Name: Budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i pH do testów wzrostu kinetycznego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-14T12:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 8 s
Description: Poznaj budowę laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego do monitorowania wzrostu glonów z czujnikami pH, światła i temperatury. Ta metoda umożliwia precyzyjną ocenę kinetyki wzrostu glonów w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują National Science Foundation Emerging Frontiers in Research and Innovation (Nagroda #1332341) za finansowanie tych badań. Autorzy chcieliby również podziękować Dr. Andrew Grieshopowi, a także internetowym społecznościom wsparcia LabJack i DAQFactory za ich pomoc i pomoc oferowaną podczas tego procesu.

<ol><li>EPA Office of Transportation and Air Quality. Renewable Fuel Standard Program. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.epa.gov/OTAQ/fuels/renewablefuels/">http://www.epa.gov/OTAQ/fuels/renewablefuels/</a> (2013).</li>
<li>Liu, X., Clarens, A. F., Colosi, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Algae+biodiesel+has+potential+despite+inconclusive+results+to+date%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresour.+Technol%22%5BJournal%5D)">Algae biodiesel has potential despite inconclusive results to date.</a> Bioresour. Technol. 104, 803-806 (2012).</li>
<li>Chisti, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biodiesel+from+microalgae%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Adv%22%5BJournal%5D)">Biodiesel from microalgae.</a> Biotechnol. Adv. 25 (3), 294-306 (2007).</li>
<li>Lardon, L., Hélias, A., Sialve, B., Steyer, J. -P., Bernard, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life-cycle+assessment+of+biodiesel+production+from+microalgae%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Life-cycle assessment of biodiesel production from microalgae.</a> Environ. Sci. Technol. 43 (17), 6475-6481 (2009).</li>
<li>Henry, W. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/107068">Experiments on the Quantity of Gases Absorbed by Water, at Different Temperatures, and under Different Pressures.</a> Philos. Trans. R. Soc. London. 93 (1803), 29(1803).</li>
<li>Wang, X., Hao, C., Zhang, F., Feng, C., Yang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+the+growth+of+two+blue-green+algae+species+%28Microsystis+aruginosa+and+Anabaena+spiroides%29+by+acidification+treatments+using+carbon+dioxide%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresour.+Technol%22%5BJournal%5D)">Inhibition of the growth of two blue-green algae species (Microsystis aruginosa and Anabaena spiroides) by acidification treatments using carbon dioxide.</a> Bioresour. Technol. 102 (10), 5742-5748 (2011).</li>
<li>Juneja, A., Ceballos, R. M., Murthy, G. S. <a target="_blank" href="http://www.mdpi.com/1996-1073/6/9/4607">Effects of Environmental Factors and Nutrient Availability on the Biochemical Composition of Algae for Biofuels Production: A Review.</a> Energies. 6 (9), 4607-4638 (2013).</li>
<li>Bernard, O. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0959152411001533">Hurdles and challenges for modelling and control of microalgae for CO 2 mitigation and biofuel production.</a> J. Process Control. 21 (10), 1378-1389 (2011).</li>
<li>Guest, J. S., van Loosdrecht, M. C. M., Skerlos, S. J., Love, N. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lumped+Pathway+Metabolic+Model+of+Organic+Carbon+Accumulation+and+Mobilization+by+the+Alga+Chlamydomonas+reinhardtii%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Lumped Pathway Metabolic Model of Organic Carbon Accumulation and Mobilization by the Alga Chlamydomonas reinhardtii.</a> Environ. Sci. Technol. 47 (7), 3258-3267 (2013).</li>
<li>Packer, A., Li, Y., Andersen, T., Hu, Q., Kuang, Y., Sommerfeld, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+neutral+lipid+synthesis+in+green+microalgae%3A+A+mathematical+model%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresour.+Technol%22%5BJournal%5D)">Growth and neutral lipid synthesis in green microalgae: A mathematical model.</a> Bioresour. Technol. 102 (1), 111-117 (2011).</li>
<li>Oren, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hundred+years+of+Dunaliella+research%3A+1905-2005%5BTitle%5D)+AND+%22Saline+Systems%22%5BJournal%5D)">A hundred years of Dunaliella research: 1905-2005.</a> Saline Systems. 1, 2(2005).</li>
<li>Hach Company. What is pH and How is it Measured?. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.hach.com/asset-get.download.jsa?id=7639984488">http://www.hach.com/asset-get.download.jsa?id=7639984488</a> (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ten system PBR oferuje możliwość monitorowania i kontrolowania eksperymentów kinetycznego wzrostu glonów na skalę laboratoryjną, co pozwala na uzyskanie bardziej powtarzalnych wyników z testów eksperymentalnych stosowanych do ilościowego określania wzrostu. Jednak zrozumienie ograniczeń i niepewności pomiarów czujników ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia, że odczyty czujnika dokładnie odzwierciedlają warunki panujące w reaktorze. Zrozumienie to obejmuje podstawową wiedzę na temat zasad pomiaru związanych z czujnikami, procesu i częstotliwości kalibracji, niepewności pomiaru oraz tego, co czujnik może, a czego nie może mierzyć. Na przykład odpowiedź elektryczna dla opisanego tutaj czujnika światła nie jest równomiernie rozłożona w zakresie widma widzialnego i może być konieczne zastosowanie pewnych współczynników korekcyjnych do wyjścia czujnika, w zależności od tego, jak te dane czujnika będą analizowane.
Poziomy i wahania temperatury są również niezwykle ważne, ponieważ zmiany temperatury mogą drastycznie wpłynąć na reakcję czujnika. Zrozumienie potencjalnych zakłóceń, które mogą wpływać na odczyty czujników, jest również niezwykle ważne; zakłócenia te mogą być szumem elektrycznym otoczenia dochodzącym z budynku lub mogą wynikać ze środowiska pomiarowego (np . jony sodu mogą drastycznie wpływać na odczyty pH przy wartościach pH powyżej 10)12. Co więcej, zanurzanie wielu sond w roztworze, zwłaszcza w roztworze soli o wysokim poziomie jonowym i przewodzącym, jest również potencjalnym źródłem zakłóceń. Elektrody mierzące pH (lub siłę jonową, rozpuszczony tlen, rozpuszczony CO2 itp.) są szczególnie wrażliwe na zakłócenia elektryczne otoczenia i mogą być łatwo zakłócone. Kondycjonowanie sygnału stosowane do ochrony sygnału elektrody nie może zagwarantować, że inne czynniki nie będą zakłócać odczytów sondy. W ramach kontroli jakości należy używać innego sprzętu laboratoryjnego, takiego jak ręczna sonda pH, ręczny spektrometr i termometr, do weryfikacji odczytów czujnika i zapewnienia, że system jest skonfigurowany i działa prawidłowo.
Kolejnym ograniczeniem, którym należy się zająć, jest możliwy wpływ glonów i/lub środowiska hodowli na czujniki. Na przykład, jeśli szczątki glonów lub pęcherzyki zakryją receptor fotodiody czujnika światła, wpłynie to na odczyty. Podobnie, elektrody pH są niezwykle czułe i wymagają szczególnej ostrożności, aby zapewnić dokładne odczyty. Elektrody te działają poprzez pomiar różnicy napięcia na wewnętrznym złączu spowodowanej nagromadzeniem jonów H+ ; Uwodniona warstwa buforowa wewnątrz sondy jest wymagana do utrzymania dokładnych pomiarów12. W zależności od warunków panujących w reaktorze, warstwa ta będzie się ścierać, a reakcja czujnika może się zmieniać w trakcie eksperymentu, gdy sonda jest zanurzona. We wstępnych testach napięcie wyjściowe pH nie odchyliło się o więcej niż ~0,2 jednostki pH w trakcie 20-dniowego eksperymentu, ale należy przeprowadzić dalsze oceny, aby scharakteryzować tę zmianę w odpowiedzi czujnika i ustalić maksymalny czas trwania eksperymentu, zwłaszcza jeśli potrzebne są drobne korekty/kwantyfikacje pH.
Wiele obecnych systemów PBR na skalę laboratoryjną zbudowanych do analizy wzrostu glonów nie monitoruje i nie kontroluje wewnętrznego środowiska hodowli tak ściśle, jak to konieczne, aby dostrzec, w jaki sposób różne czynniki wpływają na wzrost glonów, ponieważ konfiguracja systemów w ten sposób może być trudna. Protokół ten może ułatwić bardziej kontrolowane eksperymenty, podając instrukcje krok po kroku dotyczące konstruowania PBR z monitorowaniem w czasie rzeczywistym. Co więcej, te dane na żywo mogą być wykorzystane nie tylko do lepszej kontroli warunków eksperymentalnych, ale mogą być potencjalnie wykorzystane do oszacowania kinetyki wzrostu (np. odczyty gęstości optycznej jako odniesienie dla ogólnych wskaźników wzrostu).
Kontrolowane systemy eksperymentalne mogą pomóc w zwiększeniu powtarzalności badań nad glonami. Konfiguracje PBR na skalę laboratoryjną, które są monitorowane i kontrolowane, mogą zwiększyć wydajność eksperymentów poprzez zminimalizowanie niezamierzonych artefaktów w projekcie eksperymentalnym i mogą pomóc w postępie wysiłków na rzecz uczynienia biopaliw z alg zrównoważonym, alternatywnym źródłem paliw.

