Name: Dojrzewanie kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach za pomocą stymulacji elektrycznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Poznaj metodę dojrzewania kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach przy użyciu stymulacji elektrycznej. Ta technika umożliwia uzyskanie dojrzałych tkanek sercowych do badań nad lekami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez dotację z Heart and Stroke Foundation of Canada (G-14-0006265), granty operacyjne z Canadian Institutes of Health Research (137352 i 143066) oraz grant Fundacji J.P. Bickell (1013821) dla SSN.

1. Mistrzowski projekt i produkcja
UWAGA: Użyj miękkiej litografii do produkcji urządzeń. Wykonaj dwuwarstwowy wzorzec SU-8 do formowania polidimetylosiloksanu (PDMS).
<ol>
	<li>Zaprojektuj urządzenie za pomocą oprogramowania do projektowania i kreślenia (rysunek 1A, po lewej). Narysuj każdą warstwę wzorca osobno. Wydrukuj projekt urządzenia na dwóch maskach fotograficznych w rozdzielczości 20 000 dpi, odpowiadających dwóm warstwom klasy master<sup="xref">15. Ustaw wzór urządzenia jako przezroczysty, a otaczający obszar jako ciemny; maski posłużą jako szablon do optycznego przeniesienia wzoru urządzenia na SU-8 za pomocą litografii (zgodnie z opisem innych15).</li>
	<li>Dozuj około 4 ml SU-8 50 na środek 4-calowej płytki krzemowej. Pokryj SU-8 50 równomiernie na płytce za pomocą powlekarki wirowej, wirując z prędkością 2,000 obrotów na minutę (RPM) przez 30 s. Piecz wafelek na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 10 minut. Wystaw wafel na działanie światła ultrafioletowego (UV) o temperaturze 200 mJ/cm2.</li>
	<li>Wlej około 4 ml SU-8 2050 na środek wafla i wiruj z prędkością 2 500 obr./min przez 30 s. Piecz na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 15 minut. Schłodzić do temperatury pokojowej (RT).</li>
	<li>Powtórz krok 1.3 jeszcze dwa razy.</li>
	<li>Przykryj powlekaną płytkę fotomaską z pierwszej warstwy przezroczystości. Wystaw wafel na działanie światła UV o temperaturze 270 mJ/cm2, aby wykonać pierwszą warstwę. Piec na płycie grzewczej o temperaturze 95 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Wykonaj drugą warstwę SU-8 2050, powtarzając krok 1.3 dwukrotnie.</li>
	<li>Dopasuj maskę drugiej warstwy do elementów na pierwszej warstwie za pomocą wyrównywacza maski. Następnie wystaw na działanie światła UV o temperaturze 240 mJ/cm2. Piec w temperaturze 95 °C przez 15 min. 
	UWAGA: Czas ekspozycji zależy od wymaganej całkowitej dawki promieniowania UV i intensywności strumienia światła UV zmierzonej w dniu poprzedzającym użycie.</li>
	<li>Rozwinąć wafel, zanurzając go w octanie eteru monometylowego glikolu propylenowego (PGMEA) i wytrząsając z prędkością 200 obr./min przez 30 minut na wytrząsarce orbitalnej.</li>
	<li>Umieść wzorzec na szalce Petriego i ostrożnie wylej mieszaninę PDMS (baza do środka sieciującego w stosunku wagowym 10:1) na środek wafla. Zakryj wszystkie funkcje i unikaj pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Podgrzewać w piekarniku w temperaturze 70 °C przez 2 godziny. Za pomocą ostrego ostrza przeciąć krawędź szablonu biodrutu PDMS (Rysunek 1A, po prawej). Oderwij PDMS od wzorca. Przytnij urządzenie za pomocą ostrza. Umieścić szablon biodrutu PDMS w woreczku sterylizacyjnym i autoklawie parowym w temperaturze 121 °C przez 20 minut.</li>
	<li>W komorze bezpieczeństwa biologicznego (BSC) umieść matrycę biodrutu PDMS na szalce Petriego. Użyj pęsety, aby przytrzymać i zamontować kawałek sterylnego nici chirurgicznego (6-0) w środku kanału mikrostudzienki PDMS, umieszczając ją w rowkach na obu końcach kanału (ryc. 1B-I).</li>
</ol>
2. Stworzenie Komory Stymulacji Elektrycznej
<ol>
	<li>Wykonaj parę prostokątnych kawałków poliwęglanu (długość x szerokość x grubość: 2 cm x 0,85 cm x 0,35 cm) i użyj ich jako ramy komory stymulacji elektrycznej (rysunek 2).</li>
	<li>Wywierć dwa otwory o szerokości 3 mm w odległości 2 cm od siebie wzdłuż linii środkowej każdego elementu ramy z poliwęglanu.</li>
	<li>Wytnij dwa kawałki prętów węglowych o długości 1,5 cm. Wywierć otwór o szerokości 1 mm przez pręt węglowy około 3 mm od końca. Przeciągnij drut platynowy przez otwór pręta węglowego i dokręć drut, owijając go wokół pręta węglowego. Przymocuj klips do drugiego końca platynowego drutu, aby później połączyć go ze stymulatorem elektrycznym.</li>
	<li>Włóż pręty węglowe do elementów ramy z poliwęglanu. Umieść zmontowaną ramę z prętami węglowymi w studzience z sześciodołkową płytą.</li>
	<li>Wlej 2 ml PDMS do studzienki. Zanurz spód ram z poliwęglanu w PDMS, utrzymując powierzchnię PDMS na poziomie blisko, ale nie sięgając do dna prętów węglowych. Podgrzewać w piekarniku w temperaturze 70 °C przez 2 godziny.</li>
