Name: Model zwyrodnienia krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Poznaj metodę indukcji zwyrodnienia krążka międzykręgowego u owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego. Model ten umożliwia badanie patofizjologii dyskopatii oraz testowanie terapii regeneracyjnych w badaniach nad kręgosłupem.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dr Chris Daly jest laureatem stypendium badawczego Fundacji Chirurgii im. Richarda Jepsona. Autorzy chcieliby podziękować dr Anne Gibbon, dr Dong Zhang i personelowi Monash Animal Services, Monash University za ich pomoc w chirurgii i opiece nad zwierzętami.

Protokół opisany w tym manuskrypcie jest zgodny z wytycznymi Etyki Zwierząt Uniwersytetu Monash. Zgoda na etykę zwierząt dla tego protokołu została udzielona przez Monash University Animal Ethics. Numer zatwierdzenia w zakresie etyki: MMCA/2014/55
1. Przygotowanie owiec
UWAGA: Wykorzystano owce w wieku od dwóch do czterech lat.
<ol>
	<li>Pościć owce przez 18 godzin przed znieczuleniem. Zapewnij zwierzętom dostęp do wody do 6-12 godzin przed operacją19.</li>
	<li>Uspokoić zwierzęta przez dożylne wstrzyknięcie chlorowodorku medetomidyny (0,015-0,020 mg/kg) w celu ułatwienia przeniesienia na salę operacyjną. 
	UWAGA: Chlorowodorek medetomidyny służy do zmniejszania stresu i pobudzenia zwierząt związanych z oddzieleniem od innych zwierząt w celu przeniesienia na salę operacyjną.</li>
	<li>Wstrzyknąć tiopenton (10-13 ml/kg) w celu indukcji znieczulenia po przybyciu na salę operacyjną.</li>
	<li>Profilaktyczne antybiotyki dożylne (amoksycylina 1 g dożylnie) należy podać profilaktycznie bezpośrednio po wstrzyknięciu tiopentonu.</li>
	<li>Zaintubuj owce za pomocą rurki dotchawiczej o rozmiarze 7,5-9 mm (średnica wewnętrzna)20.</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie za pomocą wziewnego izofluranu (2-3%) w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 2 l/min. Przymocuj pulsoksymetr do ucha owcy.</li>
	<li>Ściśle monitoruj parametry życiowe owiec (tętno, częstość oddechów i nasycenie tlenem za pomocą pulsoksymetru i obserwacji) oraz poziom świadomości. 
	UWAGA: Wskaźniki lekkiego znieczulenia, takie jak spontaniczne żucie, aktywna niedomykalność i spontaniczne ruchy, powinny spowodować wzrost poziomu znieczulenia. Znaki czerwonej flagi wskazujące na pilne złagodzenie znieczulenia obejmują upośledzenie oddechowe i ciężką bradykardię. Rotacja oka nie jest stałym wskaźnikiem głębokości znieczulenia u owcy19.</li>
</ol>
2. Poziom dysku i nacięcie
<ol>
	<li>Zbierz narzędzia chirurgiczne potrzebne do tego zabiegu: maszynki do strzyżenia weterynaryjnego, strzykawkę luer-lock 20 ml, igłę dożylną 21G, rękojeść skalpela #4, ostrza skalpela #22, kleszczyki do tkanek Gillies, zakrzywione nożyczki preparacyjne Metzenbaum, zwijacz Deaver, ostrze zwijacza Hohmann, wiertło punktowe Brad 3,5 mm, ogranicznik wiertła, wiertło, autoklawowalny worek weterynaryjny, uchwyt na igłę, wchłanialne syntetyczne nici 2-0, 3-0 wchłanialny syntetyczny pleciony szew i nożyczki do szwów Mayo.</li>
	<li>Przygotuj salę operacyjną. Wyczyść stół operacyjny i stojak na instrumenty 70% etanolem. Autoklaw wszystkie narzędzia chirurgiczne przed operacją. Wykonaj przedoperacyjną kontrolę anestezjologiczna</li>.
	<li>Umieść owce na stole operacyjnym w prawej pozycji bocznej.</li>
	<li>Za pomocą maszynki do strzyżenia elektronicznego ogol obszar zdefiniowany wyżej przez dolne żebra, niżej przez kość biodrową, przyśrodkowo przez przeciwległe wyrostki poprzeczne lędźwiowe i około 10 cm w bok od ipsilateralnych wyrostków lędźwiowych</li> poprzecznych.
	<li>Zbadaj palpacyjnie grzebień biodrowy, wyrostki poprzeczne lędźwiowe (L1-6) i kąt żebrowo-kręgowy dla punktów orientacyjnych dla miejsca nacięcia chirurgicznego. Zaznacz te punkty orientacyjne sterylnym długopisem.</li>
	<li>Przygotuj boczny brzuch, dezynfekując chlorheksydyną i antyseptycznym płynem do płukania z alkoholowo-jodkowym płynem.</li>
	<li>Przestrzegaj standardowych chirurgicznych technik aseptyki podczas całej operacji. Zespół chirurgiczny wykonuje peeling przed operacją. Umieść sterylną kwadratową zasłonę z okienkami na polu operacyjnym i dużą sterylną kwadratową zasłonę na stole nad głową.
	<ol>
		<li>Przed operacją wysterylizuj wszystkie przedmioty, które mają być używane w miejscu operacji. Monitoruj i utrzymuj sterylność pola operacyjnego przez cały czas trwania operacji. Upewnij się, że wszystkie przedmioty wprowadzane do sterylnego pola są sterylne i przenoszone w sterylny sposób.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj lupy chirurgicznej, powiększenia i reflektora, aby ułatwić wizualizację podczas zabiegu chirurgicznego.</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie za pomocą ostrza skalpela #22 przymocowanego do rękojeści skalpela #4 równolegle i 1 cm przed jednym do dwóch wyrostków poprzecznych odcinka lędźwiowego powyżej i poniżej poziomów krążka międzykręgowego. 
	UWAGA: Więcej informacji na temat planowania nacięć można znaleźć w dyskusji.</li>
	<li>Użyj diatermii monopolarnej, aby podzielić leżącą pod spodem tkankę podskórną i boczną stronę mięśni ściany brzucha; skieruj sekcję w kierunku końcówek wyrostków lędźwiowych poprzecznych powyżej i poniżej interesujących krążków międzykręgowych.</li>
	<li>Podziel powięź piersiowo-lędźwiową wzdłużnie w miejscu jej przyczepienia do wyrostków poprzecznych.</li>
	<li>Wizualizuj i zachowaj leżący pod spodem mięsień czworoboczny lędźwiowy, mięśnie lędźwiowe i przechodzące wiązki nerwowo-naczyniowe.</li>
	<li>Utrzymuj hemostazę przez procedurę za pomocą diatermii.</li>
