do dowolnego zastosowania. W ramach demonstracji wytwarzamy mikroprzepływowy generator kropel zdolny do wytwarzania kulek hydrożelowych.

Wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Ogólnym celem niniejszego protokołu wideo jest zaprezentowanie kompletnej, wieloetapowej fotolitografii matryc do mikroprzepływów z zaworami na chipie i elementami o różnych wysokościach, które można dostosować do dowolnej aplikacji. Metoda ta stanowi kompleksowy przegląd sposobu wytwarzania matryc o złożonych geometriach, w tym z membranowymi zaworami na chipie, przeznaczonych do urządzeń mikroprzepływowych. Główną zaletą tej techniki jest umożliwienie łatwego kontrolowania przepływu w urządzeniach mikroprzepływowych, co eliminuje istotną barierę wejścia w obszar mikroprzepływów w zastosowaniach biologicznych.Wizualna demonstracja tej techniki jest kluczowa, ponieważ etapy fotolitografii są często trudne do opanowania dla osób początkujących. Prawidłowe wyrównanie, wywoływanie i naświetlanie opierają się na sygnałach wizualnych oraz doświadczeniu w pracy w pomieszczeniach typu clean room. Na początek należy zaprojektować urządzenie i przygotować poszczególne maski fotograficzne dla geometrii wielowarstwowych.Dodatkowo należy przygotować około czterech płytek z warstwą pięciomikronową negatywowego fotorezystu SU-8 2050 i poddać je naświetlaniu całkowitemu zgodnie z opisem w towarzyszącym protokole tekstowym. Umieść pokrytą płytkę na powlekarce rotacyjnej i włącz podciśnienie, aby przymocować ją do uchwytu rotacyjnego. Użyj azotu lub sprężonego powietrza, aby zdmuchnąć kurz z powierzchni.Następnie nanieś od dwóch do trzech mililitrów pozytywnego fotorezystu AZ 50XT na środek wafla. Rozprowadź fotorezyst metodą spin-coatingu, aby utworzyć warstwę o grubości 55 µm. Po pokryciu ostrożnie umieść wafel w pięciocalowej szalce Petriego i pozostaw do odpocznienia na 20 minut.Następnie przeprowadź wstępne wygrzewanie (soft bake) wafla na płycie grzejnej przez 22 minuty, zwiększając temperaturę od 65 °C do 112 °C w tempie 450 °C na godzinę. Następnie zdejmij wafe i pozostaw go na noc w temperaturze pokojowej w szalce Petriego w celu rehydratacji w warunkach otoczenia. Przymocuj taśmą foliową maskę z przejrzystością o okrągłym przepływie do pięciocalowej płyty szklanej w taki sposób, aby strona nadruku znajdowała się najbliżej wafla, a następnie umieść ją w pozycjonerze maski urządzenia do litografii UV.Naświetl płytkę dawką 930 milliJoules promieniowania UV w sześciu cyklach. Wywołaj płytkę niezwłocznie, zanurzając ją w mieszanej kąpieli wywoływacza na trzy do pięciu minut lub do momentu, gdy kąpiel zmieni kolor na fioletowy i pojawią się wzory. Po wywołaniu wyjmij płytkę i dokładnie opłucz ją wodą dejonizowaną.Następnie poddaj wafelek wygrzewaniu (hard bake), aby stopić i zaokrąglić elementy zaworu. Zwiększaj temperaturę od 65 do 190 °C w ciągu 15 godzin w tempie 10 °C na godzinę. Po zakończeniu wyłącz płytkę grzejną i pozostaw wafelek do ostygnięcia do temperatury pokojowej.Struktury na waflu są teraz zaokrąglone. Ten etap wygrzewania (hard bake) jest kluczowy dla prawidłowego przepływu materiału, aby przekształcić prostokątne elementy zaworu w profile zaokrąglone. Krótszy czas wygrzewania może doprowadzić do pękania lub niestabilności.Aby wykonać urządzenie z elementami o zmiennej wysokości, umieść oczyszczony podłoże krzemowe na powlekarce rotacyjnej, zgodnie