	<li>Wyjąć komorę stymulacji elektrycznej z płytki sześciodołkowej i umieścić ją w woreczku sterylizacyjnym do sterylizacji parowej w temperaturze 121 °C na 20 minut.</li>
</ol>
3. Dysocjacja enzymatyczna hPSC-CM
<ol>
	<li>Skłonić hPSC do różnicowania się w kardiomiocyty za pomocą ustalonego protokołu4. 
	UWAGA: Krótko mówiąc, generuj kardiomiocyty za pomocą ustalonych protokołów ciała embrionalnego (EB) w pożywce stem pro poprzez sekwencyjną suplementację białkiem morfogenetycznym kości 4, podstawowym czynnikiem wzrostu fibroblastów, aktywiną A, czynnikiem wzrostu śródbłonka naczyniowego i homologiem Dickkopfa 14. Użyj EB od 20 do 34 dnia różnicowania do produkcji biodrutów.</li>
	<li>Zebrać EB z dolnej płytki mocującej za pomocą końcówki do pipety P1,000 i przenieść do stożkowej probówki. Osad przez odwirowanie przez 5 minut przy 125 x g i RT. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad za pomocą wstępnie podgrzanej kolagenazy typu I o temperaturze 37 °C zawierającej 1% dezoksyrybonukleazy I (DNAse I). Inkubować w temperaturze 37 °C przez 2 godziny w celu roztrawienia.</li>
	<li>Dodać 5 ml wstępnie podgrzanego podłoża do płukania o temperaturze 37 °C i wirować przez 5 minut przy 125 x g i RT. Odrzucić supernatant. Zawiesić osad w 2 ml roztworu trypsyny/kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) i inkubować w temperaturze 37 °C przez 5 minut.</li>
	<li>Dodać 1 ml pożywki zatrzymującej zawierającej 3% (v/v) DNazy I.</li>
	<li>Umieścić igłę o masie 20 g (0,9 mm) w strzykawce o pojemności 5 ml i przepuścić przez nią zawiesinę EB 3-5 razy.</li>
	<li>Dodać 7 ml pożywki płuczącej i wirować przy 280 x g przez 5 minut. Odrzucić supernatant. Ponownie zawiesić granulat w zmodyfikowanym podłożu Dulbecco firmy Iscove (IMDM) i przechowywać na lodzie. Określ numer komórki za pomocą hemocytometru. Weź 0,5 x 106 komórek i osad przez odwirowanie przy 280 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant.</li>
	<li>Wstępnie schłodzić wszystkie składniki żelu na lodzie przed zmieszaniem ich w sterylnej probówce. Wymieszaj następujące składniki żelu kolagenowego (stężenie końcowe): 2,1 mg / ml kolagenu typu I z ogona szczura, 24,9 mM glukozy, 23,8 mM NaHCO3, 14,3 mM NaOH, 10 mM HEPES i 10% macierzy zewnątrzkomórkowej w 1x pożywce M199. Na końcu dodaj kolagen i macierz zewnątrzkomórkową. Mieszać, pipetując w górę i w dół.</li>
	<li>Zawieś 0,5 x 106 komórek z 3,5 μl żelu kolagenowego i dobrze wymieszaj.</li>
	<li>Za pomocą końcówki pipety P10 dodaj 4 μl zawiesiny komórek do kanału o długości 0,5 cm (Rysunek 1B-II). W razie potrzeby wyreguluj położenie szwu za pomocą sterylnych kleszczy.</li>
	<li>Przykryj dno szalki Petriego sterylnym roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS), uważając, aby nie dotknąć żelu. Inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 minut.</li>
	<li>Zastąp PBS 12 ml pożywki hodowlanej (np. stem pro lub pożywki zalecanej przez producenta komórki), wystarczającej do pokrycia komórek (ryc. 1B-III). Hodowla w inkubatorze w temperaturze 37 °C przez 1 tydzień. Zmieniaj podłoże co drugi dzień.</li>
</ol>
4. Stymulacja elektryczna w uprawie biodrutów
<ol>
	<li>W BSC dodaj 2 ml PBS do każdej studzienki sześciodołkowej płytki, w której będzie mieściła się komora stymulatora elektrycznego. Użyj sterylnej pęsety, aby delikatnie umieścić autoklawowane urządzenie do stymulacji elektrycznej w studzience. Wyrzuć PBS ze studni.</li>
	<li>Przykryj pręty węglowe 5 ml wstępnie podgrzanej pożywki hodowlanej. Użyj sterylnej pęsety, aby zamontować biodruty w komorze stymulacji elektrycznej i ustawić je prostopadle do prętów węglowych (rysunek 2).</li>
	<li>Umieść pokrywkę na wierzchu płytki sześciodołkowej, ale pozostaw wystarczającą ilość platynowych przewodów wychodzących na zewnątrz płytki, aby połączyć się ze stymulatorem elektrycznym. Umieścić sześciodołkową płytkę w inkubatorze do hodowli komórkowych w temperaturze 37 °C i podłączyć przewód platynowy do stymulatora elektrycznego.</li>
	<li>Stymulować bioprzewody za pomocą stymulatora elektrycznego o następującym ustawieniu: dwufazowy powtarzający się impuls, czas trwania impulsu 1 ms, 3 V/cm i 1 impuls na sekundę (PPS). Podnoś PPS co 24 godziny do następujących wartości: 1,83, 2,66, 3,49, 4,82, 5,15 i 6. Zmieniaj podłoże co drugi dzień.</li>
	<li>Obserwuj kurczliwość kardiomiocytów w odpowiedzi na stymulację elektryczną pod mikroskopem przy 10-krotnym powiększeniu. 
	UWAGA: Po tygodniu stymulacji biodruty stają się dojrzałe (patrz sekcja z wynikami).</li>
</ol>