	<li>Przeciągnij palce między płaszczyzną otrzewnej a tylną muskulaturą ściany brzucha na odsłoniętych poziomach krążka międzykręgowego, aby wykonać cyfrową sekcję.</li>
	<li>Cofnij mięśnie czworoboczne lędźwiowe i lędźwiowo-lędźwiowe tylno-boczne za pomocą retraktora Deavera, aby jeszcze bardziej odsłonić krążki międzykręgowe.</li>
	<li>Badanie palpacyjne dla wklęsłych trzonów międzykręgowych i wypukłych krążków międzykręgowych.</li>
	<li>Umieść zwijacze bezpośrednio nad talerzami i uważaj, aby naczynia lędźwiowe nie zostały uszkodzone.</li>
	<li>Korzystając z lupy chirurgicznej z reflektorem, zidentyfikuj naczynia lędźwiowe, które znajdują się około 1 cm ogonowo do dolnej płytki końcowej.</li>
	<li>Wykonaj śródoperacyjne boczne prześwietlenie rentgenowskie, aby potwierdzić poziom dysku. 21 
	Uwaga: Ustawienia radiogramu: 47kV; 4 mAs21</li>
	<li>W zależności od pożądanych poziomów dysku, odsłoń krążek międzykręgowy, oddzielając otaczające struktury i przyczepy, jak poniżej.
	<ol>
		<li>W przypadku poziomów L3/4 i wyższych odsuń na bok przyczepy mięśniowe nad dyskiem za pomocą cyfrowych sekcji.</li>
		<li>Dla poziomów L4/5 i niższych ostro podziel grubsze ścięgniste przyczepy mięśniowe na dysku za pomocą diatermii bipolarnej i nożyczek. 
		UWAGA: Dostęp do dysku L6/S1 może być trudny z powodu zablokowania przez grzebień biodrowy. Jeśli dostęp nie może być osiągnięty przez podejście boczne, można zastosować dostęp przedni.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Uszkodzenie wiertła
UWAGA: Planowanie przedoperacyjne obejmuje przydział poziomów urazu/leczenia i poziomów kontrolnych. Więcej informacji na temat przydzielania poziomów można znaleźć w dyskusji.
<ol>
	<li>Zdefiniuj punkt wejścia wiertła, obserwując lewe boczne i przednie końce krążka międzykręgowego. 
	UWAGA: Punkt wejścia znajduje się w środku tego lewego przednio-bocznego kwadrantu (zdefiniowanego przez przednie i boczne kończyny dysku). Wiertło jest wkładane w tym punkcie wejścia z trajektorią skierowaną w stronę środka krążków międzykręgowych i skierowaną lekko czaszkowo do prostopadłej.</li>
	<li>Zamontuj wiertło z końcówką Brad point w wiertarce. Upewnij się, że średnica wiertła jest nieco mniejsza niż wysokość krążka międzykręgowego, tj. ~3.5 mm dla lędźwiowej krążka międzykręgowego u owiec o wadze 60-70 kg.
	<ol>
		<li>Zastosuj ogranicznik wiertła, aby zapewnić niezabezpieczoną długość wiertła wynoszącą około połowy średnicy lędźwiowej krążka międzykręgowego, tj. ~12 mm dla lędźwiowych krążków międzykręgowych u owiec o wadze 60-70 kg.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przyłóż wiertło do punktu wejścia i skieruj je po trajektorii lekko czaszkowej do środka krążka międzykręgowego. Niewielkie kątowanie czaszki ma na celu zminimalizowanie ryzyka uszkodzenia płytki końcowej.</li>
	<li>Powoli wsuń wiertło do krążka międzykręgowego, gdy wiertło jest na małej mocy przez 1 s. Dostosuj trajektorię w lekki sposób czaszkowy lub ogonowy, jeśli napotkasz nadmierny opór 
	UWAGA: Taki nadmierny opór prawdopodobnie wskazuje na kontakt z płytą końcową.</li>
</ol>
4. Zamknięcie
<ol>
	<li>Po osiągnięciu hemostazy należy przepłukać ranę roztworem Ringera.</li>
	<li>Wykonaj zamknięcie warstwowe, najlepiej za pomocą wchłanialnych syntetycznych szwów plecionych 2-0 do tkanek bocznej ściany brzucha i ciągłego 3-0 niebarwionego wchłanialnego syntetycznego plecionego szwu podskórnego do skóry.</li>
</ol>
5. Postępowanie pooperacyjne
<ol>
	<li>Umieścić plaster transdermalny z fentanylem (75 μg/h) w okolicy pachwinowej w celu znieczulenia pooperacyjnego na 3 dni.</li>
	<li>Dodatkowo należy zastosować dożylnie buprenorfinę (0,005-0,01 mg/kg) w celu uzupełnienia analgezji, jeśli jest to konieczne.</li>
	<li>Zaprzestać wziewnego środka znieczulającego. Kiedy wystąpi spontaniczne oddychanie, usuń rurkę dotchawiczą.</li>
	<li>Pozwolić zwierzęciu dojść do siebie w klatce trzymającej pod stałą obserwacją. 
	UWAGA: Zwierzę nie powinno być pozostawiane bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby zachować pozycję leżącą w mostku.</li>
	<li>Gdy zwierzę jest w pełni przytomne i stoi, ponownie wprowadź jedzenie i wodę. Po całkowitym wyzdrowieniu zwierzę należy zwrócić do jego placówki operacyjnej, w którym trzyma kojec z innymi zwierzętami.</li>
	<li>Uważnie monitorować przez 24 godziny i kontynuować obserwację przez tydzień. Monitoruj pod kątem objawów bólu lub stresu pooperacyjnego. 
	UWAGA: Pooperacyjny transdermalny plaster z fentanylem stosowany przez trzy dni powinien zapewnić wystarczającą analgezję. Dodatkowe wymagania dotyczące środków przeciwbólowych powinny skłonić do oceny zwierząt.</li>
	<li>Karmić owce normalnie i pozwalać im na wykonywanie normalnych czynności bez ograniczeń. Obserwuj owce pod kątem jakichkolwiek oznak deficytu neurologicznego, takich jak kulawizna. 
	UWAGA: Ubytek krążka międzykręgowego spowodowany urazem wiertła znajduje się po przednio-bocznej stronie dysku, a głębokość urazu jest ograniczona przez ogranicznik wiertła do środkowego jądra. Ponieważ elementy nerwowe znajdują się z tyłu/tylno-bocznie w stosunku do krążka międzykręgowego, ryzyko upośledzenia neuronów wtórnego do objawowego jądra miażdżystego jest znikome. Ta anatomiczna charakterystyka modelu wyklucza zastosowanie badania neurologicznego w celu rozróżnienia zwyrodnienia krążka międzykręgowego z przepukliną jądra miażdżystego i bez niej.</li>
	<li>Zwróć owce na farmę uniwersytecką, aby czekały na eutanazję i sekcję zwłok pod koniec okresu eksperymentalnego.</li>
</ol>
6. Eutanazja
<ol>
	<li>Przeprowadzić eutanazję owiec w odpowiednim odstępie czasu po urazie krążka międzykręgowego wiertłem.</li>
	<li>Wstrzyknąć dożylnie pentobarbiton sodu (>100 mg/kg) do eutanazji.</li>
</ol>

