Name: Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 26 s
Description: Poznaj metodę wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych kompatybilnych z mikrospektroskopią FTIR. Protokół umożliwia bezinwazyjne obrazowanie biochemii komórek żywych w podczerwieni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują za wsparcie finansowe MBI.

1. Przygotowanie formy pierwotnej z krzemu
UWAGA: Do przygotowania formy pierwotnej wymagana jest fotomaska. Fotomaskę można zakupić od niezależnych dostawców lub wyprodukować we własnym zakresie za pomocą standardowych procedur produkcji masek optycznych. W tym przypadku używana jest fotomaska o polaryzacji jasnego pola (<silna klasa="xfig">Rysunek 2a).
<ol>
	<li>Definicja wzorca
	<ol>
		<li>Wiruj 4-calową płytkę krzemową ujemnym fotorezystem SU-8 3010 z prędkością 2,300 obr./min przez 30 s.</li>
		<li>Piecz fotorezystor na miękko na płycie grzejnej w temperaturze 65 °C przez 2 minuty, a następnie w temperaturze 95 °C przez 8 minut.</li>
		<li>Wystaw fotorezystor na działanie światła UV (i-line, 365 nm) przez fotomaskę pod nakładką maski, aby uzyskać całkowitą dawkę energii 100-120 mJ/cm2; preferowany jest tryb twardego kontaktu, aby osiągnąć lepszą rozdzielczość.</li>
		<li>Wyjmij wafel i zastosuj pieczenie po ekspozycji w temperaturze 65 °C przez 1 minutę, a następnie w temperaturze 95 °C przez 2 minuty.</li>
		<li>Wywołaj fotorezystu za pomocą wywoływacza SU-8 w temperaturze pokojowej, następnie spłucz alkoholem izopropylowym i delikatnie wysusz azotem; zmierzona grubość wzoru powinna wynosić 10 μm i mniej. Zobacz Rysunek 2b dla zdjęcia rzeczywistej formy silikonowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Silanizacja formy krzemowej
	<ol>
		<li>Potraktuj formę krzemową plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. Ustaw ciśnienie w komorze na 1-10 mbar podczas procesu.</li>
		<li>Umieść formę w słoiku próżniowym z 50 μl silanu i pozostaw słoik w stanie próżni (1-10 mbar) na co najmniej 2 godziny 
		UWAGA: Proces silanizacji tworzy hydrofobową powłokę powierzchniową, która zapobiega przywieraniu PDMS do formy15. Należy pamiętać, że pierwotna forma może być również wytwarzana przy użyciu alternatywnej metody, która polega na trawieniu krzemu na sucho. W takim przypadku fotomaska będzie miała przeciwną polaryzację (ciemne pole), a definicja wzoru w kroku 1.1 użyje dodatniego fotorezystu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie formy wtórnej PDMS
<ol>
	<li>Mieszanie PDMS
	<ol>
		<li>Wymieszać elastomer PDMS i utwardzacz w stosunku 10:1; całkowita ilość jest taka, że otrzymana grubość PDMS wynosi około 1 do 1,5 mm.</li>
		<li>Po dokładnym wymieszaniu należy odgazować mieszaninę, pozostawiając ją w słoiku próżniowym w stanie próżni (1-10 mbar) na około 15 minut lub do momentu, gdy nie będzie widocznych pęcherzyków; ma to na celu usunięcie powietrza uwięzionego w mieszaninie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Replikacja pleśni
	<ol>
		<li>Wlej mieszaninę PDMS na silikonową formę wykonaną w kroku 1 i odgazuj mieszaninę, aby usunąć uwięzione powietrze z takimi samymi ustawieniami, jak w kroku 2.1.2. Podgrzewać w temperaturze 70 °C przez 2 godziny na płycie grzejnej, aby utwardzić mieszaninę.</li>
		<li>Wyjmij utwardzony PDMS z płyty grzejnej i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Za pomocą żyletki przetnij PDMS wzdłuż krawędzi silikonowej formy.</li>
		<li>Za pomocą pęsety ściśnij jeden róg wyciętego PDMS i ostrożnie oderwij replikę PDMS od silikonowej formy; powstały wzór mikroprzepływowy na tej wtórnej formie jest występem, który jest przeciwną biegunowością do pierwotnej formy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2c).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Silanizacja repliki PDMS (tak samo jak w kroku 1.2)
	<ol>
		<li>Potraktuj formę PDMS plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. Ustaw ciśnienie w komorze na 1-10 mbar podczas procesu.</li>
		<li>Umieść formę w słoiku próżniowym z 50 μl silanu i pozostaw słoik w stanie próżni (1-10 mbar) na co najmniej 2 godziny.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie szablonów PDMS
UWAGA: Aby ujednolicić kształt i rozmiar końcowych urządzeń oraz ułatwić wyrównanie głównych cech w dwóch połówkach, użyto dwóch oddzielnych szablonów PDMS, które definiują geometrię urządzenia, rozmieszczenie przezroczystego okna oraz połączenia wlotowe i wyjściowe. Pierwszy szablon PDMS pomaga w wytwarzaniu wzorzystej połowy urządzenia, podczas gdy drugi pomaga ułatwić wytwarzanie płaskiej połowy urządzenia.
<ol>
	<li>Projektuj szablony za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Rysunek 3a pokazuje układ i wymiary szablonu użytego do wykonania wzorzystej połowy urządzenia. Aby wyprodukować płaską połowę urządzenia, usuń z projektu otwory o średnicy 1,5 mm.</li>
	<li>Szablony należy nabyć od zewnętrznego dostawcy lub za pośrednictwem wewnętrznego warsztatu mechanicznego, jeśli jest dostępny. 
	UWAGA: Akryl został użyty jako materiał szablonowy ze względu na łatwość produkcji i niski koszt osiągalny w każdym standardowym warsztacie. Istnieją alternatywne opcje, takie jak druk 3D.</li>
	<li>Wymieszaj elastomer PDMS i utwardzacz w stosunku 10:1; upewnij się, że przygotowałeś wystarczającą ilość PDMS, aby całkowicie zanurzyć szablony.</li>
	<li>Po dokładnym wymieszaniu należy odgazować mieszaninę, pozostawiając ją w słoiku próżniowym w stanie próżni (1-10 mbar) na około 15 minut lub do momentu, gdy nie będzie widocznych pęcherzyków (w zależności od tego, co nastąpi później); ma to na celu usunięcie powietrza uwięzionego w mieszaninie.</li>
	<li>Wlej mieszaninę PDMS na szablony akrylowe, aż ich najwyższa powierzchnia zostanie zanurzona około 1 mm poniżej powierzchni cieczy. Ponownie odgazuj PDMS, aby usunąć uwięzione powietrze z tymi samymi ustawieniami, co w ppkt 3.4. Podgrzewać w temperaturze 60 °C przez 2 godziny na wyrównanej płycie grzejnej, aby utwardzić mieszaninę.</li>
	<li>Wyjmij utwardzony PDMS z płyty grzejnej i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Za pomocą żyletki przetnij PDMS wzdłuż krawędzi akrylowych szablonów.</li>
