Name: Łączenie polaryzacji stężenia jonów między zestawionymi membranami jonowymiennymi w celu zablokowania propagacji strefy polaryzacji (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Poznaj metodę prekoncentracji bioagentów poprzez ograniczenie strefy polaryzacji stężenia jonów między dwiema identycznymi membranami jonowymiennymi. Technika ta umożliwia wykrywanie biomolekuł o niskim stężeniu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez wewnętrzny fundusz Koreańskiego Instytutu Nauki i Technologii (2E26180) oraz przez program Next Generation Biomedical Device Platform, finansowany przez National Research Foundation of Korea (NRF-2015M3A9E202888).

1. Produkcja zintegrowanych z membraną kationowymienną układów mikroprzepływowych
<ol>
	<li>Przygotowanie wzorców krzemowych
	<ol>
		<li>Zaprojektuj dwa rodzaje wzorców krzemowych: jeden do modelowania żywicy kationitowej, a drugi do budowy mikrokanału z polidimetylosiloksanem (PDMS). 
		UWAGA: Geometria detalu zostanie opisana w krokach 1.3.1 i 1.4.1.</li>
		<li>Wytwórz wzorce krzemowe za pomocą konwencjonalnej fotolitografii lub głębokiego reaktywnego trawienia jonowego27.</li>
		<li>Sylanizować mikrowzorzyste wzorce krzemu za pomocą trichlorosilanu (~30 μL) w słoiku próżniowym przez 30 min. 
		ostrożność: Trichlorosilan jest cieczą piroforyczną, która jest łatwopalna i ma ostrą toksyczność (wdychanie, spożycie doustne).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie form PDMS
	<ol>
		<li>Wymieszaj bazę z elastomeru silikonowego z utwardzaczem w stosunku 10:1 i umieść kubek z tym nieutwardzonym PDMS (30-40 ml do replikacji mikrostruktur na 4-calowej płytce krzemowej) w słoiku próżniowym na 30 minut, aby usunąć pęcherzyki. 
		UWAGA: Baza silikonowa zawiera oligomery siloksanów zakończone grupami winylowymi oraz katalizator na bazie platyny. Utwardzacz zawiera sieciujące oligomery, które mają trzy wiązania krzemowo-wodorkowe28.</li>
		<li>Wlej nieutwardzony PDMS na silikonowe mastery, usuń pęcherzyki za pomocą dmuchawy i utwardź PDMS w temperaturze 80 °C przez 2 godziny w piecu konwekcyjnym.</li>
		<li>Odłącz utwardzony PDMS od wzorców krzemowych i odpowiednio uformuj PDMS nożem (kształty kwadratowe, jak pokazano na rysunku 2a-b, iv).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Modelowanie błon kationitowych
	<ol>
		<li>Wytnij połowę formy PDMS prostopadle do dwóch równoległych mikrokanałów i przebij otwory na końcach kanałów PDMS za pomocą dziurkacza do biopsji 2,0 mm. 
		UWAGA: Forma PDMS do modelowania membrany kationoselektywnej ma dwa równoległe mikrokanały (szerokość: 100 μm; wysokość: 50 μm; odległość międzykanałowa: 100 μm; Rysunek 1a). Oryginalny kształt formy można sobie wyobrazić, odbijając lustrzanie pokrojoną formę wzdłuż linii cięcia. Mikrokanaliki w kształcie litery L są zalecane do wykrawania dwóch otworów bez zachodzenia na siebie.</li>
		<li>Wyczyść szklane szkiełko i formę PDMS za pomocą taśmy i dmuchawy, a następnie umieść formę na szkiełku szkiełkowym, aby utworzyć odwracalne mocowanie między nimi.</li>
		<li>Zgodnie z techniką modelowania mikroprzepływów29, uwolnij ~10 μl żywicy kationowymiennej na otwartym końcu kanału, który został pokrojony w kroku 1.3.1 (Rysunek 1b). Umieścić główkę strzykawki na wybitych otworach i pociągnąć tłok (czarne strzałki na rysunku 1b); Delikatne podciśnienie pociągnie żywicę kationowymienną, a żywica wypełni dwa kanały. 
		UWAGA: Zaleca się, aby wysokość mikrokanalika była większa niż 15 μm, ponieważ wysoka lepkość żywicy wymaga wysokiego ciśnienia do wypełnienia kanałów. Z drugiej strony lepiej, aby wysokość nie przekraczała 100 μm, ponieważ wzorzysta membrana jonoselektywna stanie się grubsza niż 1 μm; taka gruba membrana może tworzyć szczelinę między membraną a kanałem PDMS13.</li>
		<li>Odłącz formę PDMS bez dotykania wzorzystej żywicy i umieść szkiełko na grzejniku w temperaturze 95 °C na 5 minut, aby odparować rozpuszczalnik z żywicy. 
		UWAGA: Grubość wzorzystej membrany jest zwykle mniejsza niż < 1 μm. Formę delikatnie odłącza się, zawiasając formę na otwartej stronie (przerywana linia i strzałka na rysunku 1b). Najlepiej odczepić formę w czasie krótszym niż 1 minuta po napełnieniu żywicą. Jeśli forma zostanie oderwana kilka minut później, można uzyskać grubsze membrany, ale miałyby one wklęsły kształt ze względu na efekt kapilarny.</li>
		<li>Odklej niepotrzebną część wzorzystej membrany żyletką, tworząc dwa oddzielone wzory linii (Rysunek 1c). 
		UWAGA: Zastosowany tutaj materiał kationowymienny ma grupy perfluorowane, co oznacza, że wzór nie jest silnie związany ze szkłem. Dlatego prosta metoda listew może z łatwością usunąć niepotrzebną część membrany.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Integracja mikrokanalika i podłoża z wzorem membranowym
	<ol>
		<li>Przebij dwa otwory na końcach mikrokanalików i kolejne dwa otwory, w których będą znajdować się wzory membrany po połączeniu kanału PDMS z podłożem z wzorem membrany wyprodukowanym w kroku 1.3. 
		Uwaga: Mikrokanał PDMS ma jeden kanał (szerokość: 50-100 μm; wysokość: 10 μm), ale jest połączony z końcami sąsiedniego kanału (rysunek 1d).</li>
		<li>Przymocuj mikrokanał PDMS do podłoża z membraną bezpośrednio po obróbce plazmą tlenową przez 40 s przy 100 W i 50 mTorr. 
		UWAGA: Umieść wzorzystą membranę prostopadle na środku mikrokanału.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Wstępna koncentracja ICP
<ol>
	<li>Przygotowanie do eksperymentu
	<ol>
		<li>Przygotuj różne roztwory testowe, w tym 1-100 mM KCl, 1 mM NaCl (pH ~7), mieszaninę 1 mM NaCl i 0,2 mM HCl (pH ~3,7), mieszaninę 1 mM NaCl i 0,2 mM NaOH (pH ~10,3) oraz 1x sól fizjologiczną buforowaną fosforanem.</li>
		<li>Dodać ujemnie naładowany barwnik fluorescencyjny (~1,55 μM) do roztworów testowych. 
		UWAGA: Stężenie dodanego barwnika powinno być znacznie niższe niż stężenia jonów soli (< 10 μM), aby naładowane barwniki nie przyczyniały się do prądu elektrycznego30,31.</li>
		<li>Załaduj roztwór próbki do jednego zbiornika kanału i zastosuj podciśnienie do drugiego zbiornika, aby napełnić kanał roztworem. Połącz oba zbiorniki hydrodynamicznie, uwalniając dużą kroplę, aby wyeliminować gradient ciśnienia wzdłuż kanału (rysunek 2a).</li>
		<li>Napełnić dwa zbiorniki, które są połączone ze wzorcami wymiany kationowej, roztworami buforowymi (1 M KCl lub 1 M NaCl) za pomocą strzykawki lub pipety w celu skompensowania efektu ICP w zbiornikach.</li>
		<li>Umieść przewody w zbiornikach, w poprzek dwóch membran ze wzorem (anoda po lewej stronie i katoda po prawej) i połącz je ze źródłową jednostką miary (rysunek 2a).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wizualizacja zjawiska ICP i wstępnego stężenia ICP
	<ol>
		<li>Załaduj urządzenie ICP do odwróconego mikroskopu epifluorescencyjnego. Zastosuj napięcie (0,5100 V) i zmierz odpowiedź prądową za pomocą jednostki miary źródła.</li>