<ol><li>Hoy, D., March, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+global+burden+of+low+back+pain%3A+estimates+from+the+Global+Burden+of+Disease+2010+study%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Rheum+Dis%22%5BJournal%5D)">The global burden of low back pain: estimates from the Global Burden of Disease 2010 study.</a> Ann Rheum Dis. 73 (6), 968-974 (2014).</li>
<li>Luoma, K., Riihimäki, H., Luukkonen, R., Raininko, R., Viikari-Juntura, E., Lammine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+back+pain+in+relation+to+lumbar+disc+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Low back pain in relation to lumbar disc degeneration.</a> Spine. 25 (4), 487-492 (2000).</li>
<li>Daly, C., Ghosh, P., Jenkin, G., Oehme, D., Goldschlager, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Review+of+Animal+Models+of+Intervertebral+Disc+Degeneration%3A+Pathophysiology%2C+Regeneration%2C+and+Translation+to+the+Clinic%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">A Review of Animal Models of Intervertebral Disc Degeneration: Pathophysiology, Regeneration, and Translation to the Clinic.</a> BioMed Res Int. 2016 (3), 5952165(2016).</li>
<li>Sahlman, J., Inkinen, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Premature+vertebral+endplate+ossification+and+mild+disc+degeneration+in+mice+after+inactivation+of+one+allele+belonging+to+the+Col2a1+gene+for+Type+II+collagen%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Premature vertebral endplate ossification and mild disc degeneration in mice after inactivation of one allele belonging to the Col2a1 gene for Type II collagen.</a> Spine. 26 (23), 2558-2565 (2001).</li>
<li>Melrose, J., Taylor, T., Ghosh, P., Holbert, C. <a target="_blank" href="http://journals.lww.com/spinejournal/Abstract/1996/01010/Intervertebral_Disc_Reconstitution_After.2.aspx">Intervertebral disc reconstitution after chemonucleolysis with chymopapain is dependent on dosage: An experimental study in beagle dogs.</a> Spine. 21 (1), (1996).</li>
<li>Oehme, D., Goldschlager, T., Shimon, S., Wu, J. <a target="_blank" href="https://www.omicsonline.org/open-access/radiological-morphological-histological-and-biochemical-changes-oflumbar-discs-in-an-animal-model-of-disc-degeneration-suitable-forevaluating-the-potential-regenerative-capacity-of-novel-biological-agents-2157-7552-1000153.php?aid=59245">Radiological, Morphological, Histological and Biochemical Changes of Lumbar Discs in an Animal Model of Disc Degeneration Suitable for Evaluating the potential regenerative capacity of novel biological agents.</a> J Tiss Sci Eng. , (2015).</li>
<li>Platenberg, R. C., Hubbard, G. B., Ehler, W. J., Hixson, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+disc+degeneration+in+the+baboon+model%3A+magnetic+resonance+imaging+and+histopathologic+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Primatol%22%5BJournal%5D)">Spontaneous disc degeneration in the baboon model: magnetic resonance imaging and histopathologic correlation.</a> J Med Primatol. 30 (5), 268-272 (2001).</li>
<li>Iatridis, J. C., Mente, P. L., Stokes, I. A. F., Aronsson, D. D., Alini, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compression-Induced+Changes+in+Intervertebral+Disc+Properties+in+a+Rat+Tail+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Compression-Induced Changes in Intervertebral Disc Properties in a Rat Tail Model.</a> Spine. 24 (10), 996(1999).</li>
<li>Silberberg, R., Aufdermaur, M., Adler, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degeneration+of+the+intervertebral+disks+and+spondylosis+in+aging+sand+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Pathol+Lab+Med%22%5BJournal%5D)">Degeneration of the intervertebral disks and spondylosis in aging sand rats.</a> Arch Pathol Lab Med. 103 (5), 231-235 (1979).</li>
<li>Alini, M., Eisenstein, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+animal+models+useful+for+studying+human+disc+disorders%2Fdegeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Spine+J%22%5BJournal%5D)">Are animal models useful for studying human disc disorders/degeneration.</a> Eur Spine J. 17 (1), 2-19 (2007).</li>
<li>Lauerman, W. C., Platenberg, R. C., Cain, J. E., Deeney, V. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+disk+degeneration%3A+preliminary+report+of+a+naturally+occurring+baboon+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Spinal+Disord%22%5BJournal%5D)">Age-related disk degeneration: preliminary report of a naturally occurring baboon model.</a> J Spinal Disord. 5 (2), 170-174 (1992).</li>
<li>Platenberg, R. C., Hubbard, G. B., Ehler, W. J., Hixson, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+disc+degeneration+in+the+baboon+model%3A+magnetic+resonance+imaging+and+histopathologic+correlation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Primatol%22%5BJournal%5D)">Spontaneous disc degeneration in the baboon model: magnetic resonance imaging and histopathologic correlation.</a> J Med Primatol. 30 (5), 268-272 (2001).</li>
