Name: In Situ Charakterystyka cząstek bemitu w wodzie przy użyciu ciekłego SEM (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 59 s
Description: Poznaj metodę in situ SEM do bezpośredniej wizualizacji cząstek bemitu w wodzie bez suszenia ani zamrażania próbek. Technika umożliwia analizę wielkości i morfologii cząstek w ich naturalnym środowisku ciekłym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni funduszowi Pacific Northwest National Laboratory (PNNL) Nuclear Process Science Initiative (NPSI)-Laboratory Directed Research and Development (LDRD) za wsparcie. Dr Sayandev Chatterjee dostarczył zsyntetyzowane cząstki bemitu. Dostęp instrumentalny został zapewniony za pośrednictwem W. R. Wiley Environmental Molecular Sciences Laboratory (EMSL) General User Proposal. EMSL jest krajowym obiektem naukowym sponsorowanym przez Biuro Badań Biologicznych i Środowiskowych (BER) w PNNL. PNNL jest obsługiwany przez Battelle dla DOE na podstawie umowy DE-AC05-76RL01830.

1. Przygotuj próbkę płynu AlOOH
UWAGA: Nie dotykaj próbki ani niczego w komorze SEM gołymi rękami. Rękawice bezpudrowe powinny być noszone przez cały czas obsługi urządzenia SALVI i montażu go na stoliku SEM, aby uniknąć potencjalnego zanieczyszczenia podczas analizy powierzchni.
<ol>
	<li>Przygotować roztwór podstawowy AlOOH (1 mg/ml)
	<ol>
		<li>Rozpuścić 10 mg proszku AlOOH w 10 ml wody demineralizowanej, aby uzyskać 1 mg/ml roztworu podstawowego AlOOH.</li>
		<li>Ultradźwiękowo roztwór podstawowy przez 5 min. 
		UWAGA: pH roztworu podstawowego wynosi około 4,6 mierzone za pomocą pH-metru. Roztwór pH nie jest regulowany i używany tak, jak w tej pracy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotować rozcieńczony roztwór o stężeniu 10 μg/ml
	<ol>
		<li>Rozcieńczyć 1 mg/ml roztworu podstawowego AlOOH do 10 μg/ml, dozując 1 ml do 99 ml wody DI za pomocą pipety.</li>
		<li>Roztwór należy stosować ultradźwiękami przez 5 min. 
		UWAGA: pH roztworu podstawowego wynosi około 5,8 mierzone za pomocą pH-metru po rozcieńczeniu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Napylanie Okno Membrany SALVI SiN z Carbonem
<ol>
	<li>Włóż pręt węglowy do uchwytu pręta. 
	UWAGA: Uchwyt pręta można zidentyfikować jako element przymocowany do pokrywy na zawiasach.</li>
	<li>Użyj pęsety i ostrożnie usuń taśmę z ramy okiennej membrany SiN firmy SALVI. 
	UWAGA: Taśma służy do ochrony membrany SiN przed analizą powierzchni.</li>
	<li>Zamocuj urządzenie SALVI pionowo w komorze powlekarki węglowej za pomocą taśmy węglowej, aby zamocować rurkę z politetrafluoroetylenu urządzenia SALVI na stoliku powlekarki. Zamknij pokrywę.</li>
	<li>Naciśnij przycisk "POWER", aby uruchomić pompę próżniową.</li>
	<li>Naciśnij przycisk "VOLTAGE" na przednim panelu powlekarki węglowej i ustaw wartość na 4.6 V, regulując przyciski w górę (▲) i w dół (▼) dla tej operacji. 
	UWAGA: Voltage ustawienie może się różnić ze względu na różne powłoki węglowe.</li>
	<li>Włącz monitor grubości powłoki, włączając jego przycisk "POWER". Skasować odczyt wyświetlany na ekranie "GRUBOŚĆ (nm)" do zera, naciskając przycisk "ZERO", jeśli odczyt jest różny od zera. Naciśnij przycisk "TIMER" na przednim panelu powlekarki węglowej, aby ustawić czas osadzania na 30 s, regulując przyciski w górę (▲) i w dół (▼).</li>
	<li>Utrzymuj tryb pracy powlekarki węglowej na automatyczny, przełączając przycisk "AUTO ◄►MANUAL" na "AUTO". Przełącz przycisk "START/STOP" na "START", gdy podciśnienie osiągnie około 4 × 10-4 mbar, mierzone wakuometrem na przednim panelu powlekarki węglowej.</li>
	<li>Gdy monitor grubości wskaże, że powłoka węglowa osiągnęła 20 nm, naciśnij przycisk "stop", aby zakończyć proces powlekania i odpowietrzyć uszczelkę próżniową.</li>
	<li>Otwórz pokrywę i wyjmij urządzenie SALVI z powłoką węglową w rękawicach winylowych podczas obsługi urządzenia. 
	UWAGA: Powlekanie próbki węglem tworzy warstwę przewodzącą na próbce, aby zahamować efekt ładowania i poprawić sygnał SE wymagany do obrazowania SEM. Bezpiecznie przechowuj powlekane urządzenie na czystej szalce Petriego z pokrywą, aż urządzenie będzie gotowe do zainstalowania na etapie SEM. Aby upewnić się, że membrana SiN jest wystarczająco pokryta, zaleca się wizualne sprawdzenie urządzenia po nałożeniu powłoki. Jeśli powłoka nie jest wystarczająco gruba, można nałożyć drugą powłokę napylającą o grubości mierzonej do 10 nm.</li>
</ol>
3. Zamontuj urządzenie i użyj SEM/Focused Ion Beam (FIB) do wykonania otworów na membranie SALVI SiN za pomocą FIB
<ol>
	<li>Otworzyć komorę na próbki SEM
	<ol>
		<li>Otwórz powiązane oprogramowanie sterujące mikroskopem na komputerze sterującym przyrządem SEM. 
		UWAGA: Oprogramowanie sterujące może się różnić ze względu na różne SEM.</li>
		<li>Odpowietrzyć komorę na próbkę, klikając "Odpowietrznik" w graficznym interfejsie użytkownika (GUI) odpowiedniego oprogramowania sterującego mikroskopem w zakładce "Sterowanie wiązką", aby otworzyć drzwiczki komory.</li>
		<li>Ostrożnie otwórz drzwi komory (po zakończeniu odpowietrzania).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj urządzenie SALVI na stoliku SEM <br />
	UWAGA: Przed montażem sprawdź powierzchnię membrany SiN, aby zobaczyć, czy jest nienaruszona, wizualnie lub za pomocą mikroskopu świetlnego. Urządzenie SALVI zamontowane na stoliku SEM nie może dotykać detektora Everhart Thornley Detector (ETD) wewnątrz komory na próbkę.
	<ol>
		<li>Wybierz standardowy odcinek uchwytu próbki SEM. Przymocuj króciec do środka stolika za pomocą odpowiedniej i klucza imbusowego.</li>
		<li>Umieść dwa paski dwustronnej taśmy węglowej na króćcu.</li>
		<li>Przyklej urządzenie SALVI do taśmy węglowej umieszczonej na króćcu stroną z membraną SiN skierowaną do góry.</li>
		<li>Bezpiecznie unieruchom SALVI na króćcu za pomocą dodatkowych dwóch pasków jednostronnej taśmy miedzianej, aby przymocować blok SALVI PDMS do metalowego króćca SEM. Dodatkowo użyj taśm miedzianych do połączenia ramy SiN i metalowego króćca. Upewnij się, że taśma nie zakrywa całkowicie membrany SiN. 
		UWAGA: Zastosowanie taśm węglowych i miedzianych pomaga zapewnić ciągłą ścieżkę uziemienia w celu usunięcia ładunku z membrany SiN podczas pomiaru SEM. Położenie taśmy na krawędzi ramy SiN jest dość ważne, ponieważ zapewnia uziemienie i zmniejsza ładowanie podczas analizy. Spód urządzenia musi mieć również pełny kontakt z króćcem SEM za pomocą dwustronnej taśmy węglowej. Taśma nie może zakrywać membrany SiN, aby uniknąć ewentualnych uszkodzeń podczas przenoszenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przepompować w dół komorę na próbkę
