15 czerwca 2017
Ten protokół opisuje strategię optogenetyczną do modulowania aktywności kinazy białkowej aktywowanej mitogenem (MAPK) podczas różnicowania komórek i rozwoju embrionalnego Xenopus. Metoda ta pozwala na odwracalną aktywację szlaku sygnałowego MAPK w hodowli komórek ssaków oraz w wielokomórkowych organizmach żywych, takich jak zarodki Xendopus, z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową.
Ogólnym celem tego eksperymentu jest wykorzystanie światła do kontrolowania szlaku sygnałowego kinazy białkowej aktywowanej mitogenem w nienaruszonych komórkach i zarodkach Xenopus. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania z zakresu biologii komórkowej i rozwojowej, takie jak to, w jaki sposób czasowe modulacje aktywności kinazy regulują samostanowienie podczas różnicowania komórek i rozwoju embrionalnego. Główną zaletą tej techniki jest to, że aktywność kinazy białkowej aktywowanej mitogenem może być odwracalnie kontrolowana w nienaruszonych komórkach i organizmach wielokomórkowych, takich jak rozwijające się zarodki.
Metoda ta może dostarczyć informacji na temat kinetyki sygnalizacji podczas rozwoju embrionalnego Xenopus. Może być również stosowany do innych systemów modelowych, takich jak sokotra, danio pręgowany lub mysz. Dzisiaj doktorant z mojego laboratorium, Vishnu Krishnamurthy, zademonstruje tę procedurę.
A Aurora Turgeon, post-gwiazda w moim laboratorium, zademonstruje wszystkie procedury związane z embrionami Xenopus. Najpierw zmontuj urządzenie do hodowli komórkowej, umieszczając jedną autoklawowaną sterylną komorę PDMS na sterylnym szkiełku nakrywkowym pokrytym PLL na szalce Petriego o średnicy 60 mm. Następnie użyj 0,5 ml 0,25% trypsyny, aby odłączyć komórki pHK21 od jednego dołka 6-dołkowej płytki do hodowli tkankowej.
Po zliczeniu gęstości komórek za pomocą hemocytometru, wysiewaj komorę z 20 000 komórek w 200 mikrolitrach pożywki do hodowli komórkowych. 24 godziny po posiewie komórek przetransfekuj komórki 50 do 100 nanogramami CRY2-mCherry-Raf1 2A2CIBMG plazmidu PCaA X zgodnie z protokołem producenta. Trzy godziny po transfekcji zmień pożywkę na 200 mikrolitrów świeżej pożywki hodowlanej i pozwól komórkom zregenerować się przez noc Inkubując kulturę w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza i pięcioprocentowym dwutlenku węgla.
Następnego dnia rozpocznij indukcję optogenetyczną i obrazowanie, najpierw zastępując pożywkę do hodowli komórkowej 200 mikrolitrami pożywki niezależnej od dwutlenku węgla. Następnie skonfiguruj protokół akwizycji danych. Wybierz kanał FITC wzbudzenia nonometru 488 do stymulacji optogenetycznej oraz kanał CRITC wzbudzenia 561 nanometrów, aby śledzić lokalizację komórkową białka znakowanego mCherry.
Zmierz moc niebieskiego światła, umieszczając miernik mocy w pobliżu okienka obiektywu. Całkowita moc dwóch mikrowatów jest wystarczająca do wywołania asocjacji CIBN CRY2-PHR. Skonfiguruj pobieranie znacznika czasu z pięciosekundowym interwałem.
A całkowity czas akwizycji wynosi dwie minuty. Zastosuj odpowiedni materiał do dopasowywania indeksów w oknie celu. Umieść komorę komórkową na stoliku mikroskopu i użyj trybu jasnego pola, aby ustawić ostrość na komórkach na powierzchni szkiełka nakrywkowego za pomocą okularów.
Następnie przesuń stolik mikroskopu, aby zlokalizować transfekowaną komórkę w zielonym świetle. Nagraj serię obrazów ze znacznikiem czasu zarówno na kanałach FITC, jak i CITC. Podstawowy obraz próbki przedstawia CIBNGPCAAX zlokalizowany na błonie plazmatycznej.
To jest migawka CRY2 mCherry raf1 przed symulacją światła niebieskiego, podczas gdy te zdjęcia pokazują migawkę CRY2 mCherry raf po dziesięciu impulsach stymulacji światłem niebieskim. Stwórz matrycę LED, wkładając tonalne niebieskie diody LED do dwóch płytek stykowych i łącząc się z rezystorami ograniczającymi prąd. Umieść płytki stykowe w aluminiowym pudełku.
Włóż dwa metalowe przewody, aby podłączyć tablice do zasilania. Upewnij się, że długość drutu jest wystarczająca, gdy kaseton oświetleniowy jest umieszczony w inkubatorze dwutlenku węgla. Następnie umieść przezroczysty dyfuzor światła, który będzie pełnił funkcję osłony kasetonu.
Na koniec skalibruj moc wyjściową każdej diody LED przy różnych wejściach napięciowych. Użyj mocy punktu zerowego dwóch miliwatów na centymetr kwadratowy do 24-godzinnego testu różnicowania komórek PC12. Umieść matrycę LED w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza uzupełnionym pięcioprocentowym dwutlenkiem węgla.