<li>Nuckley, D. J., Kramer, P. A., Del Rosario,, Fabro, A., Baran, N., S,, Ching, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intervertebral+disc+degeneration+in+a+naturally+occurring+primate+model%3A+radiographic+and+biomechanical+evidence%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Intervertebral disc degeneration in a naturally occurring primate model: radiographic and biomechanical evidence.</a> J Orthop Res. 26 (9), 1283-1288 (2008).</li>
<li>Wilke, H. J., Kettler, A., Claes, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+sheep+spines+a+valid+biomechanical+model+for+human+spines%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Are sheep spines a valid biomechanical model for human spines.</a> Spine. 22 (20), 2365-2374 (1997).</li>
<li>Sheng, S. -R., Wang, X. -Y., Xu, H. -Z., Zhu, G. -Q., Zhou, Y. -F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+of+large+animal+spines+and+its+comparison+to+the+human+spine%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Spine+J%22%5BJournal%5D)">Anatomy of large animal spines and its comparison to the human spine: a systematic review.</a> Eur Spine J. 19 (1), 46-56 (2010).</li>
<li>Oehme, D., Goldschlager, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+surgical+approach+to+lumbar+intervertebral+discs+in+an+ovine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+World+J%22%5BJournal%5D)">Lateral surgical approach to lumbar intervertebral discs in an ovine model.</a> Scientific World J. 2012 (8), 873726(2012).</li>
<li>Youssef, J. A., McAfee, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+surgery%3A+lateral+approach+interbody+fusion%3A+results+and+review%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive surgery: lateral approach interbody fusion: results and review.</a> Spine. 35 (Suppl 26), S302-S311 (2010).</li>
<li>Zhang, Y., Drapeau, S., An, H. S., Markova, D., Lenart, B. A., Anderson, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+features+of+the+degenerating+intervertebral+disc+in+a+goat+disc-injury+model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model.</a> Spine. 36 (19), 1519-1527 (2011).</li>
<li>White, K., Taylor, P. <a target="_blank" href="http://inpractice.bmj.com/content/22/3/126.short">Anaesthesia in sheep.</a> In Practice. 22 (3), 126-135 (2000).</li>
<li>Dart, C. Suggestions for Anaesthesia & Analgesia in Sheep. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.nslhd.health.nsw.gov.au/AboutUs/Research/Office/Documents/ACEC_Guideline_Anaesthesia_Analgesia_Sheep.pdf">http://www.nslhd.health.nsw.gov.au/AboutUs/Research/Office/Documents/ACEC_Guideline_Anaesthesia_Analgesia_Sheep.pdf</a> (2005).</li>
<li>Kandziora, F., Pflugmacher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+between+sheep+and+human+cervical+spines%3A+an+anatomic%2C+radiographic%2C+bone+mineral+density%2C+and+biomechanical+study%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Comparison between sheep and human cervical spines: an anatomic, radiographic, bone mineral density, and biomechanical study.</a> Spine. 26 (9), 1028-1037 (2001).</li>
<li>Oehme, D., Ghosh, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+progenitor+cells+combined+with+pentosan+polysulfate+mediating+disc+regeneration+at+the+time+of+microdiscectomy%3A+a+preliminary+study+in+an+ovine+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg+Spine%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal progenitor cells combined with pentosan polysulfate mediating disc regeneration at the time of microdiscectomy: a preliminary study in an ovine model.</a> J Neurosurg Spine. 20 (6), 657-669 (2014).</li>
<li>Hunter, C. J., Matyas, J. R., Duncan, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytomorphology+of+notochordal+and+chondrocytic+cells+from+the+nucleus+pulposus%3A+a+species+comparison%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">Cytomorphology of notochordal and chondrocytic cells from the nucleus pulposus: a species comparison.</a> J Anat. 205 (5), 357-362 (2004).</li>
<li>Hoogendoorn, R. J., Helder, M. N., Smit, T. H., Wuisman, P. <a target="_blank" href="http://www.ecmjournal.org/journal/supplements/vol010supp03/pdf/vol010supp03a59.pdf">Notochordal cells in mature caprine intervertebral discs.</a> Eur Cells Mater. 10 (Suppl 3), (2005).</li>
<li>Pohlmeyer, K. <a target="_blank" href="https://books.google.com/books/about/Zur_vergleichenden_Anatomie_von_Damtier.html?id=reJFAAAAYAAJ">Zur vergleichenden Anatomie von Damtier, Schaf und Ziege: Osteologie und postnatale Osteogenese</a>. , (1985).</li>
<li>Pfirrmann, C. W., Metzdorf, A., Zanetti, M., Hodler, J., Boos, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+classification+of+lumbar+intervertebral+disc+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance classification of lumbar intervertebral disc degeneration.</a> Spine. 26 (17), 1873-1878 (2001).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych do ujawnienia.

