Name: Protokół śledzenia wideo w celu przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Poznaj metodę śledzenia wideo do przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne Apis mellifera. Protokół umożliwia szybką ocenę związków odpychających pszczoły od źródeł pokarmu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować Dr. Thomasowi Kuharowi za korzystanie z oprogramowania i sprzętu do śledzenia wizualnego. Dziękujemy Jamesowi Wilsonowi i Scottowi O'Nealowi za ich pomoc techniczną.

1. Przygotowanie kostek cukrowo-agarozowych
<ol>
	<li>Odważyć 8 g cukru i umieścić w kolbie Erlenmeyera o pojemności 50 mL.</li>
	<li>Napełnić kolbę Erlenmeyera 20 mL wody dejonizowanej. Rozpuścić cukier, delikatnie obracając kolbą.</li>
	<li>Odważyć 170 mg agarozy i dodać do roztworu cukru.</li>
	<li>Podgrzać roztwór cukru z agarozą w kuchence mikrofalowej na wysokiej mocy przez 25 s. Rozpuścić agarozę w roztworze cukru.</li>
	<li>Pozostawić kolbę i roztwór cukru z agarozą do ostygnięcia. 
	UWAGA: Kolba powinna być chłodna w dotyku, ale nie należy dopuścić do zestalenia się roztworu.
	<ol>
		<li>Aby przygotować kostkę z cukru i agarozy do grupy kontrolnej, przelać częściowo schłodzony roztwór cukru z agarozą do formy z łódki wagowej. 
		UWAGA: Forma z łódki wagowej ma wymiary 1,5 x 1,5 x 0,3 cm3.</li>
		<li>Aby przygotować kostkę z cukru, agarozy i związku do grupy z repelentem, dodać pożądaną ilość związku do częściowo schłodzonego roztworu (np. 1% DEET w roztworze cukru z agarozą (v/v)). Obrócić kolbą, aby wymieszać związek, a następnie przelać roztwór do formy z łódki wagowej. 
		UWAGA: Na tym etapie przygotowuje się osiem form kontrolnych i osiem form testowych. Formy kontrolne nie zawierają repelentu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Schłodzić kostki z cukru i agarozy w formach w lodówce przez 5-10 min. Wyjąć zestalone kostki z form z łódek wagowych i umieścić je w plastikowym pojemniku z wilgotnym ręcznikiem papierowym.</li>
	<li>Umieścić pojemniki w lodówce w celu przechowywania. Kostki z cukru i agarozy należy wykorzystać w ciągu 7 dni od przygotowania.</li>
</ol>
2. Programowanie oprogramowania do śledzenia wideo i konfiguracja eksperymentalna
<ol>
	<li>W sekcji Experiment Settings w pasku Experiment Explorer (w oprogramowaniu do śledzenia, patrz Tabela Materiałów), znajdującej się po lewej stronie ekranu, upewnij się, że wybrano właściwą kamerę, a nagranie wideo jest wycentrowane na arenach w szalkach Petriego.
	<ol>
		<li>Jeśli nagranie wideo wymaga wycentrowania, przejdź do ustawień kamery, a następnie w sekcji sterowania AOI wybierz opcje center X i center Y.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W sekcji Experiment Settings zmień liczbę aren na 16. W sekcji Tracked Features wybierz Center-point detection.</li>
	<li>Wybierz Arena Settings, aby skonfigurować arenę wymaganą do testu.
	<ol>
		<li>Ustaw 16 szalek Petriego w układzie 4 x 4 na blacie świetlnym, umieszczonym pod kamerą (Rycina 1). 
		UWAGA: Szalki te służą do utworzenia areny rejestracyjnej i są puste.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Układ spektroskopowy z szalkami Petriego do analizy fluorescencji w kontrolowanym środowisku świetlnym." src="/files/ftp_upload/55603/55603fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Rozmieszczenie szalek Petriego na stole świetlnym. Szalki Petriego są rozmieszczone w bloku 4 x 4 na górnej powierzchni stołu świetlnego. Taki układ umożliwia łatwą identyfikację grup kontrolnych i traktowanych repelentem w protokole śledzenia wizualnego. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55603/55603fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="4">
	<li>W ustawieniach areny (Arena Settings) użyj przycisku przechwytywania tła (grab background), znajdującego się na prawym panelu narzędzi, aby zrobić zdjęcie 16 szalek Petriego. Będzie ono służyć jako szablon do konfiguracji areny.</li>
	<li>Wybierz opcję „Create ellipse” z paska narzędzi u góry ekranu ustawień areny i utwórz okrąg odpowiadający średnicy jednej z szalek Petriego na przechwyconym obrazie. Umieść znacznik Arena 1 wewnątrz okręgu (Rysunek 2).</li>
</ol>
<img alt="Schemat ustawień areny dla badania behawioralnego z wykorzystaniem interfejsu oprogramowania do śledzenia w płytkach wielodołkowych." src="/files/ftp_upload/55603/55603fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Zrzut ekranu ustawień areny w oprogramowaniu Visual Tracking Software. Obserwacja ukośnych pasów wewnątrz koła potwierdza obszar detekcji w kole. Dla każdego kwadratu zapewniono marker Strefy 1, który definiuje strefę docelową dla każdej szalki Petriego. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55603/55603fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<ol start="6">
	<li>W panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Zone Group 1” znajdującą się pod Arena 1. Z paska narzędzi na górze ekranu wybierz „Create Rectangle”. Za pomocą tego narzędzia utwórz kwadrat o wymiarach 30 x 30 pikseli, a następnie umieść go w centrum koła utworzonego w poprzednim kroku. Z górnego paska narzędzi wybierz „Add Zone”, a następnie kliknij w środku kwadratu. Przesuń znacznik Zone 1 tak, aby znajdował się wewnątrz kwadratu. 
	UWAGA: Utworzony kwadrat stanowi strefę karmienia; nie jest wymagane, aby strefa karmienia miała dokładnie wskazany rozmiar, o ile jest ona nieco większa niż kostka z agarozy z cukrem.</li>
</ol>
<img alt="Schemat konfiguracji analizy behawioralnej ze strefami śledzenia, wieloma arenami i systemem akwizycji danych." src="/files/ftp_upload/55603/55603fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Zrzut ekranu ukończonych ustawień areny. Ukończone ustawienia areny powinny wyglądać jak na tym przykładzie. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55603/55603fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="7">
	<li>W panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Arena 1”, a następnie kliknij opcję powielenia całej areny (duplicate complete arena). Z menu rozwijanego wybierz „All Other Arenas”, a następnie kliknij OK. Przenieś powielone ustawienia aren do pozostałych szalek Petri widocznych na przechwyconym obrazie (Rysunek 3).
	<ol>
		<li>Wybierz „Arena 1”, a następnie wybierz „Calibrate Scale” na górnym pasku narzędzi. Narysuj linię kalibracyjną wzdłuż średnicy szalki Petri w Arenie 1. Zmień pomiar średnicy na 9 cm (średnica używanych szalek Petri). W panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Validate Arena Settings”.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Na pasku kontrolnym po lewej stronie wybierz „Detection Settings”.</li>
	<li>Wybierz „Detection Settings 1”, a następnie z menu rozwijanego w panelu narzędzi po prawej stronie wybierz „Grey Scaling”. W sekcji detekcji ustaw zakres od 0 do 83 (Rysunek 4A).</li>