		<li>Rejestruj obrazy fluorescencyjne za pomocą kamery ze sprzężonym ładunkiem i analizuj intensywność fluorescencji za pomocą oprogramowania do obrazowania32.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Probstein, R. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aProbstein%2C+RF+%22Physicochemical+Hydrodynamics%3A+An+Introduction%22">Physicochemical Hydrodynamics: An Introduction</a>. , Wiley-Interscience. New York. (2003).</li>
<li>Strathmann, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStrathmann%2C+H+%22Ion-Exchange+Membrane+Separation+Processes%22">Ion-Exchange Membrane Separation Processes</a>. , Elsevier. Amsterdam. (2004).</li>
<li>Dydek, E. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overlimiting+Current+in+a+Microchannel%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Overlimiting Current in a Microchannel.</a> Phys. Rev. Lett. 107 (11), 118301(2011).</li>
<li>Kwak, R., Pham, V. S., Lim, K. M., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shear+flow+of+an+electrically+charged+fluid+by+ion+concentration+polarization%3A+scaling+laws+for+electroconvective+vortices%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Shear flow of an electrically charged fluid by ion concentration polarization: scaling laws for electroconvective vortices.</a> Phys. Rev. Lett. 110 (11), 114501(2013).</li>
<li>Rubinstein, I., Zaltzman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electro-osmotically+induced+convection+at+a+permselective+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+E%22%5BJournal%5D)">Electro-osmotically induced convection at a permselective membrane.</a> Phys. Rev. E. 62 (2), 2238-2251 (2000).</li>
<li>Kwak, R., Kim, S., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous-flow+biomolecule+and+cell+concentrator+by+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Continuous-flow biomolecule and cell concentrator by ion concentration polarization.</a> Anal. Chem. 83 (19), 7348-7355 (2011).</li>
<li>Jeon, H., Lee, H., Kang, K. H., Lim, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ion+concentration+polarization-based+continuous+separation+device+using+electrical+repulsion+in+the+depletion+region%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.Rep%22%5BJournal%5D)">Ion concentration polarization-based continuous separation device using electrical repulsion in the depletion region.</a> Sci.Rep. 3, 3483(2013).</li>
<li>Kim, S. J., Ko, S. H., Kang, K. H., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+seawater+desalination+by+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Direct seawater desalination by ion concentration polarization.</a> Nat. Nanotechnol. 5 (4), 297-301 (2010).</li>
<li>MacDonald, B. D., Gong, M. M., Zhang, P., Sinton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Out-of-plane+ion+concentration+polarizationfor+scalable+water+desalination%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Out-of-plane ion concentration polarizationfor scalable water desalination.</a> Lab Chip. 14 (4), 681-685 (2014).</li>
<li>Schoch, R. B., Han, J. Y., Renaud, P. <a target="_blank" href="https://infoscience.epfl.ch/record/112120/files/Schoch_RMP_2008_review.pdf">Transport phenomena in nanofluidics.</a> Rev.Mod. Phys. 80 (3), 839-883 (2008).</li>
<li>Kim, S. J., Song, Y. A., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofluidic+concentration+devices+for+biomolecules+utilizing+ion+concentration+polarization%3A+theory%2C+fabrication%2C+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Soc.+Rev%22%5BJournal%5D)">Nanofluidic concentration devices for biomolecules utilizing ion concentration polarization: theory, fabrication, and applications.</a> Chem. Soc. Rev. 39 (3), 912-922 (2010).</li>
<li>Mai, J. Y., Miller, H., Hatch, A. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+mapping+of+concentration+polarization+Induced+pH+changes+at+nanoconstrictions%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal mapping of concentration polarization Induced pH changes at nanoconstrictions.</a> ACS Nano. 6 (11), 10206-10215 (2012).</li>
<li>Kim, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tunable+ionic+transport+for+a+triangular+nanochannel+in+a+polymeric+nanofludic+system%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Tunable ionic transport for a triangular nanochannel in a polymeric nanofludic system.</a> ACS Nano. 7 (1), 740-747 (2013).</li>
<li>Mangano Syed, A., Mao, L., Han J, P., Song, Y. -A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creating+sub-50+nm+nanofluidic+junctions+in+a+PDMS+microchip+via+self-assembly+process+of+colloidal+silica+beads+for+electrokinetic+concentration+of+biomolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Creating sub-50 nm nanofluidic junctions in a PDMS microchip via self-assembly process of colloidal silica beads for electrokinetic concentration of biomolecules.</a> Lab Chip. 14, 4455-4460 (2014).</li>
<li>Wang, Y. C., Stevens, A. L., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Million-fold+preconcentration+of+proteins+and+peptides+by+nanofluidic+filter%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Million-fold preconcentration of proteins and peptides by nanofluidic filter.</a> Anal. Chem. 77 (14), 4293-4299 (2005).</li>
<li>Lee, J. H., Cosgrove, B. D., Lauffenburger, D. A., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfludic+concentration-enhanced+cellular+kinase+activity+assay%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Microfludic concentration-enhanced cellular kinase activity assay.</a> J. Am. Chem. Soc. 131 (30), 10340-10341 (2009).</li>
<li>Cheow, L. F., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+signal+enhancement+for+sensitive+aptamer+affinity+probe+electrophoresis+assay+using+electrokinetic+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Continuous signal enhancement for sensitive aptamer affinity probe electrophoresis assay using electrokinetic concentration.</a> Anal. Chem. 83 (18), 7086-7093 (2011).</li>
<li>Ko, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanofluidic+preconcentration+device+in+a+straight+microchannel+using+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Nanofluidic preconcentration device in a straight microchannel using ion concentration polarization.</a> Lab Chip. 12 (21), 4472-4482 (2012).</li>
<li>Gong, M. M., Nosrati, R., Gabriel, M. C. S., Zini, M., Sinton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+DNA+analysis+with+paper-based+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Direct DNA analysis with paper-based ion concentration polarization.</a> J. Am. Chem. Soc. 137 (43), 13913-13919 (2015).</li>
<li>Hong, S., Kwak, R., Kim, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paper-based+flow+fractionation+system+applicable+to+preconcentration+and+field-flow+separation%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Paper-based flow fractionation system applicable to preconcentration and field-flow separation.</a> Anal. Chem. 88 (3), 1682-1687 (2016).</li>
