Name: Kwantyfikacja gęstości rozgałęzień w całych wierzchowcach gruczołu sutkowego szczura przy użyciu metody analizy Sholla (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 2 s
Description: Naucz się kwantyfikować gęstość rozgałęzień gruczołu sutkowego szczura przy użyciu zmodyfikowanej analizy Sholla na obrazach całych wierzchowców. Ta metoda z wykorzystaniem oprogramowania ImageJ umożliwia obiektywną ocenę rozwoju gruczołu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Dr. Michaelowi Easterlingowi (Social and Scientific Systems, Inc., Durham, NC) za pomoc w walidacji tej metody oraz Dr. Tiago Ferreira (McGill University, Montreal, Quebec, Kanada) za jego ciągłą pomoc przy aplikacji Sholl.

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt i procedury w tym badaniu zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych NIEHS i przeprowadzone w akredytowanym obiekcie Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care.
1. Gruczoły mleczne z akcyzy
<ol>
	<li>Wstępnie oznacz wszystkie slajdy metodą ksylenu (najlepiej sprawdza się ołówek). Przykryj je roztworem montażowym na końcu, aby zachować etykietę.</li>
	<li>Poddać zwierzę eutanazji metodą zatwierdzoną przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania.</li>
	<li>Po eutanazji połóż zwierzę na plecach na desce sekcyjnej (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Rozciągnij i przygwoźdź wszystkie cztery kończyny, przy czym tylne kończyny utworzą odwrócone V (dobrze sprawdzają się szpilki przytrzymujące lub igły o małej średnicy).</li>
	<li>Spryskaj brzuch obficie 70% etanolem, aby włosy nie dostały się do próbki sutka.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy podciągnij skórę brzucha w linii środkowej i wykonaj małe nacięcie nożyczkami preparującymi, uważając, aby nie przebić otrzewnej.
	<ol>
		<li>Zaczynając od nacięcia, przeciąć skórę aż do okolicy szyi, a następnie dystalnie do kończyny przedniej. Wytnij do okolicy pachwinowej, a następnie dystalnie do pierwszego stawu tylnej kończyny po tej samej stronie; To nacięcie zwykle oddziela gruczoły sutkowe 5 i 6. Unikaj przecinania otrzewnej.</li>
		<li>Odciągnij skórę z dołączoną poduszeczką tłuszczową sutka za pomocą kleszczy, delikatnie oddzielając ją od otrzewnej za pomocą końca nożyczek preparujących. Oddzielić jak najdalej grzbietowo, aby w pełni odsłonić 4. i 5. pachwinowe gruczoły sutkowe na spodniej stronie skóry; przypnij skórę do deski sekcyjnej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Delikatnie chwyć tkankę sutkową 5. gruczołu zaokrągloną stroną zakrzywionych kleszczy i powoli odetnij gruczoł od skóry, uważając, aby nie naciąć gruczołu ani skóry.</li>
		<li>Kontynuuj przycinanie, poruszając się grzbietowo, aż 4. i 5. gruczoły zostaną całkowicie uniesione ze skóry. Upewnij się, że obszar brodawki sutkowej został usunięty wraz z resztą gruczołu, ponieważ służy on jako punkt wyjścia do analizy Sholla. Wytnij tkankę sutka z dala od ciała, gdzie jest przyczepiona w gruczole 4.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po usunięciu gruczołu ze zwierzęcia rozprowadź go równomiernie na naładowanym elektrostatycznie szkiełku mikroskopowym o wymiarach 25 mm x 75 mm x 1 mm, stroną przylegającą do skóry skierowaną w dół. 
	UWAGA: W przypadku gruczołów pochodzących od zwierząt starszych lub w okresie laktacji może być wymagane szkiełko o wymiarach 51 x 75 x 1 mm.</li>
	<li>Nosząc rękawiczki, delikatnie wyciśnij wszelkie pęcherzyki powietrza. Przykryj dławik plastikową folią parafinową i innym szkiełkiem mikroskopowym i ściśnij gruczoł, aby przykleił się do szkiełka. 
	UWAGA: Stożkowa rurka o pojemności 50 ml wypełniona wodą służy jako odpowiedni ciężar. Czas potrzebny do przyklejenia się do szkiełka zależy od grubości dławika. Cienkie, poporodowe (PND) 4 gruczoły powinny być uciskane przez minimum 30 min, podczas gdy grubsze, dorosłe gruczoły mogą wymagać nawet 2-5 h.</li>
</ol>
2. Przygotuj całe wierzchowce sutkowe
<ol>
	<li>Roztwór ałunu karminowego należy przygotować co najmniej 24 godziny wcześniej, ponieważ wymaga on gotowania i przechowywania w lodówce.
	<ol>
		<li>Rozpuścić 1 g ałunu karminowego i 2,5 g siarczanu glinowo-potasowego (AlK(SO4)2·12H2O) w 500 ml wody destylowanej i gotować przez 20 minut w kolbie o pojemności 1 l. Doprowadzić końcową objętość do 500 ml za pomocą wody destylowanej.</li>
		<li>Przefiltrować roztwór przez bibułę filtracyjną pod próżnią i wstawić do lodówki do przechowywania. 
		UWAGA: Roztwór ałunu karminowego można użyć ponownie, ale należy go wyrzucić, gdy kolor zacznie blaknąć.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przed utrwaleniem należy zdjąć folię parafinową z gruczołu, uważając, aby nie ściągnąć dławika ze szkiełka. Umieścić szkiełko (szkiełka) w szklanym słoiku do barwienia szkiełek i zanurzyć w utrwalaczu (100% etanolu, chloroformie i lodowatym kwasie octowym w stosunku 6:3:1) na 12-48 godzin, w zależności od grubości gruczołów.</li>
	<li>Odlej utrwalacz i namocz gruczoły w 70% etanolu przez 15 min. Stopniowo nawadniaj gruczoły, wylewając 1/3 roztworu etanolu i zastępując go wodą destylowaną. Moczyć przez 5 min. Powtórz ten proces trzy razy.</li>
	<li>Po ostatnim płukaniu odlej cały roztwór etanolu/wody i zastąp go 100% wodą destylowaną. Moczyć gruczoły przez 5 minut.</li>
	<li>Odlej wodę destylowaną i zanurz gruczoły w roztworze ałunu karminowego. Bejcowanie gruczołów przez 12-24 h, w zależności od grubości. 
	UWAGA: Gruczoły nie mogą być nadmiernie wybarwione, ale czas barwienia dla wielu partii powinien być taki sam, aby intensywność barwienia była taka sama.</li>
	<li>Odlej roztwór ałunu karminowego i płucz gruczoły w 100% wodzie destylowanej przez 30 s. Stopniowo odwadniaj gruczoły, mocząc je w 70% etanolu przez 15 min, 95% etanolu przez 15 min i 100% etanolu przez 20 min.</li>
	<li>Oczyść gruczoły z tłuszczu, mocząc je w ksylenie przez 12-72 godziny, w zależności od grubości. 
	UWAGA: Gruczoły powinny być półprzezroczyste (przezroczyste). Jeśli pozostaną jakiekolwiek nieprzezroczyste (białawe) obszary, kontynuuj moczenie w ksylenie, aż stanie się przezroczyste. Jeśli gruczoły laktacyjne lub w inny sposób bardzo grube są barwione i usuwane, ksylen może wymagać jednokrotnej wymiany, aby w pełni oczyścić gruczoły.</li>
	<li>Zamontuj szkiełka za pomocą medium montażowego na bazie ksylenu, pipetując wystarczającą ilość pożywki, aby pokryć dławnicę. Dodaj szkiełko nakrywkowe, upewniając się, że nie tworzą się pęcherzyki powietrza.</li>
	<li>Pozostaw szkiełka do wyschnięcia. Po wyschnięciu medium montażowego skurczy się ono pod szkiełkiem nakrywkowym i może być konieczne dodanie dodatkowego medium montażowego. Gdy dodatkowe podłoże nie jest wymagane, pozwól szkiełkom całkowicie wyschnąć; Może to potrwać 2-3 tygodnie.</li>
	<li>Po całkowitym wyschnięciu szkiełek można usunąć wszelkie resztki podłoża montażowego za pomocą bawełnianego wacika i niewielkiej ilości ksylenu. Należy uważać, aby nie użyć zbyt dużej ilości ksylenu, ponieważ może to spowodować rozpuszczenie podłoża montażowego i poluzowanie szkiełka nakrywkowego. Jeśli tak się stanie i pod szkiełkiem nakrywkowym zgromadzą się pęcherzyki powietrza, szkiełko nakrywkowe należy usunąć z ksylenu i powtórzyć proces montażu.</li>
</ol>
3. Przygotowanie obrazów z całego montażu do analizy
<ol>
	<li>Uchwyć obrazy całych wierzchowców (<silna klasa="xfig">Rysunek 3) za pomocą makroskopu lub mikroskopu preparacyjnego i kamery cyfrowej z odpowiednim oprogramowaniem. 
	UWAGA: Chociaż można wybrać dowolne powiększenie, które obejmuje cały nabłonek gruczołowy, konieczne jest uchwycenie wszystkich obrazów z całego montażu, które będą porównywane ze sobą przy tym samym powiększeniu.</li>
	<li>Pobierz oprogramowanie ImageJ (lub oprogramowanie FIJI)6.</li>
	<li>Otwórz obraz całego montażu sutka w ImageJ, klikając "Plik" → "Otwórz". Wybierz narzędzie Odręczne i obrysuj wokół nabłonka gruczołowego. Wybierz "Edytuj" → "Wyczyść na zewnątrz".
	<ol>
		<li>Usuń węzły chłonne, obrysowując wokół węzła i używając narzędzia Odręczne i "Edytuj" → "Wytnij".</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oddziel kanały kolorów, wybierając "Obraz" → "Kolor" → "Podziel kanały". Wybierz kanał o najlepszym kontraście, zazwyczaj kanał niebieski. 
