Name: Oszczędzająca nerwy niedrożność środkowej cewki moczowej (NeMO) u samic małych gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-04-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Poznaj technikę NeMO do tworzenia częściowej niedrożności cewki moczowej u samic małych gryzoni, oszczędzającą unerwienie i minimalizującą śmiertelność. Metoda umożliwia badanie remodelowania pęcherza oraz mechanizmów regeneracji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca została sfinansowana z grantu operacyjnego CHIR (DJB).

Następujący protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez komitet ds. opieki nad zwierzętami instytucji.
1. NeMO u samic szczurów
<ol>
	<li>preparat
	<ol>
		<li>Samicę szczura Sprague-Dawley o wadze około 200 g należy poddać 3% znieczuleniu izofluranowemu, zważyć zwierzę oraz ogolić i zdezynfekować obszar przedłonowy 3 razy za pomocą jodowego peelingu chirurgicznego.</li>
		<li>Na poduszce grzewczej przyklej tylne kończyny i ogon w dół i cewnikuj pęcherz za pomocą angiocewnika o rozmiarze 20, który jest również delikatnie przyklejony taśmą, aby zapobiec przesuwaniu się.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozwarstwienie
	<ol>
		<li>Za pomocą skalpela należy wykonać podłużne nacięcie skóry o średnicy 8 mm od wyczuwalnego spojenia łonowego w kierunku ujścia cewki moczowej. Zdejmij skórę z obu stron, aby ułatwić późniejsze zamknięcie rany.</li>
		<li>Wypreparuj tępo, aby zidentyfikować stentowaną cewkę moczową poprzez podłużne rozprowadzanie cienkimi nożyczkami. Umieść cienkie, samozatrzymujące się haczyki na skórę, aby zwiększyć ekspozycję cewki moczowej.</li>
		<li>Wykonaj delikatne rozprowadzanie wzdłużne za pomocą zakrzywionych nożyczek grzbietowo do cewki moczowej, aby rozwinąć płaszczyznę między cewką moczową a pochwą. Następnie tępo przełóż jedwabny szew 4-0 za cewką moczową i przygotuj podwójny rzut węzła chirurgicznego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Częściowa niedrożność cewki moczowej
	<ol>
		<li>Wyjmij angiocewnik, umieść metalowy pręt o średnicy 0,9 mm równolegle do cewki moczowej, a następnie zaciśnij węzeł wokół cewki moczowej i metalowego pręta, aby ten ostatni nadal łatwo się wysuwał.</li>
		<li>Zabezpiecz węzeł 3 kolejnymi rzutami, delikatnie napinając pręt przed zdjęciem pręta. Odetnij końce szwów o długości około 3 mm lub 4 mm, jeśli późniejsze uwolnienie przeszkody jest częścią eksperymentu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamykanie ran
	<ol>
		<li>Przybliżyć gruczoły okołocewkowe za pomocą zakopanego pojedynczego szwu wchłanialnego plecionego szwu 4-0.</li>
		<li>Zamknij skórę zakopanym poziomym ściegiem materacowym za pomocą tego samego wchłanialnego szwu. Uwaga: Chociaż stosowanie wchłanialnego szwu do szwu penetrującego skórę może wydawać się niekonwencjonalne, nie napotkaliśmy powikłań, takich jak infekcje ran, a usunięcia szwów można uniknąć.  </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po pielęgnacji
	<ol>
		<li>Buprenorfinę należy wstrzyknąć podskórnie w dawce 0,1 mg/kg mc. przed umieszczeniem szczura w klatce ratunkowej.</li>
		<li>Zaoferuj miękką dietę regeneracyjną przez pierwsze 24 godziny szczurowi trzymanemu samotnie. Po tym okresie zwierzęta trzymane są ponownie w tych samych parach, co przed zabiegiem, pod warunkiem, że czują się dobrze i należą do tej samej grupy leczonej.</li>
		<li>Codziennie sprawdzaj szczury pod kątem wielkości pęcherza moczowego i ogólnego samopoczucia; rejestruj ich wagę co najmniej raz w tygodniu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. NeMO u samic myszy
<ol>
	<li>preparat
	<ol>
		<li>Umieść samicę myszy C57BL/6 o wadze około 18 g i postępuj zgodnie z opisem w kroku 1.1.1.</li>
		<li>Postępuj zgodnie z opisem w kroku 1.1.2, z wyjątkiem użycia angiocewnika o rozmiarze 24.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozwarstwienie
	<ol>
		<li>Za pomocą skalpela należy wykonać podłużne nacięcie skóry o średnicy 6 mm od wyczuwalnego spojenia łonowego w kierunku ujścia cewki moczowej.</li>
		<li>Wypreparuj tępo, aby zidentyfikować stentowaną cewkę moczową poprzez podłużne rozprowadzanie cienkimi nożyczkami. Podnieś pęczek nerwowo-naczyniowy biegnący brzusznie po cewce moczowej przez analogiczne rozwarstwienie.</li>
		<li>Wykonaj delikatne rozprowadzanie wzdłużne za pomocą zakrzywionych nożyczek grzbietowo do cewki moczowej, aby rozwinąć płaszczyznę między cewką moczową a pochwą. Następnie tępo przełóż niewchłanialny szew pleciony 5-0 za cewkę moczową i przygotuj podwójny rzut węzła chirurgicznego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Częściowa niedrożność cewki moczowej
	<ol>
		<li>Połączyć angiocewnik ze strzykawką o pojemności 1 ml i wstrzyknąć 0,1 ml soli fizjologicznej do pęcherza.</li>
		<li>Umieść kaniulę o rozmiarze 26 równolegle do cewki moczowej. Delikatnie zaciśnij węzeł wokół cewki moczowej i kaniuli, jednocześnie odciągając angiocath.</li>
		<li>Zabezpiecz węzeł 3 kolejnymi rzutami, delikatnie napinając przed zdjęciem kaniuli.</li>
		<li>Sprawdzić, czy mocz pojawia się w ujściu przy delikatnym ucisku na pęcherz moczowy zwierzęcia; poluzuj opaskę, jeśli nie jest w stanie odciągnąć moczu. W przeciwnym razie odetnij końce szwów o długości około 3 mm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamykanie ran
	<ol>
		<li>Zamknij skórę zakopanym poziomym ściegiem materaca za pomocą plecionego szwu wchłanialnego 5-0.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po pielęgnacji
	<ol>
		<li>Należy wstrzyknąć podskórnie 0,1 mg/kg buprenorfiny przed umieszczeniem myszy w klatce ratunkowej.</li>
