Name: Mysi model nefrektomii 5/6, który indukuje eksperymentalną kardiomiopatię mocznicową (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 52 s
Description: Poznaj dwuetapową technikę nefrektomii 5/6 u myszy z ligaturą biegunów, która poprawia przeżywalność i pozwala badać przewlekłą chorobę nerek oraz mocznicową kardiomiopatię.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez NIH R15 1R15DK106666-01A1 (do J. Liu) i NIH RO1 HL071556 (do J.I. Shapiro).

Wszystkie eksperymenty i opieka nad zwierzętami zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Marshalla (IACUC) zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health (NIH) dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Samce myszy C57BL/6 (w wieku 10-12 tygodni) trzymano w obiekcie dla zwierząt wolnym od patogenów w wyznaczonych pomieszczeniach wyposażonych w klatki, które dostarczają oczyszczone powietrze w 12-godzinnym cyklu światła/ciemności. Żywność i wodę dostarczano ad libitum.
1. Przygotowanie do operacji
UWAGA: Narzędzia i materiały chirurgiczne są pozyskiwane z różnych źródeł, które nie są specyficzne dla operacji chirurgicznych. Instrumenty i materiały z innych źródeł mogą być również wykorzystywane do tego samego celu. Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby zapoznać się z listą narzędzi chirurgicznych.
<ol>
	<li>Przygotowanie do zabiegu
	<ol>
		<li>Umieść w zasięgu stołu operacyjnego: podkładkę rozgrzewającą, lampę halogenową, butlę tlenu i zbiornik izofluranu, parownik izofluranu, maszynkę do strzyżenia włosów, krem do depilacji, łuski, wysterylizowany zestaw operacyjny, sterylizowaną bieliznę chirurgiczną, waciki, 70% alkohol, roztwór polihydroksydyny (zawierający 1% jodu), 0,9% roztwór NaCl, 1 ml strzykawki i igły (30 G), nici jedwabne 3-0 i 4-0, buprenorfina i penicylina, maść z antybiotykiem i lubrykantyczna maść do oczu.</li>
		<li>Wyczyść klatkę i umieść poduszkę grzewczą pod ściółką dla myszy po operacji.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Operacja pierwszego etapu: podwiązanie bieguna lewej nerki
UWAGA: Utrzymuj sterylne warunki podczas operacji. Przykryj autoklawowane narzędzia chirurgiczne sterylną podkładką. Trzymaj w ręku więcej niż jeden zestaw narzędzi chirurgicznych dla więcej niż jednej operacji, aby zapobiec zakażeniu krzyżowemu podczas operacji. Jeśli narzędzia muszą być ponownie użyte, w przypadku wielu operacji, należy zdezynfekować narzędzia roztworem betadyny i 70% etanolem, a następnie sterylizować w sterylizatorze z kiełkownikiem przez 5 minut. Zdezynfekuj obszar operacyjny 70% etanolem. Noś fartuch, maskę (do zakrywania nosa i ust), czepek (do zakrywania głowy) i parę sterylnych rękawiczek. Zmieniaj rękawiczki po każdym zabiegu.
<ol>
	<li>Myć i dezynfekować ręce oraz nosić sterylne rękawice chirurgiczne. Załóż czapkę na głowę i maskę.</li>
	<li>Zdezynfekuj stół 70% alkoholem. Nałóż nawilżającą maść na oczy na oba oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej systemu parownika izofluranu i wywołaj znieczulenie mieszaniną 2,5% izofluranu ze 100% tlenem (0,8 - 1,2 l/min) przez 1 - 2 min. 
	UWAGA: O skuteczności znieczulenia decydował brak odruchu bólowego wywołanego przez uszczypnięcie ogona, a także brak odruchu powiekowego przez dotknięcie powieki.</li>
	<li>Wstrzyknąć penicylinę (40 000 jednostek/kg masy ciała, domięśniowo) i buprenorfinę (0,02 mg/kg masy ciała, SC), aby zapobiec infekcji i bólowi podczas operacji.</li>
	<li>Umieść mysz na podkładce rozgrzewającej (początkowo ustawionej na 42 °C) z termometrem doodbytniczym, aby utrzymać i monitorować temperaturę ciała około 37 °C podczas zabiegu. Umieść nos myszy w stożku nosowym i przewietrz mieszaniną 0,8-1,2% izofluranu ze 100% tlenem (0,8-1,2 l/min) podczas zabiegu.</li>
	<li>Umieść mysz po prawej stronie. Ogol włosy w okolicy operacyjnej maszynką do strzyżenia włosów, a następnie usuń za pomocą kremu do depilacji. Zdezynfekuj miejsce roztworem polihydroksydyny (zawierającym 1% jodu), a następnie 70% etanolem. Wyrównaj autoklawowaną bieliznę chirurgiczną na obszarze operacyjnym.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie lędźwiowe ~1,0 cm i oddziel mięsień i powięź, aby odsłonić lewą nerkę za pomocą skalpela i kleszczy (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1a).</li>
	<li>Wyciągnij lewą nerkę bardzo delikatnie, ciągnąc za tłuszcz okołonerkowy małymi kleszczami. W tym procesie, aby nie naruszać nadnerczy, przesuń nadnercze w górę od nerki za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy delikatnie drażnij tkankę łączną i nadnercza od górnego końca nerki w kierunku środkowego odźwiernika nerki, gdzie naczynia krwionośne wchodzą i wychodzą. Zidentyfikuj i odizoluj moczowód. 
	UWAGA: Moczowód leży wokół dolnej połowy nerki osadzonej w tkance łącznej i wyraźnie widocznej w świetle.</li>
	<li>Delikatnie chwyć tkankę łączną i oddziel ją od tkanki nerkowej, aby upewnić się, że moczowód nie jest podwiązany.</li>
	<li>Przed podwiązaniami biegunowymi użyj sterylnej linijki, aby zidentyfikować górną i dolną 1/3 części nerki. Nerka myszy ma zwykle około 1,25 - 1,5 cm długości.</li>
	<li>Podwiązywać za pomocą jedwabnego sznurka do szwów 3-0 i z odpowiednią siłą, około 0,4 cm od górnej części w kierunku środka odźwiernika i podobnie, 0,4 cm od dolnej części w kierunku odźwiernika (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1a, przerywane linie).</li>
	<li>Po podwiązaniu obu biegunów (<silna klasa="xfig">Rysunek 1b), odczekaj 2 minuty obserwacji, aby upewnić się, że nie ma krwawienia. 