	UWAGA: Obraz RGB składa się ze stosu czerwonych, zielonych i niebieskich składników tego obrazu. Ta akcja rozdziela te składniki na trzy 8-bitowe obrazy w skali szarości.</li>
	<li>Odejmij tło, wybierając "Proces" → "Odejmij tło". Wybierz żądane parametry, a następnie kliknij "Podgląd", aby wyświetlić podgląd zmian. 
	UWAGA: Opcja "Odejmij tło" usuwa gładkie, ciągłe tła. Dodatkowo do tworzenia kontrastu można użyć opcji "Proces" → "Filtry" → "Maska wyostrzająca".</li>
	<li>Wybierz jedną z następujących metod automatycznego usuwania szumu: usuwanie plamek lub usuwanie wartości odstających. 
	UWAGA: ImageJ oferuje trzecią metodę automatycznego usuwania szumów: usuń NaN. Jednak polecenie remove NaNs nie ma zastosowania, ponieważ używa obrazów 32-bitowych, a bieżąca metoda używa obrazów 8-bitowych.
	<ol>
		<li>Usuń szum za pomocą polecenia despeckle, wybierając "Proces" → "Szum" → "Usuń plamki". 
		UWAGA: Jest to równoznaczne z dodaniem filtru mediany, który zastępuje każdy piksel wartością mediany w jego sąsiedztwie 3 × 3.</li>
		<li>Usuń szum za pomocą polecenia usuń wartości odstające, wybierając "Przetwarzaj" → "Szum" → "Usuń wartości odstające". 
		UWAGA: Ten proces polega na zastąpieniu piksela medianą pikseli w bezpośrednim otoczeniu, jeśli odbiega on od mediany o więcej niż określoną wartość (próg).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń pozostały szum ręcznie (Rysunek 4).
	<ol>
		<li>Otwórz kopię oryginalnego obrazu i użyj jej jako przewodnika po tym, co jest, a co nie jest szumem. Kliknij przycisk z podwójną czerwoną strzałką po prawej stronie paska narzędzi. Wybierz narzędzia do rysowania; Przyciski narzędzia do rysowania pojawią się teraz na pasku narzędzi.</li>
		<li>Kliknij narzędzie Gumka. Dostosuj średnicę gumki, klikając prawym przyciskiem myszy przycisk narzędzia Gumka. Przytrzymaj lewy przycisk myszy, aby usunąć szum. 
		UWAGA: Tylko jedną sesję wymazywania można cofnąć. Po zwolnieniu lewego przycisku myszy i ponownym kliknięciu poprzedniego usunięcia nie można cofnąć.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dostosuj próg, wybierając "Obraz" → "Dostosuj" → "Próg". Przesuń suwaki, aby dostosować minimalne (górny suwak) i maksymalne (dolny suwak) wartości progowe, aż do uzyskania odpowiedniego odwzorowania gruczołu. 
	UWAGA: Ustawienie wartości progowej powoduje segmentację obrazów w skali szarości na interesujące obiekty i tło.
	<ol>
		<li>Kliknij przycisk Zastosuj. W razie potrzeby usuń dodatkowy hałas w tym miejscu, wykonując kroki 3.6.1 i 3.6.2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zrekonstruuj części nabłonka gruczołowego, które zostały usunięte przez progowanie i usuwanie szumów (<silna klasa="xfig">Ryc. 5).
	<ol>
		<li>Rekonstrukcję obrazu należy przeprowadzać ostrożnie i w minimalnym stopniu, aby zachować integralność oryginalnego obrazu. Zapoznaj się z oryginalnym obrazem, aby dowiedzieć się, co jest, a co nie jest nabłonkiem.</li>
		<li>Kliknij narzędzie Spray Can (na pasku narzędzi z narzędziami do rysowania). Dostosuj średnicę i szybkość natrysku, klikając prawym przyciskiem myszy przycisk narzędzia Spray Can (Puszka z aerozolem). Ostrożnie uzupełnij brakujące sekcje gruczołu, klikając lub przytrzymując lewy przycisk myszy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utwórz szkieletowy obraz dławika do przeprowadzenia analizy Sholla. Upewnij się, że obraz z progiem jest binarny, wybierając pozycję "Proces" → "Binarny" → "Utwórz plik binarny".
	<ol>
		<li>Jeśli obraz jest biały na czarnym tle, wybierz "Proces" → "Binarny" → "Opcje" i odznacz "Czarne tło". Zszkieletuj obraz, wybierając "Proces" → "Binarny" → "Szkieletowy". 
		UWAGA: Powoduje to wielokrotne usuwanie pikseli z krawędzi obrazu binarnego, aż zostanie on zredukowany do kształtu o szerokości jednego piksela.</li>
		<li>Rozszerz obraz jeden raz, wybierając "Proces" → "Binarny" → "Rozszerz" 
		UWAGA: Wypełnia luki powstałe w wyniku progowania i szkieletowania poprzez dodawanie pikseli do krawędzi obrazu binarnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz obraz, wybierając "Plik" → "Zapisz jako". Wybierz typ obrazu (zwykle jpeg), wprowadź nazwę pliku i kliknij "OK".</li>
	<li>Sprawdź dokładność szkieletowanego obrazu, nakładając szkieletowany obraz na oryginalny obraz (Rysunek 6).
	<ol>
		<li>Utwórz nakładkę, otwierając zarówno oryginalny obraz, jak i obraz szkieletowany. Wybierz "Obraz" → "Nakładka" → "Dodaj obraz". W oknie dialogowym "Dodaj obraz" wybierz obraz szkieletu z menu rozwijanego "Obraz do dodania" i ustaw krycie na 30%.</li>
		<li>Zapisz obraz szkieletu nałożony na oryginał, wybierając "Plik" → "Zapisz jako". Wybierz typ obrazu, wprowadź nazwę pliku i kliknij "OK".</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Przeprowadź analizę Sholla
<ol>
	<li>Otwórz obraz szkieletu i ustaw go jako binarny, wybierając "Proces" → "Binarny" → "Utwórz binarny".
	<ol>
		<li>Przed ustawieniem skali powiększenia zmierz liczbę pikseli/mm za pomocą mikrometru dla powiększenia, przy którym obrazy zostały przechwycone.</li>
		<li>Ustaw zmierzoną skalę powiększenia, wybierając "Analizuj" → "Ustaw skalę". Wprowadź liczbę pikseli/mm. Ustaw "Znaną odległość" i "Proporcje pikseli" na 1. Wpisz "mm" jako "Jednostkę długości" i zaznacz "Globalny" (zachowuje tę samą skalę dla każdego obrazu).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Określ promień końcowy (promień otaczający) dla analizy Sholla, rysując linię od początku przewodu pierwotnego (środka analizy) do najbardziej dystalnego punktu nabłonka gruczołowego (<silna klasa="xfig">Rysunek 7).
	<ol>
		<li>Użyj narzędzia do rysowania linii na pasku narzędzi, aby narysować linię między interesującymi miejscami. Naciśnij "M", aby wykonać pomiar i zwróć uwagę, że otworzy się okno wyników. 
		UWAGA: Wartość w kolumnie "Długość" to długość linii w mm. Ta wartość zostanie automatycznie wprowadzona jako Promień końcowy podczas ustawiania parametrów Sholla. Wtyczka Sholl użyje punktu początkowego linii jako środka pierścieni centrycznych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uruchamianie analizy Sholla.
	<ol>
		<li>Uruchom analizę, wybierając "Wtyczki" "Zaawansowana analiza Sholla"; " pojawi się okno parametrów.</li>
		<li>Ustaw Promień początkowy w "I. Definicja powłok" na 0,00 mm; długość linii zmierzona w kroku 4.2 zostanie automatycznie wprowadzona jako "Promień końcowy".</li>
		<li>Ustaw "Rozmiar kroku promienia" na 0.1 mm. 
		UWAGA: Rozmiar kroku promienia określa liczbę pierścieni (efektywnie liczbę iteracji); Mniejszy rozmiar kroku zwiększy liczbę pierścieni, podczas gdy większy rozmiar kroku zmniejszy liczbę pierścieni. Promień nie może być ustawiony zbyt mały, chociaż zbyt mały promień spowoduje niepotrzebnie dużą liczbę pierścieni. Może być jednak ustawiony zbyt duży, co spowoduje powstanie mniejszej liczby pierścieni, a następnie niedoszacowanie prawdziwej liczby skrzyżowań. Patrz Stanko et al. (2015) aby uzyskać więcej informacji na temat określania rozmiaru kroku.</li>
		<li>Ustaw "# Samples" na 1, a "Integration" na "Mean" w "II. Wiele próbek na promień."</li>
		<li>Ustaw "Odcięcie promienia otaczającego" na 1 i zaznacz "wywnioskuj z promienia początkowego" dla "# Rozgałęzienia podstawowe" w "III. Deskryptory i dopasowanie krzywych." 
		UWAGA: "Dopasuj profil i deskryptory obliczeniowe" oraz "Pokaż szczegóły dopasowania" można zaznaczyć zgodnie z potrzebami.</li>
		<li>Zaznacz "Liniowy" i wybierz "Najlepszy stopień dopasowania" w "Profile bez normalizacji; " zaznacz "Najbardziej pouczające." Wybierz "Obszar dla znormalizowanych profili" w "IV. Metody Sholla".</li>
		<li>Zaznacz opcję "Utwórz maskę skrzyżowań" w "V. Opcje wyjściowe", aby utworzyć mapę cieplną skrzyżowań (opcjonalnie).</li>
		<li>Kliknij "Por. Segmentacja", aby wygenerować okno podglądu obrazu z pierścieniami potwierdzającymi obszar analizy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kliknij "OK", aby uruchomić analizę.</li>
</ol>
5. Pomiar MEA
<ol>
	<li>Zmierz MEA, śledząc najkrótszą odległość wokół drzewa nabłonkowego (<silna klasa="xfig">Rysunek 8).
	<ol>
		<li>W narzędziu ImageJ z otwartym obrazem szkieletu dławika kliknij narzędzie Wielokąt. Kliknij punkt na obwodzie drzewa nabłonkowego, aby rozpocząć wielokąt, poruszaj się po obwodzie gruczołu i kliknij, aby dodać segment linii.</li>