		<li>Zaoferuj miękką dietę regeneracyjną przez pierwsze 48 godzin myszy trzymanej w jednym pomieszczeniu. Po tym okresie zwierzęta trzymane są ponownie w tych samych grupach, co przed zabiegiem, pod warunkiem, że czują się dobrze i należą do tej samej grupy poddawanej zabiegowi. 
		UWAGA: Myszy z wyczuwalnym palpacyjnie rozszerzonym pęcherzem moczowym 24 godziny po zabiegu, które nie oddają moczu podczas dotykania, są nadmiernie zatkane i umrą w ciągu najbliższych 1-2 dni, chyba że zostaną ponownie podjęte w znieczuleniu w celu usunięcia niedrożnej ligatury.</li>
		<li>Codziennie sprawdzaj myszy pod kątem wielkości pęcherza moczowego i ogólnego samopoczucia; rejestruj ich wagę co najmniej raz w tygodniu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Storage+and+voiding+symptoms%3A+pathophysiologic+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Storage and voiding symptoms: pathophysiologic aspects.</a> Urology. 62 (5), 3-10 (2003).</li>
<li>Boyle, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+prevalence+of+lower+urinary+tract+symptoms+in+men+and+women+in+four+centres.+The+UrEpik+study%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">The prevalence of lower urinary tract symptoms in men and women in four centres. The UrEpik study.</a> BJU Int. 92 (4), 409-414 (2003).</li>
<li>Coyne, K. S., Wein, A., Nicholson, S., Kvasz, M., Chen, C. I., Milsom, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Economic+burden+of+urgency+urinary+incontinence+in+the+United+States%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Manag+Care+Pharm%22%5BJournal%5D)">Economic burden of urgency urinary incontinence in the United States: a systematic review.</a> J Manag Care Pharm. 20 (2), 130-140 (2014).</li>
<li>Buttyan, R., Chen, M. W., Levin, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+bladder+outlet+obstruction+and+molecular+insights+into+the+basis+for+the+development+of+bladder+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Urol%22%5BJournal%5D)">Animal models of bladder outlet obstruction and molecular insights into the basis for the development of bladder dysfunction.</a> Eur. Urol. 32 (Suppl 1), 32-39 (1997).</li>
<li>Mattiasson, A., Uvelius, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+contractile+properties+in+hypertrophic+rat+urinary+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Changes in contractile properties in hypertrophic rat urinary bladder.</a> J Urol. 128 (6), 1340-1342 (1982).</li>
<li>Chang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alteration+of+the+PKC-mediated+signaling+pathway+for+smooth+muscle+contraction+in+obstruction-induced+hypertrophy+of+the+urinary+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Invest%22%5BJournal%5D)">Alteration of the PKC-mediated signaling pathway for smooth muscle contraction in obstruction-induced hypertrophy of the urinary bladder.</a> Lab Invest. 89 (7), 823-832 (2009).</li>
<li>Moore, J. A., Brading, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+porcine+model+of+bladder+outlet+obstruction+incorporating+radio-telemetered+cystometry%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">A porcine model of bladder outlet obstruction incorporating radio-telemetered cystometry.</a> BJU Int. 100 (5), 1192-1193 (2007).</li>
<li>Beamon, C. R., Mazar, C., Salkini, M. W., Phull, H. S., Comiter, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+sildenafil+citrate+on+bladder+outlet+obstruction%3A+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Inte%22%5BJournal%5D)">The effect of sildenafil citrate on bladder outlet obstruction: a mouse model.</a> BJU Inte. 104 (2), 252-256 (2009).</li>
<li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J Urol. 164 (4), 1385-1389 (2000).</li>
<li>Kang, Y. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+Sequential+Changes+in+Bladder+Function+after+Partial+Bladder+Outlet+Obstruction+in+Awake+Sprague-Dawley+Rats%3A+Focus+on+the+Decompensated+Bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Urol%22%5BJournal%5D)">Early Sequential Changes in Bladder Function after Partial Bladder Outlet Obstruction in Awake Sprague-Dawley Rats: Focus on the Decompensated Bladder.</a> Korean J Urol. 52 (12), 835-837 (2011).</li>
<li>Schroeder, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effect+of+an+oral+endothelin+converting+enzyme+inhibitor+on+rat+detrusor+function+after+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Protective effect of an oral endothelin converting enzyme inhibitor on rat detrusor function after outlet obstruction.</a> J Urol. 172 (3), 1171-1174 (2004).</li>
<li>Sidler, M., Aitken, K., Jiang, J., Bijos, D., Bägli, D. <a target="_blank" href="http://www.jurology.com/article/S0022-5347(16)01357-4/abstract">"sometimes a sham is just a sham" - why the rodent model of partial bladder outlet obstruction needs adjustment.</a> J Urol. 195 (4), e379(2016).</li>
<li>Jin, L. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+detrusor+overactivity+in+rats+after+relief+of+partial+urethral+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Persistent detrusor overactivity in rats after relief of partial urethral obstruction.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 301 (4), R896-R904 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Śmiertelność zwierząt jest jednym z głównych problemów tradycyjnego modelu pBOO w bliższej części cewki moczowej, na poziomie 15% lub więcej w wielu raportach 10,11,13. Wydaje się, że NeMO ma minimalną śmiertelność, gdy jest stosowany u samic szczurów. Niedrożność bliższej cewki moczowej u myszy jest technicznie trudniejsza niż u szczurów, a tym samym jeszcze bardziej podatna na powikłania. Używając kaniuli o ro...