	UWAGA: W tym procesie bardzo ważne jest, aby unikać podwiązania nadnerczy, tętnicy nerkowej i moczowodu. Jeśli lewy moczowód jest podwiązany, mysz umrze po usunięciu prawej nerki w operacji drugiego etapu. Siła podwiązania może ograniczać przepływ krwi do biegunów, nie powodując krwawienia wewnątrznerkowego. W ciągu 1 - 2 minut po podwiązaniu bieguny ulegają odbarwieniu ze względu na ograniczenie przepływu krwi do biegunów.</li>
	<li>Wepchnij lewą nerkę z powrotem w pierwotne miejsce. Zamknij mięśnie i skórę odpowiednio jedwabnymi sznurkami do szwów 4-0 i 3-0. Nałóż maść z antybiotykiem na obszar chirurgiczny, aby uzyskać lepszą regenerację i dezynfekcję.</li>
	<li>Po podwiązaniu mysz należy umieścić oddzielnie w klatce z lampą grzewczą nad klatką, tak aby powierzchnia legowiska była bliska 37 °C (monitorowanej termometrem), przed umieszczeniem zwierząt w oddzielnych klatkach. 
	UWAGA: Monitoruj mysz, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżący mostek.</li>
	<li>Zapewnij łatwy dostęp do wody i pożywienia podczas rekonwalescencji. Podawaj penicylinę i buprenorfinę co 12 godzin przez pierwsze 3 dni po zabiegu, aby zapobiec infekcji i bólowi. 
	UWAGA: Mysz powinna dojść do siebie po urazie po operacji w ciągu 2-3 dni i powinna wrócić do normalnego jedzenia, picia i poruszania się. W tym momencie umieść mysz pojedynczo, aby w pełni odzyskać. Należy monitorować: picie, jedzenie, wzorce chodzenia, niezręczny chód, zgarbione plecy, wydzielinę z oczu i/lub nosa oraz agresywne zachowanie. Poddaj mysz eutanazji, jeśli wykazuje jakiekolwiek oznaki drgawki, śpiączki, nieuleczalnej infekcji, trudności w chodzeniu, utraty chodu, niezdolności do jedzenia i picia oraz utraty wagi przed operacją o więcej niż 15%.</li>
</ol>
3. Operacja drugiego etapu: usunięcie prawej nerki
<ol>
	<li>Siedem dni później odsłoń prawą nerkę zgodnie z opisem dla lewej nerki w krokach od 2.1 do 2.10, z wyjątkiem umieszczenia myszy po jej lewej stronie.</li>
	<li>Umieść prawą nerkę na płótnie i oczyść otaczający tłuszcz i tkankę łączną kleszczami.</li>
	<li>Zidentyfikuj tętnicę nerkową i żyłę, a następnie umieść dwie ligatury (jedwab 3-0), każda z pojedynczym luźnym węzłem wokół naczyń. Delikatnie drażnij tkankę łączną i nadnercza od górnego końca nerki w kierunku środkowego odźwiernika nerki za pomocą kleszczy. Delikatnie przesuń moczowód z dolnego końca i zwiąż wszystkie naczynia razem (jedwab 3-0), nie powodując krwawienia.</li>
	<li>Przesuń dwa luźne węzły ligatury wzdłuż naczyń. Jeden w kierunku aorty brzusznej, a drugi w kierunku nerki.</li>
	<li>Najpierw zawiąż węzeł ligaturowy (w kierunku strony aorty brzusznej) podwójnymi węzłami; solidny węzeł zmieni kolor prawej nerki. Zawiąż węzeł ligatury (w kierunku strony nerki) podwójnymi węzłami. Pozostaw wystarczająco dużo miejsca między tymi dwoma podwójnymi węzłami, aby przeciąć naczynia między dwoma węzłami bez przecinania węzłów ligaturowych.</li>
	<li>Przetnij naczynia nerkowe między dwoma węzłami i usuń prawą nerkę. Sprawdź, czy nie ma krwawienia z naczyń nerkowych.</li>
	<li>Osusz prawą nerkę za pomocą sterylnej gazy i zważ ją.</li>
	<li>Zamknij nacięcie mięśni jedwabnym sznurkiem do szwów 4-0, a następnie zamknij nacięcie skóry jedwabnym sznurkiem do szwów 3-0.</li>
	<li>Umieść mysz oddzielnie w czystej, pojedynczej klatce z lampą grzewczą nad klatką (krok 2.15) z łatwym dostępem do wody i pożywienia przez co najmniej 24 godziny do wyzdrowienia. Podawaj penicylinę i buprenorfinę co 12 godzin przez 3 dni, aby zapobiec infekcji i bólowi. 
	UWAGA: Mysz powinna dojść do siebie po urazie związanym z operacją w ciągu 2-3 dni i powinna wrócić do normalnego jedzenia, picia i poruszania się.</li>
	<li>Po operacji monitoruj myszy dwa razy dziennie przez trzy dni, a następnie raz dziennie przez cały czas trwania eksperymentu. Postępuj zgodnie z procedurami monitorowania i leczenia pooperacyjnego opisanymi w kroku 2.16.</li>
</ol>
4. Pozorna chirurgia
<ol>
	<li>W przypadku operacji pozorowanej należy wykonać te same zabiegi chirurgiczne, w tym odsłonięcie nerki, wypreparowanie tkanki i zamknięcie rany, ale bez podwiązania bieguna lewej nerki lub usunięcia prawej nerki.</li>
</ol>
5. Ocena eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej
<ol>
	<li>Dzień przed złożeniem ofiary wykonaj echokardiografię przezklatkową i uchwyć obrazy18. 
	UWAGA: W tym przypadku echokardiografię przezklatkową wykonano za pomocą stołu do obsługi myszy i termometru doodbytniczego. Obrazy echokardiograficzne zostały wykonane za pomocą przetwornika częstotliwości roboczej 18-38 MHz podłączonego do systemu obrazowania. Względna grubość ścianki (RWT), wskaźnik wydolności mięśnia sercowego (MPI) i wskaźnik masy lewej komory (LVMI) zostały obliczone tak, jak opisaliśmy18.</li>
	<li>W momencie składania ofiary zmierz masę ciała. Zmierz hematokryt (HCT) za pomocą wirówki HCT zgodnie z instrukcjami producenta. Przygotować próbki osocza za pomocą probówek powlekanych heparyną, odwirowując próbki krwi przez 10 minut w temperaturze 1 500 x g w temperaturze 4 °C w wirówce stołowej z chłodzeniem. Mierz cystatynę C, kreatyninę i BUN za pomocą zestawów zgodnie z instrukcjami producenta. Wykonaj pomiary w dwóch egzemplarzach.</li>
	<li>Pod koniec eksperymentu znieczulić myszy ketaminą (90 mg/kg, IP) i ksylaksyną (10 mg/kg, IP) i poświęcić je przez torakotomię. Zmierz masę serca po wyjęciu go z klatki piersiowej. Przygotuj homogenaty serca (LV) i nerek, a także oznaczenie kolagenu typu 1 (COL-1), fosforylację c-Src i karbonylację białek, jak opisano wcześniej18,19.</li>
</ol>