	<li>Za pomocą pęsety ściśnij jeden róg przyciętego PDMS i ostrożnie oderwij PDMS od akrylowych szablonów. 
	UWAGA: Rysunek 3b pokazuje układ i wymiary repliki PDMS użytej do wykonania wzorzystej połowy urządzenia.</li>
	<li>Przygotuj drugą replikę PDMS do wykonania płaskiej połowy urządzenia, powtarzając kroki od 3.3 do 3.7, ale używając akrylowego szablonu bez otworów o średnicy 1.5 mm.</li>
</ol>
4. Produkcja urządzeń mikroprzepływowych
<ol>
	<li>Wykonanie wzorzystej połowy urządzenia (tj. , z układem urządzenia)
	<ol>
		<li>Traktuj okno CaF2 plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. Ma to na celu poprawę przepływu NOA podczas następującej produkcji. 
		UWAGA: Ten krok nie jest obowiązkowy.</li>
		<li>Ostrożnie umieść pierwszy szablon PDMS (jeden ze słupkami o średnicy 1,5 mm) na płaskiej powierzchni, np. talerzu z wapna sodowego (<silna klasa="xfig">Rysunek 4a). Umieść okienko CaF2 wyśrodkowane na górze wtyczki PDMS i delikatnie dociśnij okienko tak, aby dobrze stykało się z wtyczką (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 4b).</li>
		<li>Weź formę PDMS wykonaną w kroku 2 i umieść cienką płytkę przezroczystą dla promieni UV (w tym przypadku płytkę kwarcową o grubości 500 μm i wymiarach 1,5 cm x 1,5 cm) z tyłu formy, wyrównaną z lokalizacją środkowej komory (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4c). Upewnij się, że płyta kwarcowa ma dobry kontakt z formą PDMS. 
		UWAGA: Płyta kwarcowa zapobiega łatwemu kontaktowi niechcianego obszaru formy z oknem CaF2.</li>
		<li>Delikatnie umieść tę formę PDMS ekranem do dołu w kierunku okna CaF2 z komorą fluidyczną wyrównaną do środka okna CaF2. Upewnij się, że wszystkie elementy (szablon, forma i okienko) są w dobrym kontakcie i wyrównane (<silna klasa="xfig">Rysunek 4c-4d).</li>
		<li>Stopniowo dozuj krople NOA na wlocie matrycy PDMS i pozwól jej powoli wypełniać ubytek. Gdy żywica zetknie się z krawędzią okna, przepływ kapilarny wypełni cienką szczelinę (~10 μm) między formą PDMS a oknem CaF2 (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4e-4f).</li>
		<li>Po całkowitym wypełnieniu ubytku utwardź NOA przez wystawienie na działanie światła UV (np. za pomocą systemu naświetlania UV-LED, <silna klasa="xfig">Rysunek 4g). 
		UWAGA: Czas ekspozycji może się różnić w zależności od energii źródła UV. System naświetlania UV-LED, który zapewnia gęstość mocy 24 mW/cm2, wymaga około 90 s przy 100% mocy i trybie ciągłej ekspozycji.</li>
		<li>Ostrożnie wyjmij cienką płytkę kwarcową z tyłu formy PDMS, a następnie delikatnie oderwij formę PDMS od górnej części warstwy NOA (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4h). Na koniec usuń warstwę NOA z szablonu PDMS (<silna klasa="xfig">Rysunek 4i). 
		UWAGA: Wynikowy układ urządzenia na utwardzonym NOA miałby taką samą polaryzację wzoru w pierwotnej formie silikonowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonanie płaskiej połowy urządzenia (tj. bez układu urządzenia)
	<ol>
		<li>Traktuj okno CaF2 plazmą tlenową o mocy 60 W przez 30 sekund przy przepływie tlenu 20 sccm. 
		UWAGA: Ten krok nie jest obowiązkowy.</li>
		<li>Ostrożnie umieść drugi szablon PDMS (jeden bez słupków o średnicy 1,5 mm) na płaskiej powierzchni, np. talerzu sodowo-wapniowym. Umieść okienko CaF2 wyśrodkowane na górze wtyczki PDMS i delikatnie dociśnij okienko tak, aby dobrze stykało się z wtyczką.</li>
		<li>Umieść arkusz PDMS o grubości 1 mm i wymiarach 5 cm x 3,5 cm na górze okna CaF2, tak aby arkusz PDMS był wyrównany ze środkiem szablonu PDMS. Upewnij się, że arkusz PDMS dobrze styka się z oknem.</li>
		<li>Stopniowo dozuj krople NOA na wlocie matrycy PDMS i pozwól jej powoli wypełniać ubytek.</li>
		<li>Po całkowitym wypełnieniu ubytku utwardź NOA przez wystawienie na działanie światła UV (np. za pomocą systemu naświetlania UV-LED). 
		UWAGA: Czas ekspozycji może się różnić w zależności od źródła energii UV. Dzięki systemowi naświetlania UV-LED, który zapewnia gęstość mocy 24 mW/cm2, wymaga to około 50 s przy 100% mocy i trybie ciągłej ekspozycji.</li>
		<li>Oderwij arkusz PDMS od górnej części warstwy NOA i ostrożnie usuń utwardzoną warstwę NOA z szablonu PDMS.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Klejenie dwóch połówek urządzenia
	<ol>
		<li>Wyrównaj dwie połówki urządzenia tak, aby oba okna CaF2 były wyrównane. Delikatnie naciśnij palcami obie połówki w rogu warstw NOA, tak aby pozycja dwóch połówek była ustalona.</li>
		<li>Wytnij dwie okrągłe tarcze z arkusza PDMS o grubości 1 mm za pomocą dziurkacza o średnicy 8 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 5a).</li>
		<li>Wytnij dwa prostokąty o tym samym rozmiarze urządzenia (4 cm x 2,5 cm) z arkusza PDMS o grubości 1 mm. Na obu prostokątach PDMS należy wyciąć otwory odpowiadające kanałom i wlotowi/wylotowi urządzenia. 
		UWAGA: Wstępnie wycięte otwory w prostokątach PDMS mają na celu zapobieganie zapadaniu się kanałów podczas prasowania.</li>
		<li>Ułóż w następującej kolejności od dołu: jeden prostokąt PDMS z wstępnie wyciętymi otworami, jeden dysk PDMS (stykający się z dolnym oknem, wycięty w kroku 4.3.2), dwie połówki urządzenia wciśnięte palcem, drugi dysk PDMS (znajdujący się na górnym oknie) i na końcu drugi prostokąt PDMS z wstępnie wyciętymi otworami (<silna klasa="xfig">Rysunek 5b).</li>
		<li>Umieść ten zespół w prasie próżniowej tak, aby był umieszczony między 2 płytkami i zamknij plastikową torbę (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 5c). Włącz pompę próżniową i opróżnij zespół. Pozwól, aby pompa próżniowa osiągnęła ciśnienie podstawowe lub zastosuj podciśnienie przez co najmniej 10 minut. 
		UWAGA: Osiągnięte ciśnienie podstawowe zależy od zastosowanej pompy próżniowej i jakości uszczelnienia plastikowej torby.</li>
		<li>Wystaw opróżniony zespół na działanie promieniowania UV za pomocą szerokopasmowej lampy gazowej Hg o mocy 270 W przez 15 minut. Wyłącz pompę próżniową i pozwól, aby zespół powoli odpowietrzył się do ciśnienia atmosferycznego przed wyjęciem końcowego urządzenia z zespołu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Holman, H. -Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synchrotron+infrared+spectromicroscopy+as+a+novel+bioanalytical+microprobe+for+individual+living+cells%3A+cytotoxicity+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22BIOMEDO%22%5BJournal%5D)">Synchrotron infrared spectromicroscopy as a novel bioanalytical microprobe for individual living cells: cytotoxicity considerations.</a> BIOMEDO. 7 (3), 417-424 (2002).</li>