Częściowa niedrożność ujścia pęcherza moczowego (pBOO) jest często częsta i może prowadzić do poważnych zaburzeń czynności pęcherza1; spektrum waha się od wrodzonych wad rozwojowych, takich jak tylne zastawki cewki moczowej lub spodziectwo, przez nabyte zwężenia cewki moczowej, aż po łagodny przerost gruczołu krokowego. To ostatnie dotyka ponad 30% mężczyzn w wieku sześćdziesięciu lat i starszych2. Duże obciążenie pacjentów i ogromne koszty opieki zdrowotnej związane z pBOO uzasadniają znaczny wysiłek badawczy włożony w badanie przebudowy pęcherza moczowego w odpowiedzi na zwiększony opór odpływu3. W latach 2006-2015 opublikowano ponad 220 artykułów indeksowanych przez PubMed dotyczących wpływu pBOO na pęcherz moczowy.
Chociaż modele zwierzęce dla pBOO zostały opracowane w kilku gatunkach4, takich jak rat5, rabbit6, pig7, oraz mouse8,9, prawdopodobnie najczęściej używanym modelem zwierzęcym są jednak samice szczurów doświadczające częściowej niedrożności bliższej cewki moczowej; dostęp do brzucha zwierząt, eksterioryzacja pęcherza moczowego, oraz Rozwarstwienie wokół szyi pęcherza moczowego jest nieuniknione w przypadku tej tradycyjnej techniki niedrożności bliższej cewki moczowej. Zmienność stopnia niedrożności i śmiertelność zwierząt to tylko niektóre z problemów związanych z tą procedurą10,11; Wykazaliśmy, że u zwierząt operowanych pozorowo rozwarstwienie wokół bliższej cewki moczowej prowadzi do zmian fizjologicznych, które korelują z utratą włókien nerwowych na szyi pęcherza moczowego12. Odkrycie to wskazuje, że najczęściej stosowany model zwierzęcy pBoo, który polega na dostępie do bliższej cewki moczowej u samic gryzoni, prowadzi do uszkodzenia odnerwionego z towarzyszącymi zmianami strukturalnymi i funkcjonalnymi pęcherza moczowego, dotykając zwierzęta pozorowane i z niedrożnością. W związku z tym potrzebne było alternatywne podejście, aby uniknąć uszkodzeń spowodowanych odnerwieniem. Nasze laboratorium opracowało i oceniło metodę NeMO (Nerw-En) EnTrenchation (Nerw w kierunku niedrożności), skuteczną w wywoływaniu oczekiwanych zmian związanych z niedrożnością pęcherza moczowego, takich jak wzrost masy narządowej i resztki moczu, podczas gdy zwierzęta pozorowane były nie do odróżnienia od nieoperowanych zwierząt kontrolnych. Również prążkowany zwieracz cewki moczowej pozostał nietknięty, ponieważ leży proksymalnie do poziomu rozwarstwienia. Ponadto zmienność we wzroście masy pęcherza moczowego wywołanym niedrożnością była znacznie niższa niż w tradycyjnej proksymalnej niedrożności cewki moczowej, a śmiertelność zwierząt wynosiła zero.
Z powodzeniem zastosowaliśmy również NeMO u samic myszy z mniej niż 10% śmiertelnością u zwierząt z blokadą, podczas gdy wszystkie modele pBOO dla myszy opisane do tej pory były związane ze śmiertelnością około 50%. Badanie przebudowy pęcherza moczowego w kontekście pBOO u myszy przyniesie korzyści z możliwości zastosowania całego spektrum modyfikacji transgenicznych.
Sekcja wokół środkowej cewki moczowej u samic gryzoni nie wywołuje niepożądanych i mylących zmian strukturalnych lub funkcjonalnych w pęcherzu moczowym, obserwowanych w tradycyjnym modelu niedrożności proksymalnej. Niemniej jednak wywołanie częściowej niedrożności na poziomie środkowej cewki moczowej nadal wywołuje przerost pęcherza moczowego i zwiększony zalegający mocz, zgodnie z oczekiwaniami na podstawie modelu zwierzęcego pBOO. Co ważne, przeprowadzenie NeMO u myszy otwiera badania nad przebudową pęcherza moczowego w pBOO na metody transgeniczne, które są praktycznie niedostępne u większych gryzoni.