	<ol>
		<li>Zamknij drzwiczki komory na próbki. Wybierz tryb "High Vacuum" w graficznym interfejsie użytkownika oprogramowania SEM na stronie "Beam Control".</li>
		<li>Kliknij przycisk "Pompa" na stronie "Sterowanie wiązką", aby rozpocząć odkurzanie i ręcznie dociskać drzwi komory, aż do ustalenia żądanego podciśnienia. 
		UWAGA: Ciśnienie w komorze musi osiągnąć co najmniej 1,0 × 10-5 Torr i musi stale utrzymywać się na tym poziomie lub poniżej tej wartości przed obrazowaniem. Jest to ważny krok w kierunku włączenia rozdzielczości o wysokiej rozdzielczości dla obrazowania. Ustawienie ciśnienia można monitorować z prawego rogu graficznego interfejsu użytkownika.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj otwory w membranie SiN za pomocą FIB
	<ol>
		<li>Aktywuj obszar obrazowania wiązką elektronów, klikając ikonę "Pauza" na pasku narzędzi. Włącz wiązkę elektronów, klikając przycisk "Beam On" na stronie "Beam Control". Wybierz detektor ETD i tryb SE do obrazowania z menu rozwijanego "Detektory". 
		UWAGA: Detektor może się różnić ze względu na różną konfigurację SEM. Detektor w soczewce ma również zastosowanie do analizy płynnego SEM.</li>
		<li>Połącz wartość współrzędnej Z z rzeczywistą wartością swobodnej odległości roboczej (FWD), klikając ikonę "Połącz" na pasku narzędzi. Ustaw odległość roboczą (WD) na 10 mm, wpisując liczbę 10 w polu tekstowym współrzędnej "Z" na stronie "Nawigacja", gdy wybrana jest odległość "Rzeczywista". 
		UWAGA: WD może się różnić ze względu na różne SEMy.</li>
		<li>Ustaw prąd wiązki elektronów na 0,47 nA, napięcie przyspieszające na 8 keV, a rozdzielczość na 1,024 × 884 z odpowiednich pól listy wyświetlanych na pasku narzędzi w obszarze obrazowania wiązki elektronów. 
		UWAGA: Ustawienie prądu i napięcia może się różnić ze względu na różne SEM.</li>
		<li>Zlokalizuj mikrokanał (0.2 mm x 1.5 mm), przekręcając pokrętła zmiany biegów "X" i "Y" na płytce ręcznego interfejsu użytkownika (MUI), aby obserwować obraz na żywo na monitorze sterującym. Narysuj linię równoległą do mikrokanału od jednego końca do drugiego za pomocą myszy. Kliknij "xT Align Feature" z menu rozwijanego zakładki "Stage" na pasku narzędzi i wybierz "w poziomie", aby wyrównać mikrokanał.</li>
		<li>Ustaw nachylenie stolika na 0 °, wybierając wartość z listy "T" na stronie "Nawigacja". Zlokalizuj wyraźną cechę cząstek w pobliżu mikrokanału i wyśrodkuj ją pod żółtym krzyżykiem, przesuwając stolik za pomocą pokręteł zmiany biegów "X" i "Y". Powiększ funkcję do 1,000X i przekręć pokrętła "Kontrast", "Jasność", "Zgrubny" i "Dokładny" na MUI, aby zoptymalizować obraz funkcji cząstek.</li>
		<li>Przechyl stolik pod kątem 15 °, wybierając wartość z listy "T" na stronie "Nawigacja". Użyj "Z-control", naciskając kółko myszy i przeciągnij funkcję z powrotem pod żółty krzyżyk na ekranie obszaru obrazowania wiązką elektronów po przechyleniu stolika.
		<ol>
			<li>Ponownie przechyl stolik do 30 ° i umieść funkcję z powrotem pod krzyżem za pomocą "Z-control". Przechyl stolik z powrotem do 0 ° i obserwuj położenie funkcji; Wysokość eucentryczna jest potwierdzana, jeśli obiekt nie przesuwa się znacząco. 
			UWAGA: Zlokalizowanie wysokości eucentrycznej jest wykonywane w celu utrzymania wiązki jonów i wiązki elektronów skupionych w tej samej pozycji, aby uzyskać dobrą precyzję mielenia FIG. Powtórz procesy opisane w kroku 3.4.6, jeśli funkcja znacznie się przesunie po przechyleniu stolika z powrotem do 0 °. Wysokość eucentryczna powinna być dostosowywana do każdej nowo zamontowanej próbki, aby uzyskać największą dokładność.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Przechyl stolik pod kątem 52°, wybierając wartość z listy "T" na stronie "Nawigacja". 
		UWAGA: Stopień nachylenia może się różnić w zależności od różnych SEM.</li>
		<li>Wyłącz ikonę "Pauza" na pasku narzędzi, klikając przycisk, aby upewnić się, że obszar obrazowania wiązki jonów jest włączony. Włącz wiązkę jonów źródła galu, klikając przycisk "Beam On" na stronie "Beam Control".
		<ol>
			<li>Ustaw napięcie przyspieszające wiązki jonów na 30 keV i prąd wiązki na 0,3 nA, wybierając te wartości z odpowiednich pól listy napięcia i prądu znajdujących się na pasku narzędzi. Przenieś mikrokanał do środka tego obszaru obrazowania.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Wybierz okrąg jako wzór, wybierając tę funkcję z listy "Wzór" na stronie "Wzór". Ustaw "Średnicę zewnętrzną" na 1 μm, "Średnicę wewnętrzną" na 0 μm, "Rozmiar Z" na 500 nm, a "Czas przebywania" na 1 μs w odpowiednim polu tekstowym.
		<ol>
			<li>Wpisz "Si" w polu tekstowym "Aplikacja", ponieważ głównym składnikiem okienka wykrywania przeznaczonego do zmielenia jest azotek krzemu. Następnie kliknij przycisk "Menu patterningu/Rozpocznij tworzenie wzoru", aby rozpocząć frezowanie otworów w oknie detekcji, które zakrywały mikrokanał. Powtórz proces frezowania wiele razy, aby uzyskać serię okrągłych otworów. W eksperymencie można wykonać kilka otworów. 
			UWAGA: Otwory są oddalone od siebie o 100 μm, od jednej strony mikrokanału na drugą. Poruszaj się szybko, aby zminimalizować uszkodzenia wiązki na membranie SiN. Proces frezowania SEM FIB zwykle rozpoczyna się od lewej lub prawej strony mikrokanału, aby łatwo śledzić i numerować otwory. Operator może wybrać przejście od dołu lub od góry, w zależności od orientacji kanału i osobistych preferencji. Upewnij się, że frezowanie SEM FIB jest zakończone i odpowiednie, aby próbka mogła być sondowana w otworach.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odpowietrzyć komorę za SEM/FIB
	<ol>
		<li>Przechyl stolik z powrotem do 0 °, wybierając 0 z listy "T" na stronie "Nawigacja". Wyłącz zarówno wiązkę elektronów, jak i wiązkę jonów, klikając "Wiązka włączona", gdy aktywowany jest odpowiedni obszar obrazowania wiązki. Kliknij "Odpowietrznik" na stronie "Sterowanie wiązką", aby odpowietrzyć komorę na próbkę.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Załaduj SALVI próbkami cieczy
<ol>
	<li>Wyczyść SALVI za pomocą wody DI
	<ol>
		<li>Ostrożnie otwórz drzwi komory SEM po jej całkowitym odpowietrzeniu i pozostaw urządzenie SALVI tak, jak znajduje się na stoliku. 
		UWAGA: Aby zaoszczędzić czas na montażu urządzenia i ustawianiu ostrości, zdecydowanie zaleca się trzymanie urządzenia na stoliku podczas ładowania próbki.</li>
		<li>Nabrać 1 ml wody DI do sterylnej strzykawki, połączyć strzykawkę z wlotem urządzenia mikroprzepływowego za pomocą łącznika z rurką z politetrafluoroetylenu i powoli wstrzykiwać płyn przez 3 - 5 minut 