		<li>Gdy cały obszar nabłonka zostanie ominięty, kliknij dwukrotnie, aby zamknąć wielokąt. Naciśnij "M", aby otworzyć okno wyników; wartość w kolumnie "Obszar" to MEA.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W przypadkach, gdy nabłonek gruczołowy wysunął się poza węzeł chłonny, przy obliczaniu gęstości rozgałęzień należy odjąć obszar węzłów chłonnych (LNA) od MEA.
	<ol>
		<li>Zmierz LNA, śledząc węzeł chłonny w taki sam sposób, jak drzewo nabłonkowe i naciskając "M." 
		UWAGA: W takich przypadkach LNA należy odjąć od MEA, ponieważ węzeł chłonny uniemożliwia analizie zliczenie przecięć w LNA. Gdy nabłonek nie dotarł do węzła chłonnego, LNA wynosi zero.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Dane raportowania
<ol>
	<li>Raportuj wartości dla promienia otaczającego, MEA, N, k i gęstości rozgałęzień. 
	UWAGA: Promień zamknięcia jest określany w kroku 4.2, a MEA jest określany w kroku 5.1.
	<ol>
		<li>Uruchom analizę, aby wygenerować okno wyników Sholl. 
		UWAGA: Podane N jest wartością sumy międzyliczbowej. Podane k jest wartością współczynnika regresji Sholla (półlogarytmu). Analiza Sholla zwróci wartość k w dowolnym zmierzonym regionie nabłonka gruczołowego. Aby uzyskać dokładną wartość k na całym nabłonku, muszą być obecne końce przewodów.</li>
		<li>Zmodyfikuj analizę Sholla dla gruczołu sutkowego, używając wartości wyjściowej dla N do obliczenia gęstości rozgałęzień (podstawowy punkt końcowy tej metody). Obliczyć gęstość rozgałęzień za pomocą wzoru N/(MEA-LNA) i podać wartość jako N/mm2.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Sholl, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+organization+of+the+neurons+in+the+visual+and+motor+cortices+of+the+cat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anat%22%5BJournal%5D)">Dendritic organization of the neurons in the visual and motor cortices of the cat.</a> J Anat. 87 (4), 387-406 (1953).</li>
<li>Ferreira, T. A., Iacono, L. L., Gross, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+receptor+1A+modulates+actin+dynamics+and+restricts+dendritic+growth+in+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Serotonin receptor 1A modulates actin dynamics and restricts dendritic growth in hippocampal neurons.</a> Eur J Neurosci. 32 (1), 18-26 (2010).</li>
<li>Stanko, J. P., Easterling, M. R., Fenton, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+Sholl+analysis+to+quantify+changes+in+growth+and+development+in+rat+mammary+gland+whole+mounts%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Application of Sholl analysis to quantify changes in growth and development in rat mammary gland whole mounts.</a> Reprod Toxicol. 54, 129-135 (2015).</li>
<li>Assis, S., Warri, A., Cruz, M. I., Hilakivi-Clarke, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+Mammary+Gland+Morphology+and+Breast+Cancer+Risk+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Changes in Mammary Gland Morphology and Breast Cancer Risk in Rats.</a> J. Vis. Exp. (44), e2260(2010).</li>
<li>Plante, I., Stewart, M. K., Laird, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Mammary+Gland+Development+and+Function+in+Mouse+Models%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Mammary Gland Development and Function in Mouse Models.</a> J. Vis. Exp. (53), e2828(2011).</li>
<li>Ferreira, T. Sholl Analysis. ImageJ. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://imagej.net/Sholl_Analysis">http://imagej.net/Sholl_Analysis</a> (2012).</li>
<li>Ferreira, T., Rasband, W. ImageJ User Guide. IJ 1.46r. ImageJ. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://imagej.nih.gov/ij/docs/guide/146.html">https://imagej.nih.gov/ij/docs/guide/146.html</a> (2012).</li>
<li>Tucker, D. K., Foley, J. F., Hayes-Bouknight, S. A., Fenton, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+High-quality+Hematoxylin+and+Eosin-stained+Sections+from+Rodent+Mammary+Gland+Whole+Mounts+for+Histopathologic+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Pathol%22%5BJournal%5D)">Preparation of High-quality Hematoxylin and Eosin-stained Sections from Rodent Mammary Gland Whole Mounts for Histopathologic Review.</a> Toxicol Pathol. 44 (7), 1059-1064 (2016).</li>
<li>Fenton, S. E., Hamm, J. T., Birnbaum, L. S., Youngblood, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+abnormalities+in+the+rat+mammary+gland+following+gestational+and+lactational+exposure+to+2%2C3%2C7%2C8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin+%28TCDD%29%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Sci%22%5BJournal%5D)">Persistent abnormalities in the rat mammary gland following gestational and lactational exposure to 2,3,7,8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin (TCDD).</a> Toxicol Sci. 67 (1), 63-74 (2002).</li>
<li>Murray, T. J., Maffini, M. V., Ucci, A. A., Sonnenschein, C., Soto, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+mammary+gland+ductal+hyperplasias+and+carcinoma+in+situ+following+fetal+bisphenol+A+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Induction of mammary gland ductal hyperplasias and carcinoma in situ following fetal bisphenol A exposure.</a> Reprod Toxicol. 23 (3), 383-390 (2007).</li>
<li>Moral, R., Santucci-Pereira, J., Wang, R., Russo, I. H., Lamartiniere, C. A., Russo, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+exposure+to+butyl+benzyl+phthalate+induces+modifications+in+the+morphology+and+the+gene+expression+profile+of+the+mammary+gland%3A+an+experimental+study+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Health%22%5BJournal%5D)">In utero exposure to butyl benzyl phthalate induces modifications in the morphology and the gene expression profile of the mammary gland: an experimental study in rats.</a> Environ Health. 10 (1), 5(2011).</li>
<li>Johnson, M. D., Mueller, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three+dimensional+multiphoton+imaging+of+fresh+and+whole+mount+developing+mouse+mammary+glands%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">Three dimensional multiphoton imaging of fresh and whole mount developing mouse mammary glands.</a> BMC Cancer. 13, 373(2013).</li>
<li>Enoch, R. R., Stanko, J. P., Greiner, S. N., Youngblood, G. L., Rayner, J. L., Fenton, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammary+gland+development+as+a+sensitive+end+point+after+acute+prenatal+exposure+to+an+atrazine+metabolite+mixture+in+female+Long-Evans+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Health+Persp%22%5BJournal%5D)">Mammary gland development as a sensitive end point after acute prenatal exposure to an atrazine metabolite mixture in female Long-Evans rats.</a> Environ Health Persp. 115 (4), 541-547 (2007).</li>
<li>Hovey, R. C., Coder, P. S., Wolf, J. C., Sielken, R. L., Tisdel, M. O., Breckenridge, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+assessment+of+mammary+gland+development+in+female+Long+Evans+rats+following+in+utero+exposure+to+atrazine%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicol+Sci%22%5BJournal%5D)">Quantitative assessment of mammary gland development in female Long Evans rats following in utero exposure to atrazine.</a> Toxicol Sci. 119 (2), 380-390 (2011).</li>
<li>Mandrup, K. R., Hass, U., Christiansen, S., Boberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perinatal+ethinyl+oestradiol+alters+mammary+gland+development+in+male+and+female+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Inter+J+of+Androl%22%5BJournal%5D)">Perinatal ethinyl oestradiol alters mammary gland development in male and female Wistar rats.</a> Inter J of Androl. 35 (3), 385-396 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Od urodzenia do okresu dojrzewania wzrost gruczołu sutkowego jest allometryczny. Po okresie dojrzewania gruczoł sutkowy rozwija się poprzez rozległe rozgałęzienia i wydłużenie przewodów, które trwają do momentu, gdy nabłonek sutka zajmie całą poduszeczkę tłuszczową. Cechy rozgałęzień są ważnym aspektem rozwoju gruczołu sutkowego, a zdolność do obiektywnego ilościowego określenia tych cech może być bardzo przydatna do oceny normalnego rozwoju gruczołu sutkowego i identyfikacji nieprawidłowego rozwoju po narażeniu na subst...