To minimalnie inwazyjne podejście dostępu bocznego jest skuteczne i bezpieczne, ponieważ w tej serii nie obserwuje się przepuklin pooperacyjnych, rozejścia się ran brzusznych ani infekcji. Zastosowanie modelu uszkodzenia krążka międzykręgowego wiertłem z ogranicznikiem głębokości zapewnia powtarzalną metodę wywoływania spójnego uszkodzenia krążka międzykręgowego o znanym wymiarze (tj. w tym badaniu urazu o średnicy 3,5 mm x głębokości 12 mm). Z naszego doświadczenia wynika, że metoda ta powoduje mniej poważny st...

Ból dolnej części pleców jest główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie1. Ból dyskogenny związany ze zwyrodnieniem krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym jest uważany za istotny czynnik przyczyniający się do bólu dolnej części pleców2. Istnieje coraz większe zapotrzebowanie na wiarygodne modele zwierzęce choroby krążka międzykręgowego w celu poszerzenia wiedzy na temat procesu zwyrodnieniowego i zbadania potencjalnych terapii.
Istnieje wiele zwierzęcych modeli zwyrodnienia krążka międzykręgowego3. Modele zwierzęce używane w badaniach nad chorobą zwyrodnieniową dysku różnią się wielkością, od myszy4, po większe ssaki, takie jak dogs5, sheep6 i naczelne7. Metody stosowane do wywoływania zwyrodnienia krążka międzykręgowego można ogólnie podzielić na kategorie mechaniczne (np. kompresja krążka międzykręgowego8 lub uraz chirurgiczny6), chemiczne (np. nukleoliza chemiczna5) lub, rzadziej, spontaniczne zwyrodnienie (np. szczur piaskowy9).
Biorąc pod uwagę złożoność ludzkiego zwyrodnienia krążka międzykręgowego, nie istnieje idealny model zwierzęcy. Zidentyfikowano jednak ważne kwestie związane z wyborem odpowiedniego modelu zwierzęcego, który będzie ściśle naśladował ten stan3. Do takich rozważań należą: brak komórek struny grzbietowej (prymitywne komórki z możliwą funkcją komórki progenitorowej10 nieobecne w dorosłym jądrze miażdżystym u ludzi, owiec, kóz i psów chondrodystroficznych, ale obecne u większości ssaków), podobieństwa w wielkości krążka międzykręgowego zwierząt i międzykręgowców w stosunku do ludzi, porównywalne siły biomechaniczne do stanu klinicznego, względy mechanistyczne i etyczne3.
Naczelne inne niż ludzie spełniają wiele z powyższych kryteriów. Opisano modele pawianów i makaków z samoistnym zwyrodnieniem krążka międzykręgowego11,12,13. Oba gatunki spędzają dużo czasu w pozycji wyprostowanej lub półwyprostowanej – co jest wyraźną przewagą w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi. Jednak względy etyczne i praktyczne (np. wydatki, warunki mieszkaniowe, opóźniony początek samoistnej degeneracji) ograniczają ich stosowanie w wielu instytucjach.
Kręgosłup owczy to sprawdzony model zwyrodnienia krążka międzykręgowego, z zaletami, w tym komórkowym, biomechanicznym i anatomicznym podobieństwem do ludzkiego kręgosłupa10,14,15. Pomimo czworonożnej postury owiec, lędźwiowy krążek międzykręgowy owiec jest narażony na podobne obciążenia jak ludzki dysk14. Model owczy jest również szerzej akceptowany, z perspektywy etycznej, niż modele naczelnych innych niż ludzie. Opisano różne metody inicjowania procesu zwyrodnieniowego, z których wiele wymaga bezpośredniego dostępu do krążka międzykręgowego. Ze względu na zakończenie rdzenia kręgowego w okolicy krzyżowej i kostnienie więzadła podłużnego tylnego w odcinku lędźwiowym kręgosłupa owcy, tylne podejścia do krążka międzykręgowego są technicznie trudne i rzadziej stosowane w owczarni16. Tradycyjne drogi dostępu do odcinka lędźwiowego kręgosłupa owcy, tj. przez podejście przednie lub przednio-boczne, wymagają dużych nacięć brzucha, są obarczone ryzykiem przepukliny oraz uszkodzenia wewnętrznych wnętrzności i struktur nerwowo-naczyniowych16. Zastosowanie stosunkowo małego bocznego nacięcia z dala od zależnych obszarów brzucha może zmniejszyć takie ryzyko17.
Prezentujemy model zwyrodnieniowej choroby krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego u owiec za pomocą uszkodzenia wiertłem wykonanego za pomocą minimalnie inwazyjnego podejścia bocznego i zainspirowany pracą Zhang et. al18. Celem tego protokołu jest umożliwienie wiarygodnego modelu urazu dysku lędźwiowego, który jest łatwo powtarzalny, powoduje stały uraz oraz jest bezpieczny i dobrze tolerowany. Podejście to jest dobrze odpowiednie dla badaczy dążących do wywołania łagodniejszego stopnia zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym niż obserwowany przy tradycyjnym pierścieniu chirurgicznym (dane niepublikowane) do badania zwyrodnienia krążka międzykręgowego lub terapii regeneracyjnych. Wyniki te zostaną opisane w publikacji, która ukaże się w przyszłości.