<ol><li>Sun, X., Nunes, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+hydrogel-based+strategies+for+application+in+cardiac+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Mater%22%5BJournal%5D)">Overview of hydrogel-based strategies for application in cardiac tissue regeneration.</a> Biomed Mater. 10 (3), 034005(2015).</li>
<li>Sun, X., Altalhi, W., Nunes, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+strategies+of+engineered+tissues+and+their+application+in+cardiac+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Vascularization strategies of engineered tissues and their application in cardiac regeneration.</a> Adv Drug Deliv Rev. 96, 183-194 (2016).</li>
<li>Hastings, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+and+cell+delivery+for+cardiac+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Drug and cell delivery for cardiac regeneration.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 84 (0), 85-106 (2015).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cardiovascular+progenitor+cells+develop+from+a+KDR%2B+embryonic-stem-cell-derived+population%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Human cardiovascular progenitor cells develop from a KDR+ embryonic-stem-cell-derived population.</a> Nature. 453 (7194), 524-528 (2008).</li>
<li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+matrix+promotes+highly+efficient+cardiac+differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells%3A+the+matrix+sandwich+method%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Extracellular matrix promotes highly efficient cardiac differentiation of human pluripotent stem cells: the matrix sandwich method.</a> Circ Res. 111 (9), 1125-1136 (2012).</li>
<li>Lian, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+cardiomyocyte+differentiation+from+human+pluripotent+stem+cells+via+temporal+modulation+of+canonical+Wnt+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Robust cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells via temporal modulation of canonical Wnt signaling.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (27), E1848-E1857 (2012).</li>
<li>Snir, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+the+ultrastructural+and+proliferative+properties+of+human+embryonic+stem+cell-derived+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of the ultrastructural and proliferative properties of human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285 (6), H2355-H2363 (2003).</li>
<li>Dolnikov, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+properties+of+human+embryonic+stem+cell-derived+cardiomyocytes%3A+intracellular+Ca2%2B+handling+and+the+role+of+sarcoplasmic+reticulum+in+the+contraction%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Functional properties of human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes: intracellular Ca2+ handling and the role of sarcoplasmic reticulum in the contraction.</a> Stem Cells. 24 (2), 236-245 (2006).</li>
<li>Yang, X., Pabon, L., Murry, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+adolescence%3A+maturation+of+human+pluripotent+stem+cell-derived+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Engineering adolescence: maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes.</a> Circ Res. 114 (3), 511-523 (2014).</li>
<li>Zimmermann, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+a+differentiated+cardiac+muscle+construct%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of a differentiated cardiac muscle construct.</a> Circ Res. 90 (2), 223-230 (2002).</li>
<li>Radisic, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+assembly+of+engineered+myocardium+by+electrical+stimulation+of+cardiac+myocytes+cultured+on+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Functional assembly of engineered myocardium by electrical stimulation of cardiac myocytes cultured on scaffolds.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (52), 18129-18134 (2004).</li>
<li>Schaaf, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+engineered+heart+tissue+as+a+versatile+tool+in+basic+research+and+preclinical+toxicology%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human engineered heart tissue as a versatile tool in basic research and preclinical toxicology.</a> PLoS One. 6 (10), e26397(2011).</li>
<li>Tulloch, N. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+engineered+human+myocardium+with+mechanical+loading+and+vascular+coculture%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Growth of engineered human myocardium with mechanical loading and vascular coculture.</a> Circ Res. 109 (1), 47-59 (2011).</li>
<li>Nunes, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biowire%3A+a+platform+for+maturation+of+human+pluripotent+stem+cell-derived+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Biowire: a platform for maturation of human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes.</a> Nat Methods. 10 (8), 781-787 (2013).</li>
<li>Lake, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.nature.com/protocolexchange/protocols/4049">Microfluidic device design, fabrication, and testing protocols.</a> Protocol Exchange. , (2015).</li>
<li>Shiba, Y., Hauch, K. D., Laflamme, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+applications+for+human+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Pharm+Des%22%5BJournal%5D)">Cardiac applications for human pluripotent stem cells.</a> Curr Pharm Des. 15 (24), 2791-2806 (2009).</li>
<li>Yang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tri-iodo-l-thyronine+promotes+the+maturation+of+human+cardiomyocytes-derived+from+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Tri-iodo-l-thyronine promotes the maturation of human cardiomyocytes-derived from induced pluripotent stem cells.</a> J Mol Cell Cardiol. 72, 296-304 (2014).</li>
<li>Zhang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+cardiac+patch+for+advanced+functional+maturation+of+human+ESC-derived+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered cardiac patch for advanced functional maturation of human ESC-derived cardiomyocytes.</a> Biomaterials. 34 (23), 5813-5820 (2013).</li>
<li>Radisic, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+gradients+correlate+with+cell+density+and+cell+viability+in+engineered+cardiac+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Oxygen gradients correlate with cell density and cell viability in engineered cardiac tissue.</a> Biotechnol Bioeng. 93 (2), 332-343 (2006).</li>
<li>Reubinoff, B. E., Pera, M. F., Fong, C. Y., Trounson, A., Bongso, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+stem+cell+lines+from+human+blastocysts%3A+somatic+differentiation+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Embryonic stem cell lines from human blastocysts: somatic differentiation in vitro.</a> Nat Biotechnol. 18 (4), 399-404 (2000).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Niniejszy manuskrypt opisuje konfigurację i wdrożenie platformy inżynieryjnej, biowire, w celu poprawy dojrzewania hPSC-CM. Urządzenie może być wykonane w standardowych zakładach mikrofabrykacji, a biodruty mogą być wytwarzane przy użyciu popularnych technik hodowli komórkowych i stymulatora elektrycznego.
O ile nam wiadomo, nie ma zgłoszonej metody podobnej do biodrutów. Strategia ta pokazuje, że poprawa właściwości dojrzewania była zależna od schematu stymulacji elektrycznej, o czym świadczy...