Rozgałęzienie gruczołu sutkowego jest cechą, która jest powszechnie oceniana jako wskaźnik rozwoju gruczołu, ale trudno ją obiektywnie określić. W 1953 roku Sholl1 opisał metodę pomiaru neuronalnej arborycji dendrytycznej w korze wzrokowej i ruchowej kota, a wtyczka do tej techniki została opracowana przez Ferriera i wsp2. Ponieważ zarówno neurony, jak i gruczoły sutkowe wykazują podobną strukturę przypominającą drzewo, wtyczka została wykorzystana do ilościowego określenia gęstości rozgałęzień nabłonka sutka w obrazach 2D gruczołu sutkowego szczura okołopokwitaniowego. Do analizy wybrano etap okołopokwitaniowy, ponieważ odsadzenie od piersi jest etapem życia, który jest często oceniany w laboratoriach akademickich i badaniach opartych na wytycznych testowych. Analiza Sholla to wtyczka dystrybuowana wraz z FIJI, która jest pakietem do przetwarzania obrazów o otwartym kodzie źródłowym ImageJ, z dołączonymi dodatkowymi wtyczkami. Wtyczka tworzy serię koncentrycznych pierścieni otaczających predefiniowane centrum (zwykle somę neuronu lub początek pierwotnego przewodu gruczołu sutkowego) i rozciągających się do najbardziej dystalnej części obiektu (otaczający promień). Następnie zlicza liczbę przecięć (N), które występują na każdym z pierścieni. Wtyczka zwraca również współczynnik regresji Sholla (k), który jest miarą szybkości zaniku rozgałęzień nabłonka.
Za pomocą ImageJ tworzony jest szkieletowy obraz całego gruczołu sutkowego i mierzony jest obszar nabłonka sutka (MEA). Obraz jest analizowany za pomocą wtyczki do analizy Sholl i zwracane są wartości N i k, a także inne wartości, które nie są tutaj używane. Gęstość rozgałęzień nabłonka sutka określa się, obliczając N/MEA. Stopień, w jakim rozgałęzianie się trwa w zewnętrznych obszarach nabłonka gruczołowego, jest złożonością rozgałęzień i jest wskaźnikiem równomiernego wzrostu nabłonka dystalnego. Ponieważ k jest miarą dystalnego spadku rozgałęzień nabłonka, jest skuteczną miarą złożoności rozgałęzień i wiarygodnym wskaźnikiem rozwoju sutka.
Ten protokół opisuje wspomaganą komputerowo metodę tworzenia szkieletowych obrazów całych gruczołów sutkowych i ilościowej oceny cech rozgałęzień gruczołu sutkowego u samców i samic szczurów w okresie okołopokwitaniowym. Metoda ta jest stosunkowo szybka i nie wymaga użycia specjalistycznego sprzętu mikroskopowego. Rozwój i walidacja tej metody zostały opisane w Stanko et al. (2015)3. W tym raporcie opisano również przygotowanie gruczołu sutkowego szczura w całości=wierzchowce. Podobne procedury całego wierzchowania sutka zostały opisane w de Assis et al. (2010)4 i Plante et al. (2011)5.