W związku z rosnącymi obawami dotyczącymi globalnych zmian klimatycznych i ograniczonych zasobów paliw kopalnych, rządy opracowują politykę mającą na celu zmniejszenie zużycia paliw kopalnych oraz zachęcenie do rozwoju nowych, zrównoważonych paliw transportowych. Amerykańska Agencja Ochrony Środowiska (Environmental Protection Agency) opracowała Standard Paliw Odnawialnych (Renewable Fuel Standard, RFS), który wymaga, aby do 2022 roku 36 z rocznych 140 miliardów galonów mieszanki paliw transportowych w USA pochodziło z odnawialnych źródeł paliw. Aby sprostać obecnym i przyszłym standardom energii odnawialnej, konieczne będzie zastosowanie innowacyjnych i przełomowych technologii1.
Wykorzystanie biopaliw opartych na mikroalgach ma potencjał, aby pomóc w spełnieniu krajowego standardu RFS, przy jednoczesnym ograniczeniu emisji gazów cieplarnianych2. Biopaliwa na bazie mikroalg posiadają kilka zalet w porównaniu z biopaliwami pierwszej generacji opartymi na lądowych uprawach spożywczych, takich jak kukurydza i soja. W przeciwieństwie do biopaliw pierwszej generacji, biopaliwa algowe zużywają mniej zasobów gruntowych, wodnych i żywnościowych, ponieważ algi mogą być hodowane przez cały rok na nieużytkach, z wykorzystaniem słonej wody lub ścieków. Mikroalgi charakteryzują się wysokim tempem wzrostu w porównaniu z uprawami lądowymi i mogą gromadzić wysokie poziomy lipidów, które mogą być łatwo przekształcone w biodiesel3. Obecnie nie istnieją zakłady produkcji biopaliw z alg na skalę przemysłową ze względu na wysokie koszty energochłonnych procesów produkcyjnych, które obejmują hodowlę alg, separację lipidów oraz rafinację lipidów do biodiesla. Konieczne są dalsze badania, aby uczynić te procesy bardziej efektywnymi i zrównoważonymi.
Fotobioreaktory (PBR), które są optycznie przejrzystymi, zamkniętymi instalacjami do hodowli mikroorganizmów fototroficznych w środowisku sztucznym, uznaje się za jedną z najbardziej obiecujących metod uprawy3. Jednak obecne konstrukcje wciąż nie wykazują wydajności objętościowej niezbędnej do tego, aby proces produkcji biopaliw z alg był bardziej efektywny i atrakcyjny ekonomicznie4. Zaawansowane modele matematyczne, uwzględniające natężenie i tłumienie światła, transport składników odżywczych i CO2 oraz wzrost mikroalg, mogą znacznie ułatwić optymalizację konstrukcji i eksploatacji PBR. Do wyznaczenia specyficznych dla danego gatunku parametrów wzrostu dla tych modeli optymalizacyjnych niezbędne są eksperymenty wzrostowe w skali laboratoryjnej.
Testy kinetyczne wymagają starannego monitorowania i kontrolowania układów eksperymentalnych, aby zapobiec pojawieniu się niepożądanych inhibitorów wzrostu. Ze względu na fotosyntetyczną naturę alg (tj. ich konsumpcję CO2 i absorpcję światła), utrzymanie kontrolowanych warunków jest szczególnie trudne w fotobioreaktorach (PBR) w skali laboratoryjnej. Jak przedstawiono w Równaniu 1, ilość rozpuszczonego CO2 w pożywce wzrostowej, powszechnie oznaczana jako <img alt="Równanie" src="/files/ftp_upload/55545/55545eq1.jpg" /> (Równanie 2), będzie co najmniej funkcją: 1) ciśnienia parcjalnego CO2 oraz stałej równowagi Henry'ego, która określa ilość gazu rozpuszczalną w roztworze (Równanie 3); 2) początkowego składu chemicznego pożywki wzrostowej, który wpływa na specjację i aktywność jonów węglanowych oraz pH (Równania 4 i 5); oraz 3) temperatury, która wpływa na Równania 3-55.
<img alt="Równanie" src="/files/ftp_upload/55545/55545eq2.jpg" /> 
<img alt="Równanie" src="/files/ftp_upload/55545/55545eq3.jpg" /> 
<img alt="Równanie" src="/files/ftp_upload/55545/55545eq4.jpg" /> 
<img alt="Równanie" src="/files/ftp_upload/55545/55545eq5.jpg" /> 
<img alt="Równanie" src="/files/ftp_upload/55545/55545eq6.jpg" />
Różne fazy i specjacja chemiczna węgla stanowią wyzwanie przy pomiarze i utrzymaniu stałego stężenia węgla rozpuszczonego w PBR przy zachowaniu innych stałych warunków (np. pH wzrasta w miarę jak algi pochłaniają CO2, a zwiększenie ilości rozpuszczonego podłoża CO2 może doprowadzić do powstania kwaśnego środowiska hamującego wzrost)6.
Dodatkowy poziom złożoności w kontrolowaniu warunków podczas testów kinetycznych alg wiąże się z natężeniem światła wewnątrz PBR. Średnie natężenie światła w PBR jest funkcją nie tylko natężenia światła padającego, ale także konstrukcji (np. materiału, kształtu, głębokości i mieszania), absorbancji składników biomasy algalnej (w szczególności chlorofilu) oraz właściwości rozpraszania światła przez komórki alg. Wraz ze wzrostem alg średnie natężenie światła będzie spadać. Ta zmiana natężenia światła, wywołana wzrostem całkowitej liczby komórek i biomasy, wzrostem zawartości chlorofilu w komórce lub obiema tymi przyczynami, może ostatecznie wywołać odpowiedź metaboliczną, taką jak zwiększenie produkcji chlorofilu na komórkę lub wykorzystanie zapasów węglowodanów i lipidów jako źródła energii7. Ciągłe monitorowanie natężenia światła z wnętrza reaktora dostarcza bezcennych informacji. Dane te mogą pomóc zapewnić utrzymanie warunków w określonym zakresie i mogą być wykorzystane do szacowania parametrów wzrostu alg oraz absorbancji, jeśli zostaną zestawione z innymi pomiarami (tj. biomasy, stężenia chlorofilu, głębokości reaktora, światła padającego itp.).
Zrozumienie sposobu wzrostu alg w określonym zestawie warunków wymaga monitorowania pH, rozpuszczonego CO2, natężenia światła oraz temperatury w kinetycznych eksperymentach w skali laboratoryjnej. Wiele układów do hodowli alg nie jest wyposażonych w systemy monitorowania warunków w stopniu wymaganym do kalibracji modeli kinetycznych, co sprawia, że proces modelowania jest niezwykle trudny8. Chociaż wiele firm oferuje laboratoryjne fotobioreaktory (PBR) z automatyzacją i sterowaniem, takie układy mogą być niezwykle kosztowne (~$20,000) i mogą nie uwzględniać wszystkich aspektów eksperymentalnych związanych z danym pytaniem badawczym.
Pierwszym krokiem w konfiguracji systemu sterowania z pętlą sprzężenia zwrotnego dla eksperymentu okresowego jest akwizycja danych w czasie rzeczywistym. Celem niniejszej pracy jest zademonstrowanie sposobu konstrukcji i konfiguracji laboratoryjnego bioreaktora z fotobioreaktorem (PBR) wyposażonego w system ciągłego monitorowania światła, pH oraz temperatury. Taki układ monitorowania w czasie rzeczywistym pozwala zapewnić, że warunki eksperymentalne pozostają w pożądanych zakresach, zgodnie z decyzją badacza. Chociaż niniejszy protokół nie opisuje szczegółowo konkretnych mechanizmów sterowania, te instrukcje krok po kroku stanowią podstawę struktury akwizycji danych, która jest wymagana przed wdrożeniem bardziej zaawansowanych sprzężeń zwrotnych sterowania.