<li>Liu, K. Z., Xu, M., Scott, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomolecular+characterisation+of+leucocytes+by+infrared+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Haematol%22%5BJournal%5D)">Biomolecular characterisation of leucocytes by infrared spectroscopy.</a> Br J Haematol. 136 (5), 713-722 (2007).</li>
<li>Moss, D. A., Keese, M., Pepperkok, R. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/journal/09242031/38">IR microspectroscopy of live cells.</a> Vibrational Spectroscopy. 38 (1-2), 185-191 (2005).</li>
<li>Rahmelow, K., Hubner, W. <a target="_blank" href="https://www.osapublishing.org/as/abstract.cfm?uri=as-51-2-160">Infrared Spectroscopy in Aqueous Solution: Difficulties and Accuracy of Water Subtraction.</a> Appl Spectrosc. 51 (2), 160-170 (1997).</li>
<li>Kazarian, S. G., Chan, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ATR-FTIR+spectroscopic+imaging%3A+recent+advances+and+applications+to+biological+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">ATR-FTIR spectroscopic imaging: recent advances and applications to biological systems.</a> Analyst. 138 (7), 1940-1951 (2013).</li>
<li>Loutherback, K., Chen, L., Holman, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open-channel+microfluidic+membrane+device+for+long-term+FT-IR+spectromicroscopy+of+live+adherent+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Open-channel microfluidic membrane device for long-term FT-IR spectromicroscopy of live adherent cells.</a> Anal Chem. 87 (9), 4601-4606 (2015).</li>
<li>Loutherback, K., Birarda, G., Chen, L., Holman, H. -Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+approaches+to+synchrotron+radiation-based+Fourier+transform+infrared+%28SR-FTIR%29+spectral+microscopy+of+living+biosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Pept+Lett%22%5BJournal%5D)">Microfluidic approaches to synchrotron radiation-based Fourier transform infrared (SR-FTIR) spectral microscopy of living biosystems.</a> Protein Pept Lett. 23 (3), 273-282 (2016).</li>
<li>Dousseau, F., Therrien, M., Pézolet, M. <a target="_blank" href="https://www.osapublishing.org/as/abstract.cfm?uri=as-43-3-538">On the Spectral Subtraction of Water from the FT-IR Spectra of Aqueous Solutions of Proteins.</a> Appl Spectrosc. 43 (3), 538-542 (1989).</li>
<li>Tobin, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0924203110000299">FTIR spectroscopy of single live cells in aqueous media by synchrotron IR microscopy using microfabricated sample holders.</a> Vibrational Spectroscopy. 53 (1), 34-38 (2010).</li>
<li>Birarda, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0924203110000184">Infrared microspectroscopy of biochemical response of living cells in microfabricated devices.</a> Vibrational Spectroscopy. 53 (1), 6-11 (2010).</li>
<li>Vaccari, L., Birarda, G., Businaro, L., Pacor, S., Grenci, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Infrared+microspectroscopy+of+live+cells+in+microfluidic+devices+%28MD-IRMS%29%3A+toward+a+powerful+label-free+cell-based+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Infrared microspectroscopy of live cells in microfluidic devices (MD-IRMS): toward a powerful label-free cell-based assay.</a> Anal Chem. 84 (11), 4768-4775 (2012).</li>
<li>Mitri, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SU-8+bonding+protocol+for+the+fabrication+of+microfluidic+devices+dedicated+to+FTIR+microspectroscopy+of+live+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">SU-8 bonding protocol for the fabrication of microfluidic devices dedicated to FTIR microspectroscopy of live cells.</a> Lab Chip. 14 (1), 210-218 (2014).</li>
<li>Birarda, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IR-Live%3A+fabrication+of+a+low-cost+plastic+microfluidic+device+for+infrared+spectromicroscopy+of+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">IR-Live: fabrication of a low-cost plastic microfluidic device for infrared spectromicroscopy of living cells.</a> Lab Chip. 16 (9), 1644-1651 (2016).</li>
<li>Wehbe, K., Filik, J., Frogley, M. D., Cinque, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+optical+substrates+on+micro-FTIR+analysis+of+single+mammalian+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Bioanal+Chem%22%5BJournal%5D)">The effect of optical substrates on micro-FTIR analysis of single mammalian cells.</a> Anal Bioanal Chem. 405 (4), 1311-1324 (2013).</li>
<li>Helmut, S., et al. <a target="_blank" href="http://iopscience.iop.org/article/10.1088/0957-4484/16/5/007/meta">Controlled co-evaporation of silanes for nanoimprint stamps.</a> Nanotechnology. 16 (5), 171(2005).</li>
<li>Loewen, E. G., Popov, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLoewen%2C+EG+%22Diffraction+Gratings+and+Applications%22">Diffraction Gratings and Applications</a>. , Taylor, Francis. (1997).</li>
<li>Technical Note: Optical Materials. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.newport.com/n/optical-materials">https://www.newport.com/n/optical-materials</a> (2017).</li>
<li>Cai, D., Neyer, A., Kuckuk, R., Heise, H. M. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0022286010002814">Raman, mid-infrared, near-infrared and ultraviolet-visible spectroscopy of PDMS silicone rubber for characterization of polymer optical waveguide materials.</a> J Mol Struc. 976 (1-3), 274-281 (2010).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Aby ocenić i zoptymalizować protokół produkcyjny, użyliśmy prostego układu dla wzoru mikroprzepływowego z dużą prostokątną komorą (rozmiar 5 mm x 2,5 mm) pośrodku, dwiema małymi prostokątnymi komorami (rozmiar 5,5 mm x 0,75 mm) oddzielonymi od obwodu głównego na górnej i dolnej stronie oraz kanałami wlotowymi/wyjściowymi o szerokości 300 μm. Centralna komora służy do wysiewu i obserwacji komórek, podczas gdy dwie oddzielone mniejsze komory są używane do pomiaru tła powietrza podczas eksperymentów FTIR jako komora referen...

Spektromikroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR) jest szeroko stosowana jako bezznacznikowa i nieinwazyjna technika obrazowania w celu dostarczenia szczegółowych informacji chemicznych o próbce. Umożliwia to ekstrakcję informacji biochemicznych w celu zbadania składu chemicznego próbek biologicznych przy minimalnym stopniu przygotowania, ponieważ widmo absorpcyjne próbki zawiera nieodłączne odciski jej składu chemicznego1,2. Ostatnio FTIR jest coraz częściej stosowany do badania żywych próbek biologicznych, np. cells3. Jednak woda, która w większości przypadków jest pożywką dla żywych komórek, wykazuje silną absorbancję w obszarze średniej podczerwieni. Nawet jako cienka warstwa, jej obecność może całkowicie przytłoczyć ważne informacje strukturalne próbek.
Przez wiele lat powszechnym podejściem było utrwalanie lub suszenie próbek, aby całkowicie wykluczyć sygnał absorpcji wody w widmie. Takie podejście nie pozwala jednak na pomiary żywych komórek w czasie rzeczywistym, co jest niezbędne do badania zmian ich składu chemicznego i procesów komórkowych w czasie. Jednym ze sposobów uzyskania wiarygodnych widm absorpcyjnych z żywych próbek biologicznych jest ograniczenie całkowitej długości ścieżki optycznej w ośrodku wiązki IR do mniej niż 10 μm4.
Do tej pory dobrze przyjętym podejściem w eksperymentach z żywymi komórkami było obrazowanie Attenuated Total Reflection (ATR)-FTIR, które umożliwia pomiary niezależnie od grubości próbki, pozwalając na utrzymanie komórek w grubszej warstwie wodnego podłoża. Jednak mała głębokość penetracji fali ulotnej ogranicza pomiary próbek tylko do kilku pierwszych mikronów od powierzchni kryształu ATR5.
Alternatywnie, ograniczenie absorpcji wody zostało ominięte poprzez pojawienie się różnych systemów mikroprzepływowych, które zazwyczaj dzielą się na dwie duże grupy: kanał otwarty (gdzie jedna z powierzchni płynu jest wystawiona na działanie atmosfery) i kanał zamknięty (gdzie dwa przezroczyste okna IR są oddzielone przekładką o określonej grubości).
Loutherback et al. opracowali urządzenie membranowe z otwartym kanałem, które umożliwia długoterminowe, ciągłe pomiary w podczerwieni żywych komórek przez okres do 7 dni6. Metoda wymaga dużej wilgotności otoczenia, aby zapobiec parowaniu pożywki z powierzchni komórki. System działa najlepiej z komórkami, które naturalnie rosną na granicy faz powietrze-ciecz, takimi jak tkanki nabłonkowe skóry, płuc i oczu lub biofilmy mikrobiologiczne7.
Konfiguracja z zamkniętym kanałem ma na celu stworzenie jednolitej, cienkiej warstwy pomiędzy dwoma równoległymi oknami przezroczystymi w podczerwieni, gdzie komórki są utrzymywane w swoich wodnych mediach. Grubość tej wnęki jest taka, że sygnał absorpcji wody jest poniżej nasycenia. Tło wody można następnie odjąć, aby uzyskać prawidłowe widma próbki. Większość metod z zamkniętym kanałem wykorzystuje plastikową przekładkę oddzielającą dwa okna, tworząc demontowalną komorę cieczy3,8,9. Zaletą tej metody jest to, że nie wymaga mikrofabrykacji; Jednak konstrukcje, które są bardziej złożone niż komora pomiarowa z kanałami wlotowymi i wylotowymi, są niezwykle trudne do zrealizowania w cienkim dystansie. Istnieje również problem z odtwarzalnością długości ścieżki między pomiarami w podczerwieni ze względu na zależność od mechanicznego mocowania. W celu uzyskania bardziej precyzyjnej kontroli odstępów w celu bardziej niezawodnej akwizycji widma, metody litografii optycznej zostały zaimplementowane w celu modelowania fotorezystu na podłożu IR w celu zdefiniowania dystansu9,10,11,12. Mimo że umożliwia to zdefiniowanie bardziej złożonych struktur w ramce dystansowej, metoda ta wymaga dostępu do zakładu mikroprodukcyjnego w celu wytworzenia wzoru na każdym podłożu.
W tym artykule prezentujemy prostą technikę wytwarzania urządzenia mikroprzepływowego kompatybilnego z IR, w celu zmniejszenia kosztów produkcji i wymogu dostępu do zakładu mikrofabrykacji. Przedstawiona tutaj metoda (patrz Rysunek 1) wykorzystuje sprawdzony proces znany jako miękka litografia. W tym przypadku wymagane są dwie formy. Podstawowa forma jest wykonana z 4-calowej płytki krzemowej przy użyciu standardowego procesu litografii UV. Forma wtórna jest jej repliką wykonaną z PDMS, która ma odwróconą polaryzację wzoru w silikonowej formie pierwotnej i służy jako forma główna do późniejszej produkcji urządzenia.
Urządzenie ma dwie oddzielne warstwy: pierwszą warstwę z układem mikroprzepływowym (która w prezentowanym przypadku składa się z kanału mikroprzepływowego, wlotu/wylotu oraz komory obserwacyjnej z rzutnią CaF2), oraz drugą warstwę z płaską powierzchnią (która składa się tylko z rzutni CaF2).
Tutaj klej optyczny utwardzany promieniami UV, Norland optical adhesive 73 (NOA73, odtąd w skrócie NOA), jest używany do formowania głównego plastikowego korpusu urządzenia. Istnieje kilka zalet stosowania tego kleju optycznego: niski koszt produkcji, łatwość podłączenia do systemów zewnętrznych, dobra przezroczystość optyczna, niska lepkość i, co najważniejsze, biokompatybilność13. CaF2 jest odpowiednim wyborem jako rzutnia ze względu na jego biokompatybilność i doskonałą przezroczystość IR14.
Dzięki temu nowemu podejściu, dostęp do zakładu mikrofabrykacji jest ściśle wymagany tylko do produkcji głównej formy. Kolejne procesy produkcyjne urządzenia mikroprzepływowego z tworzywa sztucznego można przeprowadzić w dowolnym laboratorium wyposażonym w źródło światła UV.