<ol><li>Sarnak, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+Disease+as+a+Risk+Factor+for+Development+of+Cardiovascular+Disease%3A+A+Statement+From+the+American+Heart+Association+Councils+on+Kidney+in+Cardiovascular+Disease%2C+High+Blood+Pressure+Research%2C+Clinical+Cardiology%2C+and+Epidemiology+and+Prevention%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Kidney Disease as a Risk Factor for Development of Cardiovascular Disease: A Statement From the American Heart Association Councils on Kidney in Cardiovascular Disease, High Blood Pressure Research, Clinical Cardiology, and Epidemiology and Prevention.</a> Circulation. 108 (17), 2154-2169 (2003).</li>
<li>Levey, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlling+the+epidemic+of+cardiovascular+disease+in+chronic+renal+disease%3A+what+do+we+know%3F+What+do+we+need+to+learn%3F+Where+do+we+go+from+here%3F+National+Kidney+Foundation+Task+Force+on+Cardiovascular+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Kidney+Dis%22%5BJournal%5D)">Controlling the epidemic of cardiovascular disease in chronic renal disease: what do we know? What do we need to learn? Where do we go from here? National Kidney Foundation Task Force on Cardiovascular Disease.</a> Am J Kidney Dis. 32 (5), 853-906 (1998).</li>
<li>Schiffrin, E. L., Lipman, M. L., Mann, J. F. E. Chronic Kidney Disease. Effects on the Cardiovascular System. 116 (1), 85-97 (2007).</li>
<li>Foley, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+and+echocardiographic+disease+in+patients+starting+end-stage+renal+disease+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Clinical and echocardiographic disease in patients starting end-stage renal disease therapy.</a> Kidney Int. 47 (1), 186-192 (1995).</li>
<li>Foley, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+prognostic+importance+of+left+ventricular+geometry+in+uremic+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">The prognostic importance of left ventricular geometry in uremic cardiomyopathy.</a> J Am Soc Nephrol. 5 (12), 2024-2031 (1995).</li>
<li>Alhaj, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uremic+cardiomyopathy%3A+an+underdiagnosed+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Congest+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Uremic cardiomyopathy: an underdiagnosed disease.</a> Congest Heart Fail. 19 (4), 40-45 (2013).</li>
<li>Gulati, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+fibrosis+with+mortality+and+sudden+cardiac+death+in+patients+with+nonischemic+dilated+cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Association of fibrosis with mortality and sudden cardiac death in patients with nonischemic dilated cardiomyopathy.</a> JAMA. 309 (9), 896-908 (2013).</li>
<li>London, G. M., Parfrey, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+disease+in+chronic+uremia%3A+pathogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Ren+Replace+Ther%22%5BJournal%5D)">Cardiac disease in chronic uremia: pathogenesis.</a> Adv Ren Replace Ther. 4 (3), 194-211 (1997).</li>
<li>Mohmand, B., Malhotra, D. K., Shapiro, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uremic+cardiomyopathy%3A+role+of+circulating+digitalis+like+substances%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Biosci%22%5BJournal%5D)">Uremic cardiomyopathy: role of circulating digitalis like substances.</a> Front Biosci. 10, 2036-2044 (2005).</li>
<li>Himmelfarb, J., McMonagle, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manifestations+of+oxidant+stress+in+uremia%5BTitle%5D)+AND+%22Blood+Purif%22%5BJournal%5D)">Manifestations of oxidant stress in uremia.</a> Blood Purif. 19 (2), 200-205 (2001).</li>
<li>Okamura, D. M., Himmelfarb, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tipping+the+redox+balance+of+oxidative+stress+in+fibrogenic+pathways+in+chronic+kidney+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Tipping the redox balance of oxidative stress in fibrogenic pathways in chronic kidney disease.</a> Pediatr Nephrol. 24 (12), 2309-2319 (2009).</li>
<li>Himmelfarb, J., Stenvinkel, P., Ikizler, T. A., Hakim, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+elephant+in+uremia%3A+oxidant+stress+as+a+unifying+concept+of+cardiovascular+disease+in+uremia%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">The elephant in uremia: oxidant stress as a unifying concept of cardiovascular disease in uremia.</a> Kidney Int. 62 (5), 1524-1538 (2002).</li>
<li>Becker, B. N., Himmelfarb, J., Henrich, W. L., Hakim, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reassessing+the+cardiac+risk+profile+in+chronic+hemodialysis+patients%3A+a+hypothesis+on+the+role+of+oxidant+stress+and+other+non-traditional+cardiac+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Soc+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Reassessing the cardiac risk profile in chronic hemodialysis patients: a hypothesis on the role of oxidant stress and other non-traditional cardiac risk factors.</a> J Am Soc Nephrol. 8 (3), 475-486 (1997).</li>
<li>Drummond, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+Na%2FK-ATPase+affects+cardiac+remodeling+and+increases+c-kit+cell+abundance+in+partial+nephrectomized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Reduction of Na/K-ATPase affects cardiac remodeling and increases c-kit cell abundance in partial nephrectomized mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 306 (12), 1631-1643 (2014).</li>
<li>Kennedy, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+nephrectomy+as+a+model+for+uremic+cardiomyopathy+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Renal+Physiol%22%5BJournal%5D)">Partial nephrectomy as a model for uremic cardiomyopathy in the mouse.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 294 (2), 450-454 (2008).</li>
<li>Haller, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monoclonal+antibody+against+marinobufagenin+reverses+cardiac+fibrosis+in+rats+with+chronic+renal+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Hypertens%22%5BJournal%5D)">Monoclonal antibody against marinobufagenin reverses cardiac fibrosis in rats with chronic renal failure.</a> Am J Hypertens. 25 (6), 690-696 (2012).</li>
<li>Tian, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spironolactone+attenuates+experimental+uremic+cardiomyopathy+by+antagonizing+marinobufagenin%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Spironolactone attenuates experimental uremic cardiomyopathy by antagonizing marinobufagenin.</a> Hypertension. 54 (6), 1313-1320 (2009).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attenuation+of+Na%2FK-ATPase+Mediated+Oxidant+Amplification+with+pNaKtide+Ameliorates+Experimental+Uremic+Cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Attenuation of Na/K-ATPase Mediated Oxidant Amplification with pNaKtide Ameliorates Experimental Uremic Cardiomyopathy.</a> Sci Rep. 6, 34592(2016).</li>
<li>Yan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Involvement+of+reactive+oxygen+species+in+a+feed-forward+mechanism+of+Na%2FK-ATPase-mediated+signaling+transduction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Involvement of reactive oxygen species in a feed-forward mechanism of Na/K-ATPase-mediated signaling transduction.</a> J Biol Chem. 288 (47), 34249-34258 (2013).</li>
<li>Leelahavanichkul, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+overcomes+strain-dependent+resistance+of+rapid+CKD+progression+in+a+new+remnant+kidney+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II overcomes strain-dependent resistance of rapid CKD progression in a new remnant kidney mouse model.</a> Kidney Int. 78 (11), 1136-1153 (2010).</li>
<li>Ma, L. J., Fogo, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Model+of+robust+induction+of+glomerulosclerosis+in+mice%3A+importance+of+genetic+background%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+Int%22%5BJournal%5D)">Model of robust induction of glomerulosclerosis in mice: importance of genetic background.</a> Kidney Int. 64 (1), 350-355 (2003).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Model 5/6th PNx u szczura jest szeroko stosowany do badania PChN. Ze względu na znacznie mniejszy rozmiar nerki u myszy, klasyczne podwiązanie tętnicy i resekcja bieguna są bardzo trudne w modelach mysich, z możliwymi wysokimi wskaźnikami śmiertelności i nieoczekiwanym krwawieniem/utratą krwi.
Przyjęliśmy mysi model PNx z podwiązaniem biegunów, aby przezwyciężyć krwawienie/utratę krwi. Ten model PNx zajmuje mniej czasu dzięki lepszemu wskaźnikowi przeżycia i wysokiej odtwarzalności....