		UWAGA: Pompka strzykawkowa jest zalecana do wszystkich etapów, w których wymagane jest wstrzykiwanie roztworów do SALVI. Można to zrobić na tym etapie, ustawiając sterylną strzykawkę zawierającą roztwór o pojemności 1 ml na szybkość przepływu 100 - 250 μl/min. Zastosowanie pompy strzykawkowej o stałym natężeniu przepływu może zmniejszyć prawdopodobieństwo uszkodzenia membrany SiN.</li>
		<li>Powtórzyć krok 4.1.2 trzy razy, używając 1 ml 10 μg/ml AlOOH, przygotowanego w kroku 1, aby upewnić się, że stężenie próbki nie jest rozcieńczane przez wstępnie załadowaną wodę demineralizowaną.</li>
		<li>Po wykonaniu wstrzyknięcia należy wyjąć strzykawkę. Podłącz wlot i wylot SALVI za pomocą złącza polieteroetero-ketonowego. Osusz wszelkie płyny znajdujące się na zewnątrz SALVI chusteczkami laboratoryjnymi. Jeśli w rurkach z politetrafluoroetylenu lub mikrokanalikach znajdują się jakiekolwiek pęcherzyki, należy ponownie wykonać wstrzyknięcie próbki AlOOH, aż nie będzie widać pęcherzyków w rurkach z politetrafluoroetylenu. 
		UWAGA: Dokręć palcami złącze polieteroetero-ketonu. Nie używaj zbyt dużej siły podczas dokręcania złącza, aby uniknąć znacznego wzrostu ciśnienia wewnętrznego wewnątrz urządzenia SALVI, co mogłoby spowodować uszkodzenie membrany SiN. 
		UWAGA: Pęcherzyki wewnątrz mikrokanału mogą wpływać na skanowanie i powodować przesunięcie obrazu. Każda ciecz znajdująca się na zewnątrz urządzenia będzie miała wpływ na stan próżni, dlatego zewnętrzna strona rurki SALVI i politetrafluoroetylenu powinna być dokładnie wysuszona przed włożeniem jej do komory próżniowej. Ponadto urządzenie nie powinno mieć uszkodzeń fizycznych (np. przecięcie rurki, pęknięte okienko membrany SiN), które prowadzą do nieszczelności. W przeciwnym razie ciśnienie w komorze może nie osiągnąć pożądanej wysokiej próżni, w rurkach mogą tworzyć się pęcherzyki, a próbka cieczy zostanie utracona podczas odkurzania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Przeprowadzanie obrazowania płynnego SEM i analizy elementarnej
<ol>
	<li>Rób zdjęcia za pomocą detektora ETD i trybu SE
	<ol>
		<li>Zamknij drzwiczki komory na próbki. Wybierz tryb "High Vacuum" w graficznym interfejsie użytkownika oprogramowania SEM na stronie "Beam Control". Kliknij przycisk "Pompa" na stronie "Sterowanie wiązką", aby rozpocząć odkurzanie i naciskaj ręcznie na drzwi komory, aż zostanie ustalone żądane podciśnienie.</li>
		<li>Aktywuj obszar obrazowania wiązką elektronów, klikając ikonę "Pauza" na pasku narzędzi. Włącz wiązkę elektronów, klikając przycisk "Beam On" na stronie "Beam Control". Wybierz detektor ETD i tryb SE do obrazowania z menu rozwijanego "Detektory".
		<ol>
			<li>Ustaw napięcie przyspieszające na 8 keV, a prąd wiązki na 0,47 nA z odpowiednich pól listy wyświetlanych na pasku narzędzi GUI w obszarze obrazowania wiązką elektronów. Ustaw WD na 7 mm, wpisując liczbę "7" w polu tekstowym współrzędnej "Z" na stronie "Nawigacja", gdy wybrana jest "Rzeczywista odległość". 
			UWAGA: Parametry napięcia wiązki, prądu i odległości roboczej mogą się różnić ze względu na różne SEM.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Powiększ funkcję do 1,000 × i przekręć pokrętła "Kontrast", "Jasność", "Zgrubny" i "Dokładny" na MUI, aby zoptymalizować obraz funkcji cząstek.</li>
		<li>Wyśrodkuj pierwszy otwór w obrazie na żywo obszaru obrazowania wiązką elektronów, przekręcając pokrętła zmiany biegów "X" i "Y" na płytce MUI. Powiększ obrazy z cząstkami do powiększenia 200 000× przekręcając pokrętło "Powiększenie" na płytce MUI. Wybierz rozdzielczość ekranu "1 024 × 884" z listy na pasku narzędzi.</li>
		<li>Ustaw szybkość skanowania na 30 μs z listy na pasku narzędzi. Naciśnij F4, aby zrobić migawkę bieżącego obrazu pokazanego w obszarze obrazowania wiązką elektronów.</li>
		<li>Naciśnij Ctrl + S, aby zapisać obraz as.tif plik w żądanej lokalizacji ze zdefiniowaną nazwą pliku zawierającą numer przyrostowy.</li>
		<li>Pomniejsz, przekręcając pokrętło "Powiększenie", aby zlokalizować następny sąsiedni otwór. Powtórz czynności opisane w krokach 5.1.4 - 5.1.6, aby zobrazować cząstki AlOOH w pozostałych otworach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadzanie analizy elementarnej za pomocą EDX
	<ol>
		<li>Włóż detektory spektroskopii dyspersyjnej energii (EDS) do komory.</li>
		<li>Wybierz detektor ETD na monitorze sterującym mikroskopu i tryb SE, aby view próbka w obszarze obrazowania wiązką elektronów. Ustaw napięcie przyspieszające na 8 keV, prąd na 0,47 nA, a WD na 7 mm, jak opisano w kroku 5.1.2.</li>
		<li>Powiększ cząstki AlOOH w każdym otworze o powiększeniu 200 000X, przekręcając pokrętło "Powiększenie" na płytce MUI. 
		UWAGA: Utrzymuj wiązkę elektronów skupioną w tym samym miejscu, aby zapewnić bardziej zlokalizowane informacje o pierwiastkach. Obraz AlOOH znajduje się w Rysunek 1a.</li>
		<li>Otwórz powiązane oprogramowanie EDAX. 
		UWAGA: Powiązane oprogramowanie może się różnić w zależności od konfiguracji różnych instrumentów.</li>
		<li>Kliknij "rozpocznij nagrywanie nowych widm" w interfejsie użytkownika (UI), aby zebrać widmo EDX. Wybierz "Identyfikator szczytu", aby wybrać prawdopodobne elementy widma. Wpisz obserwowane pierwiastki, np. tlen w tym przypadku, w pole "Pierwiastek". Kliknij "Dodaj", aby zastosować element do widma.</li>
		<li>Kliknij "Plik", a następnie kliknij "Zapisz jako". Zapisz dane spektralne in.csv formacie przy użyciu żądanej nazwy pliku w celu dalszego kreślenia za pomocą oprogramowania do tworzenia wykresów.</li>
		<li>Powtórz czynności opisane w krokach 5.3.3 - 5.3.6, aby zarejestrować widmo EDX z każdego otworu.</li>
		<li>Po zakończeniu obrazowania i zapisu widma dla każdego z otworów, wyłącz wiązkę elektronów, klikając przycisk "Beam On" na stronie "Beam Control", gdy obszar obrazowania wiązką elektronów jest włączony. Odpowietrz komorę SEM, klikając "Odpowietrznik" na tej samej stronie. Ostrożnie zdejmij próbkę ze sceny, usuwając wszystkie taśmy po otwarciu drzwi komory.</li>
		<li>Powtórz procedurę, aby przeprowadzić eksperymenty kontrolne przy użyciu wody demineralizowanej i pustego mikrokanału.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Wykreśl widmo EDX
<ol>
	<li>Zaimportuj plik widma the.csv do oprogramowania do tworzenia wykresów.</li>
	<li>Wykreśl widmo, używając poziomu energii jako osi x oraz intensywności odbieranej i przetwarzanej przez EDX jako osi y, aby pokazać zrekonstruowane widma, jak pokazano na Rysunki 2a, 2b i 2c.</li>
</ol>

