Name: Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Poznaj minimalnie inwazyjną technikę MTAC do wywoływania przerostu lewej komory u myszy bez konieczności sztucznej wentylacji. Ta metoda umożliwia badania przekształcania mięśnia sercowego i przeciążenia komory.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Uniwersyteckiemu Ośrodku Badawczemu w Naukach Przyrodniczych (ULS) Uniwersytetu Politechnicznego w Hongkongu za dostarczenie systemu ultrasonograficznego Vevo 2100. Specjalne podziękowania dla dr Chunyi Wen z Interdyscyplinarnego Wydziału Inżynierii Biomedycznej Politechniki w Hongkongu za szkolenie i pomoc. Praca ta była wspierana przez rząd Hongkongu RGC Grant GRF 17127215, 764812 i HKU6/CRF/11G dla Billy'ego K C Chow.

Protokół jest zgodny z wytycznymi Komitetu ds. Wykorzystania Żywych Zwierząt w Nauczaniu i Badaniach (CULATR) na Uniwersytecie w Hongkongu.
1. Przygotowanie miejsca operacji
<ol>
	<li>Zdezynfekować miejsce operacji 75% alkoholem izopropylowym. Dostosuj temperaturę poduszki grzewczej do 37 °C, aby uniknąć zmian w częstości akcji serca i oddechu badanego zwierzęcia.</li>
	<li>Używać narzędzi chirurgicznych wysterylizowanych w grawitacyjnym sterylizatorze wyporowym w temperaturze 121 °C przez 30 min lub innymi odpowiednimi metodami.</li>
	<li>Weź 2 - 4 igły o rozmiarze 30 i wyginaj je za pomocą uchwytu na igłę, jak pokazano na rysunku 1, aby stworzyć narzędzie do podwiązania i separacji tkanek oraz do użycia jako retraktor. Zamontuj teraz zakrzywioną igłę na bawełnianym aplikatorze do użytku w chirurgii.</li>
	<li>Stępić igłę o rozmiarze 27 i wygiąć ją pod kątem 90º za pomocą uchwytu igły. Wygładź końcówkę, pocierając twardą powierzchnię, aby uzyskać przekładkę 0,4 mm w kroku podwiązywania.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Znieczulenie 2-miesięcznego samca o wadze 22-25 g myszy C57BL/6N należy znieczulić odpowiednią mieszaniną ketaminy i ksylazyny w stosunku do masy ciała: 100 mg/kg + 10 mg/kg i.p. Potwierdzić znieczulenie ujemnym odruchem szczypania ogona.</li>
	<li>Usuń włosy z przedniej części szyi i klatki piersiowej, nakładając krem do depilacji na 2 do 3 minut. Usuń krem ciepłą wodą i bawełnianym aplikatorem.</li>
	<li>Nałóż maść lub żel okulistyczny na oczy zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.</li>
	<li>Ułóż zwierzę na poduszce grzewczej w pozycji leżącej na plecach i prowadź monitorowanie śródoperacyjne, pamiętając o prowadzeniu odpowiedniej dokumentacji co 15 minut.</li>
	<li>Użyj papierowej taśmy chirurgicznej, aby przymocować kończyny do poduszki grzewczej, aby utrzymać zwierzę we właściwej pozycji podczas operacji.</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę na przemian trzykrotnie alkoholem i roztworem jodu powidonu.</li>
	<li>Użyj sterylnej serwety z odsłoniętym polem operacyjnym, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Używaj nowych sterylnych rękawiczek dla każdej myszy i w razie potrzeby.</li>
</ol>
3. Procedura podwiązania
<ol>
	<li>Otwórz skórę myszy w pozycji środkowej szyi i klatki piersiowej za pomocą skalpela.</li>
	<li>Pociągnij tarczycę w kierunku głowy, delikatnie oddzielając tkanki łączne nożyczkami.</li>
	<li>Oddziel warstwę mięśni na tchawicy na linii środkowej w kierunku obu stron za pomocą zakrzywionych igieł.</li>
	<li>Za pomocą nożyczek przetnij mostek do drugiego żebra (około 5 mm). Otwórz cięcie za pomocą retraktora lub zakrzywionych kleszczy.</li>