<table><tbody><tr><td>Deska sekcyjna</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Odpowiedni jest kawałek styropianu o wymiarach około 10"x12".</td></tr><tr><td>Preparowanie T-Pins</td><td>Daigger</td><td>EF7419A</td><td></td></tr><tr><td>Butelka z rozpylaczem z etanolem</td><td>NA</td><td>NA</td><td>70% etanol jest odpowiedni.</td></tr><tr><td>Zakrzywione nożyczki preparacyjne</td><td>Fine Science Tools</td><td>14569-09</td><td></td></tr><tr><td>Proste nożyczki do rozcinania</td><td>Fine Science Tools</td><td>14568-09</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione kleszcze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11003-12</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe Superfrost Plus 24 x 75 x 1 mm</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>4951PLUS-001</td><td>Thermo Scientific Superfrost Plus & Preparaty Colorfrost Plus utrzymują skrawki tkanek na stałe bez konieczności stosowania drogich powłok w zastosowaniach IHC i patologii anatomicznej. Zabieg ten zmniejsza utratę tkanek podczas barwienia, a także godziny przygotowania preparatów. Szkiełka elektrostatycznie przyciągają zamrożone skrawki tkanek i preparaty cytologiczne i mają skład chemiczny podobny do silanu, ale zoptymalizowany w celu poprawy wydajności aplikacji. https://www.thermofisher.com/order/catalog/product/4951PLUS4.&nbsp;</td></tr><tr><td>Szkło nakrywkowe Fisherfinest Premium 24 x 60 x 1 mm</td><td>Fisher scientific</td><td>12-548-5P</td><td></td></tr><tr><td>Bemis Parafilm M Laboratoryjna folia do owijania</td><td>Fisher scientific</td><td>13-374-12</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2432</td><td></td></tr><tr><td>Lodowaty kwas octowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9967</td><td></td></tr><tr><td>Absolut etanolu, &ge; 99,8% (GC)&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>24102</td><td></td></tr><tr><td>Ksylen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>214736</td><td></td></tr><tr><td>Karminowy ałun&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1022</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan glinowo-potasowy&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A6435</td><td></td></tr><tr><td>Nośnik montażowy Permount</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP15</td><td></td></tr><tr><td>Makroskop</td><td>Leica</td><td>Z16 APO&nbsp;</td><td>Jest to sprzęt i oprogramowanie do przechwytywania obrazu używane w tym laboratorium.&nbsp; Ponieważ istnieje wiele różnych opcji, metody i zastosowania mogą się różnić w zależności od laboratorium.</td></tr><tr><td>Aparat cyfrowy</td><td>Leica</td><td>DFC295</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie aparatu</td><td>Leica</td><td>Leica Application Suite v3.1&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie ImageJ</td><td>Analiza Sholla http://imagej.net/Welcome</td><td></td><td></td>Open Source</tr><tr><td>&nbsp;</td><td>http://imagej.net/Sholl_Analysis</td><td></td> <td>o otwartym kodzie źródłowym</td></tr></tbody></table>