<table><tbody><tr><td>Chemical</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan 97%</td><td>Sigma Aldrich</td><td>448931-10G</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 Zestaw elastomerów silikonowych</td><td>Dow Corning</td><td></td><td>Polydimethylsiloxane lub w skrócie, PDMS</td></tr><tr><td>Norland Optical Adhesive 73</td><td>Norland Products Inc.</td><td>7304</td><td></td></tr><tr><td>SU8 3010 fotorezystor</td><td>MicroChem</td><td>Y311060</td><td></td></tr><tr><td>SU8 wywoływacz</td><td>MicroChem</td><td>Y020100</td><td></td></tr><tr><td><mocny>Materiał</mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wafel silikonowy, 4 cale, najwyższej jakości</td><td>Bonda Technology Pte Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CaF2 Okna IR</td><td>Crystran, Wielka Brytania</td><td>CAFP10-1</td><td>Średnica 10 mm, 1 mm grubość</td></tr><tr><td>Szablony</td><td></td><td></td> akrylowe <td>Wykonane na zamówienie</td></tr><tr><td><mocny>Sprzęt</mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>UV-KUB 2 (system ekspozycji UV LED)</td><td>KLOE</td><td></td><td>Widmo emisji 365nm i plusmn; 5nm</td></tr><tr><td>Lampa UV Newport</td><td>Newport</td><td>Model 66902</td><td>50-500 Watt Hg lampa łukowa</td></tr><tr><td>CEE Spin coater</td><td>Brewer Science</td><td>Model 200x</td><td></td></tr><tr><td>Wyrównywacz maski MJB4</td><td>SUSS MicroTec</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjna cyfrowa płyta grzejna</td><td>Harry Gestigkeit GmbH</td><td>2860SR</td><td></td></tr><tr><td>Plasma Surface Technology</td><td>Diener Electronic GmbH + Co. KG</td><td></td><td>Do obróbki plazmowej O2</td></tr><tr><td>Pompa próżniowa IDP-3 Dry Scroll</td><td>Agilent Technologies</td><td></td><td>ciśnienie końcowe 3,3 x 10-1 mbar</td></tr><tr><td>Spektrometr FTIR Bruker IFS 66v/s Bruker</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