	<li>Oddziel płaty grasicy od siebie i dolną ścianę klatki piersiowej, oddzielając tkankę łączną zakrzywioną igłą; w tym miejscu wyraźnie widoczny będzie poprzeczny łuk aorty i dwie tętnice szyjne</li>.
	<li>Umieść zakrzywioną igłę pod łukiem i przebij między ścianą naczynia a tkanką łączną po drugiej stronie, wypychając zakrzywioną główkę.</li>
	<li>Za pomocą zakrzywionej igły przeciągnij szew monofilamentowy 6-0 pod łukiem aorty.</li>
	<li>Umieść przekładkę w pętli i przymocuj szew za pomocą podwójnego węzła. Delikatnie zdejmij przekładkę.</li>
	<li>Potwierdź udane zwężenie z pozycją węzła i odetnij końce szwu.</li>
	<li>Zamknij ścianę klatki piersiowej za pomocą jedwabnego szwu 6/0 z prostym przerywanym wzorem szwów. Zamknij skórę szwem monofilamentowym 6/0 w ciągłym wzorze szwów.</li>
</ol>
4. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Nałóż roztwór jodu powidonu na miejsce szwu i umieść zwierzę we wstępnie ogrzanej klatce w celu rekonwalescencji i monitorowania pooperacyjnego.</li>
	<li>Buprenorfinę należy wstrzykiwać (0,05 - 0,1 mg/kg s.c. co 12 godzin) po odzyskaniu przytomności przez zwierzę w celu złagodzenia bólu i dostarczenia myszy odpowiedniego miękkiego pokarmu.</li>
	<li>Po pełnym wyzdrowieniu zwierzę należy umieścić w 12-godzinnym pomieszczeniu w cyklu jasnym/ciemnym.</li>
</ol>
5. Echokardiografia: potwierdzenie udanego podwiązania i pomiarów
<ol>
	<li>Po tygodniu znieczulij wcześniej prążkowaną mysz 3 - 5% izofluranem do indukcji i 1 - 1,5% do konserwacji, przy natężeniu przepływu tlenu 1 l/min.</li>
	<li>Usuń włosy na klatce piersiowej za pomocą kremu do depilacji. Dokładnie usuń krem ciepłą wodą i bawełnianym aplikatorem.</li>
	<li>Przymocuj mysz w pozycji leżącej na plecach do platformy do przenoszenia zwierząt, utrzymywanej w temperaturze 37 °C. Nałóż żel elektrodowy na łapki i przyklej je do podkładki za pomocą elektrod.</li>
	<li>Nałóż żel ultradźwiękowy na klatkę piersiową myszy. Za pomocą sondy MS550D 40 MHz i systemu ultrasonograficznego wysokiej częstotliwości można wykonać kolorowy skan Dopplera i Dopplera falą pulsacyjną na lewej i prawej tętnicy szyjnej, a także na łuku aorty.</li>
	<li>Korzystając z trybu B, zlokalizuj lewą komorę. Za pomocą trybu M można zmierzyć skurczową i rozkurczową grubość ścianki. Użyj Cine Store i Frame Store, aby zapisać dane i obrazy zgodnie z wymaganiami.</li>
	<li>Korzystając z trybu B, zlokalizuj lewą tętnicę szyjną wspólną przed punktem rozgałęzienia. Użyj fali pulsacyjnej i kolorowego Dopplera, aby ocenić przepływ. Powtórz z prawą tętnicą szyjną w podobnym punkcie. Zapisz obrazy w trybach Cine Store i Frame Store, aby przeanalizować je później.</li>
	<li>Przechyl platformę do obsługi zwierząt maksymalnie w lewo, tak aby mysz znalazła się w lewej pozycji odleżynowa. Umieść sondę na myszy, przesuniętą o 30° od pozycji równoległej do głowy w pozycji przymostkowej i manipuluj X i Y, aby znaleźć łuk aorty.</li>
	<li>Zlokalizuj zwężenie. Użyj trybu kolorowego Dopplera, aby miejsce zwężenia było bardziej widoczne, ponieważ krew będzie przepływać przez wąski kanał między punktem, w którym dwie tętnice szyjne rozgałęziają się od łuku aorty.</li>
	<li>Użyj fali pulsacyjnej i kolorowego Dopplera, aby zmierzyć szczytową prędkość przepływu. Użyj Cine Store i Frame Store, aby zapisać dane i obrazy zgodnie z wymaganiami.</li>
	<li>Pozwól zwierzęciu dojść do siebie na poduszce grzewczej w pozycji leżącej. Zwróć zwierzę do pierwotnej klatki w 12-godzinnym pomieszczeniu z cyklem światła/ciemności po całkowitym wyzdrowieniu ze znieczulenia.</li>
</ol>