Terapia oparta na komórkach jest jedną z najbardziej obiecujących i zbadanych strategii naprawy/regeneracji serca. Zostało to wsparte przez inżynierię tkanek serca i wspólne dostarczanie biomateriałów1,2. Większość dostępnych źródeł komórek została przebadana na modelach zwierzęcych pod kątem ich potencjalnie korzystnego wpływu na uszkodzone, chore lub starzejące się serca3. W szczególności podjęto znaczne wysiłki w celu wykorzystania ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC) pochodzących z kardiomiocytów (hPSC-CM), potencjalnie nieograniczonego źródła komórek autologicznych w inżynierii tkankowej serca. hPSC-CM mogą być tworzone przy użyciu kilku ustalonych protokołów4,5,6. Jednak uzyskane komórki wykazują fenotypy podobne do płodowych, z szeregiem niedojrzałych cech w porównaniu z dorosłymi kardiomiocytami komorowymi7,8. Może to stanowić przeszkodę w zastosowaniu hPSC-CM jako modeli dorosłej tkanki serca w badaniach nad odkrywaniem leków oraz w opracowywaniu modeli chorób serca u dorosłych9.
Aby przezwyciężyć to ograniczenie niedojrzałości fenotypowej, aktywnie badano nowe podejścia wspomagające dojrzewanie kardiomiocytów. Wczesne badania wykazały skuteczne właściwości pro-dojrzewające w kardiomiocytach noworodków szczurów poprzez cykliczne mechaniczne10 lub stymulację elektryczną11. Wykazano również, że zagęszczanie żelu i cykliczna stymulacja mechaniczna poprawiają niektóre aspekty dojrzewania hPSC-CM 12,13, przy minimalnym poprawie właściwości elektrofizjologicznych i obchodzenia się z wapniem. W związku z tym opracowano system platformy o nazwie "drut biologiczny" (biowire), dostarczając zarówno wskazówek strukturalnych, jak i stymulacji pola elektrycznego w celu przyspieszenia dojrzewania hPSC-CMs14. System ten wykorzystuje mikroprefabrykowaną platformę do tworzenia wyrównanej tkanki serca, która jest podatna na stymulację polem elektrycznym. Można to wykorzystać do poprawy dojrzałości strukturalnej i elektrofizjologicznej hPSC-CM. Tutaj opisujemy szczegóły wytwarzania takich biodrutów.