PChN, znana również jako przewlekła niewydolność nerek, to postępująca utrata funkcji nerek w czasie, która ostatecznie przekształca się w trwałą niewydolność nerek. PChN, od wczesnego stadium choroby nerek do schyłkowej niewydolności nerek (ESRD), jest dużym czynnikiem ryzyka zdarzeń sercowo-naczyniowych i śmiertelności, i stopniowo rozwija się do fenotypu klinicznego zwanego "kardiomiopatią mocznicową"1,2,3. Kardiomiopatia mocznicowa u pacjentów z PChN lub ESRD jest związana z nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi, głównie spowodowanymi przeciążeniem ciśnienia i/lub objętości lewej komory (LV), co prowadzi do przerostu lewej komory (LVH), rozszerzenia lewej komory i dysfunkcji skurczowej lewej komory4,5,6. Zwłóknienie serca jest innym powszechnym patologicznym procesem kardiomiopatii mocznicowej, który zmniejsza podatność serca, powodując dysfunkcję rozkurczową lewej komory. Ciężkie zwłóknienie serca może prowadzić do nagłej śmierci sercowej nawet u osób bez objawów sercowych7.
5/6th PNx jest powszechnie używanym modelem zwierzęcym PChN do badań na zwierzętach obejmujących niewydolność nerek, kardiomiopatię mocznicową i nadciśnienie. PNx uzyskuje się przez ablację miąższu nerki 5/6. Model szczurzy został początkowo opracowany z dwoma najczęściej stosowanymi protokołami: resekcja chirurgiczna lub zawał. Model PNx szczura jest niezwykle przydatnym modelem do badania kardiomiopatii mocznicowej ze znacznym wzrostem ciśnienia krwi, przerostem mięśnia sercowego i upośledzoną funkcją rozkurczową. Później opracowano mysie modele PNx, obsługiwane podobnymi technikami jak model szczurzy, ze względu na szeroką dostępność i łatwość dokonywania manipulacji genetycznych w systemie mysim.
Jest dobrze udokumentowane, że ogólnoustrojowy stres oksydacyjny jest stałą cechą zarówno klinicznej, jak i eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej8,9. Ponadto stres oksydacyjny przyczynia się do powstawania zespołu mocznicowego10 i odgrywa kluczową rolę w patogenezie nieprawidłowości serca obserwowanych w kardiomiopatii mocznicowej11,12,13. Do tej pory wykazaliśmy, że model 5/6th PNx gryzoni powoduje fizjologiczne, morfologiczne i biochemiczne cechy kardiomiopatii mocznicowej14,15,16,17. W opisanym tutaj mysim modelu PNx, myszy operowane PNx rozwinęły znaczny stres oksydacyjny, przynajmniej częściowo pośredniczony przez funkcję sygnalizacji Na/K-ATPazy, która ma kluczowe znaczenie w eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej za pośrednictwem PNx. Tłumienie sygnalizacji Na/K-ATPazy nie tylko zmniejsza amplifikację oksydacyjną, ale także łagodzi zmiany fenotypowe w eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicowej za pośrednictwem PNx18.