<ol><li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>de Almeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20410870">Transverse aortic constriction in mice.</a> J Vis Exp. (38), (2010).</li>
<li>Hu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+aortic+banding+in+mice%3A+effects+of+altered+cardiomyocyte+insulin+signaling+during+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285 (3), H1261-H1269 (2003).</li>
<li>Shimizu, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excessive+cardiac+insulin+signaling+exacerbates+systolic+dysfunction+induced+by+pressure+overload+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Excessive cardiac insulin signaling exacerbates systolic dysfunction induced by pressure overload in rodents.</a> J Clin Invest. 120 (5), 1506-1514 (2010).</li>
<li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods Mol Biol. 573, 115-137 (2009).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+murine+model+for+the+study+of+reverse+cardiac+remodelling%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Cardiol%22%5BJournal%5D)">A modified murine model for the study of reverse cardiac remodelling.</a> Exp Clin Cardiol. 18 (2), e115-e117 (2013).</li>
<li>Hartley, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+estimation+of+reduced+coronary+flow+reserve+in+mice+with+pressure+overload+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy.</a> Ultrasound Med Biol. 34 (6), 892-901 (2008).</li>
<li>Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiography+in+translational+research%3A+of+mice+and+men%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Echocardiogr%22%5BJournal%5D)">Echocardiography in translational research: of mice and men.</a> J Am Soc Echocardiogr. 21 (10), 1083-1092 (2008).</li>
<li>Faerber, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+heart+failure+by+minimally+invasive+aortic+constriction+in+mice%3A+reduced+peroxisome+proliferator-activated+receptor+gamma+coactivator+levels+and+mitochondrial+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Induction of heart failure by minimally invasive aortic constriction in mice: reduced peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator levels and mitochondrial dysfunction.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 141 (2), 492-500 (2011).</li>
<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+Cardiac+Morphological+and+Functional+Changes+in+Mouse+Model+of+Transverse+Aortic+Constriction+by+Echocardiographic+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging.</a> J Vis Exp. (112), (2016).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Rockman i współpracownicy opracowali pierwszą metodę opaski aortalnej jako metodę badania przeciążenia ciśnieniem w sercu. Umożliwiło to rozpoczęcie badań nad komórkowymi i molekularnymi konsekwencjami nadciśnienia tętniczego i niewydolności serca1. Ulepszona metoda, minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC), zapewnia łagodną, zależną od czasu metodę indukcji przeciążenia ciśnieniem w lewej komorze i niewydolności serca, bez wad konwencjonalnego poprzecznego zwężenia aorty<sup class="x...

Ogólnym celem tego artykułu jest pokazanie, jak można zmodyfikować poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy, aby uzyskać prostszą i bardziej celową operację. TAC został po raz pierwszy wprowadzony w 1991 roku1 i umożliwił biologom molekularnym badanie szlaków komórkowych i molekularnych, które prowadzą do przerostu w lewej komorze i niewydolności serca, szczególnie u małych zwierząt ze zmanipulowanymi genomami2,3,4,5,6. Pomimo swojej skuteczności w wytwarzaniu pożądanego przeciążenia ciśnieniowego, technika ta jest ostatecznie ograniczona przez trudności w wykonaniu zabiegu i niski wskaźnik przeżycia. Chirurg przeprowadzający TAC musi być w stanie wykonać intubację dotchawiczą, torakotomię i zastosować sztuczną wentylację, aby zapobiec zapadnięciu się płuc1.
Często pożądana jest prosta i mniej inwazyjna metoda. W związku z tym opracowano minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC)3. Chociaż wynik (w szczególności przerost lewej komory) jest taki sam, procedura obejmuje znacznie mniej aparatów i mniejsze uszkodzenia zwierzęcia. MTAC okazuje się być pożądaną metodą, która ma większy wskaźnik przeżycia, powyżej 90%, a czas operacji wynosi zaledwie 15 do 25 minut. Rzadkie przypadki zgonów po udanej operacji można przypisać zbyt ciasnemu zwężeniu łuku aorty, co skutkuje ogromnym przeciążeniem lewej komory i śmiertelnym zmniejszeniem dopływu krwi do krytycznych narządów, takich jak nerki.
Po zakończeniu procedury, echokardiografia może być wykorzystana do oceny skuteczności bandingu oraz morfologii i funkcji serca. System ultrasonograficzny o wysokiej częstotliwości może być wykorzystany do pomiaru średnicy i zmian przepływu w lewej i prawej tętnicy szyjnej, do wizualizacji zwężenia łuku aorty w celu pomiarów szczytowej prędkości przepływu oraz do określenia grubości ściany lewej komory i parametrów funkcjonalnych7,8. Po eutanazji narządy można również pobrać do badań histopatologicznych z barwieniem hematoksyliną i eozyną oraz barwieniem kolagenu Picrosirius, przy czym to ostatnie jest szczególnie przydatne do obserwacji zwłóknienia.