Podłącz go do zasilania za pomocą metalowych przewodów i ustaw moc diody LED na punkt zerowy, dwa miliwaty na centymetr kwadratowy. Umieść 12-dołkową płytkę zawierającą transfekowane ogniwa PC12 w okienku matrycy LED. Ustaw płytkę tak, aby każda studnia była w pełni oświetlona.
Stosuj ciągłe oświetlenie świetlne przez 24 godziny. Aby zobrazować zróżnicowane komórki, skonfiguruj pobieranie danych z pojedynczą migawką. Użyj 200 milisekund zarówno dla kanałów GFP, jak i TexasRed.
Przechwytuj obrazy transfekowanych komórek zarówno w kanałach GFP, jak i TexasRed, a następnie zapisz pliki do analizy danych. Rozpocznij tę procedurę od wytworzenia igieł do mikroiniekcji RNA, ciągnąc szklane naczynia włosowate za pomocą ściągacza do naczyń włosowatych. Usuń galaretowatą osłonę z zarodków, traktując je trzyprocentową cysteiną rozcieńczoną w 0,2 XMMR przez 15 minut.
Przenieś zarodki do trzyprocentowego roztworu polisacharozy i punktu zerowego pięć XMMR do mikrowstrzyknięcia. Dokładnie wstrzyknij 500 pikogramów do jednego nanograma RNA CRY2-mCherry-Raf1-2A-2CIBN-GFP-CaaX do każdego zarodka. Następnie hoduj zarodki z mikrowstrzykniętymi zarodkami w roztworze do mikroiniekcji w temperaturze pokojowej.
Gdy zarodki osiągną stadium gastruli, przenieś je do 0,2x roztworu MMR i kontynuuj hodowlę aż do pożądanego etapu rozwoju. Następnie umieść 12-dołkową płytkę na domowej matrycy LED do leczenia światłem niebieskim. Umieść lusterko na 12-dołkowej płytce, aby zapewnić pełne oświetlenie zarodków światłem niebieskim.
Zbierz zarodki do analizy histologicznej, western blot lub ekspresji genów po ekspozycji na niebieskie światło przez żądany czas. Ten obraz przedstawia wielokanałowe migawki komórek PC12 transfekowanych CRY2-2A-2CIBN po 24 godzinach stymulacji światłem niebieskim w punkcie zerowym dwóch miliwatów na centymetr kwadratowy. Widoczni są zarówno reporterzy GFP, jak i mCherry.
Kółka oznaczają zróżnicowane komórki, a kwadraty oznaczają niezróżnicowane komórki. W tym przypadku komórki zostały potraktowane w taki sam sposób, jak te na poprzednim obrazie, z wyjątkiem tego, że nie zastosowano stymulacji światłem niebieskim. Nie widać żadnego zróżnicowania.
Komórki te wykazują reprezentatywne wyniki po transfekcji raf1 GFPCaaX, konstytutywnie aktywnym raf1. Okręgi i prostokąty oznaczają odpowiednio komórki zróżnicowane i niezróżnicowane. Ten histogram pokazuje współczynniki różnicowania komórek PC12 transfekowanych CA-Raf1, kotransfekowanych CRY2 mCherry raf1 i CIBN GFP Caax oraz pojedynczo transfekowanych CRY2A 2CIBN.
Tylko komórki wystawione na działanie niebieskiego światła wykazywały znaczące różnicowanie. To zdjęcie pokazuje morfologię normalnych zarodków Xenopus bez wstrzyknięcia MRNA i bez leczenia światłem. Zdjęcie przedstawia zarodki, którym wstrzyknięto CRY2 2A2CIBN MRNA i poddano ich stymulacji światłem niebieskim.
Aktywacja raf1 poprzez traktowanie zarodków CRY2 2A2CIBN wstrzykniętych niebieskim światłem indukuje ektopowe struktury przypominające ogon w okolicy głowy. Postępując zgodnie z tą procedurą, można odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak to, w jaki sposób specyficzna dla etapu aktywacja szlaku kinazy białkowej aktywowanej mitogenem reguluje ekspresję genów. Tę metodę optogenetyczną można uogólnić, aby kontrolować inne szlaki sygnałowe o podobnych mechanizmach aktywacji.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Ten protokół opisuje strategię optogenetyczną do modulacji aktywności kinazy aktywowanej mitogenem (MAPK) podczas różnicowania komórek i rozwoju zarodków Xenopus. Metoda ta umożliwia odwracalną aktywację szlaku sygnałowego MAPK w hodowli komórek ssaków oraz w wielokomórkowych organizmach żywych, takich jak zarodki Xenopus, z wysoką rozdzielczością przestrzenną i czasową.
Reversible control of kinase signaling addresses a critical bottleneck in target validation by enabling precise interrogation of pathway dynamics in physiologically relevant systems. This optogenetic approach enhances predictive confidence in early discovery by linking transient MAPK modulation to differentiation outcomes in mammalian cells and vertebrate embryos. The method supports mechanistic de-risking prior to lead identification by providing quantitative, temporally resolved readouts of kinase activity.
The method integrates into early discovery workflows by providing a tunable input for pathway interrogation before committing to compound screening or lead optimization.