<ol><li>Goldstein, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGoldstein%2C+J+%22Scanning+Electron+Microscopy+and+X-Ray+Microanalysis%3A+A+Text+for+Biologists%2C+Materials+Scientists%2C+and+Geologists%22">Scanning Electron Microscopy and X-Ray Microanalysis: A Text for Biologists, Materials Scientists, and Geologists</a>. , 2nd ed, (1992).</li>
<li>Donald, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+environmental+scanning+electron+microscopy+for+imaging+wet+and+insulating+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Mater%22%5BJournal%5D)">The use of environmental scanning electron microscopy for imaging wet and insulating materials.</a> Nat Mater. 2 (8), 511-516 (2003).</li>
<li>Rossi, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/nl049688u">Environmental Scanning Electron Microscopy Study of Water in Carbon Nanopipes.</a> Nano Lett. 4 (5), 989-993 (2004).</li>
<li>Nune, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anomalous+water+expulsion+from+carbon-based+rods+at+high+humidity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Nano%22%5BJournal%5D)">Anomalous water expulsion from carbon-based rods at high humidity.</a> Nat Nano. 11 (9), 791-797 (2016).</li>
<li>Soumya, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSoumya%2C+EA+%22Scanning+Electron+Microscopy+%28SEM%29+and+Environmental+SEM%3A+Suitable+Tools+for+Study+of+Adhesion+Stage+and+Biofilm+Formation%22">Scanning Electron Microscopy (SEM) and Environmental SEM: Suitable Tools for Study of Adhesion Stage and Biofilm Formation</a>. , (2012).</li>
<li>Thiberge, S. Y., Nechushtan, A., Sprinzak, D., Moses, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+electron+microscopy+of+cells+and+tissues+under+fully+hydrated+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Scanning electron microscopy of cells and tissues under fully hydrated conditions.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (10), 3346-3351 (2004).</li>
<li>Thiberge, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+electron+microscopy+of+cells+and+tissues+under+fully+hydrated+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Scanning electron microscopy of cells and tissues under fully hydrated conditions.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (10), 3346-3351 (2004).</li>
<li>Thiberge, S., Zik, O., Moses, E. <a target="_blank" href="https://www.emsdiasum.com/microscopy/products/sem_wet/RSI.pdf">An apparatus for imaging liquids, cells, and other wet samples in the scanning electron microscopy.</a> Rev Sci Instrum. 75 (7), 2280-2289 (2004).</li>
<li>QuantomiX WETSEM®. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.wetsem.com/">http://www.wetsem.com/</a> (2017).</li>
<li>Wet Cell Kit. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.2spi.com/catalog/instruments/silicon-nitride-wet-cell-kits-use-instructions.html">http://www.2spi.com/catalog/instruments/silicon-nitride-wet-cell-kits-use-instructions.html</a> (2017).</li>
<li>Yu, X. -Y., et al. Systems and methods for analyzing liquids under vacuum. USA patent. , 8,555,710 (2011).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/sia.5252/abstract">In situ SEM and ToF-SIMS analysis of IgG conjugated gold nanoparticles at aqueous surfaces.</a> Surf Interface Anal. 46 (4), 224-228 (2014).</li>
<li>Liu, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+chemical+probing+of+the+electrode-electrolyte+interface+by+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">In situ chemical probing of the electrode-electrolyte interface by ToF-SIMS.</a> Lab Chip. 14 (5), 855-859 (2014).</li>
<li>Ding, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+Molecular+Imaging+of+the+Biofilm+and+Its+Matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">In situ Molecular Imaging of the Biofilm and Its Matrix.</a> Anal Chem. 88 (22), 11244-11252 (2016).</li>
<li>Hua, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-dimensional+and+three-dimensional+dynamic+imaging+of+live+biofilms+in+a+microchannel+by+time-of-flight+secondary+ion+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Biomicrofluidics%22%5BJournal%5D)">Two-dimensional and three-dimensional dynamic imaging of live biofilms in a microchannel by time-of-flight secondary ion mass spectrometry.</a> Biomicrofluidics. 9 (3), 031101(2015).</li>
<li>Hua, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+imaging+of+molecular+changes+in+a+hydrated+single+cell+by+dynamic+secondary+ion+mass+spectrometry+and+super-resolution+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Integr+Biol%22%5BJournal%5D)">Chemical imaging of molecular changes in a hydrated single cell by dynamic secondary ion mass spectrometry and super-resolution microscopy.</a> Integr Biol. 8 (5), 635-644 (2016).</li>
<li>Hua, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+molecular+imaging+of+a+hydrated+biofilm+in+a+microfluidic+reactor+by+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">In situ molecular imaging of a hydrated biofilm in a microfluidic reactor by ToF-SIMS.</a> Analyst. 139 (7), 1609-1613 (2014).</li>
<li>Yu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capturing+the+transient+species+at+the+electrode-electrolyte+interface+by+in+situ+dynamic+molecular+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Commun%22%5BJournal%5D)">Capturing the transient species at the electrode-electrolyte interface by in situ dynamic molecular imaging.</a> Chem Commun. 52 (73), 10952-10955 (2016).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://avs.scitation.org/doi/abs/10.1116/1.3654147">Making a hybrid microfluidic platform compatible for in situ imaging by vacuum-based techniques.</a> J Vac Sci Technol, A. 29 (6), (2011).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+liquid+surfaces+under+vacuum+using+SEM+and+ToF-SIMS%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Probing liquid surfaces under vacuum using SEM and ToF-SIMS.</a> Lab Chip. 11 (15), 2481-2484 (2011).</li>
<li>SPI Supplies Inc. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.2spi.com/">http://www.2spi.com/</a> (2017).</li>
<li>Wet Cell II Liquid Probe System for SEM/EDS, EPMA and TOF-SIMS. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.2spi.com/item/12130-ab/">http://www.2spi.com/item/12130-ab/</a> (2017).</li>
<li>Yao, J., et al. <a target="_blank" href="http://avs.scitation.org/doi/abs/10.1116/1.4948526">Switchable 1,8-diazabicycloundec-7-ene and 1-hexanol ionic liquid analyzed by liquid ToF-SIMS.</a> Surf Sci Spectra. 23 (1), 9-28 (2016).</li>
<li>Yu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capturing+the+transient+species+at+the+electrode-electrolyte+interface+by+in+situ+dynamic+molecular+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Commun%22%5BJournal%5D)">Capturing the transient species at the electrode-electrolyte interface by in situ dynamic molecular imaging.</a> Chem Commun. 52 (73), 10952-10955 (2016).</li>
<li>Clark, S. B., Buchanan, M., Wilmarth, B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aClark%2C+SB+%22Basic+Research+Needs+for+Environmental+Management%22">Basic Research Needs for Environmental Management</a>. , Department of Energy. (2016).</li>
<li>Mills, O. P., Rose, W. I. <a target="_blank" href="http://www.geo.mtu.edu/~raman/papers/MillsRoseGeosphere2010.pdf">Shape and surface area measurements using scanning electron microscope stereo-pair images of volcanic ash particles.</a> Geosphere. 6, 805-811 (2010).</li>
<li>Li, S., Jiang, F., Yin, Q., Jin, Y. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0038109896001433">Scanning electron acoustic microscopy of semiconductor materials.</a> Solid State Commun. 99 (11), 853-857 (1996).</li>
<li>Dohnalkova, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Hydrated+Microbial+Extracellular+Polymers%3A+Comparative+Analysis+by+Electron+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Imaging Hydrated Microbial Extracellular Polymers: Comparative Analysis by Electron Microscopy.</a> Appl Environ Microbiol. 77 (4), 1254-1262 (2011).</li>
<li>Yu, X. -Y., Liu, B., Yang, L. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10404-013-1199-4">Imaging liquids using microfluidic cells.</a> Microfluid Nanofluid. 15 (6), 725-744 (2013).</li>
<li>Barshack, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+%22Wet%22+SEM%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrastruct+Pathol%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for "Wet" SEM.</a> Ultrastruct Pathol. 28 (1), 29-31 (2004).</li>
<li>Cameron, R. E., Donald, A. M. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1365-2818.1994.tb03445.x/full">Minizing sample evaporation in the Environmental Scanning Microscope.</a> J Microsc. (Oxford, U. K.). 173 (3), 227-237 (1994).</li>
<li>Danilatos, G. D. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1365-2818.1991.tb03149.x/abstract">REVIEW AND OUTLINE OF ENVIRONMENTAL SEM AT PRESENT.</a> J Microsc (Oxford, U.K.). 162 (3), 391-402 (1991).</li>
<li>Stokes, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+electron+imaging%2C+image+interpretation+and+applications%3A+environmental+scanning+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Philos+Trans+R+Soc%2C+A%22%5BJournal%5D)">Recent advances in electron imaging, image interpretation and applications: environmental scanning electron microscopy.</a> Philos Trans R Soc, A. 361 (1813), 2771-2787 (2003).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

