Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego
August 17th, 2017
Opisano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z przezroczystymi otworami do obrazowania światłem widzialnym i podczerwonym.
Nadrzędnym celem tego protokołu mikroprodukcji jest wyprodukowanie plastikowych urządzeń mikroprzepływowych kompatybilnych z mikrospektroskopią w podczerwieni z transformacją Fouriera w prosty i opłacalny sposób. Metody te mogą pomóc w szerokim zrozumieniu biochemii komórkowej. Zapewnia nam uproszczony dostęp do mikrospektroskopii w podczerwieni, wolnej od etykiet, nieszkodliwej techniki obrazowania, która może pobrać mapy biochemiczne żywych komórek.
Główną zaletą tej techniki jest to, że zmniejsza ona potrzebę dostępu do zakładu mikroprodukcyjnego i wykorzystuje plastik jako główny komponent urządzeń końcowych. Procedurę zademonstruje Mona Suryana, asystentka naukowa z naszego laboratorium. Aby rozpocząć tę procedurę, przygotuj pierwotną formę silikonową zgodnie z opisem w protokole tekstowym.
Następnie wymieszaj elastomer PDMS i utwardzacz w stosunku 10 do jednego. Całkowita ilość zmieszanego jest taka, że wynikowy PDMS ma grubość około jednego do 1,5 milimetra. Po dokładnym wymieszaniu przenieś mieszaninę do słoika próżniowego.
Obniż ciśnienie, aż wyniesie od jednego do 10 milibarów. Odczekaj 15 minut lub do momentu, gdy nie będzie widocznych pęcherzyków, aby odgazować mieszaninę. Odgazowany PDMS wlać na przygotowaną formę silikonową.
Przenieś formę do słoika próżniowego i obniż ciśnienie na 15 minut, aby ponownie odgazować mieszaninę. Następnie przenieś formę na płytę grzejną lub piekarnik. Podgrzej formę w temperaturze 70 stopni Celsjusza przez dwie godziny, aby utwardzić mieszaninę.
Wyjmij utwardzony PDMS z ognia i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Użyj żyletki, aby przeciąć PDMS wzdłuż krawędzi formy silikonowej. Za pomocą pęsety ściśnij jeden róg i ostrożnie oderwij replikę PDMS od silikonowej formy.
Następnie przenieś formę PDMS do myjki plazmowej. Ustaw ciśnienie w komorze w zakresie od jednego do 10 milibarów i potraktuj formę PDMS plazmą tlenową o mocy 60 watów przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 SCCM. Następnie umieść formę w słoiku próżniowym i dodaj około 50 mikrolitrów silanu.
Pozostaw słoik w stanie próżni na dwie godziny. Aby rozpocząć, zaprojektuj lub zdobądź szablony akrylowe, zgodnie z opisem w protokole tekstowym i przygotuj elastomer PDMS i utwardzacz, jak pokazano na początku tej procedury. Wlej odgazowaną mieszaninę PDMS na akrylowe szablony, aż najwyższa powierzchnia zostanie zanurzona, około jednego milimetra poniżej powierzchni cieczy.
Następnie przenieś zanurzone szablony do słoika próżniowego. Odgazowuje PDMS przy użyciu tego samego procesu, co poprzednio. Następnie przenieś zanurzone szablony na gorącą płytę lub piekarnik.
Podgrzewaj w 60 stopniach Celsjusza przez dwie godziny, aby utwardzić mieszaninę. Wyjmij utwardzony PDMS ze źródła ciepła i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Za pomocą żyletki przytnij PDMS wzdłuż krawędzi akrylowych szablonów.
Następnie użyj pęsety, aby uszczypnąć jeden róg i ostrożnie oderwij PDMS. Następnie należy przygotować drugą replikę PDMS zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Aby rozpocząć wytwarzanie wzorzystej połowy urządzenia, potraktuj okienko fluorku wapnia plazmą tlenową o mocy 60 watów przez 30 sekund, przy przepływie tlenu 20 SCCM.
Ostrożnie umieść pierwszy szablon PDMS, ten z małymi słupkami, na płaskiej powierzchni. Następnie umieść okienko z fluorkiem wapnia poddane działaniu fluorku wapnia na środku szablonu. Naciśnij delikatnie, aby upewnić się, że okno jest w pełnym kontakcie z PDMS.
Następnie umieść przezroczystą płytkę UV z tyłu formy PDMS, wyrównaną z położeniem centralnej komory. Naciśnij delikatnie, aby upewnić się, że jest w pełnym kontakcie z PDMS. Umieść formę na szablonie PDMS wzorem płynu skierowanym w dół i z komorą fluidyczną wyrównaną do środka okna.