<table><tbody><tr><td>Nożyczki do irysów, 11.5 cm, Straight</td><td>World Precision Instruments</td><td>501758</td><td></td></tr><tr><td>WPI Swiss Tweezers #5 11 cm, 0.1x0.06 mm Końcówki</td><td>World Precision Instruments</td><td>504506</td><td></td></tr><tr><td>Jubilerzy #5 Kleszcze, 11cm, proste, Titanium</td><td>World Precision Instruments</td><td>555227F</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do irysów, 10cm, proste, ząbkowane</td><td>World Precision Instruments</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta #3, 11cm, końcówki 0,2x0,4mm World</td><td>Precision Instruments</td><td>501976</td><td></td></tr><tr><td>Medesy Iris 4,5" Zakrzywione nożyczki, siatka ze stali nierdzewnej23</td><td></td><td>3512</td><td>www.Net32.com</td></tr><tr><td>Nożyczki do irysa Dr. Slick; 3.5"</td><td>Avid Max</td><td>220-1-965-IrisScsrs-P&nbsp;</td><td>Na stronie www. Avid Max.com</td></tr><tr><td>Miltex Irys Nożyczki 4 1/8" Zakrzywione</td><td>4mdmedical</td><td>V95-306</td><td>www.4mdmedical.com</td></tr><tr><td>5" Hemostat klaskanie, zakrzywiona szczęka</td><td>PJTool</td><td>4355</td><td>www.pjtool.com</td></tr><tr><td>sklar Nożyczki Knapp Iris, proste i ostre/4 "</td><td>Magazyn urządzeń medycznych</td><td>64-3430</td><td>www.medicaldevicedepot.com</td></tr><tr><td>Kleszcze hemostatyczne Kelly proste 5,5"</td><td>Pilgtimmedical</td><td>FA710-50</td><td>www.pilgtimmedical.com</td></tr><tr><td>C57BL/6 myszy</td><td>Hilltop Lab Animals Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Stół do obsługi myszy i termometr doodbytniczy</td><td>Przetwornik Visualsonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MicroScan&nbsp;</td><td>Vevo 1100</td><td>MS400</td><td></td></tr><tr><td>System obrazowania Vevo 1100&nbsp;</td><td>FUJIFILM VisualSonics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zestaw ELISA z cystatyną C i zestaw kreatyniny u myszy&nbsp;</td><td>Crystal Chem. Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mysz BUN ELISA kit&nbsp;</td><td>MyBioSource Inc&nbsp;</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model nefrektomii 5/6, który indukuje eksperymentalną kardiomiopatię mocznicową