	<li>Kliknij prawym przyciskiem myszy „Detection Settings” i utwórz nowe ustawienie o nazwie „Detection Settings 2”. Upewnij się, że opcja „Grey Scaling” jest nadal zaznaczona, ale nie zmieniaj pozostałych parametrów. 
	UWAGA: W oknie wideo nad arenami pojawią się duże żółte okręgi. Pomogą one w odpowiednim rozmieszczeniu szalek Petri przed rozpoczęciem nagrywania (Rysunek 4B).</li>
</ol>
<img alt="Analiza płytki chromatograficznej, konfiguracja metody, schemat przedstawia detekcję plam, oprogramowanie do przetwarzania danych." src="/files/ftp_upload/55603/55603fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Zrzut ekranu ustawień detekcji 1 i 2. (A) Przedstawia wygląd areny po korekcie skali szarości dla pszczoły miodnej w szalce Petriego. (B) Przedstawia obszar detekcji areny, co umożliwia ustawienie szalek Petriego pomiędzy próbami. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55603/55603fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="11">
	<li>W Experimental Explorer wybierz „Trial List”, a następnie w górnym pasku narzędzi kliknij „Add Variable”. Nazwij zdefiniowaną przez użytkownika zmienną jako „Treatment”. Z rozwijanego menu „Predefined Values” w kolumnie Treatment dodaj wartości C (control) oraz T (treatment) jako Predefined Values. Kliknij przycisk „Add Trials” znajdujący się na górnym pasku narzędzi. Dodaj dwie próby, a następnie dla każdej areny wybierz, czy jest to arena kontrolna (C), czy arena badawcza (T) (Rysunek 5).</li>
</ol>
<img alt="Interfejs listy prób doświadczalnych; ustawienia akwizycji danych, konfiguracja obiektu i areny, planowanie eksperymentu." src="/files/ftp_upload/55603/55603fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Zrzut ekranu listy prób. Poprawne oznakowanie aren jest tutaj istotne, ponieważ program wykorzystuje te informacje do rozdzielenia danych w celu ich analizy statystycznej. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55603/55603fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<ol start="12">
	<li>Wybierz „Data Profile” w panelu Experiment Explorer. W lewej kolumnie wybierz „Treatment” znajdujące się pod nagłówkiem „User-defined Independent Variables”. Spowoduje to dodanie pola „Filter” w obszarze ze schematem blokowym. W wyskakującym oknie wybierz „C”, a następnie umieść nowo utworzony filtr pomiędzy polem „Start” a polem „Result 1”. Strzałki schematu powinny dostosować się tak, aby wskazywały drogę z pola startowego do filtra, a na końcu do pola result 1.
	<ol>
		<li>Powtórz krok 2.12, jednak tym razem wybierz „T” dla filtra, a następnie wybierz „Result” w sekcji „Common Elements”. Przenieś nowo utworzone pola do obszaru schematu blokowego i połącz je strzałkami (Ryc. 6).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Schemat analizy danych behawioralnych; wybór i redukcja ścieżek; śledzenie wyników eksperymentalnych." src="/files/ftp_upload/55603/55603fig6.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Zrzut ekranu profilu danych. Przedstawia on sposób konfiguracji schematu blokowego w celu uzyskania odpowiedniego rozdzielenia w analizie statystycznej. <a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/55603/55603fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol start="13">
	<li>Zapisz plik.</li>
</ol>
3. Pobieranie osobników pszczoły miodnej
<ol>
	<li>Założyć odzież ochronną i wybrać ul, z którego zostaną pobrane pszczoły miodne (głównie zbieraczki).</li>
	<li>Zdjąć pokrywę zewnętrzną i wewnętrzną ula. Za pomocą dłuta pasiecznego wybrać z górnego korpusu ramkę, która nie zawiera czerwia. Ostrożnie wyciągnąć ramkę z korpusu ula.</li>
	<li>Sprawdzić, czy na ramce znajduje się matka pszczela. Jeśli jej nie ma, zmieść pszczoły robotnice z ramki do pojemnika transportowego. Zebrać wystarczającą liczbę osobników, aby móc przeprowadzić dwie pełne próby dla każdego testowanego związku (w każdej próbie, w tym z grupą kontrolną, wykorzystuje się 16 osobników). 
	UWAGA: Zebrane osobniki powinny być głównie zbieraczkami; w zbiorze mogą jednak znaleźć się inne starsze osobniki, np. pszczoły pielęgniarki.</li>
	<li>Zanotować godzinę pobrania pszczół. Przenieść je do plastikowego pudełka o wymiarach 9 cm x 7 cm x 9 cm z otworami wentylacyjnymi i umieścić w inkubatorze w temperaturze 32 °C i wilgotności względnej 70%.</li>
	<li>Głodzić pszczoły przez 15 h. 
	UWAGA: Metoda ta zazwyczaj sprawdza się najlepiej, gdy pszczoły są zbierane wieczorem w dniu poprzedzającym testy.</li>
</ol>
4. Przeprowadzenie testu śledzenia wzrokowego
<ol>
	<li>Uruchom program do śledzenia wizualnego i otwórz zapisany plik eksperymentalny stworzony dla tego testu.</li>
	<li>Wybierz „Detection Settings 2”.</li>
	<li>Umieść kontrolne kostki z agarozy cukrowej w centrach 8 z 16 szalek Petriego. Powtórz ten proces, umieszczając kostki z agarozy cukrowej z dodatkiem związku (środka odstraszającego) w pozostałych 8 szalkach.</li>
	<li>Za pomocą pęsety wyjmij jedną pszczołę miodną z plastikowego pudełka i umieść ją w jednej z kontrolnych szalek Petriego.</li>
	<li>Powtórz krok 4.4 dla pozostałych 15 szalek Petriego.</li>
	<li>Umieść wszystkie szalki na stole świetlnym i ustaw je tak, aby obszary detekcji areny (widoczne na ekranie komputera po wybraniu ustawienia detekcji 2) pasowały do każdej z aren w szalkach Petriego. Oświetl stół świetlny od dołu za pomocą matrycy diod LED ustawionych na widmo czerwone. Osłoń cały stół i kamerę czarną plastikową płachtą, aby wyeliminować światło zewnętrzne i zredukować cienie wewnątrz aren.</li>
	<li>Po ustawieniu szalek Petriego upewnij się, że wybrano ustawienie „Detection Settings 1”. 
	UWAGA: Na tym etapie oprogramowanie do śledzenia wizualnego powinno wykrywać wyłącznie pszczoły miodne wewnątrz aren w szalkach Petriego.</li>
	<li>Wybierz „Acquisition” w Experiment Explorer. Naciśnij zielony przycisk „Start Trial” znajdujący się w wyskakującym oknie Acquisition Control po prawej stronie, aby rozpocząć rejestrację.</li>
	<li>Przeprowadź test przez 10 min, a następnie kliknij czerwony przycisk „Stop Trial” w wyskakującym oknie Acquisition Control, aby zatrzymać rejestrację.</li>
	<li>Wyjmij osobniki z szalek Petriego i umieść je w oddzielnym pojemniku, aby nie zostały poddane testowi dwukrotnie.</li>
	<li>Powtórz kroki 4.4-4.10 dla drugiej próby z tym samym związkiem. 
	UWAGA: Metodę tę można zmodyfikować, aby zwiększyć liczbę pszczół miodnych na każdą grupę badawczą, zależnie od potrzeb użytkownika.</li>
	<li>Wybierz Statistics w Experiment Explorer, a następnie kliknij calculate.</li>
	<li>Wyeksportuj dane do oprogramowania do zarządzania danymi, a następnie przeanalizuj je pod kątem istotności statystycznej, stosując jednoczynnikową analizę wariancji z testem post-hoc Tukeya oraz nieparzysty test t przy użyciu preferowanego programu statystycznego.</li>
</ol>