Soft Lithographic Procedure for Producing Plastic Microfluidic Devices with View-ports Transparent to Visible and Infrared Light

Spektromikroskopia w podczerwieni (IR) żywych próbek biologicznych jest utrudniona przez absorpcję wody w zakresie średniej podczerwieni oraz przez brak odpowiednich urządzeń mikroprzepływowych. W tym miejscu zademonstrowano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych, w którym stosuje się techniki miękkiej litografii do osadzania przezroczystych otworów obserwacyjnych z fluorku wapnia (CaF2) w połączeniu z komorą obserwacyjną. Metoda opiera się na podejściu do odlewania replik, w którym forma z polidimetylosiloksanu (PDMS) jest wytwarzana za pomocą standardowych procedur litograficznych, a następnie wykorzystywana jako szablon do produkcji urządzenia z tworzywa sztucznego. Plastikowe urządzenie posiada ultrafioletowe/widzialne/podczerwone (UV/Vis/IR) - przezroczyste okienka wykonane z CaF2, które umożliwiają bezpośrednią obserwację w świetle widzialnym i podczerwonym. Do zalet proponowanej metody należą: zmniejszona potrzeba dostępu do mikrozakładu produkcyjnego w pomieszczeniach czystych, wiele portów widokowych, łatwe i wszechstronne połączenie z zewnętrznym systemem pompowania za pomocą korpusu z tworzywa sztucznego, elastyczność konstrukcji, np. konfiguracja kanałów otwartych/zamkniętych oraz możliwość dodania zaawansowanych funkcji, takich jak membrany nanoporowate.

Rycina 6 przedstawia widma transmitancji nowego okna CaF2, wzorowanej połowy urządzenia oraz kompletnego urządzenia. Wszystkie trzy widma wykazują doskonałą przezroczystość w zakresie średniej podczerwieni z transmitancją przekraczającą 80%. Wzór interferencyjny widoczny w widmie pełnego urządzenia (żółta krzywa na rycinie) jest spowodowany szczeliną powietrzną o szerokości 9-10 µm pomiędzy dwoma oknami. Widma te dowodzą, że przedstawiona tutaj met...

Opisano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z przezroczystymi otworami do obrazowania światłem widzialnym i podczerwonym.

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

Infrared (IR) spectro-microscopy of living biological samples is hampered by the absorption of water in the mid-IR range and by the lack of suitable ...