<table><tbody><tr><td>Samica szczura&nbsp;</td><td>Charles-River, Kanada</td>, <td>Sprague, Dawley, Szczur (Crl:SD); Kod szczepu: 400</td><td>około 200 g</td></tr><tr><td>Waporyzator izofloranowy</td><td>Benson medical industries inc.</td><td>TEC III Izofluran; kod produktu: 53-T3ISO&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Isoflorane</td><td>Fresenius Kabi Zdrowie zwierząt</td><td>Isoflorane; kod produktu CP0406V2</td><td>&nbsp; Butelka 250 ml</td></tr><tr><td>Jednorazowy skalpel</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>#15 Sterylne skalpele ze stali nierdzewnej; numer katalogowy 549-9-15S</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do mikroskopów</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>Kleszczyki do mikroskopii Aesculap, Finepoint, 115mm; numer produktu 5443</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Adson</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>Kleszcze preparacyjne Aesculap Adson, zakrzywione, 120mm; numer produktu 5002-9</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione nożyczki chirurgiczne</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>Nożyczki chirurgiczne, zakrzywione, S/S, 105mm; Nr katalogowy 1376</td><td></td></tr><tr><td>0,9 mm pręt metalowy inox</td><td>goodfellow.com</td><td>Stal nierdzewna - AISI 316L Średnica drutu:0.9mm; Kod zamówienia 911-684-65</td><td></td></tr><tr><td>Haczyki do skóry - wykonane samodzielnie ze stali inox</td><td>goodfellow.com</td><td>Stal nierdzewna - AISI 316L Średnica drutu:0,9mm; kod zamówienia 911-684-65</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Nici jedwabne</td><td>esutures.com</td><td>4-0 Sofsilk 98" pasmo; numer produktu LS640</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Szew Vicry</td><td>esutures.com</td><td>5-0 Vicryl niebarwiony 27" RB-1 stożek; numer produktu J213H</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt igły</td><td>Medsupplier.com</td><td>Integra Miltex Carb-N-Sert Uchwyt igły Baumgartner - 5 1/2"; kod produktu SKU NEE4484-8-40TC SKU NEE4484-8-40TC SKU NEE4484-8-40TC&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic (Buprenorfina)</td><td>pierwszy produkt weterynaryjny</td><td>Buprenex 0,3 MG/ml inj amps; pozycja #075701</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml z igłą 27 G</td><td>Fisher Scientific</td><td>BD&nbsp; Strzykawka tuberkulinowa, BD 309623</td><td></td></tr><tr><td>20 G Angiocath</td><td>Fisher Scientific</td><td>Andwin Scientific&nbsp; ANGIOCATH 20 GA; Nr katalogowy </td><td></td>NC9561906</tr><tr><td>Dieta regeneracyjna</td><td>clearh2o</td><td>DietGel 31M; 72-08-5022</td><td></td></tr><tr><td>C57Bl/6 samice myszy</td><td>Charles-River Canada</td><td>C57BL/6 Mysz (C57BL/6NCrI); Kod szczepu: 027</td><td>około 18 g</td></tr><tr><td>24 G angiocath</td><td>Fisher Scientific</td><td>Hanna Pharmaceutical Supply Co., Inc.&nbsp;IV CATH ANGIOCATH 24GX3/4IN; Nr katalogowy </td><td></td>NC9814340</tr><tr><td>5-0 Ethibond</td><td>esutures.com</td><td>5-0 Ethibond zielony 30" RB-1 stożek; numer produktu X550H</td><td></td></tr><tr><td>Igła strzykawkowa 26 G</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>BD Precisionglide, Gauge 26; z192392</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna</td><td>Baxter</td><td>0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań, USP, 100 mL MINI-BAG; kod produktu 2B0043</td><td></td></tr></tbody></table>