Następnie stopniowo dozuj krople NOA na wlocie matrycy PDMS. Pozwól NOA powoli wypełnić wnękę. Po całkowitym wypełnieniu ubytku utwardź NOA, wystawiając formę na działanie światła UV.
Ostrożnie wyjmij przezroczystą płytkę UV z formy. Delikatnie oderwij formę PDMS od górnej części warstwy NOA. Następnie usuń warstwę NOA.
Aby rozpocząć wytwarzanie płaskiej połowy urządzenia, należy potraktować okienko fluorku wapnia plazmą tlenową o mocy 60 watów przez 30 sekund przy przepływie tlenu o natężeniu 20 SCCM. Ostrożnie umieść drugi szablon PDMS, ten bez małych słupków, na płaskiej powierzchni. Umieść okienko z fluorkiem wapnia poddane działaniu fluorku wapnia na środku szablonu.
Naciśnij delikatnie, aby upewnić się, że okno jest w pełnym kontakcie z PDMS. Następnie zdobądź arkusz PDMS o grubości jednego milimetra o wymiarach pięć centymetrów na 3,5 centymetra. Umieść ten arkusz na górze okienka fluorku wapnia, wyrównany ze środkiem szablonu.
Delikatnie dociśnij, aby upewnić się, że arkusz w pełni styka się z oknem. Stopniowo dozuj krople NOA na wlocie matrycy PDMS. Pozwól NOA powoli wypełnić wnękę.
Po całkowitym wypełnieniu ubytku utwardź NOA, wystawiając formę na działanie światła UV. Zdejmij warstwę PDMS. Następnie ostrożnie usuń utwardzoną warstwę NOA z szablonu PDMS.
Umieść jedną połowę urządzenia na drugiej, tak aby okienka z fluorkiem wapnia były wyrównane. Delikatnie dociśnij rogi warstw NOA, ustalając położenie dwóch połówek. Następnie należy pobrać dyski i prostokąty PDMS zgodnie z opisem w protokole tekstowym.
Umieść dyski PDMS w odpowiednich otworach urządzenia. Następnie umieść prostokąty PDMS z wstępnie wyciętymi otworami z każdej strony. Przenieś cały zespół do prasy próżniowej, umieszczając go między dwiema płytami.
Następnie zamknij plastikową torbę. Włącz pompę próżniową, aby opróżnić zespół i pozwól mu pracować przez co najmniej 10 minut. Używając szerokopasmowej lampy rtęciowej o mocy 270 watów, wystawiaj opróżniony zespół na działanie światła UV przez 15 minut.
Następnie wyłącz pompę próżniową i pozwól zespołowi powoli odpowietrzyć się do ciśnienia atmosferycznego przed wyjęciem końcowego urządzenia z zespołu. W tej procedurze wytwarzane jest plastikowe urządzenie mikroprzepływowe z otworami przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego. Następnie pobierane są widma transmitancji w celu porównania zupełnie nowego okienka fluorku wapnia, połowy wyprodukowanego urządzenia i całego urządzenia.
Jak widać, wszystkie trzy wykazują przepuszczalność ponad 80% do średniej podczerwieni, co wskazuje na wysoki stopień przezroczystości w tym zakresie. Podczas gdy widmo dla całego urządzenia wykazuje wzór interferencyjny spowodowany szczeliną powietrzną między dwoma oknami, widma te pokazują, że proces wytwarzania nie zmienia przezroczystości okien z fluorku wapnia w zakresie średniej podczerwieni. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu godziny, jeśli zostanie wykonana prawidłowo, a wymagane szablony i formy są gotowe.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wytwarzać plastikowe urządzenia mikroprzepływowe kompatybilne ze spektroskopią w podczerwieni z transformacją Fouriera przy użyciu formowania replik z PDMS i procesu wypełniania kapilarnego żywicami utwardzanymi promieniami UV. Nie zapominaj, że praca z silanem i światłem UV może być bardzo niebezpieczna i zawsze przeprowadzaj ocenę ryzyka opartą na procedurach i noś odpowiedni sprzęt ochronny podczas wykonywania tej procedury.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Przegląd
Niniejszy artykuł opisuje protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikrofluidycznych, które są kompatybilne z widmową spektroskopią w podczerwieni Fouriera. Metoda ma na celu uproszczenie dostępu do technik obrazowania w podczerwieni w celu badania biochemii komórek.