kwantyfikacja gęstości rozgałęzień w całych wierzchowcach gruczołu sutkowego szczura przy użyciu metody analizy sholla

Quantifying Branching Density in Rat Mammary Gland Whole-mounts Using the Sholl Analysis Method

Coraz więcej badań wykorzystuje gruczoł sutkowy gryzoni jako punkt końcowy do oceny toksyczności rozwojowej ekspozycji chemicznej. Wpływ tych ekspozycji na rozwój gruczołu sutkowego jest zwykle oceniany przy użyciu podstawowych pomiarów wymiarowych lub poprzez ocenę cech morfologicznych. Jednak szeroki zakres metod interpretacji zmian rozwojowych może prowadzić do niespójnych tłumaczeń w różnych laboratoriach. Potrzebna jest wspólna metoda oceny, aby można było sformułować właściwe interpretacje na podstawie danych porównywanych w różnych badaniach. W niniejszej pracy opisano zastosowanie metody analizy Sholla do ilościowego określenia charakterystyki rozgałęzień gruczołu sutkowego. Metoda Sholla została pierwotnie opracowana do stosowania w ilościowym określaniu neuronalnych wzorców dendrytycznych. Korzystając z ImageJ, pakietu oprogramowania do analizy obrazów o otwartym kodzie źródłowym, oraz wtyczki opracowanej do tej analizy, określono gęstość rozgałęzień gruczołu sutkowego i złożoność gruczołu sutkowego od samicy szczura w okresie okołopokwitaniowym. Opisane tutaj metody umożliwią wykorzystanie analizy Sholla jako skutecznego narzędzia do ilościowego określenia ważnej cechy rozwoju gruczołu sutkowego.

Wartości zmierzonego promienia obejmującego, MEA, N, k oraz obliczona gęstość rozgałęzień dla gruczołu mlekowego analizowanego w niniejszym protokole zostały przedstawione w Tabeli 1. Analiza Sholla generuje wykresy liniowe i półlogarytmiczne liczby przecięć dla każdego promienia (Rysunek 9) oraz, w przypadku wyboru, mapę ciepła przecięć (Rysunek 10). Mniej rozwinięte gruczoły wykazują mniejszą liczbę pr...

Rozwój gruczołu sutkowego u gryzonia był zazwyczaj oceniany za pomocą ocen opisowych lub poprzez pomiar podstawowych cech fizycznych. Gęstość rozgałęzień jest wskaźnikiem rozwoju sutka, który jest trudny do obiektywnego oszacowania. Protokół ten opisuje wiarygodną metodę ilościowej oceny charakterystyki rozgałęzień gruczołu mlekowego.

Kwantyfikacja gęstości rozgałęzień w całych wierzchowcach gruczołu sutkowego szczura przy użyciu metody analizy Sholla

An increasing number of studies are utilizing the rodent mammary gland as an endpoint for assessing the developmental toxicity of a chemical exposure. The ...