<li>Han, S. I., Hwang, K. S., Kwak, R., Lee, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+paper-based+biomolecule+preconcentrator+based+on+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic paper-based biomolecule preconcentrator based on ion concentration polarization.</a> Lab Chip. 16, 2219-2227 (2016).</li>
<li>Zangle, T. A., Mani, A., Santiago, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theory+and+experiments+of+concentration+polarization+and+ion+focusing+at+microchannel+and+nanochannel+interfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Soc.+Rev%22%5BJournal%5D)">Theory and experiments of concentration polarization and ion focusing at microchannel and nanochannel interfaces.</a> Chem. Soc. Rev. 39 (3), 1014-1035 (2010).</li>
<li>Mani, A., Bazant, M. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deionization+shocks+in+microstructures%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+E%22%5BJournal%5D)">Deionization shocks in microstructures.</a> Phys. Rev. E. 84, 061504(2011).</li>
<li>Slouka, Z., Senapati, S., Chang, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+systems+with+ion-selective+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Microfluidic systems with ion-selective membranes.</a> Annu. Rev.Anal. Chem. 7, 317-335 (2014).</li>
<li>Kirby, B. J., Hasselbrink, E. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zeta+potential+of+microfluidic+substrates%3A+1.+Theory%2C+experimental+techniques%2C+and+effects+on+separations%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Zeta potential of microfluidic substrates: 1. Theory, experimental techniques, and effects on separations.</a> Electrophoresis. 25 (2), 187-202 (2004).</li>
<li>Kwak, R., Kang, J. Y., Kim, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporally+defining+biomolecule+preconcentration+by+merging+ion+concentration+polarization%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporally defining biomolecule preconcentration by merging ion concentration polarization.</a> Anal. Chem. 88 (1), 988-996 (2016).</li>
<li>Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+prototyping+of+microfluidic+systems+in+poly%28dimethylsiloxane%29%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Rapid prototyping of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane).</a> Anal. Chem. 70 (23), 4974-4984 (1998).</li>
<li>Campbell, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ed076p537">Replication and compression of surface structures with polydimethylsiloxane elastomer.</a> J. Chem. Educ. 76 (4), 537-541 (1999).</li>
<li>Lee, J. H., Song, Y. A., Han, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplexed+proteomic+sample+preconcentration+device+using+surface-patterned+ion-selective+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Multiplexed proteomic sample preconcentration device using surface-patterned ion-selective membrane.</a> Lab Chip. 8 (4), 596-601 (2008).</li>
<li>Kwak, R., Guan, G., Peng, W. K., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0011916412003888">Microscale electrodialysis: concentration profiling and vortex visualization.</a> Desalination. 308, 138-146 (2013).</li>
<li>Chambers, R. D., Santiago, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+and+quantification+of+isotachophoresis+zones+using+nonfocusing+fluorescent+tracers%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Imaging and quantification of isotachophoresis zones using nonfocusing fluorescent tracers.</a> Anal. Chem. 81, 3022-3028 (2009).</li>
<li>Rasband, W. S. ImageJ. U.S. National Institutes of Health. , Bethesda, Maryland, USA. Available from:
 <a target="_blank" href="http://imagej.nih.gov/ij">http://imagej.nih.gov/ij</a> (2016).</li>
<li>Minerick, A. R., Ostafin, A. E., Chang, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrokinetic+transport+of+red+blood+cells+in+microcapillaries%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophoresis%22%5BJournal%5D)">Electrokinetic transport of red blood cells in microcapillaries.</a> Electrophoresis. 23 (14), 2165-2173 (2002).</li>
<li>Phan, D. -T., Shaegh, S. A. M., Yang, C., Nguyen, N. -T. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S092540051530304X">Sample concentration in a microfluidic paper-based analytical device using ion concentration polarization.</a> Sens. Actuators B. 222, 735-740 (2016).</li>
<li>Rubinstein, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observation+of+a+nonequilibrium+electro-osmotic+instability%5BTitle%5D)+AND+%22Phys.+Rev.+Lett%22%5BJournal%5D)">Direct observation of a nonequilibrium electro-osmotic instability.</a> Phys. Rev. Lett. 101, 236101(2008).</li>
<li>Ouyang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+platform+for+assessment+of+therapeutic+proteins+using+molecular+charge+modulation+enhanced+electrokinetic+concentration+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Microfluidic platform for assessment of therapeutic proteins using molecular charge modulation enhanced electrokinetic concentration assays.</a> Anal. Chem. 88, 9669-9677 (2016).</li>
<li>Cheow, L. F., Sarkar, A., Kolitz, S., Lauffenburger, D., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detecting+kinase+activities+from+single+cell+lysate+using+concentration-enhanced+mobility+shift+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Detecting kinase activities from single cell lysate using concentration-enhanced mobility shift assay.</a> Anal. Chem. 86, 7455-7462 (2014).</li>
<li>Chen, C. -H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancing+protease+activity+assay+in+droplet-based+microfluidics+using+a+biomolecule+concentrator%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Enhancing protease activity assay in droplet-based microfluidics using a biomolecule concentrator.</a> J. Am. Chem. Soc. 133, 10368-10371 (2011).</li>
<li>Kwak, R., Pham, V. S., Kim, B., Lan, C., Han, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+salt+removal+by+unipolar+ion+conduction+in+ion+concentration+polarization+desalination%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Enhanced salt removal by unipolar ion conduction in ion concentration polarization desalination.</a> Sci. Rep. 6, 25349(2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisaliśmy protokół wytwarzania i działanie czasoprzestrzennie zdefiniowanego prekoncentratora w zakresie przyłożonego napięcia (0,5-100 V), siły jonowej (1-100 mM) i pH (3,7-10,3), osiągając 10 000-krotne stężenie wstępne barwników i białka w ciągu 10 minut. Podobnie jak w przypadku poprzednich urządzeń ICP, wydajność wstępnego zatężania staje się lepsza przy wyższym napięciu i niższej sile jonowej. Jednym dodatkowym parametrem, który możemy tutaj wziąć pod uwagę, jest odległość między dwiema membranami kationowymiennym...