oszczędzająca nerwy niedrożność środkowej cewki moczowej (nemo) u samic małych gryzoni

Nerve-sparing Mid-urethral Obstruction (NeMO) in Female Small Rodents

Częściowa niedrożność ujścia pęcherza moczowego (pBOO) jest bardzo częsta, powoduje znaczne obciążenie pacjentów i ogromne koszty opieki zdrowotnej. Najczęstszym modelem zwierzęcym do badania przebudowy pęcherza moczowego w pBOO są samice gryzoni poddawane częściowej niedrożności w bliższej części cewki moczowej. Zmienność stopnia niedrożności i śmiertelność zwierząt są głównymi problemami związanymi z niedrożnością proksymalną. Ponadto preparacja wokół bliższej cewki moczowej i szyi pęcherza moczowego zagraża unerwieniu pęcherza.
Opracowaliśmy model NeMO (oszczędzającej nerwy) niedrożność środkowej cewki moczowej dla pBoo, unikając wad tradycyjnego modelu. Zbliżyliśmy się do cewki moczowej znajdującej się nieco poniżej spojenia łonowego, co wyeliminowało potrzebę laparotomii, a także rozwarstwienia w tym obszarze; Również prążkowany zwieracz cewki moczowej pozostał nietknięty. Przeprowadziliśmy NeMO u samic szczurów Sprague-Dawley (12 przeszkód, 6 zwierząt pozorowanych), a także u samic myszy C57 / bl6 (20 niedrożności, 18 zwierząt pozorowanych). Po dwóch tygodniach oceniliśmy czynność pęcherza, masę pęcherza moczowego i masę ciała.
Nie mieliśmy żadnej śmiertelności wśród samic szczurów operowanych z blokadą lub pozorowanych; zgodnie z opisem dla tradycyjnej metody proksymalnego pBOO, zawiązaliśmy szew wokół bliższej cewki moczowej i tymczasowo umieszczonym metalowym prętem o średnicy 0,9 mm. NeMO wywołało 85% wzrost masy pęcherza moczowego po dwóch tygodniach, średnia resztkowa objętość moczu wynosiła 0,4 ml u częściowo niedrożnych szczurów, podczas gdy tylko 0,03 ml u zwierząt pozorowanych. U myszy przetestowaliśmy 3 rozmiary kaniul, które umieściliśmy wzdłuż cewki moczowej podczas wiązania szwu. Odkryliśmy, że użycie kaniuli o rozmiarze 27 spowodowało ponad 50% śmiertelność zwierząt; Umieszczenie kaniuli o rozmiarze 25 nie dało pożądanej odpowiedzi w postaci zwiększenia masy pęcherza; Zastosowanie kaniuli o rozmiarze 26 przyniosło korzystne wyniki przy minimalnej śmiertelności zwierząt (1/8), ale znacznym 2-krotnym wzroście masy pęcherza.

Oszczędzająca nerwy obstrukcja środkowej części cewki moczowej (NeMO) u samic szczurów
Śmiertelność
Do tej pory przeprowadziliśmy zabieg niedrożności środkowej części cewki moczowej u ponad 40 samic szczurów i nie odnotowaliśmy żadnych zgonów.
Masa pęcherza
<p class="jove_co...