<table><tbody><tr><td>Kwas L-askorbinowy</td><td>Sigma</td><td>A-4544</td><td>hPSC-CM pożywka hodowlana</td></tr><tr><td>kompozyt AutoCAD Autodesk</td><td>, Inc</td><td></td><td>Oprogramowanie do projektowania urządzenia</td></tr><tr><td>Pręty węglowe, & Oslash; 3 mm</td><td></td><td></td><td>Komponent komory stymulatora elektrycznego</td></tr><tr><td>Kolagen, typ 1, ogon szczura</td><td>BD Biosciences</td><td>354249</td><td>Żel kolagenowy: 2,1 mg/ml kolagenu typu I z ogona szczura w 24,9 mM glukozy, 23,8 mM NaHCO3, 14,3 mM NaOH, 10 mM HEPES, w 1x pożywce M199 z 10% Matrigelem o obniżonym współczynniku wzrostu.</td></tr><tr><td>Kolagenaza typu I&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C0130</td><td>0,2% kolagenazy typu I (w/v) i 20% FBS (v/v) w PBS z Ca2+ i Mg2+. Sterylizować za pomocą 0,22 &mu; m przefiltrować i zrobić 12 ml porcji. Przechowywać w temperaturze -20 stopni Celsjusza.</td></tr><tr><td>Deoksyrybonukleaza I (DNaza I)</td><td>EMD Milipor</td><td>260913-25MU</td><td>Przygotować 1 mg/ml roztworu podstawowego DNazy I w wodzie. Przefiltrować sterylnie i przechowywać 0,5 ml podwielokrotności w temperaturze &minus; 20 &stopni; C</td></tr><tr><td>Wiertła i wiertła (&Oslash; 1 mm i 2 mm)</td><td>Dremel</td><td></td><td>Wiercenie otworów w ramach z poliwęglanu</td></tr><tr><td>Stymulator elektryczny</td><td>Trawa</td><td>s88x</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu (FBS)</td><td>WISENT Inc.</td><td>080-450</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Glukoza&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>G5767</td><td>Składnik żelu kolagenowego</td></tr><tr><td>L-Glutamina</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25030081</td><td></td></tr><tr><td>H2O</td><td>MilliQ</td><td></td><td>18.2 M&Omega; &środkowa kropka; cm przy 25 & stopniach; C, ultraczysty, do wytwarzania wszystkich rozwiązań</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H4034</td><td>Składnik żelu kolagenowego</td></tr><tr><td>Płyta grzejna</td><td>Torrey Pines</td><td>HS40</td><td></td></tr><tr><td>Zmodyfikowany Ilbecco's Medium (IMDM)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12440053</td><td></td></tr><tr><td>Nakładka do maski</td><td>EVG&nbsp;</td><td>EVG 620</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel, obniżony współczynnik wzrostu&nbsp;</td><td>Corning</td><td>354230</td><td>Składnik żelu kolagenowego</td></tr><tr><td>Medium 199 (M199)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11825015</td><td>Składnik żelu kolagenowego</td></tr><tr><td>Monotioglicerol (MTG)</td><td>Sigma</td><td>M-6145</td><td>hPSC-CM pożywka hodowlana</td></tr><tr><td>Wytrząsarka orbitalna</td><td>VWR</td><td>89032-088</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina/Streptomycyna (P/S)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15070063</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS) z Ca2+ i Mg2+&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14040133</td><td></td></tr><tr><td>Plate (6-dołkowy)</td><td>Corning</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>Plate (6-dołkowy), niskie mocowanie</td><td>Corning</td><td>3471</td><td></td></tr><tr><td>Druty platynowe, 0,2 mm</td><td></td><td></td><td>Element komory stymulatora elektrycznego</td></tr><tr><td>Polidimetylosiloksan (PDMS)</td><td>Dow</td><td>Corning Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>Eter monometylowy glikolu propylenowego octan (PGMEA)</td><td>Łania i Ingalls Inc.</td><td></td><td>Aby opracować woreczek na wafel</td></tr><tr><td>, otwierane</td><td>konwertery</td><td>92308</td><td>Do sterylizacji parowej</td></tr><tr><td>Wafel krzemowy, 4-calowy</td><td>UniversityWafer Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wodorowęglan sodu (NaHCO3)</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td>Składnik żelu kolagenowego</td></tr><tr><td>Wodorotlenek sodu</td><td>Sigma</td><td>S8045</td><td>Składnik żelu kolagenowego</td></tr><tr><td>Powlekarka sprin</td><td>Specjalistyczne systemy powlekania</td><td>G3P-8</td><td></td></tr><tr><td>Pożywka hodowlana StemPro-34</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10639011</td><td>Pożywka hodowlana hPSC-CM. Aby przygotować 50 ml, dodaj 1,3 ml suplementu, 500 &mu; L 100 i razy; L-glutamina, 250 &mu; L 30 mg/ml transferyny, 500 &mu; l 5 mg/ml kwasu askorbinowego, 150 &mu; L z 26 &mu; l /2 ml monotioglicerolu (MTG) i 500 &mu; L (1%) penicylina/streptomycyna.</td></tr><tr><td>Medium do</td><td></td><td></td><td>mycia: FBS (1:1)</td></tr><tr><td>SU-8 50&nbsp;</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>fotorezyst, komponent główny</td></tr><tr><td>SU-8 2050&nbsp;</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>fotorezyst, składnik główny</td></tr><tr><td>Transferyna</td><td>Roche</td><td>10-652-202</td><td>hPSC-CM pożywka hodowlana</td></tr><tr><td>Trypsin/EDTA, 0,25%</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25200056</td><td>pożywka hodowlana hPSC-CM</td></tr><tr><td>Podłoże</td><td></td><td></td> myjące <td>IMDM zawierające 1% penicyliny/streptomycyny</td></tr></tbody></table>

dojrzewanie kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach za pomocą stymulacji elektrycznej

Maturation of Human Stem Cell-derived Cardiomyocytes in Biowires Using Electrical Stimulation

Kardiomiocyty pochodzące z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC-CMs) były obiecującym źródłem komórek i zachęciły do zbadania ich potencjalnych zastosowań w badaniach kardiologicznych, w tym w odkrywaniu leków, modelowaniu chorób, inżynierii tkankowej i medycynie regeneracyjnej. Jednak komórki wytwarzane przez istniejące protokoły wykazują zakres niedojrzałości w porównaniu z natywnymi dorosłymi kardiomiocytami komorowymi. Podjęto wiele wysiłków w celu osiągnięcia dojrzałości hPSC-CM, przy czym do tej pory osiągnięto jedynie umiarkowane dojrzewanie. W związku z tym opracowano system inżynieryjny o nazwie biowire, który dostarcza zarówno fizycznych, jak i elektrycznych wskazówek, które prowadzą hPSC-CM do bardziej dojrzałego stanu in vitro. System wykorzystuje mikroprefabrykowaną platformę do wstrzykiwania hPSC-CM w żelu kolagenowym typu I wzdłuż sztywnego szwu szablonowego w celu złożenia w wyrównaną tkankę serca (biowire), która jest poddawana stymulacji polem elektrycznym z coraz większą częstotliwością. W porównaniu z niestymulowanymi kontrolami, stymulowane kardiomiocyty bioprzewodowe wykazują zwiększony stopień dojrzałości strukturalnej i elektrofizjologicznej. Takie zmiany są zależne od szybkości stymulacji. Niniejszy manuskrypt szczegółowo opisuje projektowanie i tworzenie biodrutów.

Uzasadnieniem zastosowania szwu w bioprzewodach (biowires) jest służyć jako matryca do tworzenia konstrukcji 3D, które są wyrównane w jednej osi i naśladują kształt włókien serca. Wykazujemy, że po siedmiu dniach hodowli w bioprzewodzie komórki przebudowały żel wokół szwu (Rycina 3A). Komórki zgromadziły się wzdłuż osi szwu, tworząc wyrównaną tkankę serca (Rycina 3). Po 7 dniach uprawy wstępnej bioprzewody poddano 7-dniowej stymulacji polem elektrycznym, ...