z wcześniej pokazaną procedurą. Nanieś od jednego do dwóch mililitrów negatywowego fotorezystu SU-8 2050 na środek podłoża, a następnie rozprowadź fotorezyst przez wirowanie nad rozwiniętymi elementami zaworu. Następnie ostrożnie umieść powlekone podłoże w pięciocalowej szalce Petriego i pozostaw je na 20 minut na płaskiej powierzchni, aż do momentu zaniknięcia wszelkich smug.Następnie wstępnie podgrzej dwie płyty grzejne do 65 °C oraz 95 °C, a potem umieść wafer na płycie o temperaturze 65 °C na dwie minuty, na płycie o temperaturze 95 °C na osiem minut i ponownie na płycie o temperaturze 65 °C na kolejne dwie minuty, aby przeprowadzić wygrzewanie wstępne (soft bake) wafera. Po ostygnięciu wafera do temperatury pokojowej przyklej maskę o niskiej przezroczystości dla przepływu (flow low transparency mask) do kwarcowej szklanej płyty o średnicy pięciu cali w taki sposób, aby strona nadruku znajdowała się najbliżej wafera, a następnie zamocuj ją w pozycjonerze masek urządzenia do wyrównywania masek UV. Następnie umieść wafer w uchwycie urządzenia do wyrównywania masek UV i za pomocą okularu mikroskopu lub kamery starannie wyrównaj elementy nowej warstwy flow low względem elementów warstwy zaworu okrągłego (flow round valve layer).Zacznij od wyrównania osi poziomej, pionowej oraz osi pochylenia krawędzi urządzenia względem cech krawędzi urządzenia na masce. Następnie wyrównaj znaki celownicze między warstwami. Na koniec potwierdź, że cechy zaworu przecinają cechy niskiego przepływu w zamierzonych miejscach.Następnie poddaj wafelek naświetlaniu UV dawką 170 mJ. Po zakończeniu wyjmij wafelek i przeprowadź wygrzewanie poekspozycyjne, przełączając go pomiędzy dwiema płytkami grzewczymi ustawionymi na 65 °C i 95 °C. Bez wywoływania waferka pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej, a następnie kolejno nanieś warstwę wysokiego przepływu, a potem warstwę chaotycznego miksera typu herringbone, wykorzystując SU-8 2025 zgodnie z opisem w towarzyszącym protokole tekstowym.Po ukończeniu wszystkich warstw należy wywołać wzory poprzez zanurzenie płytki w mieszanej kąpieli zawierającej 25 mililitrów wywoływacza do SU-8 na 3,5 minuty lub do momentu wyraźnego pojawienia się wzorów. Użyć stereoskopu, aby zweryfikować, czy wzory mają wyraźne i zdefiniowane krawędzie. Podczas wywoływania należy sprawdzać stan płytki co 20 sekund, aby upewnić się, że wzory zostały w pełni zdefiniowane, a rezyst został całkowicie wypłukany.Nadmierne wywoływanie może doprowadzić do uszkodzenia struktur, zwłaszcza w przypadku złożonych projektów formy. Następnie poddaj płytkę utwardzaniu termicznemu (hard bake), aby ustabilizować wszystkie struktury fotorezystu. W dalszej kolejności wytwórz warstwę kontrolną zgodnie z opisem w towarzyszącym protokole tekstowym.Wykonaj wielowarstwowe urządzenia mikroprzepływowe w geometrii typu pushup na szkle zgodnie z istniejącymi protokołami open-access, a następnie przeprowadź inspekcję wizualną, aby upewnić się, że wszystkie zawory są prawidłowo wyrównane względem linii sterujących oraz że wszystkie wloty zostały całkowicie przebite przed kontynuacją prac. Podłącz rurki Tygon wypełnione wodą do systemu kontroli przepływu, takiego jak pompa strzykawkowa, kontrolery płynów lub otwarta macierz zaworów elektromagnetycznych z rezerwuarami. Następnie połącz piny metalowe z rurkami, a piny metalowe z portami urządzenia