Tradycyjne modelowanie częściowej niedrożności ujścia pęcherza moczowego u gryzoni jest obarczone śmiertelnością zwierząt. Poważnym problemem jest również uraz odnerwienia spowodowany rozwarstwieniem wokół bliższej cewki moczowej i szyi pęcherza moczowego. Opracowaliśmy i oceniliśmy bezpieczny i niezawodny model niedrożności środkowej części cewki moczowej, unikając wad tradycyjnego modelu.

Oszczędzająca nerwy niedrożność środkowej cewki moczowej (NeMO) u samic małych gryzoni

Partial bladder outlet obstruction (pBOO) has a high prevalence, causes significant patient burden, and immense health care costs. The most common animal ...

Ogólnym celem tej techniki jest chirurgiczne wywołanie częściowej obstrukcji ujścia pęcherza u małych samic gryzoni w sposób, który oszczędza unerwienie ujścia pęcherza, charakteryzuje się niską zachorowalnością zwierząt, praktycznie zerową śmiertelnością oraz niewielką zmiennością stopnia obstrukcji. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące przebudowy pęcherza indukowanej obstrukcją, takie jak: jakie wzorce ekspresji genów i zmiany epigenetyczne są związane z obstrukcją ujścia? Głównymi zaletami tej techniki są jej niezawodność oraz brak konieczności przeprowadzania preparacji w okolicy szyjki pęcherza, co pozwala zachować unerwienie ujścia pęcherza.Zastosowanie tej techniki rozciąga się na terapię niedrożności pęcherza, ponieważ fazę po ustąpieniu niedrożności i fazę regeneracji można oceniać w sposób powtarzalny. Regeneracja pęcherza po niedrożności u ludzi jest nieprzewidywalna. Dzięki zastosowaniu tej techniki można usunąć niedrożność, co pozwala na ocenę odpowiedzi komórkowych i tkankowych związanych z powrotem do sprawności po niedrożności.Opracowaliśmy tę metodę, zauważywszy, że tradycyjna, bardziej proksymalna obstrukcja, wiązała się ze znacznymi, niepożądanymi zaburzeniami czynności i dysmorfizmem pęcherza moczowego po sekcjach pozornych bez rzeczywistej obstrukcji chirurgicznej. Należy rozpocząć od umieszczenia samicy szczura o masie 200 gram na podkładce grzewczej i zabezpieczenia kończyn oraz ogona taśmą. Następnie należy przeprowadzić dezynfekcję i ułożyć sterylne ręczniki, nie zakrywając dolnej części brzucha.Następnie za pomocą kaniuli do angiografii o rozmiarze 20 G należy przeprowadzić katetryzację pęcherza moczowego i zabezpieczyć cewnik taśmą. Kolejnym krokiem, przy użyciu mikroskopu dissectingowego, jest wykonanie skalpelem ośmiomilimetrowego podłużnego nacięcia skóry, od wyczuwalnej symfizy łonowej w kierunku ujścia cewki moczowej. Należy odsunąć skórę po obu stronach nacięcia, aby ułatwić jej późniejsze zamknięcie, a następnie za pomocą precyzyjnych nożyczek dokonać tępej dyssekcji wzdłuż nacięcia w celu zidentyfikowania zredukowanej cewki moczowej.Umieść cienkie haczyki skórne samopodtrzymujące, aby zwiększyć ekspozycję cewki moczowej, a następnie wykonaj analogową tępe separację, aby unieść biegnący brzusznie pęczek naczyniowo-nerwowy. Używając zakrzywionych nożyczek i delikatnie rozszerzając tkanki wzdłużnie, wytwórz płaszczyznę między cewką moczową a pochwą, grzbietowo względem cewki moczowej. Następnie przeprowadź tępo szew jedwabny 4-0 za cewką moczową i przygotuj podwójny węzeł chirurgiczny.Następnie usuń kaniulę dożylną i umieść metalowy pręt o średnicy 0,9 mm równolegle do cewki moczowej. Zaciśnij węzeł wokół cewki moczowej i metalowego pręta tak, aby pręt nadal mógł się łatwo wysunąć, a następnie zabezpiecz węzeł trzema kolejnymi delikatnymi pętlami. Po ostatniej pętli usuń pręt i przytnij końce nici do długości około trzech do czterech mm, stosując pojedynczy szew różnicowy z wchłanialnej plecionej nici 4-0 w celu zbliżenia gruczołów przycewkowych.Następnie zamknąć skórę za pomocą szwu materacowego poziomego, używając tej samej nici wchłanialnej, i podać odpowiednie środki przeciwbólowe. W przypadku modelu NeMO u myszy (nerve-sparing mid-urethral obstruction), umieścić samicę myszy C-57 black-6 o masie 18 g na podkładce grzewczej w pozycji grzbietnej i unieruchomić kończyny za pomocą taśmy. Następnie zdezynfekować obszar i wyłożyć sterylne ręczniki, nie zakrywając dolnej części brzucha.Następnie, pod mikroskopem stereologicznym, przeprowadzić kaniulację pęcherza za pomocą kaniuli