Polaryzacja stężenia jonów (ICP) odnosi się do zjawiska, które występuje podczas wzbogacania i wyczerpywania jonów na membranie permselektywnej, powodując dodatkowy spadek potencjału przy gradientach stężenia jonów1,2. Ten gradient stężenia jest liniowy i staje się bardziej stromy wraz z przyłożeniem wyższego napięcia (reżim omowy), aż stężenie jonów na membranie zbliży się do zera (reżim ograniczający). W tych warunkach ograniczonych dyfuzją wiadomo, że gradient (i odpowiadający mu strumień jonów) jest zmaksymalizowany/nasycony1. Poza tym konwencjonalnym rozumieniem, gdy napięcie (lub prąd) jest dalej zwiększane, obserwuje się prąd ograniczający, z płaskimi strefami zubożenia i bardzo ostrymi gradientami koncentracji na granicy strefy1,3. Płaska strefa ma bardzo niskie stężenie jonów, ale przewodnictwo powierzchniowe, przepływ elektroosmotyczny (EOF) i/lub niestabilność elektroosmotyczna sprzyjają strumieniowi jonów i indukują prąd ograniczający3,4,5. Co ciekawe, płaska strefa zubożenia służy jako bariera elektrostatyczna, która odfiltrowuje 6,7,8,9 i/lub prekoncentruje cele10,11. Ponieważ nie ma wystarczającej ilości jonów, aby przesiać ładunki powierzchniowe naładowanych cząstek (w celu spełnienia wymagań elektroneutralności), cząstki nie mogą przejść przez tę strefę zubożenia, a zatem ustawić się na jej granicy. Ten nieliniowy efekt ICP jest ogólnym zjawiskiem w różnych typach membran10,11,12,13,14 i geometries6,15,16,17,18,19,20,21; Właśnie dlatego naukowcom udało się opracować różne rodzaje filtracji6,7,8,9 i preconcentration10,11 urządzeń korzystających z nieliniowego ICP.
Nawet przy tak wysokiej elastyczności i solidności, wyjaśnienie warunków pracy nieliniowych urządzeń ICP jest nadal praktycznym wyzwaniem. Nieliniowy reżim ICP szybko usuwa kationy przez membranę kationowymienną, co powoduje przemieszczenie anionów poruszających się w kierunku anody. W rezultacie płaska strefa zubożenia szybko się rozprzestrzenia, co przypomina propagację szoku22. Mani i in. nazwali tę dynamikę szokiem dejonizacyjnym (lub zubożeniem) shock23. Aby wstępnie skoncentrować cele w wyznaczonej pozycji wykrywania, konieczne jest zapobieżenie rozszerzaniu się strefy zubożenia jonów, na przykład poprzez zastosowanie EOF lub przepływu sterowanego ciśnieniem przeciwko rozszerzeniu strefy24. Zangle i wsp.22 wyjaśnił kryteria propagacji ICP w modelu jednowymiarowym, a to w dużym stopniu zależy od mobilności elektroforetycznej17, siła jonowa18, pH25, i tak dalej. Oznacza to, że właściwe warunki pracy zostaną zmienione zgodnie z warunkami próbki.
Tutaj prezentujemy szczegółowy projekt i protokoły eksperymentalne dla nowatorskiej platformy ICP, która wstępnie koncentruje cele w czasowo zdefiniowanej pozycji26. Rozszerzanie się strefy zubożenia jonów jest blokowane przez strefę wzbogacania jonów, pozostawiając stacjonarny korek do wstępnego zatężania w przypisanej pozycji, niezależnie od czasu pracy, przyłożonego napięcia, siły jonowej i pH. Ten szczegółowy protokół wideo ma na celu pokazanie najprostszej metody integracji membran kationowymiennych z urządzeniami mikroprzepływowymi oraz zademonstrowanie wydajności wstępnego zatężania nowej platformy ICP w porównaniu z konwencjonalną.