<table><tbody><tr><td>Odlewane arkusze akrylowe</td><td>McMaster Carr</td><td>8560K244</td><td>o grubości 7/8'', 12 x 36'', optycznie przezroczyste, rozmiar zakupionych arkuszy będzie zależał od wymiarów reaktora.</td></tr><tr><td>Cement akrylowy</td><td>McMaster Carr</td><td>7517A4</td><td>Scigrip plastikowy cement rurowy, #4SC niewybielający do akrylu. Nie jest potrzebne, jeśli do montażu PBR używane są uszczelki i.</td></tr><tr><td>Igła do aplikatora cementu akrylowego</td><td>McMaster Carr</td><td>75165A136</td><td>Igła do aplikatora cementu akrylowego, 25 Gauge, 1", Stal nierdzewna, Wyłożona PTFE.</td></tr><tr><td>Plastikowa butelka dozująca do cementu akrylowego</td><td>McMaster Carr</td><td>7544A67</td><td>Plastikowa butelka dozująca, rozmiar 2 uncji, opakowania po 5 sztuk.</td></tr><tr><td>Lepki cement akrylowy</td><td>McMaster Carr</td><td>7515A11</td><td>Scigrip plastikowy cement rurowy. Średnio mocny cement akrylowy do uszczelniania wszelkich szczelin w korpusie PBR.</td></tr><tr><td>Gwintownik z gwintem PG-13.5</td><td>McMaster Carr</td><td>2485A14</td><td>Może być używany do mocowania elektrody pH do pokrywy (jeśli dotyczy).</td></tr><tr><td>PBR i pokrywa</td><td>NCSU Precyzyjny warsztat mechaniczny</td><td>Karam Algae 3.2L Reactor E</td><td>Ten warsztat mechaniczny jest otwarty dla publiczności dla biznesu. Skontaktuj się z kierownikiem sklepu.</td></tr><tr><td>Czujnik pH</td><td>Hamilton</td><td>238643</td><td>EasyFerm Plus 120, autoklawowalny, moc miliwoltowa.</td></tr><tr><td>Czujnik światła</td><td>Apogee Instruments</td><td>SQ-225</td><td>Wzmocniony czujnik kwantowy do kalibracji elektrycznej 0-5 V, wodoodporny.</td></tr><tr><td>Czujnik temperatury</td><td>LabJack</td><td>EI1034</td><td>Wodoodporny czujnik temperatury ze stali nierdzewnej.</td></tr><tr><td>Przewód przetwornika pH z końcówką BNC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HAM355173-1EA</td><td>Ten przewód będzie się różnić w zależności od typu sondy pH. Upewnij się, że przewód jest kompatybilny z sondą pH i ma końcówkę złącza BNC.</td></tr><tr><td>Przedwzmacniacz</td><td>Unity Gain Omega Engineering</td><td>PHTX-21</td><td>Wzmacniacz przetwarzania sygnału do elektrody pH potrzebnej do odczytów pH o wysokiej impedancji.</td></tr><tr><td>Adapter koncentryczny, BNC żeński-zaciskowy Amazon</td><td></td><td>SMAKN B00NGD5K80</td><td>Do podłączenia sygnału pH z przedwzmacniacza do mikrokontrolera.</td></tr><tr><td>Kondensator (1000 uF)</td><td>Amazon</td><td>Nichicon BCBI4950</td><td>Do filtra dolnoprzepustowego.</td></tr><tr><td>Rezystor (1000 omów)</td><td>Radio Shack</td><td>2711321</td><td>Do filtra dolnoprzepustowego.</td></tr><tr><td>Przewód połączeniowy</td><td>RadioShack</td><td>2781222</td><td>Do wykonywania filtrów dolnoprzepustowych, podłączania czujników do mikrokontrolera i okablowania silnika.</td></tr><tr><td>Rurka termokurczliwa</td><td>RadioShack</td><td>2781611</td><td>Do montażu filtra dolnoprzepustowego.</td></tr><tr><td>Jednostka akwizycji i sterowania</td><td>danymi LabJack</td><td>LabJack U6</td><td>Do przetwarzania sygnału elektrycznego z czujników i komunikacji z oprogramowaniem do akwizycji i sterowania danymi.</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do akwizycji danych DAQFactory</td><td>DAQFactory</td><td>Express Release 5.87c Kompilacja: 2050</td><td>do pobrania za darmo, dla maksymalnie 10 kanałów.</td></tr><tr><td>Mini motoreduktor prądu stałego</td><td>McMaster Carr</td><td>6331K31</td><td>Silnik do wirnika mieszalnika.</td></tr><tr><td>Wirnik i wał</td><td>NIE DOTYCZY</td><td></td><td>NIE DOTYCZY Autorzy wiadomości e-mail dla plików 3D.</td></tr><tr><td>Zmienny zasilacz prądu stałego</td><td>Amazon</td><td>Tekpower HY1803D</td><td>Zmienny zasilacz prądu stałego, 0-18V @ 0-3A.</td></tr><tr><td>Lampa do uprawy</td><td>HydroGrow</td><td>SOL-1</td><td>Ten konkretny model nie jest już dostępny.</td></tr><tr><td>Inkubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>Precision Model 818</td><td>Ten konkretny inkubator może wytrzymać wewnętrzne źródło ciepła, ponieważ sprężarki chłodzące tego urządzenia pracują bez przerwy, niezależnie od ustawienia temperatury.</td></tr></tbody></table>

budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i ph do testów wzrostu kinetycznego

Construction and Setup of a Bench-scale Algal Photosynthetic Bioreactor with Temperature, Light, and pH Monitoring for Kinetic Growth Tests

Optymalna konstrukcja i działanie bioreaktorów fotosyntetycznych (PBR) do hodowli mikroalg jest niezbędne do poprawy efektywności środowiskowej i ekonomicznej produkcji biopaliw na bazie mikroalg. Modele, które szacują wzrost mikroglonów w różnych warunkach, mogą pomóc w optymalizacji projektu i działania PBR. Aby były skuteczne, parametry wzrostu stosowane w tych modelach muszą być dokładnie określone. Eksperymenty z hodowlą glonów są często ograniczone przez dynamiczny charakter środowiska hodowlanego, a do dokładnego określenia parametrów kinetycznych potrzebne są systemy kontroli. Pierwszym krokiem do skonfigurowania kontrolowanego eksperymentu wsadowego jest pozyskiwanie i monitorowanie danych na żywo. Protokół ten określa proces montażu i eksploatacji laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego, który może być używany do przeprowadzania eksperymentów dotyczących wzrostu mikroglonów. Protokół ten opisuje, jak wymiarować i składać płaski PBR w skali stołowej z akrylu. Szczegółowo opisano również, jak skonfigurować PBR z ciągłym monitorowaniem pH, światła i temperatury za pomocą jednostki akwizycji danych i sterowania, czujników analogowych i oprogramowania do akwizycji danych typu open source.