<table><tbody><tr><td><mocne>1-calowe igły o rozmiarze 30</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ 07417, USA.&nbsp;</td><td>305128</td><td>Zakrzywiony jak w procedurze i <silny>Rysunek 1</td></tr><tr><td>27 Gauge Needle</td><td>BD, Franklin Lakes, NJ 07417, USA.&nbsp;</td><td>301629</td><td>Spraw, aby był i gładki dla dystans</td></tr><tr><td>6/0 Dafilon</td><td>B. Braun, 34212 Melsungen, Hessen, Niemcy.</td><td>C0933066</td><td></td></tr><tr><td>6/0 Silkam</td><td>B. Braun, 34212 Melsungen, Hesja, Niemcy.</td><td>C0762067</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne rękawice</td><td>A.R. Medicom, Inc (Azja), Hongkong.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton Applicator</td><td>Mannings, Quarry Bay, Hongkong.</td><td></td><td>Lokalne centrum handlowe</td></tr><tr><td>Depilatory Cream</td><td>Veet (Hongkong), Kwun Tong, Kowloon, Hong Kong</td><td></td><td>Local Shopping Center</td></tr><tr><td>Lexer-Baby Scissor</td><td>FST, Kolumbia Brytyjska V7H 0A6, Kanada.</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywiony kleszcz do tęczówki</td><td>FST, Kolumbia Brytyjska V7H 0A6, Kanada.</td><td>11065-07</td><td></td></tr><tr><td>Micro Olsen-Hegar Uchwyt na igły</td><td>WPI, Sarasota, FL 34240, USA.&nbsp;</td><td>501989</td><td></td></tr><tr><td>Stereo Micrioscope</td><td>WPI, Sarasota, FL 34240, USA.&nbsp;</td><td>PZMIII-BS</td><td></td></tr><<tr><td>strong>GenTeal Eye Gel</td><td>Novartis, East Hanover, NJ 07936, USA.&nbsp;</td><td></td><td>Lokalna apteka</td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Kent Scientific Corporation, Torrington, CT 06790, USA.&nbsp;</td><td>DCT-20</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td>Jednostka <td></td><td></td><td>dla zwierząt laboratoryjnych</td></tr><tr><td><silna>ketamina i ksylazyna</td>Jednostka <td></td><td></td>dla <td>zwierząt laboratoryjnych</td></tr><tr><td><silna> betadyna</mocna></td>Jednostka <td></td><td></td>dla <td>zwierząt laboratoryjnych</td></tr><tr><td><silna>Buprenorfina</silna></td><td>Jednostka</td><td></td> <td>dla zwierząt laboratoryjnych</td></tr></tbody></table>

minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC) jest bardziej pożądaną metodą zwężenia aorty poprzecznej u myszy niż standardowe zwężenie poprzeczne aorty (TAC) z otwartą klatką piersiową. Chociaż poprzeczne zwężenie aorty jest wysoce funkcjonalną metodą indukcji wysokiego ciśnienia w lewej komorze, jest to procedura trudniejsza i bardziej długotrwała ze względu na zastosowanie sztucznej wentylacji z intubacją tchawicy. TAC jest również często mniej przeżywalny, ponieważ nowsza metoda, MTAC, nie wymaga przecinania żeber i mięśni międzyżebrowych ani intubacji tchawicy z konfiguracją wentylacyjną. W MTAC, w przeciwieństwie do torakotomii w celu uzyskania dostępu do jamy klatki piersiowej, do łuku aorty dociera się przez nacięcie w linii środkowej w przedniej części szyi. Tarczyca jest odciągnięta do tyłu, aby odsłonić wcięcie mostka. Mostek jest następnie przycinany do drugiego poziomu żeber, a do łuku aorty dociera się po prostu poprzez oddzielenie tkanek łącznych i grasicy. Stamtąd szew można owinąć wokół łuku i zawiązać przekładką, a następnie naciąć mostek i skórę można zamknąć. MTAC jest znacznie szybszym i mniej inwazyjnym sposobem indukcji nadciśnienia lewokomorowego i umożliwia przeprowadzenie badań wysokoprzepustowych. Powodzenie zwężenia można zweryfikować za pomocą echokardiografii przezklatkowej o wysokiej częstotliwości, w szczególności Dopplera kolorowego i Dopplera z falą pulsacyjną, w celu określenia prędkości przepływu łuku aorty oraz lewej i prawej tętnicy szyjnej, wymiaru naczyń krwionośnych oraz funkcji i morfologii lewej komory. Skuteczne zwężenie wywoła również istotne zmiany histopatologiczne, takie jak przerost komórek mięśnia sercowego ze zwłóknieniem śródmiąższowym i okołonaczyniowym. W tym miejscu opisano procedurę MTAC, pokazując, w jaki sposób wynikające z tego zmiany przepływu w tętnicach szyjnych można badać za pomocą echokardiografii, morfologii ogólnej i zmian histopatologicznych w sercu.

MTAC umożliwia szybką indukcję znacznego nadciśnienia w lewej komorze.
Jak pokazano na Rysunku 1, przygotowanie podstawowych narzędzi do procedury jest proste i minimalne, wymagając jedynie zgięcia 2–4 igieł o rozmiarze 30G i unieruchomienia ich za pomocą rurki poliuretanowej. Sama procedura chirurgiczna jest również mniej skomplikowana w porównaniu do TAC i może być łatwo wykonana. Po odsunięciu tarczycy przeci...

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC) zachowuje podstawowe cechy regularnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC), eliminując jednocześnie użycie respiratora z intubacją tchawiczą. Okazuje się, że jest to wysoce pożądana metoda w wysokoprzepustowych badaniach przeciążenia lewej komory, szczególnie w badaniach translacyjnych.