Platforma biowire serca to metoda in vitro używana do dojrzewania ludzkich embrionalnych i indukowanych pluripotencjalnych kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych (hPSC-CM) poprzez połączenie trójwymiarowej hodowli komórek ze stymulacją elektryczną. W niniejszym manuskrypcie przedstawiono szczegółową konfigurację platformy biowire serca.

Dojrzewanie kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach za pomocą stymulacji elektrycznej

Human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hPSC-CMs) have been a promising cell source and have thus encouraged the investigation of their ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest wykorzystanie kontrolowanych metod trójwymywowej hodowli komórek w stymulacji elektrycznej w celu promowania dojrzewania kardiomiocytów pochodzących z ludzkich embrionalnych oraz indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie inżynierii tkanki serca, w tym w kwestii tego, jak różne parametry stymulacji elektrycznej lub czas trwania stymulacji wpływają na funkcję komórek serca i stopień ich dojrzałości. Wynikiem końcowym są inżynieryjne ludzkie tkanki serca o zwiększonym stopniu dojrzałości.Zastosowania tej techniki obejmują diagnostykę, w tym badanie bezpieczeństwa i skuteczności nowych leków, ponieważ kardiomiocyty o dojrzałych charakterystykach, takich jak przewodzenie elektryczne, najprawdopodobniej będą stanowić dokładniejsze modele ludzkich komórek serca w badaniach przesiewowych leków. Połączyć monomer PDMS z utwardzaczem w stosunku 10:1 i dokładnie wymieszać. Pozostawić na pięć minut w celu odgazowania.Następnie napełnić szalkę Petriego zawierającą matrycę dla bioprzewodu mieszanką PDMS. Należy starać się zminimalizować powstawanie pęcherzyków powietrza. Następnie utwardzić PDMS w temperaturze 70 °C przez dwie godziny.Następnie wyjmij utwardzoną formę, najpierw prowadząc ostrym ostrzem wzdłuż krawędzi, a potem oddzielając ją poprzez odklejenie. Następnie przytnij nadmiar PDMS i umieść wszystkie formy w woreczku do sterylizacji. Poddaj formy autoklawowaniu w temperaturze 121 °C przez 20 minut.Następnie należy umieścić każdy szablon w sterylnej płytce Petriego w komorze z laminarnym przepływem powietrza (dygestorium biologicznym). Teraz dla każdego szablonu należy za pomocą pęsety zamocować fragment sterylnej nici jedwabnej 6.0 w rowku rozciągającym się przez cały kanał. Szablony są teraz gotowe do zasiewu komórek.Szew będzie służył jako matryca do tworzenia konstrukcji 3D, które ustawiają się wzdłuż osi szwu, naśladując kształt włókien sercowych. Dla każdej komory przygotuj parę prostokątnych kawałków poliwęglanu, które posłużą jako rama dla komory stymulacji elektrycznej. Wzdłuż linii środkowej każdego elementu wywierć dwa otwory o szerokości 3 mm, w odstępach 2 cm.Dla każdej komory przygotuj dwa pręty węglowe o długości 1,5 cm. Około 3 mm od końca każdego pręta wywierć otwór o szerokości 1 mm. Następnie przełóż przez każdy otwór drucik platynowy i owiń jeden koniec drutu wokół pręta.Następnie w każdej komorze umieść dwa pręty pomiędzy dwiema częściami z poliwęglanu, tworząc ramkę. Potem wlej około 2 mL PDMS do dołka płytki 6-dołkowej i umieść ramkę w dołku z PDMS, zanurzając jej dno. Utwardzaj PDMS w temperaturze 70 °C przez dwie godziny, aby materiał ten unieruchomił ramkę.Następnie usuń z płytki gotową komorę z przytwierdzonym PDMS. Aby przetestować funkcjonalność zmontowanej komory, podłącz druciki platynowe do baterii i użyj woltomierza, aby sprawdzić, czy prąd przepływa przez pręty. Teraz przenieś sprawne komory do woreczka do sterylizacji i poddaj je 20-minutowej sterylizacji parowej w temperaturze 121 degree celsius, aby przygotować je do hodowli komórkowej.Aby przygotować żel, należy schłodzić wszystkie jego składniki na lodzie przed wymieszaniem ich w sterylnej probówce. Należy pamiętać, aby kolagen oraz macierz zewnątrzkomórkową dodać na samym końcu, a następnie wymieszać składniki poprzez pipetowanie. W przypadku komórek należy wykorzystać kardiomiocyty zróżnicowane z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych.Zebrać komórki i dla każdego preparatu biodrutu przygotować 3,5 µL żelu kolagenowego zawierającego pół miliona komórek. Następnie za pomocą