Ogólnym celem tej metody wspomaganej komputerowo jest obiektywne określenie ilościowe gęstości rozgałęzień oraz zaniku rozgałęzień gruczołu mlekowego – dwóch ważnych wskaźników rozwojowych u gryzoni – poprzez zastosowanie zmodyfikowanej analizy Sholla do obrazów całych preparatów gruczołów mlekowych. Metoda ta może pomóc w udzieleniu odpowiedzi na pytania z zakresu biologii gruczołu mlekowego, takie jak wpływ ekspozycji chemicznej na rozwój gruczołu mlekowego. Główną zaletą tej techniki jest wykorzystanie oprogramowania otwartoźródłowego do obiektywnego określenia ilościowego podstawowych cech rozwoju gruczołu mlekowego.W tej procedurze należy wykorzystać obrazy całych preparatów, przedstawiające nabłonek gruczołowy przy stałym powiększeniu. W pierwszej kolejności otwórz obraz w programie ImageJ. Następnie wybierz narzędzie do rysowania swobodnego (freehand tool).Obrysuj nabłonek gruczołowy i oczyść obszar wokół niego. Następnie obrysuj węzeł chłonny i usuń tę część obrazu za pomocą polecenia wycinania. Jeśli tło obrazu jest czarne, należy zmienić je na białe.Kliknij Edytuj, następnie Opcje, a potem Kolory. W oknie dialogowym wybierz kolor biały z menu rozwijanego opcji tła. Mimo że tło może pozostać czarne, podczas przetwarzania obrazu zostanie ono potraktowane jako białe.Następnie rozdziel kanały kolorów na trzy ośmiobitowe obrazy w skali szarości. Wybierz kanał o najlepszym kontraście, którym zazwyczaj jest kanał niebieski. Teraz odejmij tło z wybranego kanału kolorów.Następnie należy przejść do wyboru pożądanych parametrów i podglądu wprowadzonych zmian. Zaznacz opcję jasnego tła (light background) i podgląd w oknie dialogowym, a następnie dostosuj liczbę pikseli, aż do uzyskania pożądanego kontrastu. Jeśli wymagany jest dodatkowy kontrast, skorzystaj z opcji maskowania wyostrzającego (Unsharp Mask).Zaznacz opcję Podgląd w oknie dialogowym i dostosuj promień pikseli oraz wagę maski, aż do uzyskania pożądanego kontrastu. Po zastosowaniu filtra maskowania wyostrzającego usuń obramowanie utworzone przez filtr. Kliknij przycisk z podwójną czerwoną strzałką na pasku narzędzi i wybierz Narzędzia rysunkowe.Następnie wybierz narzędzie Gumka. Dostosuj jej średnicę, klikając prawym przyciskiem myszy przycisk narzędzia Gumka, a następnie przytrzymaj lewy przycisk myszy, aby usunąć obramowanie. Podczas usuwania dostępny jest tylko jeden poziom cofania zmian, dlatego należy zachować ostrożność.Po zastosowaniu jednego z filtrów należy ręcznie usunąć pozostałe szumy. Korzystając z kopii oryginalnego obrazu, usuń zidentyfikowane szumy, klikając najpierw przycisk z podwójną czerwoną strzałką na pasku narzędzi i wybierając narzędzia do rysowania. Następnie wybierz narzędzie gumka.Dostosuj jego średnicę, klikając prawym przyciskiem myszy przycisk narzędzia gumki. Następnie, przytrzymaj lewy przycisk myszy, aby usunąć szum. Podczas wymazywania możliwe jest tylko jedno cofnięcie operacji, dlatego należy zachować ostrożność.Następnie dostosuj próg obrazu. Przesuń suwaki, aby zmienić minimalną i maksymalną wartość progu w celu poprawy obrazu gruczołu. Następnie kliknij Zastosuj.Usuń dodatkowy szum automatycznie, korzystając z jednej z dwóch metod. Pierwszą opcją jest użycie polecenia despeckle. Drugą opcją jest użycie polecenia remove outliers.Proces ten zastępuje piksel medianą z jego bezpośredniego otoczenia tylko wtedy, gdy wartość piksela odbiega od mediany o więcej niż zdefiniowany przez użytkownika próg. Teraz, wykorzystując oryginalny obraz do porównania, odtwórz fragmenty nabłonka gruczołowego, które zostały usunięte podczas progowania i usuwania szumów. Podczas rekonstrukcji obrazu należy postępować ostrożnie i ograniczyć się do niezbędnego minimum, aby zachować integralność obrazu.Wybierz narzędzie puszki z farbą z narzędzi rysunkowych. Kliknij prawym przyciskiem myszy przycisk narzędzia puszki z farbą, aby dostosować rozmiar narzędzia, a następnie starannie wypełnij brakujące sekcje gruczołu za pomocą lewego przycisku myszy. Następnie utwórz obraz szkieletowy gruczołu do analizy Sholl.Najpierw należy przekształcić obraz do formatu binarnego. Następnie wykonuje się szkieletyzację obrazu. Proces ten polega na wielokrotnym usuwaniu pikseli z krawędzi obrazu binarnego, aż do momentu, gdy zostanie zredukowany do kształtu o szerokości jednego piksela.Następnie wykonaj dylatację obrazu jeden raz, aby zamknąć luki powstałe w wyniku progowania i szkieletyzacji. Potem zapisz obraz jako nowy plik, korzystając z polecenia „zapisz jako”. Na koniec sprawdź dokładność obrazu szkieletu w odniesieniu do oryginału, nakładając oba obrazy na siebie.W oknie dialogowym dodawania obrazu wybierz obraz szkieletu i ustaw jego przezroczystość na 30%. Następnie zapisz nałożoną warstwę jako nowy obraz do późniejszego wykorzystania. Na początek otwórz obraz szkieletu i przekonwertuj go do formatu binarnego. Teraz zdefiniuj skalę obrazu.Wprowadź liczbę pikseli na milimetr, następnie ustaw zarówno znaną odległość, jak i współczynnik proporcji pikseli na jeden, po czym wybierz milimetry jako jednostkę długości i przełącz opcję globalną, aby zastosować skalę do wszystkich obrazów. Następnie, za pomocą narzędzia do rysowania linii, określ promień końcowy dla analizy Sholla. Narysuj linię od początku przewodu głównego do najbardziej dystalnego punktu nabłonka gruczołowego.Następnie naciśnij klawisz M, aby wyświetlić odległość linii. Teraz wprowadź ustawienia dla analizy Sholla. Najpierw wybierz opcje w sekcji definicji powłok (definition of shells), ustawiając promień początkowy na 0.00 milimetrów oraz krok promienia na 0.1 milimetrów.Ustaw liczbę próbek na jedną. Długość właśnie narysowanej linii zostanie automatycznie wprowadzona w polu promienia końcowego. W opcjach wielu próbek na promień wybierz średnią (mean) dla całkowania.W sekcji deskryptorów i opcji dopasowania krzywych ustaw wartość odcięcia promienia otaczającego na jeden. W polu liczby gałęzi głównych wybierz opcję wnioskowania z promienia początkowego, a następnie zaznacz opcje dopasowania liniowego oraz najlepszego stopnia dopasowania. Następnie, w sekcji profilów bez normalizacji, wybierz opcję najbardziej informatywną.Następnie, w sekcji sholl methods, wybierz area for normalized profile. Na koniec, w sekcji output, zaznacz create intersections mask, aby utworzyć mapę cieplną przecięć. Teraz otwórz okno podglądu obrazu z pierścieniami i potwierdź obszar analizy.Jeśli wszystko wygląda poprawnie, kliknij OK, aby uruchomić analizę. Uruchomienie analizy utworzy okno liniowe profilu Sholla, okno półlogarytmiczne profilu Sholla, okno wyników Sholla zawierające wszystkie wartości wyjściowe Sholla oraz okno nazw plików profilu Sholla, które podaje liczbę przecięć w każdym promieniu wyznaczoną przez wielomian. Aby zmierzyć MEA, należy pracować na obrazie szkieletowym gruczołu w programie ImageJ.Otwórz narzędzie wielokąta i obrysuj wielokątem obwód gruczołu. Klikaj myszą, aby dodawać kolejne odcinki linii. Po opasaniu całego obszaru nabłonka kliknij dwukrotnie, aby zamknąć wielokąt.Następnie naciśnij klawisz M, aby otworzyć okno wyników. Wartość w kolumnie area odpowiada MEA. Jeśli nabłonek gruczołowy rozciąga się poza węzeł chłonny, podczas obliczania gęstości rozgałęzień należy odjąć powierzchnię węzła chłonnego od MEA.Powierzchnię węzła chłonnego można zmierzyć w ten sam sposób, co powierzchnię MEA. Z zastosowaniem opisanych metod przeanalizowano dwie grupy szczurów w tym samym wieku. Zwierzęta w grupie B leczono substancją chemiczną znaną z wywoływania przedwczesnego rozwoju gruczołów mlekowych.Wykreślenie liczby przecięć gałęzi wzdłuż promienia od gruczołu obrazuje zmienność uzyskanych wyników. Wyniki analizy Sholla wykazały wyraźną różnicę w średniej liczbie przecięć pomiędzy grupami. Jednakże, aby wyciągnąć wnioski, dane dotyczące przecięć muszą zostać znormalizowane do powierzchni gruczołu mlekowego.Analiza Sholl oraz pomiary powierzchni nabłonka gruczołu mlekowego dostarczają dwóch parametrów fizjologicznych przydatnych do przeprowadzenia analizy porównawczej. Wyraźnie widać, że rozmiar gruczołów był znacznie większy w grupie badawczej. Analiza Sholl dostarcza wartość Sum N, która służy do obliczenia gęstości rozgałęzień oraz wartości k.W grupie badanej wyższa średnia gęstość rozgałęzień oraz niższa średnia wartość k, odzwierciedlająca niższe tempo zaniku rozgałęzień, wskazują, że zwierzęta poddane działaniu preparatu miały lepiej rozwinięte gruczoły niż zwierzęta nieleczone. Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać, że usunięcie szumów jest najważniejszym etapem. Usunięcie zbyt dużej lub zbyt małej ilości szumów może naruszyć integralność gruczołu i zniekształcić wyniki.Podczas stosowania tej metody ważne jest, aby rozpocząć od nieskazitelnego preparatu całego kopca piersiowego. Dokładnego obrazu szkieletowego nie można uzyskać, jeśli występują niedoskonałości, takie jak rozdarcia lub fałdy. Stworzenie precyzyjnego obrazu szkieletowego wymaga cierpliwości i praktyki.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, analiza jednej przywiaszki zajmuje od 15 do 20 minut.