angiograficznej 24 G i zabezpieczyć kaniulę taśmą. Pod mikroskopem stereologicznym, używając skalpela, wykonać sześciomilimetrowe podłużne nacięcie skóry, od wyczuwalnej syntezy łonowej w kierunku ujścia cewki moczowej. Następnie przeprowadzić rozczepianie tępym sposobem za pomocą drobnych nożyczek, aby zidentyfikować niedorozwiniętą cewkę moczową.Stosując delikatne rozszerzanie wzdłużne, grzbietowo względem cewki moczowej, wypracuj płaszczyznę między cewką moczową a pochwą. Następnie tępo przeprowadź nie wchłanialną plecioną nić chirurgiczną 5-0 za cewką moczową i przygotuj podwójny węzeł chirurgiczny. Teraz podłącz strzykawkę o pojemności 1 ml do kaniuli i wstrzyknij 0,1 ml soli fizjologicznej do pęcherza.Po podaniu całej soli fizjologicznej należy za pomocą węzła delikatnie przymocować kaniulę 26G równolegle do cewki moczowej, jednocześnie wycofując kaniulę angiokatetera. Węzeł należy zabezpieczyć trzema kolejnymi delikatnymi pętlami, po czym usunąć kaniulę i delikatnie ucisnąć pęcherz, aby sprawdzić, czy mocz pojawia się w ujściu cewki. Końce szwu należy odciąć, pozostawiając około 3 mm.Następnie należy użyć plecionej wchłanialnej nici chirurgicznej 5-0, aby zamknąć skórę za pomocą zmiennego szwu materacowego poziomego, a przed umieszczeniem myszy w klatce pooperacyjnej podać odpowiednie środki przeciwbólowe. Średni względny stosunek masy pęcherza do masy ciała u szczurów grupy pozorowanej NeMO wynosi 0,33% dwa tygodnie po zabiegu, natomiast u szczurów z niedrożnością wynosi on 0,6%, co stanowi 85% wzrostu względnej masy pęcherza u tych zwierząt. Szczury grupy pozorowanej NeMO nie wykazują praktycznie żadnego moczu resztkowego, który mógłby zostać odessany poprzez nakłucie pęcherza w momencie pobierania organów.Zwierzęta z niedrożnością, zgodnie z założeniami, wykazują znacznie większą średnią objętość moczu resztkowego, wynoszącą 0,42 ml. Ogólnie śmiertelność myszy w grupie zwierząt poddanych operacji pozorowanej oraz operacji NeMO wzrasta wraz ze zmniejszeniem rozmiaru zastosowanej kaniuli. Ponadto użycie kaniuli o rozmiarze 25 G nie zwiększa efektywnie stosunku masy pęcherza do masy ciała myszy, podczas gdy zastosowanie kaniuli o rozmiarze 26 G prowadzi do ponad dwukrotnego wzrostu względnej masy pęcherza.Po zastosowaniu wypełniacza o rozmiarze 27 G, dwa tygodnie po zabiegu obserwuje się ponad 60% wzrost względnej masy pęcherza. Ponadto częściowa niedrożność ujścia pęcherza moczowego przy zastosowaniu kaniuli o rozmiarze 25 lub 26 G wzdłuż cewki moczowej nie wpływa na objętość moczu resztkowego w dwutygodniowym okresie eksperymentalnym. W przypadku zwierząt z wypełniaczem o rozmiarze 27 G odnotowuje się natomiast trzykrotny średni wzrost objętości moczu resztkowego w porównaniu z odpowiednimi grupami kontrolnymi poddanymi operacji pozorowanej.Po przeprowadzeniu kilku prób, zarówno procedurę NeMO, jak i procedurę pozorowaną (sham) NeMO można wykonać w czasie od 10 do 15 minut. Podczas przeprowadzania procedury NeMO u myszy ważne jest wykluczenie możliwości całkowitego zatkania drogi moczowej poprzez delikatne wyciśnięcie niewielkiej ilości moczu przed zamknięciem rany zwierzęcia. Po wykonaniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak włączenie zwierząt do grupy pozorowanej proksymalnej, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące względnego wpływu lub związku miejscowych bodźców neurogennych w obrębie ujścia z dysfunkcją pęcherza, dysmorfizmem oraz dysregulacją genów.Oczekuje się, że technika ta utoruje drogę badaczom w dziedzinie obturacyjnej miopatii pęcherza do zbadania, w jaki sposób anatomiczne i neurogenne zaburzenia odpływu z pęcherza wpływają na powstawanie niedrożności odpływu oraz możliwość powrotu do stanu poprzedniego po jej ustąpieniu.

nerve-sparing-mid-urethral-obstruction-nemo-in-female-small-rodents

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisano tutaj model zwierzęcy Spared Nerve Injury jako mysi model obwodowego bólu neuropatycznego po częściowej denerwacji nerwu kulszowego poprzez uszkodzenie gałęzi nerwu piszczelowego i wspólnego strzałkowego, przy zachowaniu nienaruszonego nerwu podszywkowego. Modyfikację behawioralną wynikającą z allodynii mechanicznej ilościowo określono za pomocą włókien von Freya.