<table><tbody><tr><td>Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowych</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trichlorosilan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>175552</td><td>Wysoce toksyczna</td></tr><tr><td>żywica perfluorowana Nafion, 20% wag%</td><td>Sigma Aldrich</td><td>527122</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71394</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60121</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 kwas karboksylowy, ester sukcynimidylowy</td><td>Invitrogen</td><td>A20000</td><td></td></tr><tr><td>Albumina sprzężona z izotiocyjanianem</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9771</td><td></td></tr><tr><td>Bufor fosforanowy sól fizjologiczna, 1x</td><td>Wengene</td><td>LB004-02</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1379</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop epifluorescencyjny</td><td>Olympus</td><td>IX-71</td><td></td></tr><tr><td>Sprzężony z ładunkiem urządzenie kamera</td><td>Hamamtsu Co.</td><td>ImageEM X2</td><td></td></tr><tr><td>Źródłowa jednostka pomiarowa</td><td>Keithley Instruments</td><td>2635A</td><td></td></tr><tr><td>Covance-MP</td><td>Femto Science</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

Łączenie polaryzacji stężenia jonów między zestawionymi membranami jonowymiennymi w celu zablokowania propagacji strefy polaryzacji

Merging Ion Concentration Polarization between Juxtaposed Ion Exchange Membranes to Block the Propagation of the Polarization Zone