SEM to potężna technika charakteryzacji powierzchni materiałów organicznych i nieorganicznych na poziomie nanoskali (nm) z wysoką rozdzielczością1. Na przykład jest szeroko stosowany do analizy próbek stałych i suchych, takich jak materiały geologiczne26 i półprzewodniki27. Ma jednak ograniczenia w charakterystyce próbek mokrych i ciekłych ze względu na niezgodność cieczy w wysoce próżniowym środowisku wymaganym do mikroskopii elektronowej<sup class=...

Skaningowy mikroskop elektronowy (SEM) jest szeroko stosowany do badania różnych próbek poprzez tworzenie obrazowania o wysokiej rozdzielczości1. Spektroskopia rentgenowska z dyspersją energii (EDX) związana z SEM umożliwia określenie składu pierwiastkowego1. Tradycyjnie SEM stosuje się do obrazowania tylko próbek suchych i stałych. W ciągu ostatnich 30 lat opracowano Environmental SEM (ESEM) do analizy częściowo uwodnionych próbek w środowisku pary2,3,4,5. Jednak ESEM nie jest w stanie zobrazować mokrych, w pełni płynnych próbek z pożądaną wysoką rozdzielczością6. Opracowano również mokre komórki SEM do obrazowania mokrych próbek za pomocą SEM7,8; Niemniej jednak komórki te zostały opracowane głównie dla próbek biologicznych i obrazowania elektronów wstecznie rozproszonych i są bardziej dostępne dla zastosowań o tych projektach<klasa SUP = "xref" >9,< klasa SUP = "xref">10.
Aby sprostać wyzwaniom związanym z analizą różnych próbek w ich naturalnym środowisku ciekłym za pomocą SEM, wynaleźliśmy kompatybilne z próżnią urządzenie mikroprzepływowe, System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface (SALVI), aby umożliwić obrazowanie wtórnych elektronów (SE) o wysokiej rozdzielczości przestrzennej i analizę elementarną próbek cieczy przy użyciu trybu wysokiej próżni w SEM. Ta nowatorska technika obejmuje następujące unikalne cechy: 1) ciecz jest bezpośrednio sondowana w małym otworze o średnicy 1 - 2 μm; 2) ciecz jest utrzymywana w otworze przez napięcie powierzchniowe; oraz 3) SALVI jest przenośny i może być dostosowany do więcej niż jednej platformy analitycznej11,12,13,14,15,16,17,18.
SALVI składa się z membrany z azotku krzemu (SiN) o grubości 100 nm i mikrokanalika o szerokości 200 μm wykonanego z bloku polidimetylosiloksanu (PDMS). Okienko membranowe SiN służy do uszczelnienia mikrokanału. Szczegóły produkcji i kluczowe kwestie projektowe zostały szczegółowo opisane w poprzednich dokumentach i patentach11,19,20. Obecnie wiodący producent i dystrybutor materiałów eksploatacyjnych do mikroskopii zakupił licencję na komercyjną sprzedaż urządzeń SALVI do płynnych aplikacji SEM21,22.
Zastosowania SALVI w próżniowych instrumentach analitycznych zostały zademonstrowane przy użyciu różnych roztworów wodnych i złożonych mieszanin cieczy, w tym biofilmów, komórek ssaków, nanocząstek i materiałów elektrodowych12,14,17,20,23,24. Jednak większość z wyżej wymienionych prac wykorzystywała spektrometrię mas jonów wtórnych w czasie przelotu (ToF-SIMS) jako kluczowe narzędzie analizy, w związku z czym zastosowanie ciekłego SEM z SALVI nie zostało w pełni zbadane. W tej pracy SALVI został wykorzystany do badania większych niesferycznych cząstek koloidalnych w cieczy przy użyciu ciekłego obrazowania SEM i analizy elementarnej EDX. Próbka składa się z cząstek AlOOH zsyntetyzowanych w naszym laboratorium. Wiadomo, że cząstki bemitu o rozmiarach submikrometrowych występują w wysokoaktywnych odpadach promieniotwórczych w zakładzie w Hanford. Rozpuszczają się powoli i mogą powodować problemy reologiczne w przetwarzaniu odpadów. Dlatego ważne jest, aby mieć możliwość charakteryzowania cząstek bemitu w cieczy25. To podejście techniczne można wykorzystać do badania bemitu w różnych warunkach fizykochemicznych w celu lepszego zrozumienia tych cząstek i związanych z nimi właściwości reologicznych. Cząstki te wykorzystano do zademonstrowania krok po kroku, jak zastosować SALVI do SEM o wysokiej próżni w celu zbadania cząstek zawieszonych w cieczy. W dokumencie podkreślono kluczowe kwestie techniczne dotyczące integracji SALVI i SEM oraz pozyskiwania danych SEM.
Protokół zapewnia demonstrację analizy próbki cieczy za pomocą SALVI i obrazowania płynnego SEM, dla tych, którzy są zainteresowani wykorzystaniem tej nowatorskiej techniki w różnych zastosowaniach płynnego SEM w przyszłości.