A Mouse 5/6th Nephrectomy Model That Induces Experimental Uremic Cardiomyopathy

Przewlekła choroba nerek (PChN) jest dużym czynnikiem ryzyka chorób sercowo-naczyniowych i śmiertelności, i stopniowo rozwija się do klinicznego fenotypu zwanego "kardiomiopatią mocznicową". Opisujemy tutaj eksperymentalny model myszy PChN, nazwany nefrektomią 5/6częściową (PNx) z podwiązaniem biegunów, u którego rozwinęła się kardiomiopatia mocznicowa po czterech tygodniach od operacji. Ten model PNx został wykonany za pomocą dwuetapowej operacji. W pierwszym kroku operacji oba bieguny lewej nerki zostały podwiązane. W drugim kroku operacji, który został wykonany 7 dni po operacji pierwszego etapu, prawa nerka została usunięta. W przypadku operacji pozorowanej wykonano te same zabiegi chirurgiczne, ale bez podwiązania bieguna lewej nerki lub usunięcia prawej nerki. Zabiegi chirurgiczne są łatwiejsze i mniej czasochłonne w porównaniu z innymi metodami. Jednak pozostałość funkcjonalnej masy nerkowej nie jest tak łatwa do kontrolowania jak podwiązanie tętnicy nerkowej. Cztery tygodnie po operacji, w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi, myszy PNx rozwinęły upośledzoną czynność nerek, niedokrwistość, przerost serca, zwłóknienie serca oraz zmniejszoną funkcję skurczową i rozkurczową serca.

Dane wskazały, że ta zmodyfikowana 5/6th Model PNx poprzez ligaturę naczynia jest prostym i skutecznym modelem do badania kardiomiopatii moczanowej. W czwartym tygodniu po operacji model ten charakteryzuje się upośledzoną funkcją nerek, anemią, przerostem serca, włóknieniem mięśnia sercowego oraz obniżoną czynnością skurczową i rozkurczową serca. Wyniki zostały podsumowane poniżej.
Cztery tygodnie po ...

Ten manuskrypt zawiera szczegółową dwuetapową procedurę chirurgiczną do wykonania mysiej 5/6częściowej nefrektomii (PNx) z podwiązaniem bieguna. Cztery tygodnie po operacji, w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi, myszy PNx rozwinęły upośledzoną czynność nerek, niedokrwistość, przerost serca, zwłóknienie serca oraz zmniejszoną czynność skurczową i rozkurczową serca.

Mysi model nefrektomii 5/6, który indukuje eksperymentalną kardiomiopatię mocznicową

Chronic kidney disease (CKD) is a great risk factor for cardiovascular disease events and mortality, and progressively develops to the clinical phenotype ...