<table><tbody><tr><td>Chlorowodorek medetomidyny (10 ml do wstrzykiwań)</td><td>Therapon/Zoetis</td><td>PFIDOM10</td><td>Wielu dostawców: Zoetis/Ilium</td></tr><tr><td>Thiopentone</td><td>Troy</td><td>Triothiopentone</td><td>Wielu dostawców: Neon Laboratories, Jagsonphal Pharmaceuticals</td></tr><tr><td>Izofluran (2 - 3 % tlenu)</td><td>Baxter</td><td>AHN3636</td><td>Wielu dostawców: Baxter/VetOne</td></tr><tr><td>Amoksycylina podawana pozajelitowo</td><td>GlaxoSmithKline</td><td>JO1CA04</td><td>Wielu dostawców: GlaxoSmithKline/Merck</td></tr><tr><td>Bupivacaine (0,5% do wstrzykiwań 20 ml)</td><td>Pfizer</td><td>005BUP001</td><td>Wielu dostawców: Pfizer/AstraZeneca</td></tr><tr><td>PVD Jodine Solution</td><td>Jurox</td><td>61330</td><td>Wielu dostawców: Jurox/Orion</td></tr><tr><td>Chlorheksydyna 5% w/v</td><td>Jurox</td><td>Chlorhex C 5L (SCRUB)</td><td>Wielu dostawców: Jurox/Pfizer</td></tr><tr><td>Transdermalny plaster Fental (75 &mu; g/h)</td><td>Janssen-Cilag</td><td>S8-Dur7.5</td><td>Wielu dostawców: Sandoz</td></tr><tr><td>Buprenorphine iv</td><td>Jurox</td><td>504410</td><td>Wielu dostawców: LGM Pharma</td></tr><tr><td>Atipamezole (Antisedan 0,06 mg/kg - 0,08 mg/kg)</td><td>Zoetis</td><td>PFIANT10</td><td>Wielu dostawców:</td></tr><tr><td>Ilium Oster Golden A5 2-biegowe maszynki do strzyżenia</td><td>Oster</td><td>078005-140-003</td><td>Oster</td></tr><tr><td>20 ml strzykawka typu luer lock</td><td>Terumo</td><td>6SS+20L</td><td>Wielu dostawców: Medshop Australia/Terumo</td></tr><tr><td>21 G IV igła</td><td>Terumo</td><td>SG3-1225</td><td>Wielu dostawców: Medshop Australia/Terumo</td></tr><tr><td>#4 uchwyt skalpela</td><td>Austvet</td><td>AD010/04</td><td>Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments</td></tr><tr><td>#22 skalpel baldes</td><td>Austvet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gillies kleszczyki do tkanek</td><td>Austvet</td><td>AB430/15</td><td>Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments</td></tr><tr><td>Zakrzywione nożyczki preparacyjne Metzenbaum</td><td>Austvet</td><td>AC101/14</td><td>Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments</td></tr><tr><td>Deaver retraktor</td><td>Instrumenty chirurgiczne</td><td>23.75.03</td><td>Wielu dostawców: Instrument chirurgiczny/Austvet</td></tr><tr><td>Hohmann retraktor</td><td>Austvet</td><td>KA173/35</td><td>Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments</td></tr><tr><td>Nożyczki do szwów Mayo</td><td>Austvet</td><td>AC911/14</td><td>Wielu dostawców: Austvet/SurgicalInstruments</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły 14 cm&nbsp;</td><td>EliteMedical</td><td>18-1030</td><td>Wielu dostawców:</td></tr><tr><td>Wiertarka Brad-Point 3,5 mm</td> EliteMedical/Austvet CMT <td>Carbatec</td><td>516-035-51</td><td>Wielu dostawców: Southeast Tool/Carbatec</td></tr><tr><td>Drill Stop 4 mm</td><td>20121600Magazyn wierteł</td><td></td> Wielu <td>dostawców: Amazon</td></tr><tr><td>Akumulatorowa wiertarko-wkrętarka kątowa Bosch 10,8 V</td><td>Get Tools Direct</td><td>GWB10.8V-LIBB</td><td>Wielu dostawców:Bunnings/Get Tools Bezpośredni</td></tr><tr><td>autoklawowalny worek weterynaryjny</td><td>AustVet</td><td>DRA043-AV</td><td></td></tr><tr><td>Wchłanialne syntetyczne nici plecione AustVet 2-0</td><td>Ethicon</td><td>VCP335H</td><td></td></tr><tr><td>Wchłanialne syntetyczne nici plecione Ethicon 3-0</td><td>Ethicon</td><td>VCP232H</td><td>Ethicon</td></tr><tr><td>Siemens 3 Tesla Skyra Widebore MRI</td><td>Siemens</td><td>N/A</td><td>Siemens</td></tr><tr><td>9.4 Tesla Agilent (Varian) MRI</td><td>Agilent Technologies</td><td>N/A</td><td>Agilent Technologies</td></tr><tr><td>Atomscope HF 200 A Radiogaph</td><td>Radlink</td><td>330003A</td><td>Wielu dostawców: Radlink/DLC Australia</td></tr><tr><td>Weterynaryjny pulsoksymetr</td><td>DLC&nbsp;</td><td>192500A</td><td>Wielu dostawców: DLC Australi Pty Ltd/AustVet</td></tr></tbody></table>

model zwyrodnienia krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego

Ovine Lumbar Intervertebral Disc Degeneration Model Utilizing a Lateral Retroperitoneal Drill Bit Injury

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do rozwoju bólu pleców i główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie. Opracowano liczne modele zwierzęce zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Idealny model zwierzęcy powinien ściśle naśladować ludzki krążek międzykręgowy pod względem morfologii, właściwości biomechanicznych i braku komórek struny grzbietowej. Model krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec spełnia te kryteria. Przedstawiamy owczy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego z wykorzystaniem urazu wiertła przez boczny dostęp zaotrzewnowy. Dostęp boczny znacznie zmniejsza nacięcie i potencjalną chorobowość związaną z tradycyjnym przednim dostępem do kręgosłupa owcy. Wykorzystanie metody urazu wiertłem daje możliwość wytworzenia spójnego i powtarzalnego urazu o precyzyjnych wymiarach, który inicjuje stały stopień zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Ogniskowy charakter ubytku pierścienia i jądra miażdżystego bardziej naśladuje stan kliniczny ogniskowej przepukliny krążka międzykręgowego. Owce szybko wracają do zdrowia po tej procedurze i są zazwyczaj mobilne i jedzą w ciągu godziny. Dochodzi do zwyrodnienia krążka międzykręgowego, a owce poddawane są sekcji zwłok i dalszej analizie w okresach od ośmiu tygodni. Uważamy, że model uszkodzenia krążka międzykręgowego za pomocą wiertła ma przewagę nad bardziej konwencjonalnymi modelami urazów pierścieniowych.

Przed operacją owce poddano badaniu rezonansem magnetycznym (MRI) 3T w celu oceny morfologii oraz stopnia degeneracji krążków międzykręgowych. Wykonano dodatkowe śródoperacyjne zdjęcia rentgenowskie w projekcji bocznej w celu potwierdzenia poziomu krążka międzykręgowego oraz obliczenia wskaźnika wysokości krążka. Przedoperacyjny przekrój w płaszczyźnie strzałkowej z badania MRI 3T oraz śródoperacyjny obraz rentgenowski przedstawiono w Rysunek 1.
<p class="jove_content...

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego jest znaczącym czynnikiem przyczyniającym się do bólu pleców i główną przyczyną niepełnosprawności na całym świecie. Istnieje wiele zwierzęcych modeli zwyrodnienia krążka międzykręgowego. Demonstrujemy owczy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego, wykorzystując wiertło, które osiąga stały uraz dysku i powtarzalny poziom zwyrodnienia dysku.

Model zwyrodnienia krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego

Intervertebral disc degeneration is a significant contributor to the development of back pain and the leading cause of disability worldwide. Numerous ...