<ol><li>Gallai, N., Salles, J. M., Settele, J., Vaissière, B. E. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0921800908002942">Economic valuation of the vulnerability of world agriculture confronted with pollinator decline.</a> Ecol Econ. 68 (3), 810-821 (2009).</li>
<li>van Engelsdorp, D., Meixner, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+historical+review+of+managed+honey+bee+populations+in+Europe+and+the+United+States+and+the+factors+that+may+affect+them%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invertebr+Pathol%22%5BJournal%5D)">A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them.</a> J Invertebr Pathol. 103, Suppl 1. S80-S95 (2010).</li>
<li>Aizen, M. A., Harder, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Global+Stock+of+Domesticated+Honey+Bees+Is+Growing+Slower+Than+Agricultural+Demand+for+Pollination%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biol%22%5BJournal%5D)">The Global Stock of Domesticated Honey Bees Is Growing Slower Than Agricultural Demand for Pollination.</a> Current Biol. 19 (11), 915-918 (2009).</li>
<li>Smith, K. M., Loh, E. H., Rostal, M. K., Zambrana-torrelio, C. M., Mendiola, L., Daszak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogens%2C+Pests%2C+and+Economics+Drivers+of+Honey+Bee+Colony+Declines+and+Losses%5BTitle%5D)+AND+%22Ecohealth%22%5BJournal%5D)">Pathogens, Pests, and Economics Drivers of Honey Bee Colony Declines and Losses.</a> Ecohealth. 10, 434-445 (2014).</li>
<li>Mullin, C. A., Frazier, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+Levels+of+Miticides+and+Agrochemicals+in+North+American+Apiaries%3A+Implications+for+Honey+Bee+Health%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">High Levels of Miticides and Agrochemicals in North American Apiaries: Implications for Honey Bee Health.</a> PLoS ONE. 5 (3), (2010).</li>
<li>Li, Y., Kelley, R. A., Anderson, T. D., Lydy, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+comparison+of+two+multi-residue+methods+for+the+analysis+of+select+pesticides+in+honey+bees%2C+pollen%2C+and+wax+by+gas+chromatography+-+quadrupole+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Talanta%22%5BJournal%5D)">Development and comparison of two multi-residue methods for the analysis of select pesticides in honey bees, pollen, and wax by gas chromatography - quadrupole mass spectrometry.</a> Talanta. 140, 81-87 (2015).</li>
<li>Kakumanu, M. L., Reeves, A. M., Anderson, T. D., Rodrigues, R. R., Williams, M. A., Williams, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Honey+Bee+Gut+Microbiome+Is+Altered+by+In-Hive+Pesticide+Exposures%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Honey Bee Gut Microbiome Is Altered by In-Hive Pesticide Exposures.</a> Front Microbiol. 7, 1-11 (2016).</li>
<li>Katz, T. M., Miller, J. H., Hebert, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+repellents%3A+Historical+perspectives+and+new+developments%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Acad+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Insect repellents: Historical perspectives and new developments.</a> J Am Acad Dermatol. 58 (5), 865-871 (2008).</li>
<li>Dickens, J. C., Bohbot, J. D. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0048357513000308">Mini review: Mode of action of mosquito repellents.</a> Pestic Biochem Phys. 106 (3), 149-155 (2013).</li>
<li>Lawrence, K. L., Achee, N. L., Bernier, U. R., Mundal, K. D., Benante, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Field+Evaluations+of+Topical+Arthropod+Repellents+in+North%2C+Central%2C+and+South+America%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Field Evaluations of Topical Arthropod Repellents in North, Central, and South America.</a> J Med Entomol. 51 (5), 980-988 (2014).</li>
<li>Collins, A. M., Rubink, W. L., Cuadriello Aguilar,, I, J., Hellmich Ii,, L, R. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/jee/article-abstract/89/3/608/2216379/Use-of-Insect-Repellents-for-Dispersing-Defending">Use of insect repellents for dispersing defending honey bees (Hymenoptera Apidae).</a> J Econ Entomol. 89 (3), 608-613 (1996).</li>
<li>Brown, M., Hebert, A. A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9039177">Insect repellents: An overview.</a> J Am Acad Dermatol. 36 (2), 243-249 (1997).</li>
<li>Teeters, B. S., Johnson, R. M., Ellis, M. D., Siegfried, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+video-tracking+to+assess+sublethal+effects+of+pesticides+on+honey+bees+%28Apis+mellifera+L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Toxicol+Chem%22%5BJournal%5D)">Using video-tracking to assess sublethal effects of pesticides on honey bees (Apis mellifera L.).</a> Environ Toxicol Chem. 31 (6), 1349-1354 (2012).</li>
<li>Vallet, A., Cassier, P., Lensky, Y. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/002219109190076C">Ontogeny of the fine structure of the honeybee (Apis mellifera L.) workers and the pheromonal activity of 2-heptanone.</a> J Insect Physiol. 37 (11), 789-804 (1991).</li>
<li>Free, J. B., Ja Pickett,, Ferguson, aW., Simpkins, J. R., Smith, M. C. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/journal-of-agricultural-science/article/div-classtitlerepelling-foraging-honeybees-with-alarm-pheromonesdiv/FCF9E5141FBEC584DBD2650E62522846">Repelling foraging honeybees with alarm pheromones.</a> J Agr Sci. 105 (2), 255(1985).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ten protokół śledzenia wizualnego zapewnia proste podejście do filtrowania chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne w stosunkowo szybki i łatwy sposób. Nie ma zalecanych protokołów badań laboratoryjnych chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne. Poprzednie badania pół- i pełnopolowe dotyczyły środków odstraszających pszczoły miodne14,15; Jednak opisane protokoły są czasochłonne, pracochłonne i wymagają dodatkowych zasobów obiektowych poza ogó...