przy wlotach linii sterujących.Następnie ustaw system kontroli przepływu na 25 PSI dla każdej linii, aby naprzestrzenić linie sterujące urządzenia. Poprzez obserwację pod mikroskopem upewnij się, że zawory zamykają się i otwierają ponownie. W probówce do mikrocentryfugi zawieś 3,9 mg fotoinicjatora w 100 µL wody DI, aby przygotować roztwór fotoinicjatora używany do polimeryzacji kropel w kulki hydrożelowe.Przykryć roztwór, aby chronić go przed światłem. Do drugiej probówki do mikrocentryfugi dodać 132 µL wody dejonizowanej, 172 µL diakrylanu PEG, 12 µL roztworu fotoinicjatora oraz 85 µL buforu HEPES, aby przygotować roztwór do kropli hydrożelu. Przenieść roztwór do kropli hydrożelu do dostosowanej probówki kriogenicznej.Następnie należy podłączyć rurkę naczynia z probówką kriogeniczną do kontrolowanego źródła ciśnienia, a rurkę PEEK do wlotu odczynników urządzenia. Następnie wprowadź rurkę PEEK do wylotu urządzenia w celu zbierania kropelek. Usuń pęcherzyki powietrza z urządzenia, ponownie poddaj system nadciśnieniu, a następnie zwolnij ciśnienie z zaworu olejowego RO1 i ustaw ciśnienie oleju na 10 PSI.Następnie ustaw ciśnienie mieszaniny PEG na 9 PSI, zwolnij ciśnienie w zaworach dopływowych i dostosuj ciśnienie w razie potrzeby, aby uzyskać krople o pożądanej wielkości. Określ wielkość kropli za pomocą mikroskopii, wykorzystując kamerę o częstotliwości 50 FPS lub wyższej. Po ustabilizowaniu się kropel umieść źródło światła UV nad obszarem polimeryzacji urządzenia i skieruj światło o długości fali 365 nanometrów o mocy 100 mW/cm² na obszar o średnicy 5 mm.Zwiększ ciśnienie w zaworze sita do kulek, aby obserwować gromadzenie się spolimeryzowanych kulek i upewnić się, że krople stwardniały w kuleczki. Na koniec zmniejsz ciśnienie w zaworze sita i zbierz kuleczki do probówki za pomocą rurki wylotowej z PEEK. Niniejszy protokół rozpoczyna się od zaprezentowania metody zaokrąglania zaworów przepływowych.W tym przypadku wykorzystano profilometr do wyznaczenia typowego profilu zaokrąglenia zaworu po procesie reflow, uzyskanego za pomocą tej metody, który wykazał wysokość około 55 mikronów. Na obrazie po lewej stronie zawór jest zamknięty, a ciecz może przepływać przez kanały. Po aktywacji poprzez zwiększenie ciśnienia w zaworach, przepływ przez nie zostaje odcięty.Tutaj można zobaczyć działające urządzenie do syntezy kulek, wytwarzające krople hydrożelu w emulsji olejowej w generatorze kropel z połączeniem typu T. Poprzez częściowe zamknięcie przepływu w dół za pomocą zaworu sitowego, płyn może nadal przepływać, lecz kulki zostają uwięzione za zaworem. Kulki otrzymane w tym procesie miały średnicę średnio 52,6 microns, przy odchyleniu standardowym wynoszącym zaledwie 1,6 microns.Z blisko 3 000 kulek mniej niż 1% odbiegało o więcej niż trzy odchylenia standardowe. Po opanowaniu technika ta może zostać zrealizowana w ciągu trzech dni, od etapu projektowania po testowanie. Pozwala to na szybką iterację projektu.Postępując zgodnie z tą procedurą, nawet badacze z niewielkim doświadczeniem w produkcji mogą budować własne złożone urządzenia mikrofluidyczne i stosować je w swoich problemach biologicznych. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak przeprowadzić kroki fotolitografii niezbędne do stworzenia urządzeń mikrofluidycznych o dowolnym stopniu złożoności, w tym urządzeń z elementami o złożonej, zmiennej wysokości lub zaworami.