<table><tbody><tr><td>Powlekarka węglowa</td><td>Cressington</td><td>208 Carbon</td><td>Towarzyszy mu monitor grubości MTM-10.</td></tr><tr><td>SEM</td><td>FEI</td><td>Quanta 3D FEG</td><td>Zapewnia wysokorozdzielczą skaningową mikroskopię elektronową i analizę elementarną.</td></tr><tr><td>System do analizy na interfejsie cieczy i próżni (SALVI)</td><td>Pacific Northwest National</td><td>Laboratory N/A</td><td>SALVI to unikalna, kompatybilna z próżnią komórka mikroprzepływowa, która umożliwia charakteryzację próbki cieczy za pomocą próżniowego instrumentu naukowego.</td></tr><tr><td>Złącze PEEK</td><td>Valco</td><td>ZU1TPK</td><td>Złącze polieteroeteroketonowe służy do podłączenia wlotu i wylotu</td></tr><tr><td>strzykawki</td> SALVI <td>BD</td><td>309659</td><td>1 mL</td></tr><tr><td>Pipeta</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>21-377-821</td><td>Zakres: 100 do 1,000 ml</td></tr><tr><td>Końcówka pipety 1</td><td>Neptun</td><td>2112.96.BS</td><td>1,000 &mikro; L</td></tr><tr><td>Końcówka do pipet 2</td><td>Rainin</td><td>17001865</td><td>20 &micro; L</td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa</td><td>Aparat Harvard</td><td>70-2213</td><td>Służy do wstrzykiwania próbki cieczy do urządzenia SALVI.</td></tr><tr><td>pH-metr</td><td>Fisher Scientific/accumet</td><td>13-636-AP72</td><td>Służy do pomiaru pH AlOOH w wodzie DI.</td></tr><tr><td>Barnstead Ultrapure Water System, UV/UF</td><td>Thermo Scientific Barnstead</td><td>Nanopure diamond D11931</td><td>Służy do produkcji wody DI.</td></tr><tr><td>Probówki wirówkowe</td><td>Fisher scientific/Falcon</td><td>15-527-90</td><td>15 mL</td></tr><tr><td>Myjka ultradźwiękowa Bransonic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2510</td><td>Służy do ultradźwiękowego podgrzewania próbki cieczy AlOOH.</td></tr><tr><td>Waga</td><td>Mettler Toledo</td><td>11106015</td><td>XS64</td></tr><tr><td>AlOOH</td><td>Pacific Northwest National Laboratory</td><td>N/A</td><td>Jest syntetyzowany przez naukowców z Pacific Northwest National Laboratory.</td></tr><tr><td>xT mikroskop Control</td><td>FEI</td><td>Quanta 3D FEG</td><td>Domyślne oprogramowanie sterujące mikroskopem SEM Quanta 3D FEG</td></tr><tr><td>EDAX Oprogramowanie Genesis</td><td>EDAX</td><td>N/A</td><td>Oprogramowanie służy do zbierania informacji elementarnych EDX o próbkach.</td></tr><tr><td>Rurka teflonowa</td><td>SUPELCO</td><td>58697-U</td><td>Służy do wprowadzania próbki do mikrokanalika i utrzymywania odpowiedniej objętości cieczy.</td></tr></tbody></table>

in situ charakterystyka cząstek bemitu w wodzie przy użyciu ciekłego sem

In Situ Characterization of Boehmite Particles in Water Using Liquid SEM

Obrazowanie in situ i analiza pierwiastkowa cząstek boehmitu (AlOOH) w wodzie jest realizowana przy użyciu Systemu do Analizy na Granicy Faz Próżni Cieczy (SALVI) i Skaningowej Mikroskopii Elektronowej (SEM). W artykule opisano metodę i kluczowe etapy integracji kompatybilnego z próżnią SAVLI do SEM i uzyskiwania obrazów elektronów wtórnych (SE) cząstek w cieczy w wysokiej próżni. Spektroskopia rentgenowska z dyspersją energii (EDX) służy do uzyskiwania analizy pierwiastkowej cząstek w próbkach ciekłych i kontrolnych, w tym tylko wody dejonizowanej (DI), a także pustego kanału. Zsyntetyzowane cząstki bemitu (AlOOH) zawieszone w cieczy są używane jako model na ilustracji ciekłego SEM. Wyniki pokazują, że cząstki mogą być obrazowane w trybie SE z dobrą rozdzielczością (tj. 400 nm). Widmo AlOOH EDX pokazuje znaczny sygnał z aluminium (Al) w porównaniu z wodą DI i sterowaniem pustym kanałem. Ciekły SEM in situ to potężna technika badania cząstek w cieczy o wielu ekscytujących zastosowaniach. Procedura ta ma na celu dostarczenie wiedzy technicznej w celu przeprowadzenia obrazowania płynnego SEM i analizy EDX przy użyciu SALVI oraz zmniejszenia potencjalnych pułapek przy stosowaniu tego podejścia.

Przedstawiono reprezentatywne wyniki, aby pokazać, w jaki sposób cząstki są obrazowane i analizowane przy użyciu obrazowania ciekłego SEM in situ sprzężonego z EDX. Wyniki obejmują obrazy SE oraz widma EDX. Obrazy SE uzyskano przy powiększeniach 100 000X i 200 000X na Rysunku 1. Rysunek 1a przedstawia obraz SE AlOOH, Rysunek 1b wodę dejonizowaną (DI water), a Rysunek 1c<...

Przedstawiamy procedurę obrazowania w czasie rzeczywistym i analizy składu pierwiastkowego cząstek bemitu w wodzie dejonizowanej za pomocą płynnej skaningowej mikroskopii elektronowej in situ.

In Situ Charakterystyka cząstek bemitu w wodzie przy użyciu ciekłego SEM

In situ imaging and elemental analysis of boehmite (AlOOH) particles in water is realized using the System for Analysis at the Liquid Vacuum Interface ...