końcówki pipety P10 nanieść około 4 µL zawiesiny do szablonu kanału o długości 0,5 cm w każdej szalce. W razie potrzeby skorygować pozycję szwu za pomocą sterylnej pęsety, aby był on w pełni naciągnięty.Po wysiewaniu komórek należy pamiętać, aby zawsze resuspender mieszaninę komórkowo-żelową przed poddaniem jej autoklawowaniu, w celu uzyskania spójnych wyników. Po wypełnieniu kanałów, należy pokryć dno naczynia sterylnym PBS, dbając o to, aby nie dotknąć żelu. Zapobiegnie to odwodnieniu biodrutów podczas polimeryzacji.Po inkubowaniu biodrutów w temperaturze 37 °C przez 30 minut, należy zastąpić PBS odpowiednią ilością pożywki hodowlanej, aby przykryć komórki. Zazwyczaj wystarcza 12 ml. Następnie inkubować naczynie przez tydzień, wymieniając pożywkę co drugi dzień.W komorze z laminarnym przepływem powietrza należy dodać dwa mililitry PBS do każdego dołka płytki sześciodołkowej, w której znajdzie się komora stymulatora elektrycznego. Następnie za pomocą sterylnej pęsety należy ostrożnie umieścić urządzenia autoklawowane w dołkach. Po ich ustawieniu należy odessać PBS i zastąpić go pięcioma mililitrami ciepłej pożywki, która powinna całkowicie zakryć pręty węglowe.Przed inkubacją komórek przez 24 godziny należy zaobserwować kurczliwość kardiomiocytów w odpowiedzi na stymulację elektryczną, aby upewnić się, że komórki przejmują impuls elektryczny i reagują skurczami. Następnie należy umieścić biodruty w komorze stymulatora elektrycznego i zorientować kanały prostopadle do prętów węglowych. Wyprowadzić druty platynowe poza płytkę, a następnie przykryć płytki.Podłącz przewody do stymulatora elektrycznego. Ustaw stymulator tak, aby generował dwufazowe impulsy o czasie trwania 1 ms z częstotliwością 1 Hz i napięciem 3 V/cm. Następnie przenieś preparaty wraz ze stymulatorem elektrycznym do inkubatora w temperaturze 37 °C.Stopniowo zwiększaj częstotliwość stymulacji co 24 godziny, od 1 Hz w dniu zerowym do 6 Hz w szóstym dniu. W tym tygodniu hodowli wymieniaj medium co drugi dzień oraz codziennie obserwuj kurczliwość kardiomiocytów.Po siedmiu dniach precultury w biowire komórki przekształciły żel wokół szwu. Komórki zgromadziły się wzdłuż osi szwu, tworząc uporządkowaną tkankę serca. Komórki wykazywały ekspresję białek kurczliwych serca, w aparacie kurczliwym widoczne było prążkowanie sarkomerów, a ich miofibry były ułożone wzdłuż osi szwu.Komórki w bioprzewodach (biowires) wykazywały niższe tempo proliferacji niż komórki w ciałach zarodkowych. Gospodarka wapniowa była znacznie poprawiona w kardiomiocytach hodowanych w bioprzewodach. Leczenie kofeiną wywołało gwałtowny wyrzut wapnia z siateczki sarkoplazmatycznej.Takie przejścia odnotowano wyłącznie w komórkach stymulowanych. Stwierdzono również znacząco wyższe amplitudy uwalniania wapnia w zależności od częstotliwości stymulacji. Ponadto kardiomiocyty hodowane w bioproczkach (biowires) wykazywały poprawę gęstości prądów hERG oraz prądów prostowniczych dośrodkowych w porównaniu do hodowli w ciałach embrionalnych, co zostało dodatkowo wzmocnione przez stymulację elektryczną.Poprawa prądu prostowniczego do wewnątrz była zgodna ze zwiększoną ekspresją genu potasowego kanału prostowniczego do wewnątrz, KCN J2. Automatyczność, czyli zdolność do spontanicznego bicia, była znacznie wyższa w kardiomiocytach pochodzących z ciał embrionalnych w porównaniu z kontrolnymi bioprzewodami. Grupa kontrolna wykazała automatyczność porównywalną z preparatem bioprzewodu poddanym reżimowi 6 Hz. Po opanowaniu techniki, przygotowanie bioprzewodów może zostać wykonane w ciągu pół dnia.Konfiguracja stymulacji elektrycznej zajmie kilka godzin, a ostateczne wyniki można uzyskać w ciągu dwóch tygodni. Podczas przeprowadzania tej procedury należy pamiętać, że kardiomiocyty zróżnicowane z różnych linii komórkowych lub za pomocą różnych protokołów mogą nieznacznie różnić się stopniem dojrzałości i czystością. W związku z tym może być konieczna optymalizacja parametrów eksperymentalnych, takich jak częstotliwość stymulacji, w odniesieniu do użytych komórek.Po zastosowaniu tej procedury można zoptymalizować inne warunki, w tym zmianę składu komórkowego oraz wykorzystanie mutantowych kardiomiocytów, aby odpowiedzieć na szereg dodatkowych pytań.