Zjawisko polaryzacji stężenia jonów (ICP) jest jedną z najbardziej rozpowszechnionych metod wstępnej koncentracji próbek biologicznych o niskiej obfitości. ICP indukuje nieinwazyjny region dla naładowanych biomolekuł (tj. Strefę zubożenia jonów), a cele mogą być wstępnie skoncentrowane na tej granicy regionu. Pomimo wysokich osiągów w zakresie wstępnego zatężania ICP, trudno jest znaleźć warunki pracy nierozprzestrzeniających się stref zubożenia jonów. Aby przezwyciężyć to wąskie okno operacyjne, opracowaliśmy niedawno nową platformę do czasoprzestrzennie ustalonej koncentracji wstępnej. W przeciwieństwie do poprzednich metod, które wykorzystują tylko zubożenie jonów, ta platforma wykorzystuje również przeciwną polaryzację ICP (tj. wzbogacanie jonów), aby zatrzymać propagację strefy zubożenia jonów. Konfrontując strefę wzbogacania ze strefą zubożenia, obie strefy łączą się ze sobą i zatrzymują. W tym artykule opisujemy szczegółowy protokół eksperymentalny mający na celu zbudowanie tej czasoprzestrzennie zdefiniowanej platformy ICP i scharakteryzujemy dynamikę wstępnej koncentracji nowej platformy, porównując ją z dynamiką konwencjonalnego urządzenia. Jakościowe profile stężenia jonów i odpowiedzi w czasie bieżącym z powodzeniem uchwyciły różnicę w dynamice między połączonym ICP a autonomicznym ICP. W przeciwieństwie do konwencjonalnej, która może ustalić miejsce wstępnego stężenia na poziomie zaledwie ~5 V, nowa platforma może wytwarzać zagęszczoną korek docelowy w określonym miejscu w szerokim zakresie warunków pracy: napięcie (0,5-100 V), siła jonowa (1-100 mM) i pH (3,7-10,3).

Schematyczne etapy wykonania mikroprzepływowego prekoncentratora zintegrowanego z membraną przedstawiono na Rysunku 1. Szczegółowy opis procesu wykonania znajduje się w Protokole. Projekty i obrazy urządzenia prekoncentratora zdefiniowanego czasowo-przestrzennie26 zestawiono z projektami i obrazami konwencjonalnego prekoncentratora11 (Rysunek 2). Zjawisko ICP w prekoncentratorze zdefiniowanym czasowo-przestr...

Opisano protokół dla nowatorskiej platformy polaryzacji stężenia jonów (ICP), która może zatrzymać rozprzestrzenianie się strefy ICP, niezależnie od warunków pracy. Ta unikalna zdolność platformy polega na wykorzystaniu łączącego się zubożenia i wzbogacania jonów, które są dwiema biegunowościami zjawiska ICP.

The ion concentration polarization (ICP) phenomenon is one of the most prevailing methods to preconcentrate low-abundance biological samples. The ICP ...