Ogólnym celem tej procedury obrazowania w skaningowym mikroskopie elektronowym z cieczami in situ jest przekazanie wiedzy technicznej w zakresie wydajnego obrazowania i analizy cząstek w cieczach w konwencjonalnym SEM wysokiej próżni z wykorzystaniem kompatybilnego z próżnią modułu mikroprzepływowego. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie mikroskopii i mikroanalizy, takie jak charakterystyka zmieniającego się rozmiaru i morfologii cząstek w odpowiedzi na zmiany środowiskowe. Główną zaletą tej techniki jest możliwość bezpośredniej wizualizacji cząstek polidyspersyjnych w cieczy bez konieczności suszenia lub mrożenia próbki w trybie wysokiej próżni, a także bez konieczności stosowania SEM środowiskowego.Zastosowanie tej techniki rozciąga się na efektywną analizę różnorodnych materiałów ciekłych oraz próbek biologicznych z wykorzystaniem SEM, ponieważ wiele z nich funkcjonuje lub występuje wyłącznie w stanie ciekłym. Wizualna demonstracja tej metody jest kluczowa, gdyż proste etapy montażu i obrazowania in situ są trudne do opanowania, ponieważ różnią się od procedur stosowanych w przypadku zwykłych próbek stałych. Należy rozpocząć tę procedurę od napylania węglem systemu do analizy na granicy faz ciecz-próżnia, czyli urządzenia SALVI, zgodnie z opisem w protokole technicznym.Montaż urządzenia mikrofluidycznego na stoliku SEM jest kluczowy dla powodzenia analizy in situ w ciekłym SEM. Przed rozpoczęciem eksperymentu należy upewnić się, że urządzenie jest odpowiednio uziemione i przymocowane, aby zminimalizować efekt ładowania. Aby zamontować urządzenie SALVI na stoliku SEM, należy ostrożnie otworzyć drzwi komory preparatowej SEM po zakończeniu odpowietrzania.Wybierz uchwyt do próbek do SEM. Przymocuj uchwyt do środka stolika, używając odpowiedniej śruby i klucza imbusowego. Nałóż dwa paski dwustronnej taśmy węglowej na uchwyt do próbek.Następnie przyklej urządzenie SALVI do taśmy węglowej umieszczonej na uchwycie, tak aby strona z membraną z azotku krzemu była skierowana do góry. Mocno unieruchom SALVI na uchwycie do preparatów, używając dwóch dodatkowych pasków jednostronnej taśmy miedzianej do przytwierdzenia bloku PDMS urządzenia SALVI do uchwytu SEM. Dodatkowo użyj taśm miedzianych, aby połączyć ramkę z azotku krzemu z metalowym uchwytem do preparatów.Upewnij się, że taśma nie zakrywa całkowicie membrany z azotku krzemu. Aby wypompować powietrze z komory z próbką, zamknij drzwiczki komory, wybierz tryb wysokiej próżni w interfejsie graficznym oprogramowania SEM na stronie sterowania wiązką, a następnie kliknij przycisk pompy na stronie sterowania wiązką, aby rozpocząć pompowanie. Dociskaj ręcznie drzwiczki komory, aż zostanie osiągnięta pożądana próżnia.Następnie należy wykonać otwory w membranie z azotku krzemu za pomocą skupionej wiązki jonów (FIB), zgodnie z opisem w protokole technicznym. Po zakończeniu procedury należy wyłączyć zarówno wiązkę elektronów, jak i wiązkę jonów, aby odbarczyć komorę, klikając „beam on”, gdy aktywny jest odpowiedni obszar obrazowania wiązki. Na stronie sterowania wiązką kliknij „vent”, aby odbarczyć komorę z próbką.Po całkowitym odbarczeniu komory SEM ostrożnie otwórz jej drzwi, pozostawiając urządzenie SALVI na stoliku w niezmienionej pozycji. Pobierz jeden mililitr wody dejonizowanej do sterylnej strzykawki i połącz strzykawkę z wlotem urządzenia mikroprzepływowego za pomocą adaptera z rurki z politetrafluoroetylenu. Powoli wstrzykuj ciecz przez okres od trzech do pięciu minut.Powtórz ten proces trzy razy, używając 1 ml wodorotlenku glinu o stężeniu 10 µg/ml, aby upewnić się, że stężenie próbki nie zostanie rozcieńczone przez uprzednio wprowadzoną wodę dejonizowaną. Po iniekcji wyjmij strzykawkę. Połącz wlot i wylot SALVI za pomocą złączki z polieteroeteroketonu (PEEK).Osusz wszelkie ciecze na zewnątrz urządzenia SALVI za pomocą chusteczek laboratoryjnych. Jeśli w rurkach lub mikrokanale znajdują się pęcherzyki powietrza, powtórz wtryskiwanie próbki, aż do momentu, gdy w rurkach nie będą widoczne żadne pęcherzyki. Aby wykonać obrazy przy użyciu detektora ETD i w trybie elektronów wtórnych, najpierw zamknij drzwiczki komory na próbkę.Po uzyskaniu pożądanej próżni w drzwiach komory, podobnie jak wcześniej, aktywuj obszar obrazowania wiązką elektronów, klikając ikonę pauzy na pasku narzędzi. Włącz wiązkę elektronów, klikając przycisk beam on na stronie sterowania wiązką. Z menu rozwijanego detektora wybierz ETD oraz tryb elektronów wtórnych do obrazowania.Przy wyborze optymalnych warunków niezwykle ważne jest zapewnienie możliwości uzyskania wysokiej jakości obrazów. W niniejszej pracy przedstawimy zestaw warunków odpowiednich do obrazowania elektronami wtórnymi lekkich pierwiastków, takich jak glin i krzem. Podczas analizy innych pierwiastków, np. żelaza i niklu, należy zmodyfikować warunki pracy w celu optymalizacji obrazowania elektronami wtórnymi.Ustaw napięcie przyspieszające na 8 keV, a natężenie wiązki na około 0,47 nA, korzystając z odpowiednich list rozwijanych wyświetlanych na pasku narzędzi GUI w obszarze obrazowania wiązką elektronów. Ustaw odległość roboczą na 7 mm, wpisując liczbę 7 w polu tekstowym współrzędnej Z na stronie nawigacji, gdy zaznaczona jest odległość rzeczywista. Powiększ obiekt do 1 000 X i obracaj pokrętłami kontrastu, jasności oraz pokrętłami wstępnego i precyzyjnego ustawiania w manualnym interfejsie użytkownika, aby zoptymalizować obraz cech cząsteczki.Wycentruj pierwszy otwór w obrazie na żywo obszaru obrazowania wiązki elektronów, obracając pokrętła przesunięcia X i Y na ręcznym panelu interfejsu użytkownika, a następnie powiększ obrazy z cząstkami do powiększenia 200 000 X, obracając pokrętło powiększenia na ręcznym panelu interfejsu użytkownika. Wybierz rozdzielczość ekranu 1 024 na 884 z listy rozwijanej na pasku narzędzi. Następnie ustaw szybkość skanowania na 30 µs z listy rozwijanej na pasku narzędzi.Naciśnij klawisz F4, aby wykonać migawkę aktualnego obrazu wyświetlanego w obszarze obrazowania wiązką elektronów. Naciśnij klawisze Ctrl i S, aby zapisać obraz jako plik TIF w wybranej lokalizacji pod zdefiniowaną nazwą pliku zawierającą numer inkrementalny. Zmniejsz powiększenie, obracając pokrętło powiększenia, aby zlokalizować kolejny sąsiedni otwór.Powtórz te czynności, aby obrazować cząsteczki oksyhydroksydu glinu w pozostałych otworach. Aby przeprowadzić analizę pierwiastkową za pomocą spektroskopii rentgenowskiej z dyspersją energii (EDX), wprowadź detektory spektroskopii z dyspersją energii do komory. Wybierz ETD na monitorze sterującym mikroskopem.Następnie wybierz tryb elektronów wtórnych do obserwacji próbki w obszarze obrazowania wiązką elektronów i ustaw parametry tak jak poprzednio. Powiększ cząstki oksywodorotlenku glinu w każdym otworze do 200 000 X, obracając pokrętło powiększenia na manualnym panelu interfejsu użytkownika. Następnie otwórz powiązane oprogramowanie EDAC.Kliknij przycisk start recording new spectra w interfejsie użytkownika, aby zebrać widmo EDX. Wybierz opcję peak ID, aby wskazać prawdopodobne pierwiastki w widmie. Następnie wpisz zaobserwowane pierwiastki w pole element.Kliknij „dodaj”, aby nanieść element na widmo. Kliknij „plik”, a następnie „zapisz jako”. Zapisz dane widmowe w formacie CSV, używając wybranej nazwy pliku, w celu wykonania wykresu w programie graficznym.Po zakończeniu obrazowania i rejestracji widm dla każdego z otworów, wyłącz wiązkę elektronów, klikając przycisk włączania wiązki na stronie sterowania wiązką, gdy obszar obrazowania wiązką elektronową jest aktywny. Odpowietrz komorę SEM, klikając opcję odpowietrz na tej samej stronie. Po otwarciu drzwi komory ostrożnie zdejmij próbkę ze stolika, usuwając wszystkie taśmy.Powtórz procedurę w celu przeprowadzenia eksperymentów kontrolnych z użyciem wody dejonizowanej oraz pustego mikrokanału. Na koniec wykreśl widmo EDX zgodnie z opisem w protokole technicznym. Dzięki zastosowaniu interfejsu mikrofluidycznego SALVI wiązka elektronów może bezpośrednio bombardować niewielki, mikrometryczny otwór z cieczą znajdującą się pod nim.Obrazy elektronów wtórnych cząstek boemitowych w wodzie dejonizowanej porównano z kontrolą w postaci wody dejonizowanej oraz kontrolą pustego kanału. Stanowi to bezpośredni dowód na możliwość obrazowania elektronami wtórnymi cząstek boemitu w cieczy. Wizualizacja cząstki w wodzie dejonizowanej w otworze o średnicy jednego mikrometra wykazuje możliwość obserwacji cząstek w cieczy in situ.W próbce boemitu obserwuje się silny piki glinu. W przeciwieństwie do niej, w próbce dejonizowanej obserwuje się jedynie silny piki tlenu, co wskazuje na obecność wody. W pustym kanale widoczne są pozostałości po galowej wiązce jonowej. ピk tlenowy jest dość niewielki, ponieważ wewnątrz nie ma wody. Po opanowaniu tej techniki cały proces może zostać wykonany w ciągu kilku godzin, o ile zostanie przeprowadzony prawidłowo. Zazwyczaj osoby początkujące w tej metodzie napotykają trudności, ponieważ bezpośrednia wizualizacja cieczy w SEM w wysokiej próżni jest utrudniona.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak charakteryzować cząsteczki w cieczy, wykorzystując in situ ciekły SEM z systemem SALVI. Podczas wykonywania tej procedury bardzo ważne jest pamiętanie o tym, aby mikroreaktor był wolny od wycieków przed zamontowaniem go na stole SEM. Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić inne metody, takie jak TOF-SIMS lub NMR, w celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania, np. dotyczące składu molekularnego i mapowania pola fluidycznego.Po opracowaniu technika ten utorował drogę badaczom w dziedzinie inżynierii materiałowej, inżynierii chemicznej i inżynierii nuklearnej do badania wielkości cząstek oraz zmian morfologicznych w żrącym środowisku ciekłym. Należy pamiętać, że podczas przeprowadzania analizy powierzchni za pomocą SEM, podczas wykonywania tej procedury należy nosić rękawiczki i gogle ochronne.