Europejska pszczoła miodna, Apis melliferaL., jest ważnym z ekonomicznego i rolniczego punktu widzenia owadem, który świadczy usługi zapylania o wartości ponad 200 miliardów dolarów na całym świecie1. W Stanach Zjednoczonych i Europie liczba kolonii pszczół miodnych spada. Stany Zjednoczone straciły ok. W latach 1947-2008 60% zarządzanych kolonii pszczół miodnych, podczas gdy Europa straciła ok. 27% w latach 1961-20072,3. Istnieje wiele czynników, które mogą być odpowiedzialne za zwiększoną liczbę strat w koloniach, w tym między innymi inwazje pasożytów, infekcje patogenami, praktyki pszczelarskie i stosowanie pestycydów2-4.
Pszczoły miodne mogą być narażone na działanie pestycydów dwoma głównymi drogami. Narażenie na pestycydy poza ulem może wystąpić, gdy żerujące osobniki wchodzą w kontakt z uprawami, które zostały spryskane chemikaliami w celu ochrony przed szkodnikami. Narażenie na pestycydy w ulu może wystąpić, gdy pszczelarze używają chemikaliów do zwalczania szkodników i patogenów w ulu, takich jak roztocza, bakterie i mikrosporydia4. Pozostałości pestycydów zostały zidentyfikowane w próbkach wosku, pyłku i pszczół miodnych z 24 pasiek w Stanach Zjednoczonych i Kanadzie5,6. Skutki kontaktu pestycydów z pszczołami miodnymi obejmują ostrą toksyczność, a także skutki subletalne, takie jak paraliż, dezorientacja oraz zmiany w zachowaniu i zdrowiu1,7. Ponieważ nowoczesne rolnictwo wymaga stosowania pestycydów w celu utrzymania wysokich plonów, te chemikalia będą nadal polegać w przyszłości2. Aby lepiej chronić pszczoły miodne przed narażeniem na pestycydy, istnieje potrzeba opracowania nowych protokołów i przepisów5. Jednym z możliwych podejść do ochrony jest stosowanie repelentów w celu zmniejszenia narażenia pszczół miodnych na pestycydy podczas poszukiwania pożywienia.
Środki odstraszające owady (IR) były zazwyczaj używane jako środki ochrony przed ugryzieniami przed wektorami chorób stawonogów8. Najczęściej używanym i odnoszącym sukcesy IR, opracowanym ponad 60 lat temu, jest DEET8,9. Jest uważany za złoty standard w testach odstraszających owady i jest używany przez Światową Organizację Zdrowia i Agencję Ochrony Środowiska jako pozytywna kontrola dla nowych badań przesiewowych repelentów10. Ponadto stwierdzono, że DEET rozprasza pszczoły miodne przed zagrożeniem dla ich kolonii11. Obecne atrybuty związane z osobistymi IR obejmują: (1) trwały efekt przeciwko szerokiej liczbie stawonogów; (2) nie działa drażniąco na użytkownika po nałożeniu na skórę lub ubranie; (3) bezwonny lub przyjemny zapach; (4) brak wpływu na ubranie; (5) brak tłustego wyglądu po nałożeniu na skórę i wytrzymywanie potu, mycia i wycierania przez użytkownika; (6) brak wpływu na powszechnie stosowane tworzywa sztuczne; oraz (7) stabilny chemicznie i przystępny cenowo do powszechnego użytku12. Repelent stosowany dla pszczół miodnych wymagałby tylko kilku z tych cech, takich jak trwałe efekty, brak podrażnienia dla aplikatorów, bezwonny lub przyjemny zapach, stabilny chemicznie i niedrogi do powszechnego stosowania oraz nietoksyczny dla pszczół miodnych. Jednak przed dogłębnym zbadaniem tych atrybutów potrzebna jest metoda badania przesiewowego związków pod kątem odstraszania/odstraszania w sposób wysokoprzepustowy. W tym miejscu opisujemy protokół testu laboratoryjnego w celu zbadania związków w celu odstraszenia pszczół miodnych, co jest ważnym krokiem w określaniu odstraszania. Poniższy protokół jest zmodyfikowany w stosunku do poprzedniego badania opisującego metodę śledzenia wizualnego w celu oceny subletalnego wpływu pestycydów na pszczoły miodne13. Protokół ten różni się jednak tym, że ma na celu pomiar działania potencjalnych repelentów, które mogą odstraszać pszczoły miodne od upraw poddanych działaniu pestycydów. Nie ma zalecanych protokołów badań laboratoryjnych chemicznych środków odstraszających pszczoły miodne, a zatem protokół ten zapewnia proste podejście do badań przesiewowych takich związków.