Dane z tego systemu monitorowania w czasie rzeczywistym ukazują dynamiczne środowisko hodowli alg w PBR w skali laboratoryjnej i podkreślają potrzebę monitorowania oraz kontrolowania systemu. Zapisane dane dotyczące temperatury (Rycina 6>) pokazują, w jaki sposób oświetlenie, temperatura powietrza w inkubatorze oraz rozpraszanie energii związane ze wzrostem alg mogą zmieniać temperaturę wewnątrz PBR i jak dane w czasie rzeczywistym mogą być wykorzystywane do korygowania ustawień temperatury inkubatora w razie potrzeby.
Natężenie światła mierzone w trakcie eksperymentu dodatkowo podkreśla dynamiczny charakter tego środowiska wzrostu. Jak zaobserwowano na Rysunku 7, odczyt czujnika światła, mierzony jako gęstość strumienia fotonów fotosyntetycznych (PPFD; µE-m−2s−1), wynosił ~100 PPFD przed dodaniem alg i spadł natychmiast do 85 PPFD po zaszczepieniu reaktora kulturą alg. Natężenie światła nadal spadało, osiągając mniej niż 5 PPFD w dniu 7. Ten spadek natężenia światła wynika ze wzrostu biomasy i liczby komórek oraz/lub ze zwiększonej absorpcji spowodowanej wyższą zawartością chlorofilu, co pokazuje, że algi pozostają aktywne do 7. dnia, mimo niskiego poziomu oświetlenia. Do wyciągnięcia dalszych wniosków wymagane są dodatkowe pomiary biologiczne.
Ciągle rejestrowane dane pH wykazują, że w ogólnym ujęciu pH było odpowiednio kontrolowane podczas tego eksperymentu przy zastosowaniu zaimplementowanego algorytmu sterowania pH (Rysunek 8). Dane te, prezentujące zarówno odczyty minutowe, jak i średnie godzinne, wykazują kilka kluczowych kwestii dotyczących hodowli alg oraz monitorowania pH w czasie rzeczywistym. Po pierwsze, pH wzrosło powyżej pożądanego punktu nastawy 7,6 natychmiast po zaszczepieniu PBR algami. Zmiana ta była spodziewana, ponieważ szczepionka dodana do PBR miała wartość pH wyższą od punktu nastawy, gdyż kolba użyta do namnożenia inokulum nie była poddana kontroli pH. Po drugie, te dane na żywo podkreślają, jak wrażliwe są elektrody pH na zewnętrzne zakłócenia elektryczne. Wrażliwość tę zauważono w postaci gwałtownego skoku wartości elektrod między 1. a 2. dniem. Te nagłe zmiany wartości pH zostały prawdopodobnie spowodowane zakłóceniami elektrycznymi pochodzącymi z elektrozaworu sąsiedniego zestawu eksperymentalnego. Zakłócenie elektryczne to przedwcześnie wywołało działanie algorytmu sterowania pH, prowadząc do wtrysku CO2 do PBR. W rezultacie pH spadło poniżej pożądanego punktu nastawy. Wrażliwość elektrod pH może prowadzić do wystąpienia ekstremalnych wartości odstających i może potencjalnie zakłócać działanie systemów sterowania.

<img alt="Rysunek 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55545/55545fig3.jpg" /> 
Rysunek 3: Przykładowe wykresy odpowiedzi na pH i kalibracji. (a) Przykładowy wykres odpowiedzi czujnika pH (b) Przykładowy wykres kalibracji czujnika pH wraz z równaniem służącym do konwersji. Analiza regresji wykazuje 95% przedział ufności. Słupki błędów nie są widoczne (błąd standardowy poniżej 0,03%). Wykresy te wskazują, że czujniki pH zostały podłączone prawidłowo, a ich sygnał był bardzo stabilny. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55545/55545fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Rycina 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55545/55545fig6.jpg" /> 
Rycina 6: Pomiary temperatury wewnątrz PBR podczas 7-dniowego eksperymentu.Ciemnoniebieskie punkty reprezentują średnie z danych z czujników w odstępach 1-godzinnych, a jasnoniebieskie punkty reprezentują odczyty z czujników pozyskane w ciągu 1 min (częstotliwość próbkowania 1 s, średnia długość 60) i przeliczone na temperaturę przy użyciu współczynników konwersji dostarczonych przez producenta. Czarne strzałki wskazują momenty, w których dostosowano ustawienie temperatury inkubatora, aby utrzymać temperaturę hodowli w okolicy 25 °C (pożądana wartość zadana jest oznaczona czerwoną, przerywaną linią). Wahania temperatury wynikają ze wzrostu alg oraz zmian temperatury w inkubatorze. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55545/55545fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rycina 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55545/55545fig7.jpg" /> 
Rycina 7: Pomiary natężenia światła wewnątrz PBR podczas 7-dniowego eksperymentu. Ciemnoniebieskie punkty reprezentują średnie z 1 h danych z czujnika, a jasnoniebieskie punkty reprezentują odczyty z czujnika pozyskane w ciągu 1 min (częstotliwość próbkowania 1 s, średnia długość 60) i przeliczone na PPFD przy użyciu domyślnych fabrycznych wartości kalibracyjnych czujnika światła. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55545/55545fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Rysunek 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55545/55545fig8.jpg" /> 
Rysunek 8: Pomiary pH wewnątrz PBR podczas 7-dniowego eksperymentu. Ciemnoniebieskie punkty reprezentują średnie 1-godzinne z danych z czujników, a jasnoniebieskie punkty reprezentują odczyty z czujników rejestrowane co 1 min (czas akwizycji 0,1 s, średnia długość 600) i przeliczone na pH za pomocą równania konwersji ustalonego podczas kalibracji. pH utrzymywano w zakresie od 7,6 do 7,5 poprzez wtryskiwanie gazu CO2 o stężeniu 99%. Czerwone, przerywane linie wskazują pożądany zakres pH. <a href="http://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55545/55545fig8large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Ten artykuł opisuje proces montażu i działania laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego, który może być użyty, w połączeniu z innymi metodami, do oszacowania odpowiednich parametrów wzrostu kinetycznego. System ten stale monitoruje pH, światło i temperaturę za pomocą czujników, jednostki akwizycji i sterowania danymi oraz oprogramowania do akwizycji danych typu open source.

Budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i pH do testów wzrostu kinetycznego

The optimal design and operation of photosynthetic bioreactors (PBRs) for microalgal cultivation is essential for improving the environmental and economic ...

Ogólnym celem tej procedury jest zmontowanie bioreaktora fotosyntetycznego w skali laboratoryjnej z ciągłym światłem, pH i temperaturą, monitorującego eksperymenty z rozwojem glonów. Tak więc ilościowe określenie wzrostu glonów przy użyciu monitorowanej i kontrolowanej konfiguracji pozwala naukowcom lepiej ocenić wzrost glonów. To może pomóc w znalezieniu odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące tworzenia biopaliw na bazie glonów.Główną zaletą tego podejścia jest to, że jest to konfigurowalna i potencjalnie bardziej przystępna cenowo konfiguracja do monitorowania eksperymentów ze wzrostem glonów w czasie rzeczywistym. Chcieliśmy opracować ten typ bioreaktora fotosyntetycznego, gdy zdaliśmy sobie sprawę, jak ważne jest utrzymanie kontroli nad dynamiczną kulturą i środowiskiem glonów. Regionalna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ wiele kroków jest trudnych do nauczenia, jeśli nie jesteś zaznajomiony z terminologią i praktykami elektrotechnicznymi.Aby rozpocząć tę procedurę, skonstruuj PBR w skali laboratoryjnej. Określ rozmiar, kształt i konstrukcję korpusu i pokrywy PBR, zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Za pomocą przewodu nadajnika podłącz wzmacniacz wzmocnienia jedności do sondy pH.Następnie podnieś adapter koncentryczny, który ma dodatnie i ujemne zaciski portów. Podłącz adapter do drugiego końca wzmacniacza wzmocnienia jedności. Aby zrobić filtr dolnoprzepustowy, użyj ściągaczy izolacji, aby przeciąć dwa 15-centymetrowe kawałki zielonego przewodu połączeniowego i jeden 30-centymetrowy kawałek czarnego przewodu połączeniowego.Zdejmij około 0,6 centymetra izolacji z jednego końca każdego z zielonych przewodów i z obu końców czarnego przewodu. Następnie odizoluj około 1,25 centymetra od drugiego końca zielonych przewodów. Ostrożnie owiń jedną nogę rezystora 1000 omów wokół 1,25-centymetrowego odcinka jednego z zielonych przewodów połączeniowych.Owiń drugą nogę rezystora wokół 1,25-centymetrowego odizolowanego odcinka drugiego zielonego przewodu. Za pomocą lutownicy i lutu bezołowiowego nóżki rezystora do drutu. Pozwól lutowi ostygnąć przez dwie do pięciu minut.Następnie przykryj rezystor i przylutowany drut czterocentymetrowym kawałkiem rurki termokurczliwej. Za pomocą opalarki przekręć rurkę termokurczliwą, upewniając się, że folia ściśle owija się wokół rezystora i przewodów. Następnie przymocuj jeden koniec czarnego przewodu połączeniowego do ujemnego zacisku adaptera koncentrycznego.Włóż drugi koniec przewodu do jednego z zacisków uziemiających jednostki akwizycji danych i sterowania. Podłącz jeden koniec zielonego przewodu złącza do dodatniego zacisku adaptera koncentrycznego. Następnie włóż drugi koniec do wolnego zacisku wejść analogowych na jednostce akwizycji i sterowania danymi.Włóż dodatni przewód kondensatora 1000 mikrofaradów do tego samego analogowego zacisku wejściowego. Przymocuj ujemny przewód kondensatora do tego samego zacisku uziemienia, który jest używany do czarnego przewodu połączeniowego. Następnie podłącz czujnik temperatury do jednostki akwizycji i sterowania danymi, zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Po skonfigurowaniu akwizycji danych na żywo i pliku eksperymentalnego włóż zarówno elektrodę pH, jak i sondę temperatury do siódmego bufora kalibracji pH. Upewnij się, że roztwór ma żądaną temperaturę, zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Po ustabilizowaniu się napięcia wyjściowego elektrody pH zapisz w pliku zarówno temperaturę, jak i dane elektryczne pH.Upewnij się, że do kanału pH nie są stosowane żadne konwersje, a uśrednianie kanałów jest wyłączone. Powtórz kalibrację dla 4 i 10. Wygeneruj równanie konwersji, zgodnie z opisem w protokole tekstowym, i zaktualizuj to równanie w pliku eksperymentalnym.Następnie zastosuj tę konwersję pH do kanału pH. Po przygotowaniu inokulum glonów i pożywki wzrostowej należy ustawić PBR w ramach przygotowań do eksperymentu. Przeciągnij przewód czujnika światła przez port pokrywy.Następnie zamontuj głowicę czujnika światła na uchwycie przedłużającym pokrywę PBR. Następnie użyj gumowego korka, aby uszczelnić port pokrywy. Umieść wałek wirnika na wale mini motoreduktora prądu stałego, wewnątrz pokrywy PBR i zabezpiecz wał śrubą ustalającą i kluczem imbusowym.Dodaj przygotowane podłoże do wzrostu glonów. Następnie umieść pokrywę na PBR i zabezpiecz ją. Umieścić w inkubatorze w temperaturze 25 stopni Celsjusza.Włóż sondę temperatury do wyznaczonego portu, zabezpieczając ją gumowym korkiem. Następnie zamocuj sondę pH w gwintowanym