Ogólnym celem niniejszej procedury jest stworzenie prostego modelu częściowej nefrektomii 5/6 u myszy z podwiązaniem bieguna, charakteryzującego się lepszym wskaźnikiem przeżywalności niż modele tradycyjne. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie przewlekłej choroby nerek dotyczące rozwoju i potencjalnego leczenia terapeutycznego kardiomiopatii mocznicy. Główną zaletą tej techniki jest to, że stanowi ona łatwy i spójnie powtarzalny model zwierzęcy, który naśladuje patologię przewlekłej choroby nerek u pacjentów ludzkich.Zazwyczaj osoby rozpoczynające pracę z tą metodą napotykają trudności ze względu na znacznie mniejszy rozmiar nerek, naczyń krwionośnych i moczowodów u myszy. Należy zacząć od potwierdzenia odpowiedniego poziomu sedacji poprzez sprawdzenie braku reakcji na uciśnięcie palca u nogi oraz nałożenie lubrykantu na oczy myszy. Umieść mysz na podgrzewaczu i wprowadź termometr rektalny, aby utrzymać temperaturę ciała w okolicach 37 °C podczas procedury.Następnie należy położyć zwierzę na prawym boku i ogolić sierść w obszarze zabiegowym. Pozostałości sierści należy usunąć za pomocą kremu depilacyjnego, a odsłoniętą skórę zdezynfekować roztworem poliwinylopirydyny oraz 70% etanolem. Nad miejscem operacyjnym należy rozłożyć wysterylizowane w autoklawie prześcieradło chirurgiczne.Następnie wykonaj około jednocentymetrowe nacięcie lędźwiowe przez skórę i tkankę mięśniową. Za pomocą skalpela i pęsety oddziel mięśnie i powięź, aby odsłonić lewą nerkę. Następnie, używając małej pęsety tępej, delikatnie pociągnij za tłuszcz okołonerkowy, aby wyciągnąć nerkę z jamy brzusznej.Ostrożnie oddziel tkankę łączną i nadnercze od górnego bieguna nerki w kierunku środkowej części pylona narządu, gdzie naczynia krwionośne wchodzą do tkanki nerkowej i z niej wychodzą. Wyizoluj moczowód w obrębie tkanki łącznej wokół dolnej połowy nerki, a następnie delikatnie oddziel tkankę łączną od nerki, aby upewnić się, że moczowód nie został podwiązany. Niezbędne jest ostrożne oddzielenie tkanki łącznej, aby nie uszkodzić moczowodu i nie doprowadzić do jego krwawienia.Wyizoluj moczowód w obrębie tkanki łącznej wokół dolnej połowy nerki. Następnie, używając nici jedwabnej 0, podwiąż nerkę w odległości około 0,4 cm od części górnej w kierunku środka odnożnicy oraz 0,4 cm od części dolnej w kierunku odnożnicy. Podczas zacieśniania szwów zastosuj taką siłę naciągu, aby upośledzić ukrwienie dystalnej części nerki, nie powodując jednocześnie krwawienia po żadnej ze stron.Jeśli po dwóch minutach nie zaobserwowano krwawienia, ostrożnie przywrócić nerkę na jej pierwotne miejsce anatomiczne i użyć szwów 4-0 oraz 3-0 odpowiednio do zamknięcia warstw mięśni i skóry. Następnie nałożyć maść antybiotykową na obszar operowany i umieścić mysz w pojedynczej klatce pod lampą grzewczą, monitorując ją aż do ustąpienia pozycji grzbietowej. Siedem dni po ligacji biegunowej odsłonić prawą nerkę w sposób przedstawiony powyżej.Za pomocą pęsety tępokokutowej usuń otaczającą tkankę tłuszczową i łączną, a następnie luźno załóż dwa szwy jedwabne 3-0 wokół tętnicy i żyły nerkowej. Delikatnie oddziel tkankę łączną i nadnercza od górnego końca nerki w kierunku środkowego odgałęzienia. Ostrożnie odsuwając moczowód od dolnego końca tkanki, podwiąż wszystkie naczynia razem, tak aby nie doprowadzić do krwawienia.Następnie przesuń jeden luźny węzeł podwiązujący w stronę aorty brzusznej, a drugi w stronę nerki. Następnie zawiąż podwiązanie aorty brzusznej podwójnym węzłem. Solidny węzeł spowoduje zmianę koloru prawej nerki.Zwiąż drugi węzeł ligatu podwójnym węzłem, pozostawiając odstępy między węzłami, aby umożliwić przecięcie naczyń, a następnie przetnij naczynia nerkowe. Po usunięciu nerki zamknij warstwy mięśni i skóry w sposób przedstawiony przed chwilą. Następnie osusz nerkę sterylną gazą i zważ pobraną tkankę nerkową.W czwartym tygodniu po operacji u myszy po częściowej nefrektomii stwierdzono znacznie wyższe poziomy cystatyny C, kreatyniny i azotu mocznika we krwi w osoczu w porównaniu z zwierzętami z grupy operacji pozorowanej. Widoczna jest również anemia indukowana częściową nefrektomią, o czym świadczą znacznie niższe poziomy hematokrytu u zwierząt z podwiązanymi biegunami nerek. Przerost serca i dysfunkcję rozkurczową u myszy po częściowej nefrektomii wskazują zwiększony stosunek masy serca do masy ciała oraz analiza echokardiograficzna przezklatkowa, która wykazuje istotne zwiększenie grubości ścian tylnej i przedniej, wskaźnika wydajności mięśnia sercowego oraz wskaźnika masy lewej komory.Włóknienie mięśnia sercowego wywołane częściową nefrektomią jest również objawione wzrostem ekspresji kolagenu typu 1 w homogenatach lewej komory oraz homogenatach pozostałej części lewej nerki. Co więcej, stres oksydacyjny odgrywa istotną rolę w eksperymentalnej kardiomiopatii mocznicy, znacząco stymulując bezpośrednią modyfikację poprzez karbonylację wielu białek oraz aktywację tyrozynowej kinazy białkowej protoonkogennej w homogenatach lewej komory. Po opanowaniu ta technika może zostać wykonana w 40 minut, pod warunkiem prawidłowego przeprowadzenia procedury.Podczas wykonywania tej procedury ważne jest pamiętanie o kontrolowaniu częstości oddechów zwierzęcia i odpowiednim dostosowywaniu dawki izofluranu. Po przeprowadzeniu tej procedury można wykonać inne eksperymenty, takie jak porównanie wpływu konkretnych terapii lekowych na regenerację po częściowej nefrektomii, aby odpowiedzieć na tradycyjne pytania dotyczące interesujących metod terapeutycznych. Po opracowaniu technika ten utorował drogę badaczom z dziedziny przewlekłej choroby nerek do zgłębiania patologii oraz potencjalnego przesiewu leków w przypadku kardiomiopatii moczniczej.Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać wiedzę na temat tego, jak przygotować model częściowej nefrektomii u myszy.