multi-step-variable-height-photolithography-for-valved-multilayer

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Prezentujemy protokoły wytwarzania i automatyzacji macierzy mikrozaworów opartych na elastomerowym polidimetylosiloksanie (PDMS), które nie wymagają dodatkowej energii do zamknięcia i charakteryzują się precyzyjnymi objętościami zdefiniowanymi fotolitograficznie. Przedstawiono równoległy mieszalnik o objętości subnanolitrowej oraz zintegrowany mikrofluidyczny system perfuzyjny.

Chip mikrofluidyczny sterowany macierzami elastomerowych mikrozaworów

Platforma mikrokanałów na chipie została opracowana przez połączenie techniki fotorezystu fotolitografii rozpływowej, miękkiej litografii i mikrofluidyki. Platforma mikrokanalizacyjna naśladuje trójwymiarową (3D) geometrię mikronaczyń in vivo, działa w kontrolowanym ciągłym przepływie perfuzyjnym, umożliwia wysokiej jakości obrazowanie w czasie rzeczywistym i może być stosowana do badań mikronaczyniowych.

Procedura opracowywania wielogłębokościowych, okrągłych, śródbłonkowych mikrokanałów o przekroju międzybłonkowym na chipie

Tutaj prezentujemy protokół izolacji i hodowli pojedynczych komórek za pomocą platformy mikroprzepływowej, który wykorzystuje nową koncepcję projektowania mikrostudzienek, aby umożliwić wysokowydajną izolację pojedynczych komórek i długoterminową hodowlę klonalną.

Platforma mikroprzepływowa do wysokowydajnej izolacji i hodowli pojedynczych komórek

Opisano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z przezroczystymi otworami do obrazowania światłem widzialnym i podczerwonym.

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

Dostępnych jest kilka metod wytwarzania kanałów o przekrojach nieprostokątnych osadzonych w urządzeniach mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu. Większość z nich wiąże się z wieloetapową produkcją i rozległym wyrównaniem. W artykule przedstawiono jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnego trawienia na mokro polidimetylosiloksanu.

Jednoetapowe podejście do wytwarzania kanałów mikroprzepływowych z polidimetylosiloksanu o różnych przekrojach geometrycznych za pomocą sekwencyjnych procesów trawienia na mokro

Opisano proces wytwarzania wielowarstwowego, mikroprzepływowego urządzenia opartego na PDMS, które umożliwia przeprowadzanie reakcji transkrypcji i translacji in vitro (IVTT) przez dłuższy czas. Ponadto zapewniony jest kompleksowy przegląd sprzętu i oprogramowania wymaganego do automatyzacji i utrzymania tych reakcji przez dłuższy czas.

Wielowarstwowa platforma mikroprzepływowa do prowadzenia przedłużonej ekspresji genów bez komórek

Prezentujemy system mikroprzepływowy do wysokoprzepustowych badań nad złożonymi maszynami życia, który składa się z 1500 jednostek hodowlanych, szeregu ulepszonych pomp perystaltycznych i modułu mieszania na miejscu. Chip mikroprzepływowy pozwala na analizę wysoce złożonych i dynamicznych warunków mikrośrodowiskowych in vivo.

Generowanie dynamicznych warunków środowiskowych za pomocą wysokowydajnego urządzenia mikroprzepływowego

Ten projekt pozwala małym laboratoriom na opracowanie łatwej w użyciu platformy do produkcji precyzyjnych wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych. Platforma składa się z wydrukowanego w trzech wymiarach adaptera do ustawiania maski mikroskopowej, za pomocą którego uzyskano wielowarstwowe urządzenia mikroprzepływowe z błędami wyrównania &lt;10 μm.

Projekt i opracowanie trójwymiarowo drukowanego adaptera do wyrównywania maski mikroskopowej do wytwarzania wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych

Obecny protokół opisuje projekt, produkcję i charakterystykę systemu mikroprzepływowego zdolnego do wyrównania, unieruchomienia i precyzyjnego ucisku setek zarodków Drosophila melanogaster przy minimalnym zaangażowaniu użytkownika. System ten umożliwia obrazowanie w wysokiej rozdzielczości i odzyskiwanie próbek do analizy po stymulacji i może być skalowany w celu uwzględnienia innych wielokomórkowych systemów biologicznych.

Mechanostymulacja organizmów wielokomórkowych za pomocą wysokoprzepustowego systemu kompresji mikroprzepływowej

Prezentacja dwuwarstwowego urządzenia opartego na polidimetylosiloksanie (PDMS) do produkcji bibliotek kombinatorycznych w emulsjach (korkach) typu woda w oleju jest przedstawiona. Niezbędny sprzęt i oprogramowanie wymagane do automatyzacji produkcji zatyczek jest szczegółowo opisane w protokole, a także pokazano produkcję ilościowej biblioteki zatyczek fluorescencyjnych.

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe do kombinatorycznej produkcji korków

Ten protokół szczegółowo opisuje projekt i wykonanie urządzenia mikroprzepływowego odpowiedniego do badania mechaniki polimerów mikrotubul. Synteza technik mikrowytwarzania, zautomatyzowanej kontroli przepływu i modelowania obliczeniowego umożliwia stworzenie elastycznego systemu idealnie nadającego się do sondowania cytoszkieletu komórkowego in vitro.

Opracowanie opartego na mikrofluidyce podejścia do badania mechaniki polimerów mikrotubul

Poznaj wieloetapową fotolitografię do tworzenia mikroprzepływowych urządzeń z zaworami i zmienną wysokością. Ta metoda umożliwia precyzyjną kontrolę przepływu cieczy w złożonych geometriach.

Wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami

Przeglądaj więcej filmów