uchwycie pokrywy reaktora PG 13.5. Upewnij się, że czujnik światła jest podłączony do jednostki akwizycji i sterowania danymi z filtrem dolnoprzepustowym, zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Następnie włącz wirnik miksera do żądanej prędkości. Ustaw zmienny zasilacz prądu stałego obok PBR. Włącz zasilanie i wyreguluj napięcie, aż wartość napięcia wskaże zero woltów.Następnie wyłącz zasilanie. Podłącz przewody zasilające silnika wirnika do dodatnich i ujemnych zacisków wyjściowych zasilacza o zmiennym zasilaniu. Włącz zasilanie i powoli zwiększaj napięcie, aż do osiągnięcia żądanej prędkości mieszania.Następnie wyśrodkuj lampę do uprawy wzdłuż przedniej powierzchni PBR, upewniając się, że ścieżka światła jest zorientowana w kierunku czujnika światła. Włącz lampę do uprawy i dostosuj natężenie światła w razie potrzeby, przesuwając lampę w kierunku lub od reaktora. Monitoruj i rejestruj dane z czujnika przez sześć do 24 godzin, zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Następnie za pomocą pipety transferowej dodać inokulum glonów przez port pobierania próbek. Po monitorowaniu warunków, aby upewnić się, że pozostają one w zasięgu, użyj pipety, aby usunąć kultury do analizy, w razie potrzeby, przez port pobierania próbek. Korzystając z wyświetlacza danych, monitoruj temperaturę wody.Ręcznie dostosuj nastawę temperatury powietrza w inkubatorze, aby utrzymać stałą temperaturę wody. pH jest kontrolowane za pomocą 12-woltowego zaworu elektromagnetycznego, w linii ze zbiornikiem 99% CO2. Zawór jest otwarty przez jednostkę akwizycji danych i sterowania.W tym badaniu skonstruowano bioreaktor fotosyntetyczny do monitorowania i kontrolowania eksperymentów z kinetycznymi wzrostami glonów na skalę laboratoryjną. Dane dotyczące temperatury logarytmu pokazują, w jaki sposób oświetlenie światłem, temperatura powietrza w inkubatorze i rozpraszanie energii związane ze wzrostem glonów mogą zmieniać temperaturę w bioreaktorze. Te dane w czasie rzeczywistym są wykorzystywane do dostosowywania elementów sterujących inkubatora, w razie potrzeby, w celu kontrolowania dynamiki, kultury i środowiska.Zmierzone światło dodatkowo podkreśla dynamiczny charakter tego rosnącego środowiska. Podczas gdy odczyt czujnika światła wynosi około 100 PPFD, przed glonami natychmiast spada do 85 po zaszczepieniu reaktora. Światło nadal słabnie, osiągając mniej niż pięć PPFD, w siódmym dniu.Spadek natężenia światła może być spowodowany wzrostem biomasy i liczby komórek lub wzrostem absorpcji ze względu na zwiększoną zawartość chlorofilu. W obu scenariuszach pokazuje to, że glony są nadal aktywne do siódmego dnia, pomimo słabego poziomu światła. Stale rejestrowane dane pokazują, że ogólnie pH jest odpowiednio kontrolowane przy użyciu zaimplementowanego algorytmu sterowania.Chociaż spodziewany jest wzrost pH natychmiast po zaszczepieniu PBR algami, jest on szybko kontrolowany przez system. Jednak dane na żywo podkreślają, jak wrażliwe są elektrody pH na zewnętrzne zakłócenia elektryczne, które mogą prowadzić do skrajnych wartości odstających i potencjalnie zakłócać działanie systemów sterowania. Chociaż ta metoda jest stosowana w przypadku PBR glonów, te techniki monitorowania na żywo można również zastosować do innych reaktorów mikrobiologicznych, które wymagają monitorowania pH i/lub temperatury.Po skonstruowaniu PBR i zakończeniu akwizycji danych powinno być możliwe skonfigurowanie PBR do monitorowania na żywo w celu eksperymentu w ciągu jednej do dwóch godzin. Próbując wykonać tę procedurę, należy pamiętać o przeczytaniu i zrozumieniu zasad pomiaru, sposobu działania czujników oraz walidacji pomiarów za pomocą innych urządzeń przenośnych. Aby postępować zgodnie z tą procedurą, do konfiguracji PBR można dodać inne ulepszenia, takie jak automatyczna kontrola pH.Instrukcje te stanowią podstawę dla struktury pozyskiwania danych, wymaganej przed wdrożeniem tych bardziej wyrafinowanych kontrolnych sprzężeń zwrotnych. Nie zapominaj, że praca z elektrycznością, jonami fluoru i silikonem akrylowym może być niezwykle niebezpieczna. Dlatego zawsze należy podejmować środki ostrożności.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś być w stanie zmontować i skonfigurować PBR w skali stołowej do monitorowania pH, temperatury i światła na żywo.

construction-setup-bench-scale-algal-photosynthetic-bioreactor-with

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Fermentory są używane do zwiększania wydajności hodowli i produktywności komórek bioinżynieryjnych.  Po przesiewie wielu kandydatów na hodowle mikrobiologiczne lub komórki zwierzęce w kolbach wstrząsowych, następnym logicznym krokiem jest zwiększenie biomasy wybranej kultury za pomocą fermentora. Ten film pokazuje konfigurację i działanie typowego systemu bioreaktora laboratoryjnego.