Kluczowe elementy badania
Dział nauki
- Mikrofabricacja
- Biochemia
- Techniki obrazowania
Tło
- Urządzenia mikrofluidyczne są niezbędne do różnych zastosowań biochemicznych.
- Widmowa spektroskopia w podczerwieni to technika obrazowania bez znaczników.
- Technika ta umożliwia pobieranie map biochemicznych żywych komórek.
- Korzystanie z plastiku zmniejsza potrzebę specjalistycznych zakładów do mikrofabricacji.
Cel badania
- Dostarczenie ekonomicznego sposobu produkcji urządzeń mikrofluidycznych.
- Wzmocnienie zrozumienia biochemii komórek.
- Demonstracja uproszczonego podejścia do widmowej spektroskopii w podczerwieni.
Wykorzystane metody
- Przygotowanie matrycy pierwotnej z krzemu.
- Wytwarzanie plastikowych urządzeń mikrofluidycznych.
- Implementacja widmowej spektroskopii w podczerwieni Fouriera.
- Demonstracja przez asystenta badawczego.
Główne wyniki
- Pomyślne wytworzenie urządzeń kompatybilnych z obrazowaniem w podczerwieni.
- Wyraźny dostęp do zaawansowanych technik obrazowania.
- Podkreślono zalety stosowania plastiku w wytwarzaniu urządzeń.
- Dostarczono protokół, który może być szeroko stosowany w badaniach.
Wnioski
- Protokół oferuje praktyczne rozwiązanie dla badaczy.
- Ułatwia badanie biochemii żywych komórek bez uszkadzania próbek.
- Metoda ta może poszerzyć zastosowanie widmowej spektroskopii w podczerwieni w badaniach biologicznych.
Najczęściej zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Enabling high-transparency microfluidic devices with CaF2 view-ports addresses a critical bottleneck in live-cell IR spectro-microscopy, supporting non-destructive biochemical mapping. This fabrication protocol reduces reliance on cleanroom infrastructure, accelerating early discovery and assay development workflows. The approach enhances predictive confidence in cellular biochemistry studies and expands platform accessibility across R&D portfolios.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Facilitates direct biochemical interrogation of live cells using IR and visible light.
- Enables mechanistic de-risking by supporting label-free, non-destructive imaging.
- Improves target validation through high-fidelity spectral data acquisition.
Screening & Assay Development
- Supports preparation of microfluidic platforms with reproducible optical properties.
- Enables standardized, quantitative readouts for compound or condition screening.
- Allows flexible device design for open or closed channel configurations.
Translational & Preclinical Research
- Provides continuity from discovery to preclinical validation via robust biochemical mapping.
- Aligns with translational biomarker strategies by enabling live-cell spectral analysis.
- Reduces risk of artifactual data by preserving sample integrity during analysis.
Pipeline & Workflow Integration
This method integrates from early discovery through assay development, supporting workflows that require high-transparency, IR-compatible microfluidic devices for live-cell analysis.
- Discovery Biology: Advances hypothesis testing and pathway clarification using live-cell IR spectro-microscopy.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative spectral outputs for comparative analysis.
- Analytics: Provides high-transmittance windows for accurate measurement of biochemical changes.
- Translational Research: Bridges discovery and preclinical phases by enabling non-destructive biomarker assessment.
- Enterprise Reuse: Offers a scalable, adaptable platform for diverse R&D applications.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in live-cell studies.
- Operational Value: Streamlines device fabrication, minimizing cleanroom dependency and turnaround time.
- Strategic Value: Supports efficient go/no-go decisions by enabling rapid, high-quality data acquisition.
- Portfolio Impact: Enhances risk-adjusted prioritization through robust, reproducible biochemical insights.
Implementation Considerations
- Requires expertise in soft lithography and microfluidic assembly.
- Needs access to PDMS molding, plasma cleaning, and UV curing infrastructure.
- Demands cross-team standardization for device design and fabrication protocols.
- Adaptable to various channel configurations and integration of advanced features.
- Safety protocols are essential when handling silane and UV light, as noted in the procedure.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:05
Title
0:51
Preparation of Polydimethylsiloxane Secondary Mold
9:35
Conclusion
8:44
Results: Transparency of the Completed Plastic Microfluidic Device
2:59
Preparation of PDMS Templates
4:17
Fabrication of the Patterned Half of the Microfluidic Device
6:00
Fabrication of the Flat Half of the Microfluidic Device
7:28
Bonding the Two Halves to Fabricate the Microfluidic Device