in-situ-characterization-boehmite-particles-water-using-liquid

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Opracowaliśmy niezależną komórkę cieczową, która umożliwia obrazowanie przez ciecze za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego. Dynamiczne procesy zachodzące w nanocząstkach w cieczach mogą być ujawniane w czasie rzeczywistym z rozdzielczością subnanometrową.

Odkrywanie dynamicznych procesów materiałów w cieczach za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji komórek ciekłych

Tutaj opisujemy procedurę obrazowania kompleksów wirusowych w cieczy w rozdzielczości nanometrowej za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego.

In situ TEM zespołów biologicznych w cieczy

Ta praca przedstawia protokół postępowania z cieczą i wprowadzania próbki do mikrokanału do analizy in situ spektrometrii mas jonów wtórnych biomolekuł białkowych w roztworze wodnym w czasie przelotu.

In Situ Charakterystyka uwodnionych białek w wodzie za pomocą SALVI i ToF-SIMS

Pokazujemy użycie różnych metod mikroskopowych, które są przydatne do obserwacji zwapnienia tubeworma, Hydroides elegans, a także do lokalizowania i charakteryzowania pierwszego zwapniałego materiału. Mikroskopia na żywo i mikroskopia elektronowa są używane razem w celu dostarczenia informacji funkcjonalnych i materiałowych, które są ważne w badaniu biomineralizacji.

Charakterystyka zwapnień przy użyciu technik mikroskopii optycznej i elektronowej na żywo w rurowcu morskim

Ten artykuł przedstawia metodę hodowli biofilmu do spektrometrii mas jonów wtórnych in situ w czasie przelotu do mapowania chemicznego w stanie uwodnionym, możliwa dzięki reaktorowi mikroprzepływowemu, System do analizy na granicy faz ciekłej próżni. Jako model wykorzystano Shewanella oneidensis MR-1 z białkiem zielonej fluorescencji.

In Situ Charakterystyka biofilmów Shewanella oneidensis MR1 za pomocą SALVI i ToF-SIMS

Ten artykuł opisuje syntetyczną metodę otrzymywania mikrosfer oksyjodku bizmutu, które są wysoce funkcjonalne do fotokatalitycznego usuwania zanieczyszczeń organicznych, takich jak cyprofloksacyna, w wodzie pod wpływem promieniowania UV-A/światłem widzialnym.

Łatwa syntetyczna metoda otrzymywania mikrosfer oksyjodku bizmutu wysoce funkcjonalnych w fotokatalitycznych procesach oczyszczania wody

Przedstawiono protokół przygotowania mikrodobitkowych komórek płynnych z grafenem do mikroskopii elektronowej in situ nanokryształów złota z roztworu prekursorowego HAuCl4. Ponadto przedstawiono procedurę analizy w celu ilościowego określenia obserwowanego trawienia i dynamiki wzrostu.

Przygotowanie ciekłych komórek mikrostudzienkowych na bazie grafenu do transmisyjnej mikroskopii elektronowej in situ

Opisano użycie spektroskopii FTIR do badania właściwości powierzchni polikrystalicznych ciał stałych. Omówiono przygotowanie osadów próbek, procedury aktywacji, charakterystykę za pomocą cząsteczek sondy oraz modelowe badania adsorpcji CO2 .

In situ Spektroskopia FTIR jako narzędzie do badania oddziaływań gaz/ciało stałe: adsorpcja CO2 wzmocniona wodą w strukturze metaloorganicznej UiO-66

Techniki kriogenicznej skupionej wiązki jonów (FIB) i skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) mogą dostarczyć kluczowych informacji na temat chemii i morfologii nienaruszonych granic faz ciało stałe-ciecz. Szczegółowo omówiono metody sporządzania wysokiej jakości map spektroskopowych takich interfejsów z dyspersją energii (EDX), ze szczególnym uwzględnieniem urządzeń do magazynowania energii.

Charakterystyka granic faz ciecz-ciało stałe w nanoskali poprzez sprzężenie kriofokusowego mielenia wiązki jonów ze skaningową mikroskopią elektronową i spektroskopią

Tutaj prezentujemy protokół przeprowadzania eksperymentów z reakcjami na gaz zamkniętymi in situ TEM, jednocześnie szczegółowo opisując kilka powszechnie stosowanych metod przygotowania próbek.

Przeprowadzanie reakcji gazowych in situ w komórkach zamkniętych w transmisyjnym mikroskopie elektronowym

Poznaj metodę in situ SEM do bezpośredniej wizualizacji cząstek bemitu w wodzie bez suszenia ani zamrażania próbek. Technika umożliwia analizę wielkości i morfologii cząstek w ich naturalnym środowisku ciekłym.

In Situ Charakterystyka cząstek bemitu w wodzie przy użyciu ciekłego SEM

Przeglądaj więcej filmów