Działanie bioreaktora laboratoryjnego

Spaliny z elektrowni są tanim źródłem CO2 dla wzrostu glonów. Zbudowaliśmy prototypowe systemy "od gazów spalinowych do hodowli glonów" i opisaliśmy, jak zwiększyć skalę procesu hodowli glonów. Wykazaliśmy zastosowanie modelu bioreakcji z przeniesieniem masy do symulacji i zaprojektowania optymalnej pracy gazów spalinowych do wzrostu Chlorella sp. w fotobioreaktorach glonów.

Optymalizacja ustawień spalin w celu promowania wzrostu mikroalg w fotobioreaktorach za pomocą symulacji komputerowych

Integracja hodowli mikroalg z przemysłowymi gazami spalinowymi ostatecznie wprowadzi metale ciężkie i inne związki nieorganiczne do podłoża wzrostowego. W pracy przedstawiono procedurę zastosowaną do określenia końcowego losu i wpływu metali ciężkich i zanieczyszczeń nieorganicznych na wzrost Nannochloropsis salina hodowanych w fotobioreaktorach.

Kwantyfikacja metali ciężkich i innych zanieczyszczeń nieorganicznych na produktywność mikroglonów

Przedstawiono eksperymentalną metodologię porównywania wydajności małych (100 L) i dużych (1000 L) reaktorów przeznaczonych do remediacji glonów w ściekach składowiskowych. Charakterystykę systemu, w tym stosunek powierzchni do objętości, czas retencji, gęstość biomasy i stężenie ścieków, można dostosować w zależności od zastosowania.

Porównanie skali w systemie reaktora fotosyntetycznego do remediacji ścieków z glonów

Tutaj prezentujemy protokół budowy fotobioreaktorów z bąbelkowymi kolumnami na skalę laboratoryjną i wykorzystania ich do hodowli mikroalg. Dostarcza również metody określania tempa wzrostu kultury i neutralnej zawartości lipidów.

Hodowla zielonych mikroalg w fotobioreaktorach z kolumnami bąbelkowymi i test na obecność obojętnych lipidów

Uprawa akseniczna na skalę laboratoryjną ułatwia charakterystykę mikroglonów i optymalizację produktywności przed kolejnym zwiększeniem skali procesu. Fotobioreaktory zapewniają niezbędną kontrolę dla wiarygodnych i powtarzalnych eksperymentów z mikroalgami i mogą być przystosowane do bezpiecznej hodowli mikroalg z gazami korozyjnymi (CO2, SO2, NO2) z emisji ze spalania komunalnego lub przemysłowego.

Uprawa mikroalg i kwantyfikacja biomasy w fotobioreaktorze laboratoryjnym z korozyjnymi gazami spalinowymi

Pokazujemy testy toksyczności glonów dla trudnych substancji (np. substancji kolorowych lub nanomateriałów) za pomocą zestawu oświetlonego pionowo diodą LED.

Zestaw na małą skalę do badania toksyczności glonów nanomateriałów i innych trudnych substancji

Opisano protokół wykorzystania dwutlenku węgla z gazów spalinowych elektrowni na gaz ziemny do hodowli mikroalg w otwartych stawach torowych. Wtryskiwanie spalin jest kontrolowane za pomocą czujnika pH, a wzrost mikroalg jest monitorowany za pomocą pomiarów gęstości optycznej w czasie rzeczywistym.

Sprzężenie wychwytywania dwutlenku węgla z elektrowni z półautomatycznymi otwartymi stawami torowymi do uprawy mikroalg

Ta publikacja opisuje projekt laboratoryjnych fotobioreaktorów (PBR) z konfigurowalnymi reżimami oświetlenia. Wzrost sinic lub mikroalg, wykorzystujących wodorowęglan jako źródło węgla, jest stale monitorowany poprzez pomiar objętościowej produkcji tlenu. Te PBR ułatwiają szybkie, powtarzalne porównania wzrostu laboratoryjnego przy niewielkiej interwencji użytkownika podczas eksperymentów.

Obsługa fotobioreaktorów laboratoryjnych z pomiarami wzrostu online i konfigurowalnymi reżimami oświetlenia

Optogenetyczna kontrola metabolizmu mikrobiologicznego oferuje elastyczną dynamiczną kontrolę nad procesami fermentacji. Niniejszy protokół pokazuje, jak skonfigurować fermentację regulowaną niebieskim światłem do produkcji chemicznej i białkowej w różnych skalach objętościowych.

Fermentacja kontrolowana światłem do produkcji mikrobiologicznej, chemicznej i białkowej

Zanieczyszczenie powietrza wpływa na jakość życia wszystkich organizmów. W tym miejscu opisujemy zastosowanie biotechnologii mikroalg do oczyszczania biogazu (jednoczesne usuwanie dwutlenku węgla i siarkowodoru) oraz produkcji biometanu poprzez półprzemysłowe otwarte stawy glonów o wysokiej szybkości, a następnie analizę skuteczności oczyszczania, pH, rozpuszczonego tlenu i wzrostu mikroalg.

Oczyszczanie biogazu poprzez zastosowanie systemu mikroalgo-bakteryjnego w półprzemysłowych stawach z glonami o wysokiej zawartości

Poznaj budowę laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego do monitorowania wzrostu glonów z czujnikami pH, światła i temperatury. Ta metoda umożliwia precyzyjną ocenę kinetyki wzrostu glonów w czasie rzeczywistym.

Budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i pH do testów wzrostu kinetycznego (Wideo) | JoVE Journal

Budowa i konfiguracja laboratoryjnego bioreaktora fotosyntetycznego glonów z monitorowaniem temperatury, światła i pH do testów wzrostu kinetycznego

Przeglądaj więcej filmów