Ogólnym celem niniejszego eksperymentu jest wstępne zagęszczanie bioagentów poprzez ograniczenie strefy polaryzacji stężenia jonów pomiędzy dwiema identycznymi membranami wymiany jonowej. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na kluczowe pytania w tej dziedzinie, takie jak sposób wykrywania biomolekuł o niskiej zawartości, gdy ich stężenie jest niższe niż granica wykrywalności czujnika. Główną zaletą tej techniki jest możliwość generowania strefy ICP i wstępnego zagęszczania bioagentu w bardzo specyficznej kolizji, niezależnie od warunków pracy.Aby rozpocząć tę procedurę, należy wykorzystać konwencjonalną fotolitografię lub głębokie trawienie reaktywne jonami do wykonania krzemowych matryc dla mikrokanałów z polidimetylosiloksanu oraz form błon selektywnych względem kationów. Umieść matryce krzemowe w deskryptorze próżniowym z około 30 µL trichlorosilanu. Zamknij deskryptor i przeprowadź silanizację matryc krzemowych przez 30 minut.Następnie zmieszaj bazę elastomeru silikonowego z utwardzaczem w stosunku masowym 10:1, aby otrzymać nieutwardzony PDMS. Odgazuj mieszaninę w próżni przez 30 minut. Następnie wlej odgazowany, nieutwardzony PDMS na matryce krzemowe.Usuń pęcherzyki powietrza z PDMS za pomocą ręcznej dmuchawy, a następnie utwardź formy z PDMS w temperaturze 80 °C przez dwie godziny. Oddziel utwardzone komponenty PDMS od matryc krzemowych. Użyj noża, aby przyciąć każdy komponent do kształtu prostokąta.Następnie nacinamy dwie linie w formie membrany selektywnej dla kationów, prowadząc cięcia od krawędzi formy do prefabrykowanych mikrokanałów. Za pomocą wycinaka do biopsji o średnicy 2 mm wykonujemy otwór na końcu każdego kanału w kształcie litery L. Powierzchnię szklaną w obszarze mikroobróbki formy membrany wymiany kationowej oczyszczamy za pomocą akrylowej taśmy klejącej oraz dmuchawy.Umieść czystą powierzchnię formy na szkiełku przedmiotowym, aby odwracalnie uszczelnić formę ze szkiełkiem. Nanieś 10 µL żywicy jonowymiennej kationowej na szkiełko przedmiotowe w miejscu styku z końcami kanałów w kształcie litery L. Umieść końcówkę strzykawki nad otworami mikrokanałów i delikatnie odciągnij tłok, aby wciągnąć żywicę do wnętrza kanałów.W ciągu minuty od wypełnienia kanałów żywicą ostrożnie oddziel formę, nie dotykając uformowanej żywicy na szkiełku. Podgrzewaj szkiełko w temperaturze 95 °C przez pięć minut, aby odparować rozpuszczalnik z żywicy. Za pomocą żyletki usuń niepotrzebne fragmenty żywicy wymiany kationowej ze szkiełka, aby utworzyć kationoselektywne membrany w kształcie litery L.Następnie za pomocą wycinaka do biopsji wykonaj otwory o średnicy 2,0 mm, tworząc zbiorniki na każdym końcu prefabrykowanego mikrokanału w elemencie mikrokanału z PDMS. Następnie wykonaj dwa kolejne otwory w PDMS, odpowiadające końcom membran w kształcie litery L. Potraktuj element mikrokanału z PDMS oraz podłoże z naniesionym wzorem membran plazmą tlenową przez 40 sekund przy mocy 100 W i ciśnieniu 50 Pa. Umieść potraktowaną powierzchnię podłoża na potraktowanej powierzchni mikrokanału z PDMS, upewniając się, że membrany selektywne względem kationów przecinają mikrokanał i są wyrównane z otworami w PDMS.Przyłożyć lekki nacisk, jeśli jest to konieczne, aby uszczelnić komponent PDMS do podłoża i zakończyć montaż urządzenia. Aby rozpocząć eksperyment, należy przygotować kilka testowych roztworów jonowych o różnych stężeniach i wartościach pH. Przygotować roztwór buforowy jednomolowego chlorku potasu lub chlorku sodu.Do każdego roztworu testowego należy dodać niewielką ilość ujemnie naładowanego barwnika fluorescencyjnego, upewniając się, że stężenie barwnika jest na tyle niskie, aby jego wpływ na prąd elektryczny w roztworze był pomijalny. Pierwszy roztwór testowy należy wprowadzić do jednego z zbiorników mikrokanału. Roztwór należy wciągnąć do mikrokanału, przykładając delikatne podciśnienie do drugiego zbiornika mikrokanału.Nanieś dużą kroplę roztworu testowego nad oba zbiorniki mikrokanałów, aby wyeliminować gradient ciśnienia w kanale. Następnie wypełnij zbiorniki membrany selektywnej dla kationów wybranym roztworem buforowym w celu skompensowania efektu ICP. Umieść chip ICP w odwróconym mikroskopie epifluorescencyjnym wyposażonym w kamerę CCD.Podłącz anodę do lewego zbiornika membranowego, a katodę do prawego zbiornika membranowego. Podłącz elektrody do jednostki pomiarowej źródła (SMU). Użyj jednostki pomiarowej źródła, aby przyłożyć napięcie do urządzenia i zmierzyć odpowiedź prądową.Należy zarejestrować obrazy fluorescencyjne układu podczas przyłożenia napięcia. Po zakończeniu eksperymentu należy przeanalizować intensywność fluorescencji za pomocą odpowiedniego oprogramowania do obrazowania. Z zastosowaniem tej metody wykonano mikroprzepływowy prekoncentrator i zbadano odpowiedzi czasowe natężenia prądu i napięcia w profilach intensywności fluorescencji dla różnych roztworów testowych.Podobnie jak w konwencjonalnych prekondensatorach z pojedynczą membraną, zaobserwowano trzy różne zakresy napięcia. W zakresach omowym i ograniczonym liniowy gradient stężeń wytworzył się przy membranach kationoselektywnych i połączył się po około sekundzie. W przeciwieństwie do prekondensatorów z pojedynczą membraną, w zakresie ponadograniczonym strefy ICP połączyły się w czasie krótszym niż sekunda, a za pomocą obrazowania fluorescencyjnego zaobserwowano szok ubytkowy.Odpowiadający temu spadek przewodnictwa odzwierciedlono w czasowej odpowiedzi prądowej. Następnie prąd powrócił do stanu początkowego. Zjawisko to zaobserwowano przy kilku wartościach napięcia w reżimie ponadlimitowym.Obecne odzyskiwanie prądu przypisano transportowi konwekcyjnemu w strefach ICP uformowanych pomiędzy membranami selektywnymi względem kationów, które izolują wtyczki prekoncentracyjne podczas przyłożonego napięcia. Takie odzyskiwanie prądu nie było obserwowane w konwencjonalnych prekoncentratorach ICP, ponieważ strefa ubożenia i wtyczka prekoncentracyjna swobodnie przemieszczają się wzdłuż mikrokanału. Choć zwiększona siła jonowa, kwasowość oraz zasadowość zmniejszały względną intensywność wtyczek prekoncentracyjnych w prekoncentratorze o zdefiniowanej przestrzeni i czasie, wtyczki te nadal pozostawały ograniczone.Dodatkowe testy poprzedzające prekoncentrację wykazały, że zastosowanie szerszych membran wymiany kationowej w węższym kanale może ułatwić prekoncentrację ICP w tych niekorzystnych warunkach. Po opanowaniu metody, technika ta może zostać przeprowadzona w 30 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Po opracowaniu, metoda ta utorowała drogę badaczom z dziedziny elektrokinetyki do eksploracji zastosowań w systemach mikroprzepływowych.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak integrować materiały do wymiany jonowej w układach mikroprzepływowych oraz jak wykorzystać tę platformę do wstępnego zagęszczania bioagentów.

merging-ion-concentration-polarization-between-juxtaposed-ion

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Planarne dwuwarstwy lipidowe, nazywane również sztucznymi dwuwarstwami lipidowymi, pozwalają na badanie kanałów przewodzących jony w ściśle określonym środowisku. W niniejszym materiale prezentujemy poszczególne kroki niezbędne do przygotowania komory do dwuwarstw, elektrod oraz sposób sprawdzenia, czy dwuwarstwa nadaje się do pomiarów pojedynczych kanałów.