a-mouse-56th-nephrectomy-model-that-induces-experimental-uremic

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Opisano dwuetapową metodę leczenia przewlekłej choroby nerek (PChN) u szczura Lewisa poprzez chirurgiczne usunięcie 5/6 masy nerkowej. Połączenie zabiegu chirurgicznego, hamowania NOS i diety bogatej w sól prowadzi do powstania modelu przypominającego ludzką PChN, co pozwala na badanie mechanizmów przyczynowych i opracowywanie nowych interwencji terapeutycznych.

5/6 nefrektomia w połączeniu z dietą bogatą w sól i hamowaniem syntazy tlenku azotu w celu wywołania przewlekłej choroby nerek u szczura Lewisa

Mysi model nieodwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) jest prezentowany razem z modelem odwracalnego UUO, w którym niedrożność moczowodu jest łagodzona przez zespolenie przerwanego moczowodu z pęcherzem moczowym. Modele te umożliwiają badanie stanu zapalnego i bliznowacenia nerek, a także przebudowy tkanek.

Mysi model nieodwracalnej i odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

Zmodyfikowany model myszy Goldblatt z 2 nerkami i klipsem (2K1C) został opracowany przy użyciu rurki poliuretanowej do zainicjowania zwężenia tętnicy nerkowej, wywołując wzrost ekspresji reniny i uszkodzenie nerek. W tym miejscu opisujemy szczegółową procedurę przygotowania i umieszczenia mankietu na tętnicy nerkowej w celu wygenerowania powtarzalnego i spójnego modelu myszy 2K1C.

Zmodyfikowany mysi model regulacji reniny w zwężeniu tętnicy nerkowej z jedną nerką i jednym klipsem

Uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne nerek wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością u hospitalizowanych pacjentów. W tym miejscu przedstawiamy prosty i skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek i zapewniamy sekwencyjny przegląd reprezentatywnych zmian patologicznych obserwowanych w nerkach.

Skuteczny mysi model jednostronnego uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego nerek

Ten protokół szczegółowo opisuje etapy chirurgiczne tworzenia mysiej wspólnej przetoki tętniczo-żylnej. Opracowaliśmy ten model do badania patofizjologii kończyn związanej z dostępem do hemodializy.

Mysi model dysfunkcji ręki związanej z dostępem do hemodializy

Ten manuskrypt wprowadza ustandaryzowany protokół dla nefrektomii 5/6 poprzez ostrą bipolektomię poprzez laparotomię w linii środkowej na modelu szczurzym, mający na celu wywołanie stanu niewydolności nerek poprzez redukcję miąższu nerki z dużą precyzją metodyczną i niskim ryzykiem błędu technicznego.

5/6 Nefrektomia przy użyciu ostrej bipolektomii przez laparotomię w linii środkowej u szczurów

Ten protokół opisuje metodę wywoływania jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) u myszy w celu zbadania postępu zwłóknienia tkanek w nefropatii obturacyjnej. Obejmuje zabiegi chirurgiczne, opiekę pooperacyjną i metody oceny zwłóknienia.

Model jednostronnej niedrożności moczowodu do badania zwłóknienia śródmiąższowego nerek

Niniejszy artykuł zawiera szczegółowe instrukcje, które umożliwią badaczom wykonanie odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu u myszy przy użyciu ustandaryzowanego modelu, który umożliwia analizę długoterminowych wyników strukturalnych i funkcjonalnych po odwróceniu przedłużonej niedrożności moczowodu.

Mysi model do oceny długoterminowych wyników strukturalnych i funkcjonalnych po odwróceniu przedłużającej się jednostronnej niedrożności moczowodu

W tym artykule przedstawiono model niedokrwiennej CKD z wykorzystaniem jednostronnego IRI nerki z kontralateralną nefrektomią wykonaną dzień przed pobraniem próbki; protokół ten umożliwia ocenę funkcjonalną opartą na surowicy, wysoką przeżywalność oraz powtarzalną patologię PREWKinek w ciągu 28 i 42 dni, zapewniając wszechstronną platformę do badań mechanistycznych i interwencyjnych.

Model myszy przejścia z ostrej do przewlekłej choroby nerek wywołanego niedokrwieniem nerek lub uszkodzeniem reperfuzyjnym

Poznaj dwuetapową technikę nefrektomii 5/6 u myszy z ligaturą biegunów, która poprawia przeżywalność i pozwala badać przewlekłą chorobę nerek oraz mocznicową kardiomiopatię.

Mysi model nefrektomii 5/6^, który indukuje eksperymentalną kardiomiopatię mocznicową

Przeglądaj więcej filmów