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Ogólnym celem tej procedury jest wywołanie przerostu lewej komory poprzez zwężenie poprzecznego łuku aorty za pomocą prostego zabiegu chirurgicznego, który nie wymaga wentylacji mechanicznej. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie kardiologii dotyczące przebudowy mięśnia sercowego, przerostu serca, apoptozy i włóknienia oraz stanów przeciążenia ciśnieniowego lewej komory. Główną zaletą tej techniki jest to, że zachowuje ona istotne elementy standardowego zwężenia poprzecznego aorty, eliminując jednocześnie konieczność stosowania respiratora i intubacji tchawicy.Przed rozpoczęciem procedury należy za pomocą uchwytu do igieł zagiąć końcówki od dwóch do czterech igieł o rozmiarze 30 G i zamocować je na oddzielnych aplikatorach bawełnianych. Następnie należy stępić igłę o rozmiarze 27 G i za pomocą uchwytu do igieł zgiąć jej końcówkę pod kątem 90 stopni. Po tym wygładzić końcówkę na twardej powierzchni, aby utworzyć dystans o grubości 0,4 mm.Po potwierdzeniu odpowiedniego poziomu sedacji poprzez brak reakcji na uciśnięcie palca u nogi, należy nałożyć maść do oczu zwierzęcia i umieścić mysz w pozycji grzbietnej na podgrzewanej podkładce o temperaturze 37 degrees Celsius. Kończyny należy przymocować do podkładki grzewczej za pomocą taśmy chirurgicznej. Następnie skórę należy zdezynfekować trzema kolejnymi przecierkami z roztworem alkoholu i powidonu jodowego, a na zwierzęciu rozłożyć jałową draperię z odsłoniętym polem operacyjnym.Aby rozpocząć procedurę ligacji, należy użyć sterylnego skalpela, aby rozciąć skórę wzdłuż linii środkowej szyi i klatki piersiowej. Następnie, korzystając z mikroskopu sekcyjnego, należy za pomocą tępych nożyczek delikatnie rozdzielić tkanki łączną i odsunąć tarczycę w kierunku głowy. Używając zakrzywionych igieł, należy rozdzielić warstwę mięśniową na tchawicy w linii środkowej, w kierunku obu stron ciała zwierzęcia, a następnie za pomocą tępych nożyczek przeciąć mostek w odległości około pięciu milimetrów od drugiego żebra.Rozszerzyć nacięcie za pomocą zakrzywionej pęsety i użyć zakrzywionej igły, aby oddzielić płaty grasicy od dolnej ściany klatki piersiowej. W tym momencie wyraźnie widoczne będą poprzeczny łuk aorty oraz dwie tętnice szyjne. Umieścić zakrzywioną igłę pod łukiem i za pomocą jej czubka wykonać perforację między ścianą naczynia a tkanką łączną po drugiej stronie.Za pomocą igły umieść jednowłóknistą nić chirurgiczną 6-0 pod łukiem aorty, a następnie włóż wcześniej przygotowany dystans do pętli. Zwiąż nić podwójnym węzłem i ostrożnie usuń dystans. Po potwierdzeniu prawidłowego zaciśnięcia węzła odetnij końce nici, a następnie użyj jedwabnej nici 6-0 do zamknięcia ściany klatki piersiowej prostym szwem przerywanym, po czym zamknij skórę jednowłóknistą nicią 6-0 szwem ciągłym.Następnie należy nałożyć roztwór powidonu z jodem na miejsce szycia i umieścić zwierzę w podgrzanej klatce w celu rekonwalescencji i monitorowania pooperacyjnego. Po tygodniu należy nałożyć żel do elektrod na łapy zwierzęcia doświadczalnego i przymocować je taśmą do podgrzewanej podkładki z elektrodami o temperaturze 37 °C. Następnie należy nałożyć żel do badań USG na klatkę piersiową myszy i wybrać tryb B na wysokoczęstotliwościowym systemie ultrasonograficznym.Używając głowicy MS550D o częstotliwości 40 MHz, zlokalizuj lewą komorę. Następnie, w trybie M, zmierz grubość ścian w skurczu i rozkurczu. Powróć do trybu B, aby zlokalizować lewą wspólną tętnicę szyjną przed miejscem rozgałęzienia, a następnie wykorzystaj Doppler impulsowy oraz kolorowy do oceny przepływu, zapisując obrazy do późniejszej analizy w razie potrzeby.Przechyl platformę do obsługi zwierząt maksymalnie w lewo, tak aby mysz znajdowała się w pozycji bocznej lewej, a następnie umieść głowicę pod kątem 30 stopni względem pozycji równoległej do głowy, w pozycji parasternalnej. Reguluj przesunięcia w osi x i y, aby zlokalizować łuk aorty, a następnie odszukaj miejsce zwężenia, korzystając z trybu dopplerowskiego kolorowego, aby zwiększyć widoczność miejsca zwężenia. Za pomocą dopplera impulsowego i kolorowego zmierz szczytową prędkość przepływu w punkcie, w którym krew przepływa pomiędzy dwiema tętnicami szyjnymi odchodzącymi od łuku aorty.Następnie należy pozostawić zwierzę do dojścia do siebie na podgrzewaczkach w pozycji brzusznej pod nadzorem, aż do pełnego wybudzenia. Małoinwazyjne zwężenie aorty poprzecznej (MTAC) niezawodnie wywołuje przeciążenie ciśnieniowe lewej komory u podwiązanych myszy, co objawia się wyraźnie widocznym zwężeniem aorty poprzecznej oraz zwiększoną prędkością maksymalną przepływu w miejscu zwężenia. W porównaniu z nią, u zwierzęcia w grupie kontrolnej (operacja pozorowana) nie stwierdza się widocznego zwężenia, a prędkość maksymalna przepływu pozostaje w normie.W następstwie ligacji prędkość przepływu w prawej tętnicy szyjnej ulega znacznemu zwiększeniu, a w aorcie wstępującej i sercu może dojść do wzrostu ciśnienia, co prowadzi do przerostu lewej komory, znacząco redukując przepływ w lewej wspólnej tętnicy szyjnej. W przypadku myszy poddanych operacji pozorowanej obserwuje się natomiast niemal identyczny przepływ krwi w prawej i lewej tętnicy szyjnej. Wynikające z tego parametry związane z przerostem są wyraźnie widoczne w znacząco powiększonych i zdeformowanych sercach myszy po ligacji MTAC oraz w ich obniżonej ogólnej przeżywalności.Zmiany te są dodatkowo obserwowane na poziomie komórkowym, w tym zwiększenie rozmiaru komórek mięśnia sercowego oraz włóknienie u myszy MTAC w porównaniu do zwierząt nieligowanych. Po opanowaniu technika ta może zostać wykonana w czasie od pięciu do dziesięciu minut, pod warunkiem prawidłowego przeprowadzenia procedury. Podczas wykonywania tego zabiegu należy pamiętać o zachowaniu ostrożności, aby nie uszkodzić naczyń.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać rzetelną wiedzę na temat tego, jak wywołać przerost lewej komory poprzez poprzeczną konstrikcję łuku aorty, stosując prostą procedurę chirurgiczną, która nie wymaga wentylacji mechanicznej.