<table><tbody><tr><td>50 ml kolby Erlenmeyera</td><td>Kimax</td><td>26500-50</td><td>używana do robienia kostek cukru/agarozy</td></tr><tr><td>Cukier</td><td>Kroger</td><td></td><td>wystarczy każdy podobny produkt Woda</td></tr><tr><td></td><td></td><td>dejonizowana</td><td>nabyta we własnym zakresie</td></tr><tr><td>Agaroza</td><td>Apex</td><td>20-102</td><td>używana do robienia kostek cukru/agarozy</td></tr><tr><td>Forma do kostek agarozy (Weigh Boat)</td><td></td><td></td><td>wystarczy dowolna pleśń, która zapewni badaczowi kostkę cukru/agarozy o wymiarach 1,5 cm x 1,5 cm x 0,3 cm</td></tr>: <tr><td>EthoVision XT</td><td>Noldus</td><td></td><td>Oprogramowanie do śledzenia wizualnego</td></tr><tr><td>Diody LED 633 nm</td><td>Cyron</td><td>HTP904E</td><td>Światła te zostały umieszczone w skonstruowanym kasecie świetlnym, aby oświetlić areny od dołu. Pudełko było prostą drewnianą konstrukcją z matową osłoną z tworzywa sztucznego/pleksi, która pozwalała światłu rozpraszać się w górę bez oślepiania.</td></tr><tr><td>Laptop lub komputer</td><td>stacjonarny Dell</td><td>Inspiron One 2305</td><td>niezbędny do oprogramowania do śledzenia wideo. Wystarczy dowolne urządzenie komputerowe zdolne do uruchomienia oprogramowania do śledzenia wizualnego</td></tr><tr><td>Bee Keeping, odzież ochronna</td><td>Dadant & Sons Inc</td><td>V0126</td><td>wystarczy dowolny kaptur ochronny i kurtka narzędzie</td></tr><tr><td>Hive</td><td>Dadant & Sons Inc</td><td>M00757</td><td>służy do otwierania ula pszczół miodnych</td></tr><tr><td>Pojemnik dla pszczół</td><td></td><td></td> miodnych <td>wystarczy dowolny pojemnik odpowiedni do trzymania i przechowywania pszczół miodnych</td></tr><tr><td>Kleszcze do wagi piórkowej wąska końcówka</td><td>Bioquip</td><td>4748</td><td>służy do selekcji pojedynczych pszczół miodnych</td></tr><tr><td>9 cm (średnica) szalka Petriego</td><td>Fisher Scientific&nbsp;</td><td>S01778</td><td>arena używana do przechowywania pojedynczych pszczół miodnych podczas śledzenia wideo</td></tr><tr><td>Urządzenie rejestrujące (kamera)</td><td>Basler</td><td>acA-1300-60gm</td><td>wystarczy każde urządzenie, które może wyraźnie nagrać temat i przesłać plik do komputera</td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>Graphpad</td><td></td><td>wystarczy dowolny pakiet oprogramowania statystycznego</td></tr></tbody></table>

protokół śledzenia wideo w celu przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne

Video Tracking Protocol to Screen Deterrent Chemistries for Honey Bees

Europejska pszczoła miodna, Apis mellifera L., jest ważnym ekonomicznie i rolniczo zapylaczem, który generuje miliardy dolarów rocznie. Liczba kolonii pszczół miodnych spada w Stanach Zjednoczonych i wielu krajach europejskich od 1947 roku. Na ten spadek składa się wiele czynników, w tym niezamierzone narażenie pszczół miodnych na pestycydy. Rozwój nowych metod i przepisów jest uzasadniony w celu zmniejszenia narażenia na pestycydy na te zapylacze. Jednym ze sposobów jest stosowanie odstraszających środków chemicznych, które odstraszają pszczoły miodne od upraw niedawno poddanych działaniu pestycydów. W tym miejscu opisujemy protokół pozwalający dostrzec odstraszanie pszczół miodnych narażonych na działanie wybranych środków odstraszających. Zbieraczki pszczół miodnych są zbierane i głodzone przez noc w inkubatorze na 15 godzin przed badaniem. Pojedyncze pszczoły miodne umieszcza się na szalkach Petriego, które mają kostkę cukru i agarozy (zabieg kontrolny) lub kostkę cukrowo-agarozowo-złożoną (obróbka odstraszająca) umieszczoną w środku naczynia. Szalka Petriego służy jako arena, która jest umieszczona pod kamerą w lightboxie do rejestrowania aktywności lokomotorycznej pszczół miodnych za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo. W sumie analizowano 8 zabiegów kontrolnych i 8 odstraszających przez okres 10 minut, przy czym każdy zabieg został zduplikowany z nowymi pszczołami miodnymi. Tutaj pokazujemy, że pszczoły miodne są odstraszane od kostek cukru i agarozy za pomocą obróbki złożonej, podczas gdy pszczoły miodne są przyciągane do kostek cukrowo-agarozowych bez dodatku związku.

Opracowano protokół śledzenia wizualnego w celu zarejestrowania czasu, jaki pszczoły miodne spędziły w strefie docelowej z kostką z cukru i agarozy (grupa kontrolna) lub kostką z cukru, agarozy i związku chemicznego (grupa z repelentem). Zarejestrowany czas przeanalizowano przy użyciu programu statystycznego, a średni czas spędzony ± błąd standardowy w strefie docelowej przedstawiono na wykresie słupkowym. DEET, będący złotym standardem w testach repelentów i środków odstraszających owady...

Utrata kolonii pszczół miodnych stanowi wyzwanie dla służb zajmujących się zapylaniem upraw. Obecne praktyki ochrony owadów zapylających uzasadniają alternatywne podejście do minimalizacji kontaktu pszczół miodnych ze szkodliwymi pestycydami przy użyciu odstraszających środków chemicznych. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowe metody protokołu śledzenia wizualnego w celu odstraszania pszczół.

Protokół śledzenia wideo w celu przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne

The European honey bee, Apis mellifera L., is an economically and agriculturally important pollinator that generates billions of dollars annually. Honey ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest ocena chemicznych substancji odstraszających pszczoły miodne. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu entomologii, takie jak to, które związki chemiczne modyfikują zachowanie pszczół miodnych, oddalając je od źródła pożywienia. Główną zaletą tego protokołu jest zapewnienie prostego podejścia do przesiewowej oceny substancji odstraszających pszczoły miodne w sposób stosunkowo szybki i łatwy.Aby przygotować kostkę z cukru i agarozy dla grupy kontrolnej, wlej lekko schłodzony roztwór cukru i agarozy do formy z łódki wagowej. W przypadku grupy z repelentem, dodaj pożądaną ilość związku do lekko schłodzonego roztworu agarozy. W niniejszej demonstracji zastosowano końcowe stężenie 1% DEET.Zawirować kolbę, aby wymieszać związek, a następnie przelać roztwór do formy w postaci łódki wagowej. Po schłodzeniu kostek cukrowo-agarozowych wyjąć stwardniałe kostki z form i umieścić je w plastikowym pojemniku z nawilżonym ręcznikiem papierowym. Pojemniki należy umieścić w lodówce w celu przechowywania.W oprogramowaniu do śledzenia przejdź do ustawień eksperymentu w pasku eksploratora eksperymentów, który znajduje się po lewej stronie ekranu. Upewnij się, że wybrano odpowiednią kamerę i że nagranie wideo jest wycentrowane na arenach w szalkach Petriego. Jeśli nagranie wideo wymaga wycentrowania, przejdź do ustawień kamery, w sekcji sterowania obszarem zainteresowania, i wybierz opcje Center X oraz Center Y.W ustawieniach eksperymentu (experiment settings) zmień liczbę aren na 16. W sekcji śledzonych cech (tracked features) wybierz detekcję punktu centralnego (center point detection). Następnie wybierz ustawienia areny (arena settings), aby skonfigurować arenę wymaganą do przeprowadzenia analizy.Umieść 16 szalek Petriego w układzie cztery na cztery na blacie lightboxa umieszczonego pod kamerą. W ustawieniach areny (arena settings) użyj przycisku przechwytywania tła (grab background), znajdującego się w panelu narzędzi po prawej stronie, aby zrobić zdjęcie 16 szalek Petriego. Obraz ten posłuży jako szablon do skonfigurowania areny.Wybierz opcję tworzenia elipsy z paska narzędzi znajdującego się na górze ekranu ustawień areny i utwórz okrąg o średnicy odpowiadającej jednej z szalek Petriego na pobranym obrazie. Umieść marker areny jeden wewnątrz okręgu. Następnie wybierz grupę stref jeden, znajdującą się pod areną jeden w panelu narzędzi po prawej stronie.Wybierz narzędzie tworzenia prostokąta z paska narzędzi u góry ekranu. Za pomocą tego narzędzia utwórz kwadrat o wymiarach 30 na 30 pikseli. Następnie umieść go w środku koła utworzonego w poprzednim kroku.Wybierz opcję dodaj strefę z górnego paska narzędzi, a następnie kliknij w środku kwadratu. Przesuń strefę o jeden znacznik tak, aby znajdowała się w kwadracie. Następnie wybierz arenę jeden w panelu narzędzi po prawej stronie, a następnie kliknij duplikuj całą arenę.Z menu rozwijanego wybierz wszystkie pozostałe areny, a następnie kliknij OK. Przesuń zduplikowane konfiguracje aren do pozostałych szalek Petriego na przechwyconym obrazie. Następnie wybierz arenę pierwszą i zaznacz kalibrację skali na górnym pasku narzędzi. Narysuj linię kalibracyjną w poprzek średnicy szalki Petriego areny pierwszej.Zmień pomiar średnicy na 9 cm. Wybierz opcję walidacji ustawień areny w panelu narzędzi po prawej stronie. Następnie wybierz ustawienia detekcji na pasku sterowania po lewej stronie.Wybierz ustawienia detekcji jeden, a następnie wybierz skalę szarości w menu rozwijanym znajdującym się w pasku narzędzi po prawej stronie. W sekcji detekcji ustaw zakres od 0 do 83. Kliknij prawym przyciskiem myszy ustawienia detekcji i utwórz nowe ustawienia o nazwie Ustawienia Detekcji Dwa.Upewnij się, że skala szarości jest nadal zaznaczona, ale nie zmieniaj pozostałych parametrów. Wybierz listę prób w eksploratorze eksperymentów i kliknij „add variable” w górnym pasku narzędzi. Nazwij zdefiniowaną przez użytkownika zmienną jako Treatment.Wybierz pasek rozwijanej listy wartości predefined values w kolumnie user defined treatment i dodaj control oraz treatment jako wartości predefiniowane. Kliknij przycisk add trials znajdujący się na górnym pasku narzędzi i dodaj dwie próby. Następnie dla każdej areny wybierz, czy jest to arena kontrolna (control arena), czy arena badawcza (treatment arena).Następnie w panelu eksploratora eksperymentów wybierz profil danych. W kolumnie po lewej stronie wybierz czynnik „treatment”, znajdujący się pod nagłówkiem zdefiniowanych przez użytkownika zmiennych niezależnych. Spowoduje to dodanie pola filtra do obszaru z schematem blokowym.Wybierz C w oknie wyskakującym, a następnie umieść nowo utworzony filtr pomiędzy polem startowym a polem wyniku. Strzałki schematu blokowego powinny dostosować się tak, aby wskazywały od pola startowego do filtra, a następnie do pola wyniku. Powtórz ten krok, jednak tym razem wybierz T jako filtr, a następnie wybierz wynik w sekcji elementów wspólnych.Przenieś nowo utworzone bloki do obszaru schematu blokowego i połącz je strzałkami, a następnie zapisz plik. Uruchom program śledzenia wizualnego i otwórz zapisany plik eksperymentalny utworzony dla tego testu. Wybierz drugi zestaw ustawień detekcji.Następnie umieść kontrolne kostki z agarozy z cukrem w centrach ośmiu z 16 płytek Petriego. Powtórz tę procedurę z kostkami z agarozy z cukrem i związkiem w pozostałych ośmiu płytkach. Za pomocą pęsety wyjmij jedną pszczołę miodną z plastikowego pudełka i umieść ją w jednej z kontrolnych płytek Petriego.Powtórz ten krok dla pozostałych 15 szalek Petriego. Umieść wszystkie szalki na podświetlanym blacie. Oświetl blat od dołu za pomocą matrycy diod LED ustawionych na widmo czerwone i ustaw je tak, aby obszary detekcji areny pasowały do areny w każdej z szalek Petriego.Otocz cały pojemnik oraz kamerę czarną plastikową folią, aby wyeliminować światło zewnętrzne i zmniejszyć liczbę cieni wewnątrz aren. Po ustawieniu szalek Petri upewnij się, że wybrane są ustawienia detekcji nr 1. Na tym etapie oprogramowanie do śledzenia wizualnego powinno wykrywać wyłącznie pszczoły miodne znajdujące się w arenach w szalkach Petri.Następnie wybierz opcję akwizycji z eksploratora eksperymentów. Naciśnij zielony przycisk start trial w oknie wyskakującym sterowania akwizycją po prawej stronie, aby rozpocząć rejestrację. Przeprowadź analizę przez 10 minut, a następnie kliknij czerwony przycisk stop trial w oknie sterowania akwizycją, aby zatrzymać rejestrację.Przedstawiono tutaj reprezentatywne wyniki wpływu DEET na zachowanie żerowania poszczególnych pszczół miodnych. Osobniki eksponowane na kostki kontrolne spędziły w strefie żerowania średnio 343 sekundy, w porównaniu do 16 sekund w przypadku osobników eksponowanych na kostki z DEET. Tutaj zaprezentowano reprezentatywne wyniki wpływu dwóch różnych związków na zachowanie żerowania poszczególnych pszczół miodnych.Osobniki narażone na związek niedziałaący odstraszająco spędziły w strefie żerowania średnio 282 sekundy, w porównaniu do grupy kontrolnej, która spędziła tam około 352 sekundy. Narażenie na związek o działaniu odstraszającym skutkuje tym, że osobniki spędzają w strefie żerowania znacznie mniej czasu, około 23 sekundy, w porównaniu do grupy kontrolnej, która spędziła w tej strefie średnio 493 sekundy.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, procedura ta może zająć 20 minut. Podczas przeprowadzania tej procedury ważne jest, aby przygotować wszystko z wyprzedzeniem i poddać pszczoły miodne głodzeniu przez odpowiedni czas. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak określić wpływ związku wprowadzonego do źródła pokarmu na poszczególne pszczoły miodne przy użyciu oprogramowania do śledzenia wideo.Po wykonaniu tej procedury można zastosować inne metody, takie jak testy w polu bliskim i w terenie, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania dotyczące wpływu związku na poziomie kolonii. Po opracowaniu technika ta utorowała drogę badaczom z zakresu entomologii do eksploracji nowych substancji chemicznych i ich wpływu na zachowania żywieniowe pszczół miodnych. Należy pamiętać, że praca ze związkami chemicznymi może być niezwykle niebezpieczna, dlatego podczas wykonywania tej procedury zawsze należy przestrzegać środków ostrożności, takich jak stosowanie środków ochrony indywidualnej.

video-tracking-protocol-to-screen-deterrent-chemistries-for-honey-bees

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

W tym protokole pokazujemy, jak kondycjonować zaprzęgnięte pszczoły miodne do bodźców dotykowych i wprowadzamy technikę przechwytywania ruchu 2D do analizy kinematyki wzorca próbkowania anteny na małą skalę.