Ogólnym celem tej metody uszkodzenia krążka międzykręgowego za pomocą wiertła przy zastosowaniu bocznego dostępu do przestrzeni zaotrzewnowej jest stworzenie bezpiecznego, spójnego i powtarzalnego owczego modelu degeneracji krążków międzykręgowych. Ten owczy model degeneracji krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie translacyjnych badań nad kręgosłupem, dostarczając kolejnej metody badania patologii lub fizjologii degeneracji krążka oraz umożliwiając potencjalne badanie terapii regeneracyjnych. Główną zaletą tego podejścia jest to, że pozwala ono na spójne wywołanie urazu chirurgicznego poprzez bezpieczny dostęp operacyjny w odpowiednim modelu zwierzęcym.Po znieczuleniu i intubacji owcy oraz przygotowaniu sali operacyjnej zgodnie z protokołem tekstowym, umieść zwierzę na stole operacyjnym w pozycji bocznej prawej. Za pomocą elektronicznej maszynki do strzyżenia ogol obszar ograniczony górnie przez dolne żebra, dolnie przez kość biodrową, przyśrodkowo przez przeciwstronne wyrostki poprzeczne kręgów lędźwiowych i około 10 centymetrów bocznie od jednostronnych wyrostków poprzecznych kręgów lędźwiowych. Palpuj grzebień kości biodrowej, wyrostki poprzeczne kręgów lędźwiowych oraz kąt żebrowy, aby wyznaczyć punkty orientacyjne dla miejsca tego nacięcia chirurgicznego.Następnie należy zaznaczyć te punkty orientacyjne za pomocą sterylnego pisaka. Kolejno, przy użyciu chlorheksydyny oraz jodowego antyseptyka alkoholowego, odkaź lędźwiowy obszar brzucha. Następnie rozłóż sterylną okienkowaną draperię kwadratową nad polem operacyjnym, a na stole nad głową rozłóż dużą sterylną draperię kwadratową, na której należy umieścić sterylne instrumenty.Pod powiększeniem lup chirurgicznych i przy użyciu lampy czołowej wstrzyknij znieczulenie miejscowe, a następnie użyj ostrza skalpela nr 22 zamocowanego do rączki skalpela nr 4, aby wykonać nacięcie wzdłużne równolegle do wyrostków poprzecznych kręgów lędźwiowych, jeden centymetr przed nimi, obejmując jeden do dwóch wyrostków powyżej i poniżej poziomów krążków międzykręgowych będących przedmiotem zainteresowania. Za pomocą diatermii monopolarnej rozdziel leżącą poniżej tkankę podskórną oraz boczną część mięśni ściany brzucha. Kieruj preparację w stronę wierzchołków wyrostków poprzecznych kręgów lędźwiowych, powyżej i poniżej badanych krążków międzykręgowych.Następnie należy rozdzielić powięź piersiowo-lędźwiową wzdłużnie w miejscu jej przyczepu do wyrostków poprzecznych. Należy zlokalizować i oszczędzić leżący poniżej mięsień czworoboczny lędźwi, mięśnie płaszczowate oraz przechodzące pakiety naczyniowo-nerwowe. Podczas całego zabiegu należy utrzymywać hemostazę przy użyciu diatermii.Przesuwaj palcami w przestrzeni między płaszczyzną otrzewnej a mięśniami tylnej ściany brzucha na poziomie odsłoniętych krążków międzykręgowych, aby przeprowadzić cyfrową dyssekcję tępej. Następnie, używając retraktora diva, odsuń mięsień czworoboczny lędźwi oraz mięsień płaszczowaty tylno-bocznie, aby dodatkowo odsłonić krążki międzykręgowe. Następnie zbadaj palcem wklęsłe trzony kręgów oraz wypukłe krążki międzykręgowe.Umieść retraktory bezpośrednio nad krążkami międzykręgowymi, dbając o to, aby nie uszkodzić naczyń lędźwiowych. Następnie, korzystając z powiększenia za pomocą lup chirurgicznych i oświetlenia czołowego, zidentyfikuj naczynia lędźwiowe, które znajdują się około jednego centymetra w kierunku ogonowym od dolnej płytki granicznej. Po wykonaniu śródoperacyjnego zdjęcia rentgenowskiego w projekcji bocznej w celu potwierdzenia poziomu krążka, odsłoń krążki międzykręgowe poprzez odsuniecie okolicznych struktur, zależnie od pożądanych poziomów krążków.W przypadku poziomów L3, L4 i wyższych, należy zastosować cyfrową preparację tępą, aby odsunąć przyczepy mięśniowe nad krążkami międzykręgowymi. W przypadku poziomów L4, L5 i niższych, należy użyć nożyczek bipolarnych do ostrego przecięcia grubszych, ścięgnistych przyczepów mięśniowych nad krążkiem. Punkt wejścia wiertła należy wyznaczyć, obserwując lewe krawędzie boczne i wewnętrzne krążka międzykręgowego.Poziom krążka międzykręgowego należy potwierdzić za pomocą zdjęcia rentgenowskiego w projekcji bocznej przed wprowadzeniem wiertła. Do wiertarki elektrycznej należy włożyć wiertło z ostrzem centrującym. Należy upewnić się, że średnica wiertła jest nieco mniejsza od wysokości krążka międzykręgowego.Na przykład 3,5 mm dla krążków międzykręgowych odcinka lędźwiowego u owiec o masie od 60 do 70 kg. Zastosuj ogranicznik wiertła, aby zapewnić nieosłoniętą długość wiertła wynoszącą około połowę średnicy krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego. Na przykład 12 mm dla krążków międzykręgowych odcinka lędźwiowego u owiec o masie od 60 do 70 kg.Następnie przykładamy wiertło do punktu wejścia i kierujemy je po trajektorii lekko w stronę głowową względem centrum krążka międzykręgowego, co zminimalizuje ryzyko uszkodzenia płyty granicznej. Przy niskiej mocy wiertarki powoli wprowadzamy wiertło w krążek międzykręgowy na jedną sekundę. W przypadku napotkania nadmiernego oporu, należy skorygować trajektorię, kierując ją lekko w stronę głowową lub ogonową.Po uzyskaniu hemostazy należy wypłukać ranę roztworem Ringera. Następnie należy przeprowadzić warstwowe zamknięcie, najlepiej używając plecionych syntetycznych nici wchłanialnych 2-0 do tkanek bocznej ściany brzusznej oraz ciągłego szwu podskórnego z niebarwionej syntetycznej nici wchłanialnej 3-0 do skóry. Przedstawiony tutaj przedoperacyjny przekrój w płaszczyźnie strzałkowej z MRI 3T owczego kręgu lędźwiowego L1 do krążka międzykręgowego lędźwiowo-krzyżowego nie wykazuje istotnych cech przedoperacyjnej degeneracji krążka międzykręgowego.Ta śródoperacyjna radiografia boczna potwierdza poziom krążka międzykręgowego i umożliwia obliczenie indeksu wysokości krążka. Przedstawiony tutaj ogólny wygląd morfologiczny ukazuje tor uszkodzenia wiertłem, który przenika przez pierścień włóknisty i rozciąga się do jądra miażdżystego. Uszkodzenie jest również widoczne na tym obrazie MRI 9,4T.Podczas stosowania tej metody ważne jest, aby kierować wiertło w stronę głowową i posuwać je powoli, aby zminimalizować ryzyko uszkodzenia płyty granicznej. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo mieć dobrą wiedzę na temat tego, jak wywołać uszkodzenie wiertłem w modelu owczym z wykorzystaniem bocznego dostępu zaotrzewnowego. Proszę pamiętać, że praca ze skalpelami i kauteryzatorem może być niebezpieczna.Należy przez cały czas stosować osobistą ochronę i przestrzegać odpowiednich zasad bezpieczeństwa. Ważne jest zachowanie sterylności chirurgicznej.