Głównym celem niniejszego protokołu mikrowytwarzania jest proste i kosztowo efektywne wytworzenie plastikowych urządzeń mikroprzepływowych kompatybilnych z mikrospektroskopią w podczerwieni z transformacją Fouriera. Metody te mogą przyczynić się do szerokiego zrozumienia biochemii komórkowej. Zapewniają one uproszczony dostęp do mikrospektroskopii w podczerwieni, która jest bezetykietową i niedestrukcyjną techniką obrazowania, pozwalającą na uzyskanie map biochemicznych żywych komórek.Główną zaletą tej techniki jest ograniczenie konieczności korzystania z zaplecz mikrofabrykacji oraz wykorzystanie tworzywa sztucznego jako głównego komponentu końcowych urządzeń. Procedurę zaprezentuje Mona Suryana, asystentka badawcza z naszego laboratorium. Aby rozpocząć tę procedurę, należy przygotować krzemową formę pierwotną zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Następnie wymieszaj elastomer PDMS i czynnik sieciujący w stosunku 10:1. Całkowita ilość zmieszanych składników powinna być dobrana tak, aby grubość otrzymanego PDMS wynosiła około 1 do 1,5 mm. Po dokładnym wymieszaniu przenieś mieszaninę do naczynia próżniowego.Obniżaj ciśnienie, aż osiągnie wartość od 1 do 10 milibar. Odczekaj 15 minut lub do momentu, gdy nie będą widoczne pęcherzyki powietrza, aby odgazować mieszaninę. Wlej odgazowany PDMS na przygotowaną formę krzemową.Przenieś formę do naczynia próżniowego i obniż ciśnienie na 15 minut, aby ponownie odgazować mieszaninę. Następnie przenieś formę na płytkę grzewczą lub do piekarnika. Podgrzewaj formę w temperaturze 70 °C przez dwie godziny, aby utwardzić mieszaninę.Zdejmij utwardzony PDMS z grzejnika i pozostaw go do ostygnięcia do temperatury pokojowej. Używając żyletki, przetnij PDMS wzdłuż krawędzi formy krzemowej. Chwyć jeden narożnik pęsetą i ostrożnie odklej replikę PDMS od formy krzemowej.Następnie przenieś formę z PDMS do urządzenia do czyszczenia plazmowego. Ustaw ciśnienie w komorze w zakresie od 1 do 10 millibar i poddaj formę z PDMS działaniu plazmy tlenowej przy mocy 60 W przez 30 s, przy przepływie tlenu wynoszącym 20 SCCM. Po tym kroku umieść formę w naczyniu próżniowym i dodaj około 50 µl silanu.Pozostaw słoik w stanie próżni przez dwie godziny. Na początek zaprojektuj lub zdobądź szablony akrylowe, zgodnie z opisem w protokole tekstowym, oraz przygotuj elastomer PDMS i czynnik sieciujący, tak jak pokazano na początku tej procedury. Wlej odgazowaną mieszaninę PDMS na szablony akrylowe, aż ich górna powierzchnia zostanie zanurzona na głębokość około jednego milimetra poniżej lustra cieczy.Następnie przenieś zanurzone matryce do naczynia próżniowego. Odgazuj PDMS, stosując tę samą procedurę co poprzednio. Następnie przenieś zanurzone matryce na płytkę grzejną lub do piekarnika.Podgrzewaj w temperaturze 60 °C przez dwie godziny, aby utwardzić mieszaninę. Usuń utwardzony PDMS ze źródła ciepła i pozostaw go do ostygnięcia w temperaturze pokojowej. Używając żyletki, wytnij PDMS wzdłuż krawędzi szablonów akrylowych.Następnie za pomocą pęsety chwyć jeden róg i ostrożnie odklej PDMS. Po tym kroku przygotuj drugą replikę PDMS zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Aby rozpocząć wytwarzanie wzorowanej połowy urządzenia, poddaj okno z fluorku wapnia działaniu plazmy tlenowej przy mocy 60 W przez 30 s, przy przepływie tlenu wynoszącym 20 SCCM.Ostrożnie połóż pierwszy szablon z PDMS, ten z małymi filarkami, na płaskiej powierzchni. Następnie umieść przygotowane okno z fluorku wapnia w centrum szablonu. Delikatnie dociśnij, aby upewnić się, że okno w pełni przylega do PDMS.Następnie umieść płytkę transparentną dla promieniowania UV z tyłu formy z PDMS, dopasowując ją do położenia komory centralnej. Delikatnie dociśnij, aby upewnić się, że w pełni przylega do PDMS. Umieść formę na szablonie z PDMS stroną z wzorem kanałów płynowych skierowaną w dół, tak aby komora płynowa znajdowała się w centrum okna.Następnie stopniowo dozuj krople NOA do wlotu matrycy z PDMS. Pozostaw NOA, aby powoli wypełniło wnękę. Po całkowitym wypełnieniu wnęki utwardź NOA, naświetlając formę światłem UV.Ostrożnie wyjmij płytkę przepuszczającą promieniowanie UV z formy. Delikatnie oddziel formę PDMS od górnej powierzchni warstwy NOA. Następnie usuń warstwę NOA.Aby rozpocząć wytwarzanie płaskiej części urządzenia, poddaj okno z fluorku wapnia działaniu plazmy tlenowej przy mocy 60 W przez 30 s, przy przepływie tlenu 20 SCCM. Ostrożnie umieść drugi szablon z PDMS, ten bez małych filarków, na płaskiej powierzchni. Umieść potraktowane okno z fluorku wapnia na środku szablonu.Należy delikatnie docisnąć, aby upewnić się, że okno w pełni przylega do PDMS. Następnie należy przygotować arkusz PDMS o grubości 1 mm i wymiarach 5 cm na 3,5 cm. Arkusz ten należy umieścić na oknie z fluorku wapnia, wyrównując go do środka szablonu.Należy delikatnie docisnąć, aby upewnić się, że arkusz w pełni przylega do okna. Stopniowo dozować krople NOA przy wlocie szablonu PDMS. Pozostawić NOA, aby powoli wypełniło wnękę.Po całkowitym wypełnieniu wgłębienia należy utwardzić NOA, naświetlając formę światłem UV. Następnie odklejamy warstwę PDMS, a potem ostrożnie usuwamy utwardzoną warstwę NOA z szablonu PDMS.Umieść jedną połowę urządzenia na drugiej, tak aby okna z fluorku wapnia znajdowały się w jednej osi. Delikatnie dociśnij narożniki warstw NOA, aby ustabilizować położenie obu części. Następnie przygotuj krążki i prostokąty z PDMS zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Umieść krążki PDMS w odpowiednich otworach urządzenia. Następnie na każdej stronie umieść prostokąty z PDMS z wcześniej wyciętymi otworami. Przenieś cały zespół do prasy próżniowej, umieszczając go pomiędzy dwiema płytami.Następnie zamknij szczelnie plastikową torbę. Włącz pompę próżniową, aby odessać powietrze z zestawu, i pozostaw ją włączoną przez co najmniej 10 minut. Używając szerokopasmowej lampy rtęciowej o mocy 270 watów, naświetl odessany zestaw światłem UV przez 15 minut.Następnie wyłącz pompę próżniową i pozwól, aby układ powoli wyrównał ciśnienie z atmosferycznym przed wyjęciem gotowego urządzenia z zestawu. W tej procedurze wytwarzane jest plastikowe urządzenie mikrofluidyczne z okienkami transparentnymi dla światła widzialnego i podczerwonego. Następnie pozyskuje się widma transmitancji, aby porównać fabrycznie nowe okno z fluorku wapnia, połowę wytworzonego urządzenia oraz urządzenie kompletne.Jak widać, wszystkie trzy wykazują transmitancję powyżej 80% aż do średniej podczerwieni, co wskazuje na wysoki stopień przejrzystości w tym zakresie. Chociaż widmo dla kompletnego urządzenia wykazuje wzór interferencyjny spowodowany szczeliną powietrzną między dwoma oknami, widma te dowodzą, że proces wytwarzania nie zmienia przejrzystości okien z fluorku wapnia w zakresie aż do średniej podczerwieni. Po opanowaniu techniki, proces ten może zostać wykonany w ciągu jednej godziny, pod warunkiem właściwego przeprowadzenia i przygotowania niezbędnych szablonów oraz form.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze rozumieć, jak wytwarzać plastikowe urządzenia mikroprzepływowe kompatybilne ze spektroskopią w podczerwieni z transformacją Fouriera, wykorzystując odlewanie replikacyjne z PDMS oraz proces napełniania kapilarnego żywicami utwardzanymi promieniami UV. Pamiętaj, że praca z silanami i światłem UV może być niezwykle niebezpieczna; zawsze przeprowadzaj oceny ryzyka oparte na procedurze i stosuj odpowiednie środki ochrony osobistej podczas wykonywania tej procedury.

soft-lithographic-procedure-for-producing-plastic-microfluidic

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Urządzenia mikrofluidyczne mogą być wykorzystywane do wizualizacji złożonych procesów naturalnych w czasie rzeczywistym i w odpowiednich skalach fizycznych. Opracowaliśmy proste urządzenie mikrofluidyczne, które naśladuje kluczowe cechy naturalnych ośrodków porowatych, służące do badania wzrostu i transportu bakterii w podłożu gruntowym.