Model Spared Nerve Injury (SNI) indukowanej allodynii mechanicznej u myszy

Cystometria jest wydajną techniką pomiaru funkcji pęcherza moczowego u małych zwierząt in vivo. Do pęcherza prowadzona jest ciągła infuzja z szybkością kontrolowaną poprzez cewnik wewnątrz pęcherza, podczas gdy cewka moczowa pozostaje wolna, aby umożliwić mikcję. Pozwala to na wielokrotne napełnianie i opróżnianie pęcherza, przy jednoczesnym rejestrowaniu ciśnienia wewnątrz pęcherza oraz objętości wydalonego moczu.

Zastosowanie cystometrii u małych gryzoni: badanie chemosensytywności pęcherza moczowego

Około 3-8 milionów ludzi w Stanach Zjednoczonych cierpi na śródmiąższowe zapalenie pęcherza moczowego/zespół bólu pęcherza moczowego (IC/BPS), wyniszczający stan charakteryzujący się częściowo bólem miednicy. W celu zbadania udziału układu nerwowego w tym stanie, stosuje się fizjologiczny model bólu pęcherza moczowego u myszy i szczurów.

Wzdęcie pęcherza moczowego wywołało reakcje trzewnomotoryczne jako model bólu pęcherza moczowego u myszy

Ustalony model przezcewkowego cewnikowania myszy pozwala na badanie patologii pęcherza moczowego, w tym infekcji dróg moczowych, ale może być wykonywane tylko u samic. Zaprezentowany tu nowy model wkraplania przezcewkowego u mężczyzn umożliwi prowadzenie badań w obszarze charakteryzującym się silnymi różnicami klinicznymi i epidemiologicznymi między płciami.

Zakażenie dróg moczowych w modelu małego zwierzęcia: cewnikowanie przezcewkowe samców i samic myszy

Prezentujemy metodę tworzenia modelu niedoczynności wypieracza przez przecięcie stożka rdzenia u szczurów. U tych zwierząt skutecznie stymulowano niedoczynność wypieracza. Model może być wykorzystany do badania funkcji dróg moczowych.

Model niedoczynności wypieracza u szczurów za pomocą przecięcia stożka medullaris

Zmodyfikowana operacja to uproszczona metoda dla modelu uszkodzenia nerwu oszczędzonego u myszy lub szczura, która wymaga tylko jednego podwiązania i jednego cięcia, aby uszkodzić zarówno wspólne nerwy strzałkowe, jak i łydkowe.

Zmodyfikowany model chirurgii oszczędzonego uszkodzenia nerwu bólu neuropatycznego u myszy

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego wywołuje długotrwały przewlekły ból neuropatyczny, charakteryzujący się przesadnymi reakcjami na bodźce termiczne i mechaniczne. Ten mysi model bólu neuropatycznego jest powszechnie stosowany do badania innowacyjnych terapii leczenia bólu. W tym artykule szczegółowo opisano procedurę chirurgiczną w celu poprawy standaryzacji i odtwarzalności.

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego: mysi model przewlekłego bólu neuropatycznego w celu zbadania antynocyceptywnego działania nowych terapii

Ten protokół zawiera przewodnik do impregnacji skóry cyjanoakrylem, aby zapobiec wchłanianiu moczu przez sierść i skórę. Zawiera instrukcję nakładania kleju na skórę, wszczepiania cewnika do pęcherza moczowego oraz elektrody do cystometrii i zapisy elektromiografii zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych myszy.

Optymalizacja technik urodynamicznych myszy w celu zwiększenia dokładności

Obecny protokół opisuje krok po kroku, powtarzalny model jednostronnej niedrożności moczowodu.

Niedojrzały mysi model odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

Poznaj technikę NeMO do tworzenia częściowej niedrożności cewki moczowej u samic małych gryzoni, oszczędzającą unerwienie i minimalizującą śmiertelność. Metoda umożliwia badanie remodelowania pęcherza oraz mechanizmów regeneracji.

Oszczędzająca nerwy niedrożność środkowej cewki moczowej (NeMO) u samic małych gryzoni

Przeglądaj więcej filmów