Przygotowanie sztucznych dwuwarstw do eksperymentów elektrofizjologicznych

Izotachforeza (ITP) jest wydajną elektrokinetyczną techniką rozdziału i prekonecentracji, znajdującą zastosowanie w wielu obszarach, od detekcji toksyn po przygotowanie próbek. W niniejszym opracowaniu omawiamy zasady fizyczne ITP oraz metodologię zastosowania tej techniki w dwóch konkretnych przykładach: rozdziału i detekcji małych cząsteczek oraz oczyszczaniu kwasów nukleowych z lizatu kultur komórkowych.

Izotachoforeza na chipie do rozdzielania jonów i oczyszczania kwasów nukleinowych

Poziome i pionowe elektrohydrodynamiczne mostki cieczowe są prostymi i potężnymi narzędziami do badania interakcji pól elektrycznych o wysokim natężeniu i polarnych cieczy dielektrycznych. Przedstawiono budowę podstawowej aparatury oraz przykłady działania, w tym obrazy termograficzne, dla trzech cieczy (np. wody, DMSO i glicerolu).

Otrzymywanie mostków elektrohydrodynamicznych z polarnych cieczy dielektrycznych

Bakteryjne kanały mechanowrażliwe mogą być używane jako przetworniki mechanoelektryczne w urządzeniach biomolekularnych.  Dwuwarstwy interfejsu kropelkowego (DIB), inspirowane komórkami elementami budulcowymi takich urządzeń, stanowią nowe platformy do włączania i stymulowania kanałów mechanowrażliwych.  W tym miejscu demonstrujemy nową metodę tworzenia DIB opartą na mikropipetach, umożliwiającą badanie kanałów mechanoczułych pod wpływem stymulacji mechanicznej.

Wielofunkcyjna, oparta na mikropipetach metoda wprowadzania i stymulacji mechanowrażliwych kanałów jonowych bakterii w dwuwarstwach interfejsu kropelkowego

Ten manuskrypt opisuje zastosowania elektrod selektywnych protonów i metod zaciskania krostek do pomiaru aktywności systemów transportu protonów. Metody te przezwyciężają pewne ograniczenia technik powszechnie stosowanych do badania aktywności transportu protonów, takie jak umiarkowana czułość, rozdzielczość czasowa i niewystarczająca kontrola środowiska wewnątrzkomórkowego.

Zastosowanie pomiarów elektrofizjologicznych do badania aktywności transporterów elektroobojętnych

Rektyfikacja ścieżek transportu jonów jest skuteczną metodą generowania jednokierunkowych przepływów elektrohydrodynamicznych ciągniętych jonami. Poprzez ustawienie membrany jonowymiennej w kanale przepływowym, generowany jest stan spolaryzowany elektrycznie, który powoduje napędzanie przepływu cieczy, gdy pole elektryczne jest przyłożone na zewnątrz.

Wytwarzanie i sterowanie przepływami elektrohydrodynamicznymi w wodnych roztworach elektrolitów

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia dwuwarstw lipidowych za pomocą metody dwuwarstwowej pęcherzyków kontaktowych. Pęcherzyk wody jest wdmuchiwany do rozpuszczalnika organicznego, w wyniku czego na granicy faz woda-olej tworzy się monowarstwa. Dwie pipety są manipulowane w celu zadokowania pęcherzyków w celu utworzenia dwuwarstwy.

Eksperymenty dwuwarstwowe lipidowe z dwuwarstwami pęcherzyków kontaktowych dla zacisków krosowych

Pokazujemy wykonanie urządzenia do odwróconej elektrodializy przy użyciu membrany kationowymiennej (CEM) i membrany anionowymiennej (AEM) do wytwarzania energii.

Membrany jonowymienne do produkcji urządzenia do odwróconej elektrodializy

Przedstawiono protokół eksperymentalny do składania, stymulacji elektrycznej i analizy kropli dwuwarstwy lipidowych zmodyfikowanych gramicydyną A. Relacje struktura-funkcja lipidów i białek są ilościowo określane poprzez pomiar zmian w obszarze błony, przepływie jonowym i przewodnictwie pojedynczego kanału oraz odniesienie tych reakcji do zmian przypominających plasticzne zmiany w przewodnictwie jonowym w modelu błony inspirowanym synapsami elektrycznymi.

Charakterystyka struktury i funkcji błony lipidowo-białkowej z wykorzystaniem warstw dwubiegunowych interfejsu kropelkowego

Ten protokół opisuje reproduktywalną metodę wytwarzania trwałych metalowo-organicznych ramek/polimerowych membran mieszanych i dokładnego pomiaru ich przewodnictwa protonowego w płaszczyźnie pod zmienną temperaturą i wilgotnością z wykorzystaniem spektroskopii impedancji elektrochemicznej, co może być przydatne dla ogniw paliwowych z membranami wymienników protonowych (PEMFC).

Pomiar przewodności protonowej w membranie matrycowej mieszanej na bazie MOF za pomocą spektroskopii impedancji elektrochemicznej

Poznaj metodę prekoncentracji bioagentów poprzez ograniczenie strefy polaryzacji stężenia jonów między dwiema identycznymi membranami jonowymiennymi. Technika ta umożliwia wykrywanie biomolekuł o niskim stężeniu.

Łączenie polaryzacji stężenia jonów między zestawionymi membranami jonowymiennymi w celu zablokowania propagacji strefy polaryzacji (Wideo) | JoVE Journal

Łączenie polaryzacji stężenia jonów między zestawionymi membranami jonowymiennymi w celu zablokowania propagacji strefy polaryzacji

Przeglądaj więcej filmów