Kondycjonowanie dotykowe i analiza ruchu w strategiach pobierania próbek czułków u pszczół miodnych (Apis mellifera L.)

W tym protokole opisujemy dwie strategie, które jednocześnie tłumią dwa geny (podwójny knockdown genu) u pszczół miodnych. Następnie przedstawiamy, jak wykorzystać test odpowiedzi na rozszerzenie trąby (PER) do zbadania wpływu knockdownu podwójnego genu na percepcję smakową pszczoły miodnej.

Pomiar podwójnego knockdownu genu i percepcji smakowej za pośrednictwem RNAi u pszczół miodnych (Apis mellifera)

Protokół warunkowania Proboscis Extension Response (PER), opracowany dla pszczół miodnych (Apis mellifera), dostarcza ekologicznie istotnych i łatwo mierzalnych środków do badania kilku różnych mechanizmów uczenia się u wielu gatunków owadów.

Protokół odpowiedzi na wydłużenie trąby do badania plastyczności behawioralnej u owadów: zastosowanie do badań podstawowych, biomedycznych i rolniczych

Ten film opisuje Radio-Frequency Identification (RFID) i metody nagrywania wideo wrażliwe na ruch w celu monitorowania zachowań trzmieli.

Identyfikacja radiowa i wideo wrażliwe na ruch skutecznie automatyzują rejestrowanie nienagradzanych zachowań wybranych przez trzmiele

Zapobieganie kolonizacji budek lęgowych ptaków przez inwazyjne afrykańskie pszczoły miodne jest ważne dla działań ochronnych ptaków o ograniczonych miejscach gniazdowania. Zapewniamy zintegrowane podejście do ochrony przed szkodnikami, aby "odepchnąć" pszczoły od budek lęgowych za pomocą odstraszającego środka owadobójczego, permetryny, i "zwabić" je w kierunku pułapek roju z przynętą feromonową.

Protokół push-pull w celu ograniczenia kolonizacji budek lęgowych ptaków przez pszczoły miodne

Opisano nowy test behawioralny do badania krótkoterminowych reakcji smakowych swobodnie poruszających się trzmieli (Bombus terrestris) na składniki odżywcze i toksyny w roztworze.

Nowatorski test behawioralny do badania reakcji smakowych osobników, swobodnie poruszających się trzmieli (Bombus terrestris)

Tutaj opisujemy nasz szczegółowy protokół przygotowania jednokohortowych kolonii pszczół miodnych - użyteczne narzędzie do analizy fizjologii pracowników związanych z rolą. Opisujemy również szczegółowe protokoły leczenia pracowników hormonem juwenilnym i ekdyzonem, aby ocenić udział tych hormonów w regulacji zachowania i/lub fizjologii pracowników.

Przygotowanie kolonii jednokohortowych i leczenie hormonalne robotnic pszczół miodnych w celu analizy fizjologii związanej z rolą i/lub układem hormonalnym

Ten manuskrypt opisuje kilka protokołów podawania środków farmakologicznych pszczołom miodnym, w tym proste nieinwazyjne metody dla pszczół swobodnie latających, a także bardziej inwazyjne warianty, które pozwalają na precyzyjne, miejscowe leczenie krępowanych pszczół.

Neurofarmakologiczna manipulacja skrępowanych i swobodnie latających pszczół miodnych, Apis mellifera

Niniejszym przedstawiamy metodę karmienia skażoną pestycydami żywnością zarówno pojedynczej pszczoły miodnej, jak i kolonii ula. Procedura ocenia wpływ pestycydów na poszczególne pszczoły miodne poprzez dokarmianie in vivo podstawową dietą larw, a także na naturalny stan rodziny pszczelej.

Ocena wpływu chemikaliów środowiskowych na rozwój pszczół miodnych od poziomu osobnika do poziomu kolonii

Subletalne dawki pestycydów mogą wpływać na kolonie w sposób, który jest trudny do wykrycia przy użyciu tylko metod okresowych lub wizualnych. Podano metody pomiaru całkowitej masy dorosłych pszczół, czerwiu i zasobów pokarmowych poprzez ważenie uli i części ula, fotografowanie ramek i instalowanie czujników. Poruszana jest również kwestia analizy danych.

Monitorowanie wpływu narażenia na subletalne pestycydy na pszczoły miodne na poziomie kolonii

Ten protokół opisuje kroki korzystania z nowatorskiego oprogramowania, SwarmSight, do śledzenia klatka po klatce pozycji anteny owada i trąbki z konwencjonalnych kamer internetowych przy użyciu konwencjonalnych komputerów. Darmowe oprogramowanie typu open source przetwarza klatki około 120 razy szybciej niż ludzie i działa z dokładnością lepszą niż ludzka.

SwarmSight: Śledzenie w czasie rzeczywistym ruchów anteny owadów i odruchu wysuwania trąbki przy użyciu zwykłego preparatu i konwencjonalnego sprzętu

Poznaj metodę śledzenia wideo do przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne Apis mellifera. Protokół umożliwia szybką ocenę związków odpychających pszczoły od źródeł pokarmu.

Protokół śledzenia wideo w celu przesiewania środków chemicznych odstraszających pszczoły miodne

Przeglądaj więcej filmów