Okno na mikroświat: Proste systemy mikrofluidyczne do badania transportu drobnoustrojów w ośrodkach porowatych

Źródło: Kurz, D. L. i in. Platforma mikrofluidyczna do badania biozatkania w porowatych ośrodkach. J. Vis. Exp. (2022)Film demonstruje użycie urządzenia mikrofluidycznego do badania powstawania biofilmu. Do mikrokanału wprowadzana jest zawiesina bakteryjna, po której następuje inkubacja, umożliwiająca rozwój biofilmu. Następnie wznawia się przepływ, a monitorowanie ciśnienia wraz z obrazowaniem wykorzystuje się do wykrywania powstawania biofilmu i zatkania porów w czasie.

Urządzenie mikrofluidyczne do obrazowania w czasie rzeczywistym i śledzenia ciśnienia podczas tworzenia biofilmu

Tutaj prezentujemy protokół izolacji i hodowli pojedynczych komórek za pomocą platformy mikroprzepływowej, który wykorzystuje nową koncepcję projektowania mikrostudzienek, aby umożliwić wysokowydajną izolację pojedynczych komórek i długoterminową hodowlę klonalną.

Platforma mikroprzepływowa do wysokowydajnej izolacji i hodowli pojedynczych komórek

Wielowarstwowe urządzenia mikroprzepływowe często wiążą się z wytwarzaniem form wzorcowych o skomplikowanej geometrii dla funkcjonalności. W tym artykule przedstawiono kompletny protokół wieloetapowej fotolitografii z zaworami i funkcjami o zmiennej wysokości, które można dostosować do dowolnego zastosowania. W ramach demonstracji wytwarzamy mikroprzepływowy generator kropel zdolny do wytwarzania kulek hydrożelowych.

Wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami

Celem tej procedury jest łatwe i szybkie wyprodukowanie urządzenia mikroprzepływowego z dostosowywalną geometrią i odpornością na pęcznienie przez płyny organiczne do badań nad odzyskiwaniem oleju. Najpierw generowana jest forma z polidimetylosiloksanu, a następnie wykorzystywana do odlewania urządzenia na bazie żywicy epoksydowej. Przedstawiono reprezentatywne badanie przemieszczenia.

Urządzenia mikroprzepływowe do charakteryzowania procesów zdarzeń w skali porów w ośrodkach porowatych do zastosowań związanych z odzyskiwaniem oleju

Ten protokół opisuje wytwarzanie urządzeń mikroprzepływowych z MY133-V2000 w celu wyeliminowania artefaktów, które często powstają w mikrokanałach z powodu niezgodności współczynników załamania światła między strukturami mikrokanalików a roztworem wodnym. Protokół ten wykorzystuje akrylowy uchwyt do ściskania zamkniętego urządzenia, poprawiając przyczepność zarówno chemicznie, jak i mechanicznie.

Produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej

Obecny protokół opisuje platformę mikroprzepływową do badania rozwoju biofilmu w porowatych ośrodkach quasi-2D poprzez połączenie obrazowania mikroskopowego o wysokiej rozdzielczości z jednoczesnymi pomiarami różnicy ciśnień. Platforma określa ilościowo wpływ wielkości porów i natężenia przepływu płynu w porowatych ośrodkach na biozatkanie.

Platforma mikroprzepływowa do badania biozatykania w pożywkach porowatych

Ten protokół opisuje wytwarzanie wszczepialnego, zintegrowanego okna obrazowania za pomocą laserowego druku 3D. Okno składa się z systemu mikrosoczewek sprzężonych z mikrorusztowaniami. Metoda polega na polimeryzacji dwufotonowej (2PP) biokompatybilnego fotorezystu SZ2080 w ciągłej sekwencji, optymalizując wydajność produkcji i wyrównanie między różnymi komponentami.

Mikrofabrykacja wszczepialnej optyki zintegrowanej z mikrostrukturalnym oknem obrazowania w celu zaawansowanego obrazowania in vivo

Ten protokół szczegółowo opisuje projekt i wykonanie urządzenia mikroprzepływowego odpowiedniego do badania mechaniki polimerów mikrotubul. Synteza technik mikrowytwarzania, zautomatyzowanej kontroli przepływu i modelowania obliczeniowego umożliwia stworzenie elastycznego systemu idealnie nadającego się do sondowania cytoszkieletu komórkowego in vitro.

Opracowanie opartego na mikrofluidyce podejścia do badania mechaniki polimerów mikrotubul

W niniejszej pracy opisujemy prostą metodę wzorowania wolnego od tlenków krzemu i germanu za pomocą reaktywnych monowarstw organicznych oraz demonstrujemy funkcjonalizację wzorowanych podłoży małymi cząsteczkami i białkami. Podejście to zapewnia całkowitą ochronę powierzchni przed utlenianiem chemicznym, umożliwia precyzyjną kontrolę nad morfologią struktur oraz zapewnia łatwy dostęp do wzorów rozróżnialnych chemicznie.

Funkcjonalizacja i wzorowanie krzemu oraz germanu beztlenkowego metodą miękkiej litografii

Poznaj metodę wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych kompatybilnych z mikrospektroskopią FTIR. Protokół umożliwia bezinwazyjne obrazowanie biochemii komórek żywych w podczerwieni.

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego (Wideo) | JoVE Journal

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

Przeglądaj więcej filmów