minimally-invasive-transverse-aortic-constriction-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy jest powszechnie stosowanym modelem eksperymentalnym do badania mechanizmów leżących u podstaw przerostu mięśnia sercowego i rozwoju niewydolności serca. W niniejszym materiale opisujemy procedury zwężania aorty w celu wywołania powtarzalnego stopnia przerostu serca u myszy.

Poprzeczne zwężenie aorty u myszy

W tym filmie demonstrujemy eksperymentalny protokół minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu zbadania niewydolności serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniem.

Pasaż poprzecznego łuku aorty w modelu mysim: minimalnie inwazyjna technika u myszy do indukcji wysokiego ciśnienia w lewej komorze

Celem tego protokołu jest nieinwazyjna ocena zmian strukturalnych i funkcjonalnych w mysim modelu choroby serca powstałych w wyniku poprzecznego zwężenia aorty, przy użyciu echokardiografii w trybie B i M oraz obrazowania dopplerowskiego kolorem/falą tętna.

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Celem tego protokołu jest opisanie krok po kroku techniki minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC) u myszy. Poprzez wyeliminowanie intubacji i wentylacji, które są obowiązkowe w powszechnie stosowanej procedurze standardowej, minimalnie inwazyjny TAC upraszcza procedurę operacyjną i zmniejsza obciążenie zwierzęcia.

Technika minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu indukcji przerostu lewej komory

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Ten protokół przedstawia ulepszoną metodę uzyskiwania przejściowego przerostu mięśnia sercowego za pomocą wchłanialnego szwu, symulując zmniejszenie przerostu lewej komory po usunięciu przeciążenia ciśnieniowego. Może to być cenne dla badań nad wstępnym kondycjonowaniem przerostu mięśnia sercowego.

Operacyjne poprzeczne zwężenie aorty z wchłanialnym szwem w celu uzyskania przejściowego przerostu mięśnia sercowego

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Myszy transgeniczne okazały się niezwykle użyteczne w przypisywaniu funkcji fizjologicznych konkretnym genom. W związku z tym badania ogólne, a w szczególności studia funkcjonalne dróg oddechowych, przeszły znaczący zwrot w stronę modeli mysich. W niniejszym materiale przedstawiamy protokoły badań skurczu tchawicy in vitro w celu oceny funkcji mięśni gładkich w drogach oddechowych myszy.

In vitro pomiary skurczu tchawki u myszy

Opisujemy stopniową procedurę tworzenia przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory u szczurów Wistar poprzez zwężenie aorty wstępującej za pomocą małego metalowego klipsa. Model ten jest szeroko stosowany do badania zmian przebudowy podczas przerostu mięśnia sercowego oraz do identyfikacji i oceny strategii regresji takich zmian.

Zwężenie aorty wstępującej u szczurów w celu stworzenia modelu przerostu mięśnia sercowego spowodowanego przeciążeniem ciśnieniem

Sprawdzona technika szczepienia pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka ortotopowego pęcherza moczowego wymaga laparotomii i mobilizacji pęcherza. Procedura ta powoduje znaczną zachorowalność u myszy, jest technicznie trudna i czasochłonna. W związku z tym opracowaliśmy wysoce precyzyjne, przezskórne podejście wykorzystujące kontrolę ultrasonograficzną.

Małoinwazyjne założenie mysich ortotopowych ksenoprzeszczepów pęcherza moczowego

Poznaj minimalnie inwazyjną technikę MTAC do wywoływania przerostu lewej komory u myszy bez konieczności sztucznej wentylacji. Ta metoda umożliwia badania przekształcania mięśnia sercowego i przeciążenia komory.

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Przeglądaj więcej filmów