quantifying-branching-density-rat-mammary-gland-whole-mounts-using

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Nasz protokół opisuje sposób wycinania brzusznego gruczołu mlekowego szczura oraz przygotowywania preparatów całych gruczołów mlekowych. Opisuje on również analizę morfologii gruczołu mlekowego z wykorzystaniem trzech punktów końcowych (liczba pąków końcowych, elongacja nabłonka i różnicowanie) oraz wykorzystanie tych wyników do przewidywania ryzyka raka piersi u szczurów poddanych modyfikacjom diety in utero lub w okresie przedpokwitaniowym.

Zmiany w morfologii gruczołów mlekowych a ryzyko raka piersi u szczurów

Ta metoda opisuje sposób preparowania oraz oceny rozwoju i funkcji gruczołów mlekowych u myszy. Wycięte gruczoły mlekowe oceniane są pod kątem stopnia rozwoju za pomocą metody całego preparatu (whole mount), natomiast wydzielanie mleka jest oceniane przy użyciu testu skurczu komórek mioepitelialnych indukowanego oksytocyną.

Ocena rozwoju i funkcji gruczołu mlekowego w modelach mysich

Prezentujemy podejście do rejestracji obrazów do trójwymiarowej (3D) histologicznej rekonstrukcji objętości, które ułatwia badanie zmian zachodzących w narządzie na poziomie makrostruktur składających się z komórek. Korzystając z tego podejścia, zbadaliśmy zmiany 3D między gruczołami sutkowymi typu dzikiego i Igfbp7-null.

Rekonstrukcja trójwymiarowej objętości histologicznej i jej zastosowanie do badania mysich gruczołów sutkowych

Połączenia międzykomórkowe są niezbędne do funkcjonowania i rozwoju gruczołu sutkowego. Manuskrypt ten zawiera szczegółowy protokół badania interakcji białko-białko (PPI) i kolokalizacji przy użyciu mysich gruczołów sutkowych. Techniki te pozwalają na badanie dynamiki fizycznego związku między połączeniami międzykomórkowymi na różnych etapach rozwoju.

Analiza oddziaływań białko-białko i kolokalizacji między składnikami połączeń szczelinowych, ścisłych i adherenowych w mysich gruczołach sutkowych

Opracowaliśmy metodę skutecznego usuwania, przetwarzania, cięcia i barwienia, w celu oceny histopatologicznej, tkanki sutka, która pierwotnie była utrwalona na szkiełkach jako całe wierzchowce. Metoda ta może sprzyjać gromadzeniu i ocenie całych wierzchowców gruczołu mlekowego w badaniach wytycznych dotyczących badań reprodukcyjnych i rozwojowych.

Cięcie gruczołu sutkowego w całości w celu identyfikacji zmian chorobowych

Tutaj prezentujemy protokół izolacji całych, nienaruszonych gruczołów sutkowych myszy w celu zbadania ekspresji macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) i morfologii przewodowej. Gruczoły brzuszne myszy #4 wyekstrahowano od 8-10 tygodniowych samic myszy nieródek, utrwalono w neutralnej buforowanej formalinie, pocięto i wybarwiono przy użyciu immunohistochemii białek ECM.

Izolacja nienaruszonych, całych gruczołów sutkowych myszy w celu analizy ekspresji macierzy zewnątrzkomórkowej i morfologii gruczołów

Ten artykuł opisuje metodę przeszczepiania komórek nabłonka sutka szczura dawcy do białej poduszeczki tłuszczowej między łopatkami u zwierząt biorców. Metoda ta może być stosowana do badania wpływu gospodarza i/lub dawcy na rozwój nabłonka sutka i eliminuje potrzebę wstępnego oczyszczania, zwiększając w ten sposób przydatność tej techniki.

Przeszczep komórek nabłonkowych sutka szczura do białej poduszeczki tłuszczowej między łopatkami

Ten protokół opisuje nowatorskie okno obrazowania sutka z wymienną pokrywą (R.MIW). Mikroskopia przyżyciowa po wszczepieniu R.MIW pozwala na podłużne i wielodniowe obrazowanie zdrowego i chorego gruczołu sutkowego z rozdzielczością komórkową na różnych etapach rozwoju.

Podłużna mikroskopia przyżyciowa z wykorzystaniem okienka do obrazowania sutkowego z wymienną pokrywą

Opisano procedurę dostarczania chemicznego roztworu ablacyjnego do drzewa przewodowego sutka szczura w celu profilaktycznego leczenia raka piersi pod kontrolą obrazu. Komórki nabłonka sutka mogą być celowane przy minimalnym uszkodzeniu tkanek pobocznych poprzez kaniulację bezpośrednio do otworu brodawki sutkowej i doprzewodową infuzję 70% roztworu ablacyjnego na bazie etanolu.

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego leczenia ablacyjnego opartego na etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach szczurzych

Tutaj opisujemy prosty i ekonomiczny protokół do przeprowadzenia bezstronnej kwantyfikacji gęstości mikrokrążenia płuc dla całej tkanki płucnej myszy za pomocą pojedynczego barwienia izolektyny B4.

Kwantyfikacja gęstości mikronaczyniowej płuc u myszy w poprzek zrazików

Naucz się kwantyfikować gęstość rozgałęzień gruczołu sutkowego szczura przy użyciu zmodyfikowanej analizy Sholla na obrazach całych wierzchowców. Ta metoda z wykorzystaniem oprogramowania ImageJ umożliwia obiektywną ocenę rozwoju gruczołu.

Kwantyfikacja gęstości rozgałęzień w całych wierzchowcach gruczołu sutkowego szczura przy użyciu metody analizy Sholla

Przeglądaj więcej filmów