ovine-lumbar-intervertebral-disc-degeneration-model-utilizing-lateral

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Hodowla całego narządu krążka międzykręgowego (IVD) zachowuje natywną macierz zewnątrzkomórkową, fenotypy komórkowe i interakcje między komórką a macierzą. W tym miejscu opisujemy system hodowli IVD z wykorzystaniem mysich lędźwiowych i ogonowych IVD w ich funkcjonalnych jednostkach kręgosłupa oraz kilka zastosowań wykorzystujących ten system.

Model hodowli narządowej in vitro mysiego krążka międzykręgowego

Opracowaliśmy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym myszy poprzez resekcję wyrostków kolczystych L3–L5 wraz z więzadłami nad- i międzykolcowymi oraz odłączeniem mięśni przykolcowych.

Mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa

Ten protokół przedstawia nowatorski eksperymentalny model prozapalnej, zwyrodnieniowej hodowli narządów bydlęcych do symulacji wczesnego stadium zwyrodnienia krążka międzykręgowego.

Prozapalny, zwyrodnieniowy model hodowli narządów symulujący wczesne stadium choroby krążka międzykręgowego.

Prezentujemy metodę badania przestrzennej organizacji chondrocytów w pierścieniu włóknistym krążka międzykręgowego za pomocą metody optycznego przekroju.

Przekrój optyczny i wizualizacja krążka międzykręgowego od rozwoju embrionalnego do zwyrodnienia

System pomiaru dotyku palca określa ilościowo nacisk dotykowy na palec za pomocą bardzo czułego elektrochirurgicznego czujnika nacisku, z oprogramowaniem wyświetlającym i dokładnie rejestrującym dane dotyczące nacisku i wideo w czasie rzeczywistym. Dwa moduły analityczne ujednolicają przetwarzanie danych na potrzeby śledzenia kciuka i kondycjonowania podczas Tuina.

Efekty operacyjne i interwencyjne celowanej tuiny u królików z modelem zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym

Ten protokół przedstawia krok po kroku technikę operacyjnej wielopoziomowego skośnego lędźwiowego zespolenia międzytrzonowego (OLIF), omawiając kluczowe kroki dla osiągnięcia optymalnych wyników.

Wielopoziomowe skośne lędźwiowe zespolenie międzytrzonowe w chorobie zwyrodnieniowej dysku lędźwiowego z niestabilnością

Mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego nerek opisany tutaj składa się z prawej nefrektomii, która zapewnia tkankę kontrolną i zaciskania lewej szypułki nerki w celu wywołania niedokrwienia, które powoduje ostre uszkodzenie nerek. Model ten wykorzystuje laparotomię w linii środkowej, w której wszystkie kroki są wykonywane przez jedno nacięcie.

Uszkodzenie reperfuzyjne niedokrwienia nerek: mysi model urazu i regeneracji

Telomery i telomeraza odgrywają istotną rolę w procesie starzenia się i nowotworzenia. Celem tego protokołu jest pokazanie, w jaki sposób wygenerować dwa mysie indukowane allele knock-in telomerazy i jak je wykorzystać w badaniach nad degeneracją/regeneracją tkanek i rakiem.

Wykorzystanie mysich indukowanych alleli telomerazy w badaniach nad degeneracją/regeneracją tkanek i rakiem

Ten protokół opisuje implantację siatki w przegrodzie odbytniczo-pochwowej owiec za pomocą techniki pojedynczego nacięcia pochwy, z i bez wprowadzania ramion kotwiczących pod kierunkiem trokaru.

Wprowadzenie siatki przezpochwowej w modelu owczym

Sportowcy każdego roku doświadczają kilkuset łagodnych urazowych urazów mózgu (mTBI)/wstrząśnień mózgu; jednak ich konsekwencje dla mózgu są słabo poznane. W związku z tym zwierzęcy model pojedynczego i powtarzalnego mTBI, który konsekwentnie replikuje klinicznie istotne objawy, zapewnia środki do postępu w badaniach nad mTBI i wstrząsem mózgu.

Mysi model pojedynczego i powtarzalnego łagodnego urazowego uszkodzenia mózgu

Poznaj metodę indukcji zwyrodnienia krążka międzykręgowego u owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego. Model ten umożliwia badanie patofizjologii dyskopatii oraz testowanie terapii regeneracyjnych w badaniach nad kręgosłupem.

Model zwyrodnienia krążka międzykręgowego odcinka lędźwiowego owiec z wykorzystaniem bocznego urazu wiertła zaotrzewnowego

Przeglądaj więcej filmów