maturation-human-stem-cell-derived-cardiomyocytes-biowires-using

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Opracowaliśmy protokół indukcji kardioblastów bezpośrednio z pluripotencjalnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych utrzymywanych w ściśle określonych warunkach z użyciem małych cząsteczek, co umożliwia pozyskanie dużej ilości ludzkich progenitorów serca oraz funkcjonalnych kardiomiocytów do regeneracji układu sercowo-naczyniowego.

Efektywne otrzymywanie prekursorów kardiologicznych i kardiomiocytów ludzkich z pluripotencjalnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych z wykorzystaniem indukcji małocząsteczkowej

Tutaj prezentujemy solidny, szybki i skalowalny protokół różnicowania kardiomiocytów dla ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC). Kardiomiocyty uzyskane przy użyciu tej metody na dużą skalę mogą zapewnić wystarczającą liczbę komórek do ich skutecznego wykorzystania w modelowaniu chorób sercowo-naczyniowych u ludzi, wysokoprzepustowych badaniach przesiewowych leków i potencjalnie zastosowaniach klinicznych.

Produkcja kardiomiocytów na dużą skalę z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych przy użyciu wysoce powtarzalnego protokołu różnicowania opartego na małych cząsteczkach

Elektrofizjologiczna charakterystyka kardiomiocytów pochodzących z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC-CMs) jest kluczowa dla modelowania chorób serca i określania odpowiedzi na leki. Protokół ten dostarcza informacji niezbędnych do dysocjacji i płytki hPSC-CM na matrycach wieloelektrodowych, pomiaru ich potencjału pola oraz metody analizy odstępów QT i RR.

Analiza elektrofizjologiczna ludzkich kardiomiocytów pochodzących z pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC-CM) przy użyciu macierzy wieloelektrodowych (MEA)

Tutaj prezentujemy metodę efektywnego wykorzystania potencjału różnicowania serca młodych źródeł ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych w celu generowania funkcjonalnych, kurczących się, kardiomiocytów komórek in vitro.

In vitro Różnicowanie ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych w funkcjonalne komórki podobne do kardiomiocytów

Tutaj prezentujemy protokół treningu populacji komórek za pomocą bodźców elektrycznych i mechanicznych naśladujących fizjologię serca. Ta elektromechaniczna stymulacja zwiększa potencjał kardiomiogenny leczonych komórek i jest obiecującą strategią dla dalszej terapii komórkowej, modelowania choroby i badań przesiewowych leków.

Jednoczesna stymulacja elektryczna i mechaniczna w celu zwiększenia potencjału kardiomiogennego komórek

Ten artykuł zawiera zestaw protokołów do rozwoju ludzkich sieci indukowanych pluripotencjalnych kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych (hiPSC-CM) hodowanych na wielodołkowych płytkach MEA w celu odwracalnego elektroportowania błony komórkowej do pomiarów potencjału czynnościowego. Nagrania o wysokiej przepustowości są uzyskiwane z tych samych lokalizacji komórkowych wielokrotnie przez kilka dni.

Sieci kardiomiocytów pochodzące z ludzkich iPSC na wielodołkowych układach mikroelektrod do powtarzalnych zapisów potencjału czynnościowego

Ten protokół opisuje procedurę cięcia i hodowli ludzkich wycinków serca do przedklinicznych testów leków oraz szczegółowo opisuje użycie mapowania optycznego do jednoczesnego rejestrowania napięcia transbłonowego i wewnątrzkomórkowych sygnałów wapnia z tych wycinków.

Przedkliniczna ocena elektrofizjologii serca za pomocą optycznego mapowania dwunapięciowego i wapniowego ludzkich organotypowych wycinków serca

Ludzkie indukowane pluripotencjalne kardiomiocyty pochodzące z komórek macierzystych (hiPSC-CMs) stanowią alternatywę dla wykorzystywania zwierząt do przedklinicznych badań przesiewowych kardiotoksyczności. Ograniczeniem dla powszechnego stosowania hiPSC-CM w przedklinicznych badaniach przesiewowych toksyczności jest niedojrzały, podobny do płodu fenotyp komórek. Poniżej przedstawiono protokoły solidnego i szybkiego dojrzewania hiPSC-CM.

Wysokoprzepustowe badania przesiewowe kardiotoksyczności z wykorzystaniem dojrzałych, indukowanych przez człowieka monowarstw kardiomiocytów pochodzących z pluripotencjalnych komórek macierzystych

Tutaj demonstrujemy nieinwazyjną metodę oceny kurczliwości kardiologicznych urządzeń medycznych przy użyciu monowarstw 2D indukowanych przez człowieka pluripotencjalnych komórek macierzystych pochodzących z kardiomiocytów (hiPSC-CM), platerowanych na elastycznym podłożu, w połączeniu z mikroskopią opartą na wideo. Narzędzie to będzie przydatne do oceny in vitro właściwości skurczowych urządzeń do elektrofizjologii serca.

Ocena terapii modulacji kurczliwości serca w kardiomiocytach 2D pochodzących z ludzkich komórek macierzystych

Tutaj opisana jest sprawdzona metoda wykonywania pomiarów kurczliwości i wapnia w ludzkich indukowanych pluripotencjalnych kardiomiocytach pochodzących z komórek macierzystych za pomocą platformy opartej na optyce. Platforma ta umożliwia naukowcom badanie wpływu mutacji i reakcji na różne bodźce w szybki i powtarzalny sposób.

Pomiary parametrów wapnia i kurczliwości w czasie rzeczywistym w indukowanych przez człowieka pluripotencjalnych kardiomiocytach pochodzących z komórek macierzystych

Przedstawiono powtarzalną metodę generowania 3D tkanek mięśnia sercowego, łączących rusztowania polikaprolaktonu (PCL) i hydrożele fibrynowe pochodzące z hiPSC. Technika ta zapewnia precyzyjną kontrolę nad architekturą rusztowania i może być stosowana w przedklinicznych testach leków i modelowaniu chorób serca.

Generowanie 3D ludzkiej tkanki mięśnia sercowego przy użyciu elektroprzędzenia stopionego zapisu rusztowań polikaprolaktonowych i komórek serca pochodzących z hiPSC

Poznaj metodę dojrzewania kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach przy użyciu stymulacji elektrycznej. Ta technika umożliwia uzyskanie dojrzałych tkanek sercowych do badań nad lekami.

Dojrzewanie kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach za pomocą stymulacji elektrycznej

Przeglądaj więcej filmów